CC BY
55
УДК [612.015+616(61-008.64+633.963.42)]:577.112.389
ВЛИЯНИЕ МИОГЛОБИНУРИЧЕСКОЙ ПОЧЕЧНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ НА ПРОДУКЦИЮ ОКСИДА АЗОТА У КРЫС
Роман Александрович СУХОВЕРШИН
ФГБУ НИИ физиологии СО РАМН 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 4
Исследованы суточная экскреция метаболитов оксида азота (N0) с мочой, содержание аргинина и эндогенных регуляторов биодоступности N0 метиларгининов в почечной ткани при миоглобинурической острой почечной недостаточности (ОПН), индуцированной глицерином у крыс. Показано, что миоглобинурическая ОПН сопровождается снижением суточной продукции N0 в организме. В нарушение продукции N0 при ОПН вносит вклад уменьшение содержания аргинина и метиларгининов в почечной ткани, а также изменение их количественного соотношения в сторону преобладания ингибиторов N0-синтазы.
Ключевые слова: оксид азота, аргинин, метиларгинин, острая почечная недостаточность, нитрит, нитрат.
Миоглобинурическая острая почечная недостаточность (ОПН) возникает при травме и ишемии мышц, воспалительных миопатиях, некоторых метаболических заболеваниях, при воздействии токсинов и лекарств [1]. Главную роль в развитии миоглобинурической ОПН играет миоглобин - гем-содержащий протеин, высвобождающийся в кровоток из поврежденных миоцитов при рабдомиолизе. Миоглобин инициирует массивное перекисное окисление липидов мембран клеток почечной ткани [1, 2]. Помимо этого он формирует сгустки в канальцах нефронов, что приводит к закупорке последних [1, 3]. В повреждении почки также участвует оксид азота (NO). Показано, что NO связывается миоглобином, при этом биодоступность NO снижается [1, 4]. Это приводит к ва-зоконстрикции ренальных сосудов, гипоперфу-зии [1, 5] и ишемии почечной ткани [6].
NO выделяется в процессе преобразования аргинина в цитруллин внутриклеточным ферментом NO-синтазой (NOS). NO легко окисляется в жидких средах организма, образуя стабильные метаболиты: нитрит- и нитрат-ионы [7]. Эффективная эндогенная регуляция синтеза NO осуществляется путем конкурентной блокады NOS метилированными дериватами аргинина: монометиларгинином (ММА) и асимметричным диметиларгинином (АДМА) [8]. Структурный изомер АДМА, симметричный диметлиаргинин (СДМА), не является
ингибитором NOS, но способен ограничивать биодоступность ее субстрата в клетку [8, 9].
Синтез аргинина и элиминация метиларгининов осуществляются почкой [10]. Поскольку ткань почки при ОПН повреждается [1], можно ожидать, что содержание аргинина и метилар-гининов в почечной ткани при миоглобинури-ческой ОПН будет изменяться, оказывая влияние на биодоступность NO. Однако данные о концентрации метиларгининов в ткани почки при ОПН в литературе не представлены.
Для исследований миоглобинурической ОПН животных весьма удобна глицериновая модель [11]: внутримышечное введение глицерина приводит к некрозу мышц и высвобождению миоглобина в кровь. Модель легко воспроизводится. Патолого-анатомические изменения почек сопоставимы с миоглобинурической ОПН человека [11].
Цель данной работы - исследовать продукцию NO организмом и содержание аргинина и метиларгининов в почечной ткани при миогло-бинурической ОПН, индуцированной глицерином у крыс.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Исследование проведено на самцах крыс Wistar (180-220 г). Животные содержались индивидуально в метаболических клетках (Tecni-plast, Италия) при стандартных условиях освещенности со свободным доступом к пище и
Суховершин Р.А. - аспирант лаборатории регуляции адаптационных процессов, e-mail: suhovershin@physiol.ru
воде. Эксперимент проводился после 48 ч адаптации животного к клетке. Экспериментальный протокол был одобрен этическим комитетом НИИ физиологии СО РАМН и выполнен в соответствии с директивами 86/609/ЕС.
Индукция ОПН. Миоглобинурическую ОПН (п = 11) индуцировали инъекцией 50 % водного раствора глицерина в мышцы обеих задних конечностей (всего 10 мл/кг массы тела). За 24 ч до инъекции животных лишали доступа к воде. Сразу после введения глицерина доступ к воде восстанавливали [11]. Животным контрольной группы (п = 8) вводили 0,9 % раствор №С1 в том же объеме. Спустя 72 ч после инъекции регистрировали суточный объем мочи и забирали образец мочи для анализа. Затем под эфирным наркозом животных декапитировали для забора крови и ткани почки. Кровь собирали в пробирки, содержащие 40 мкл 5 % ЭДТА, и немедленно центрифугировали 20 мин при 1000 g и 5 оС. Образцы плазмы и суточной мочи хранили в морозильной камере при -20 оС. Правую почку извлекали через транслюмбальный разрез и хранили при -70 оС.
Оценка функции почек. Концентрации кре-атинина и мочевины в плазме и суточной моче определяли стандартными диагностическими наборами (ШиНея!;, Вюсоп, Германия). Скорость клубочковой фильтрации (СКФ) рассчитывали по почечному клиренсу креатинина, используя стандартную формулу: СгС£ = (иСг х V) / РСг /1440, где СгС£ - клиренс креатинина, мл/мин; иСг - концентрация креатинина в моче, мкМ; V - объем мочи, мл; РСг - концентрация креати-нина в плазме крови, мкМ.
Определение суммарного содержания нитритов и нитратов (NOx) в плазме и моче. Образцы мочи разбавляли деионизованной водой в 10 раз и депротеинизировали добавлением 15 мкл раствора ZnSO4 (500 г/л) к 300 мкл образца. Встряхивали 2 мин, выдерживали 10 мин при комнатной температуре, затем центрифугировали при 12000g 14 мин. Восстановление нитрат-иона до нитрит-иона осуществляли гранулами кадмия (Сё), покрытыми медью [12]. К 250 мкл супернатанта добавляли 84 мкл гли-цин-№ОН буфера (15 г/л, рН 9,7). В пробирку с образцом помещали 4 гранулы (й ~ 2мм) покрытого медью Сё и встряхивали 15 мин. Затем образец переносили в чистую пробирку и центрифугировали 7 мин при 12000g. Супернатант забирали для определения содержания нитрит-иона. Для покрытия медью гранулы Сё трижды промывали деионизованной водой и помещали в 5 мМ раствор CuSO4 на 5 мин, помешивая
на протяжении всей инкубации. Затем дважды промывали глицин-NaOH буфером, подсушивали и сразу использовали (активность теряется через 10 мин). Отработанный Cd промывали деионизованной водой, хранили в 0,1 М H2SO4 и использовали повторно. Содержание нитрит-иона определяли реакцией Грисса [12]. 150 мкл супернатанта (после восстановления Cd) помещали в лунку 96-луночной планшеты. Последовательно добавляли 75 мкл сульфаниламида (10 г/л в 7 % HCl) и 75 мкл нафтилэти лен диамина дигидрохлорида (NEDA; 0,2 г/л). Спустя 5 мин определяли поглощение света образцом на длинах волн 540 и 630 нм (планшетный ри-дер ELx 808iu, Bio-Tek, США). Калибровочную кривую строили по стандартам KNO3 в диапазоне 0-100 мкМ после восстановления нитрат-иона до нитрит-иона (описано выше).
Определение аргинина и метиларгининов в почечной ткани. Почку оттаивали на ледяной бане. Верхнюю треть почки гомогенизировали в четырех объемах 0,1 М Na2HPO4 буфера (pH 6,5), содержащего 0,5 мМ 1,4-дитиотре-итола. Гомогенат центрифугировали 40 мин при 9100g и 4 oC. К 300 мкл супернатанта добавляли 10 мкл 30 % 5-сульфосалициловой кислоты, встряхивали и снова центрифугировали 10 мин. Отбирали 200 мкл супернатанта, добавляли 400 мкл 0,1 M раствора Na2HPO4 и 100 мкл 40 мкМ внутреннего стандарта (гомо-аргинин). Далее объем образца доводили водой до 1 мл и подвергали процедуре твердофазной экстракции и ВЭЖХ-анализу согласно методу Teerlink T. [13] c некоторыми модификациями, описанными нами ранее [14].
Статистический анализ. Данные представлены как M ± SD (среднее арифметическое ± стандартное отклонение). Нормальность распределения оценивали критерием Колмогорова-Смирнова. Значимость различий средних значений между группами определяли t-тестом для независимых выборок. Различия считали статистически значимыми при p < 0,05. Линейный коэффициент корреляции Пирсона (г) рассчитывали по всей выборке.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Внутримышечная инъекция 10 мл/кг 50 % раствора глицерина существенно нарушала функцию почек (см. таблицу). Спустя 72 ч после инъекции глицерина в крови животных увеличивались концентрации креатинина и мочевины, СКФ значимо снижалась.
Концентрации NOx в плазме животных обеих групп не различались значимо (см. таблицу),
Таблица
Основные показатели животных группы контроля и при миоглобинурической ОПН (М± БО)
Показатель Контроль (n = 8) ОПН (n = 11)
Содержание креатинина в плазме, мкМ 37,5 ± 6,5 266,6 ± 70,7**
Содержание мочевины в плазме, мМ 7,2 ± 1,2 51,4 ± 13,1**
СКФ, мл/мин 1,2 ± 0,2 0,05 ± 0,04**
Содержание N0, в плазме, мкМ 7,0 ± 3,2 6,7 ± 3,8
Суточная экскреция N0,, ммоль/24 ч 10,8 ± 3,7 2,3 ± 2,5**
Примечание. ** - отличие от величины соответствующего показателя в контроле статистически значимо при р < 0,01.
однако суточная экскреция N0.,. с мочой при ОПН была значимо снижена и коррелировала с СКФ (г = 0,84; р < 0,01), содержанием креати-нина (г = -0,75; р < 0,01) и мочевины в плазме крови (г = -0,79; р < 0,01).
Экскреция N0, с мочой является надежным неинвазивным методом оценки изменений синтеза N0 в целом организме как в физиологических условиях, так и при различной патологии [7]. Несмотря на то, что в нашем исследовании воздействию подвергалась почка, снижение ко -личества N0,, выделенных с мочой, нельзя объяснить нарушением почечной элиминации, так как накопления N0, в крови отмечено не было.
Поскольку метилированные аналоги аргинина играют важную роль в регуляции синтеза N0 [8, 9], мы исследовали их концентрации в почечной ткани контрольных животных и у животных с ОПН. Содержание аргинина в ткани почки животных обеих групп было на несколько порядков выше, чем метиларгининов (см. рисунок). При миоглобинурической ОПН наблюдалось значимое снижение концентраций аргинина и его метилированных аналогов: уровень аргинина уменьшался на 66,4 ± 2,4 %, ММА - на 40,6 ± 6,4 %, АДМА - на 58,0 ± 7,9 % и СДМА - на 59,6 ± 1,1 %, р < 0,01. Содержание данных веществ значимо коррелировало с СКФ: г = 0,82 для аргинина, г = 0,86 для ММА, г = 0,85 для АДМА и г = 0,91 для СДМА, р < 0,01.
Мы полагаем, что падение концентраций аргинина и его метилированных дериватов в ткани почки при ОПН может быть следствием нарушенной реабсорбции аминокислот поврежденными канальцами нефрона [15] и/или уменьшения синтеза аргинина почкой. Пос-
кольку аргинин - субстрат NOS, уменьшение его концентрации, вероятно, вносит вклад в нарушение продукции NO, зарегистрированное нами у животных с миоглобинурической ОПН. Снижение экскреции NOx и содержания аргинина в почечной ткани также показаны на модели ОПН, индуцированной уранил-нитратом [16]. Экзогенный аргинин, по-видимому, может компенсировать его недостаток при ОПН. Положительные эффекты введения аргинина на развитие и течение ОПН были продемонстрированы Chander V. et al. [17], причем в основе его эффектов лежит усиление продукции NO.
Изменение уровня аргинина и метиларгини-нов в почечной ткани при миоглобинурической ОПН в нашей работе приводило к уменьшению соотношения количества субстрата на единицу ингибиторов NOS. Так, отношение концентрации аргинина к суммарному содержанию АДМА и ММА у животных группы контроля составляло 40,3 ± 7,1 при 32,2 ± 6,7 у животных с ОПН, p < 0,05. Данное изменение свидетельствует об уменьшении биодоступности NO [9] в почке при миоглобинурической ОПН.
Известно, что метиларгинины образуются посредством метилирования аргининовых остатков клеточных белков, а затем высвобождаются в результате протеолиза. При этом ММА в белке является предшественником АДМА и СДМА [9]. Используя концентрации метилар-гининов в ткани почки, мы выполнили интег-ративную количественную оценку продуктов, произведенных из аргинина путем метилирования, - рассчитали индекс метилирования аргинина, представляющий собой отношение содер-
АРГ
ММА АДМА СДМА
Рис. Концентрации (а) аргинина и (б) монометил-аргинина (ММА), асимметричного (АДМА) и симметричного (СДМА) диметиларгининов в гомогенате ткани почки животных группы контроля (1) и при миоглобинурической ОПН (2), М ± SD. *** - отличие от величины соответствующего показателя в контроле статистически значимо при р < 0,001
жания диметилированных (АДМА и СДМА) модификаций аргинина к концентрации их непосредственного монометилированного предшественника (ММА) [18], (АДМА + СДМА)/ ММА. В нашем исследовании индекс метилирования аргинина у контрольных животных был равен 7,37 ± 0,39 и снижался до 5,12 ± 1,40 при миоглобинурической ОПН, p < 0,01. Соотношение АДМА/СДМА при этом значимо не менялось: 3,69 ± 0,44 в контроле и 3,93 ± 1,69 при ОПН. Уменьшение индекса метилирования аргинина отражает усиленную (по сравнению с синтезом диметиларгининов) продукцию ММА - наиболее эффективного ингибитора NOS среди метиларгининов [18].
На биодоступность NO в нашем исследовании также может влиять нарушение ферментативного гидролиза АДМА и ММА, который обеспечивается ферментом диметиларгинин-диметиламиногидролазой (ДДАГ) [9]. ДДАГ широко экспрессируется в ткани почки [19]. Повышение экспрессии протеинаргининметил-трансфераз (ферментов, осуществляющих метилирование аргинина в белке) и снижение экспрессии ДДАГ в ткани почки при уремии были показаны ранее [20]. Уменьшение активности ДДАГ при миоглобинурической ОПН может быть обусловлено интраренальным воспалением, окислительным стрессом и разрушением эпителия канальцев [1].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Миоглобинурическая ОПН, индуцированная глицерином у крыс, сопровождается снижением суточной продукции NO. В нарушение продукции NO при ОПН может вносить вклад уменьшение концентрации аргинина и его метилированных аналогов в почечной ткани, а также изменение их количественного соотношения в сторону преобладания ингибиторов NOS.
БЛАГОДАРНОСТИ
Выражаю признательность и благодарность научному руководителю данной работы - д.б.н. Гилинскому Михаилу Абрамовичу, заведующему лабораторией регуляции адаптационных процессов НИИ физиологии СО РАМН.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Zager R.A. Rhabdomyolysis and myohemoglo-binuric acute renal failure // Kidney Int. 1996. 49. (2). 314-326.
2. Baliga R., Ueda N, Walker P.D., Shah S.V. Oxidant mechanisms in toxic acute renal failure // Drug Metab. Rev. 1999. 31. 971-997.
3. Clyne D.H., Kant K.S., Pesce A.J., Pollak V.E. Nephrotoxicity of low molecular weight serum proteins: physicochemical interactions between myoglobin, hemoglobin, bence-jones proteins and tamm-horsfall mucoprotein // Curr. Probl. Clin. Biochem. 1979. (9). 299-308.
4. Flogel U, Merx M.W., Godecke A. et al. Myoglobin: A scavenger of bioactive NO // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. 98. (2). 735-740.
5. Ayer G., Grandchamp A., Wyler T., Truniger B. Intrarenal hemodynamics in glycerol-induced myo-hemoglobinuric acute renal failure in the rat // Circ. Res. 1971. 29. (2). 128-135.
6. Rosenberger C., Goldfarb M., Shina A. et al. Evidence for sustained renal hypoxia and transient hypoxia adaptation in experimental rhabdomyolysis-induced acute kidney injury // Nephrol. Dial. Transplant. 2008. 23. (4). 1135-1143.
7. Tsikas D. Methods of quantitative analysis of the nitric oxide metabolites nitrite and nitrate in human biological fluids //Free Radic. Res. 2005. 39. (8). 797-815.
8. Гилинский М.А. Асимметричный диметил-аргинин: метаболизм, аргининовый парадокс, патофизиология // Успехи физиол. наук. 2007. 38. (3). 21-39.
Gilinsky MA. Asymmetric dimethylarginine: metabolism, arginine paradox, pathophysiology // Uspe-khi fiziol. nauk. 2007. 38. (3). 21-39.
9. Teerlink T., Luo Z., Palm F., Wilcox C.S. Cellular ADMA: regulation and action // Pharmacol. Res. 2009. 60. (6). 448-460.
10. Boger R.H., Bode-Boger S.M. The clinical pharmacology of L-arginine // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2001. 41. 79-99.
11. Sourcebook of models for biomedical research / Ed. P.M. Conn. Totowa: Humana Press, 2008. 786 p.
12. Navarro-Gonzalvez J.A., GarcHa-Benayas C., Arenas J. Semiautomated measurement of nitrate in biological fluids // Clin. Chem. 1998. 44. (3). 679681.
13. Teerlink T. HPLC analysis of ADMA and other methylated L-arginine analogs in biological fluids // J. Chromatogr. B. 2007. 851. (1-2). 21-29.
14. Гилинский М.А., Айзман Р.И., Корощен-ко Г. А. и др. Метиларгинины у крыс в глицериновой модели острой почечной недостаточности // Бюл. СО РАМН. 2010. (4). 82-86.
Gilinsky M.A., Aisman R.I., Koroshchenko G.A. et al. Methlarginines in glycerol-induced acute renal failure of rats // Byul. SO RAMN. 2010. (4). 82-86.
15. Герасев А.Д., Луканина С.Н., Святаш Г. А., Айзман Р.И. Влияние природных цеолитов на функции почек крыс в условиях острой почечной недостаточности // Нефрология и диализ. 2000. 2. (4). 21-24.
Gerasev A.D., Lukanina S.N., Sviatash G.A., Ais-man R.I. Influence of natural ceolite on the renal functions in acute renal failure // Nephrology and dialysis. 2000. 2. (4). 21-24.
16. Schramm L., La M., Heidbreder E. et al. L-ar-ginine deficiency and supplementation in experimental acute renal failure and in human kidney transplantation // Kidney Int. 2002. 61. (4). 1423-1432.
17. Chander V., Chopra K. Molsidomine, a nitric oxide donor and L-arginine protects against rhabdo-myolysis-induced myoglobinuric acute renal failure
// Biochim. Biophys. Acta. 2005. 1723. (1-3). 208214.
18. Wang Z., Tang W.H., Cho L. et al. Targeted metabolomic evaluation of arginine methylation and cardiovascular risks: potential mechanisms beyond nitric oxide synthase inhibition // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2009. 29. (9). 1383-1391.
19. Tojo A., Welch W.J., Bremer V. et al. Colo-calization of demethylating enzymes and NOS and functional effects of methylarginines in rat kidney // Kidney Int. 1997. 52. (6). 1593-1601.
20. Matsuguma K., Ueda S., Yamagishi S. et al. Molecular mechanism for elevation of asymmetric dimethylarginine and its role for hypertension in chronic kidney disease // J. Am. Soc. Nephrol. 2006. 17. (8). 2176-2183.
THE INFLUENCE OF MYOGLOBINURIC RENAL FAILURE ON NITRIC OXIDE SYNTHEISIS IN RATS
Roman Aleksandrovich SUKHOVERSHIN
Institute of Physiology SB RAMS 630117, Novosibirsk, Timakov str., 4
The daily urinary excretion of nitric oxide (NO) metabolites, renal tissue concentrations of arginine and of endogenous regulators of NO bioavailability (methylarginines) in myoglobinuric acute renal failure induced by glycerol were investigated. It has been shown that whole body NO synthesis is reduced in myoglobinuric ARF. The decreasing of renal tissue arginine and methylarginines content as well as the changing of their ratios with the predominance of NO synthase inhibitors contribute to the derangement of NO production in ARF.
Key words: nitric oxide, arginine, methylarginine, acute renal failure, nitrite, nitrate.
Sukhovershin R.A. - postgraduate student, the laboratory of adaptation processes regulation, e-mail: suhovershin@physiol.ru
