CC BY
489
Для корреспонденции
Трушина Элеонора Николаевна - кандидат медицинских наук, заведующий лабораторией иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии»
Адрес: 109240, Российская Федерация, г. Москва, Устьинский проезд, д.2/14 Телефон: (495) 698-53-45 E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0002-0035-3629
Трушина Э.Н.1, Ригер Н.А.1, Мустафина О.К.1, Тимонин А.Н.1, Аксенов И.В.1, Гусева Г.В.1, Тутельян В.А.1, 2
Влияние карнозина и а-липоевой кислоты на апоптоз гепатоцитов и цитокиновый профиль при индуцированной жировой дистрофии печени у крыс линии Вистар
1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Федеральный исследовательский центр питания, биотехнологии и безопасности пищи, 109240, г. Москва, Российская Федерация
2 Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования Первый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации (Сеченовский Университет), 119991, г. Москва, Российская Федерация
1 Federal Research Centre of Nutrition, Biotechnology and Food Safety, 109240, Moscow, Russian Federation
2 I.M. Sechenov First Moscow State Medical University (Sechenov University), 119991, Moscow, Russian Federation
Неалкогольная жировая болезнь печени (НАЖБП) в настоящее время представляет собой распространенное заболевание печени, выявляемое примерно у 1/3 населения мира. В связи с этим особую актуальность приобретает вопрос изучения патогенетических факторов развития данного заболевания с целью выбора адекватной лекарственной терапии и применения биологически активных веществ, обладающих антиоксидантными и регулирующими баланс про-и противовоспалительных цитокинов свойствами.
Финансирование. Поисково-аналитическая работа по подготовке рукописи проведена за счет средств субсидии на выполнение государственного задания в рамках Программы фундаментальных научных исследований (тема НИР № 0529-2019-0058). Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие конфликта интересов.
Для цитирования: Трушина Э.Н., Ригер НА., Мустафина ОК., Тимонин АН., Аксенов И.В., Гусева Г.В., Тутельян В.А. Влияние карнозина и а-липоевой кислоты на апоптоз гепатоцитов и цитокиновый профиль при индуцированной жировой дистрофии печени у крыс линии Вистар // Вопросы питания. 2020. Т. 89, № 5. С. 6-16. DOI: 10.24411/0042-8833-2020-10061 Статья поступила в редакцию 25.05.2020. Принята в печать 20.09.2020.
Funding. The research was carried out at the expense of subsidies for the fulfillment of a state task within the framework of the Program of fundamental scientific research (research topic No. 0529-2019-0058). Conflict of interests. The authors declare no conflict of interests.
For citation: Trushina E.N., Riger N.A., Mustafina O.K., Timonin A.N., Aksenov I.V., Guseva G.V., Tutelyan V.A. Effect of carnosine and а-lipoic acid on hepatocyte apoptosis and the cytokine profile in induced fatty liver disease in Wistar rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2020; 89 (5): 6-16. DOI: 10.24411/0042-8833-2020-10061 (in Russian) Received 25.05.2020. Accepted 20.09.2020.
Effect of carnosine and a-lipoic acid on hepatocyte apoptosis and the cytokine profile in induced fatty liver disease in Wistar rats
Trushina E.N.1, Riger N.A.1, Mustafina O.K.1, Timonin A.N.1, Aksenov I.V.1, Guseva G.V.1, Tutelyan V.A.1, 2
Цель исследования - оценка влияния минорных биологически активных веществ: карнозина и а-липоевой кислоты -на апоптоз гепатоцитов и цитокиновый профиль на экспериментальной модели начального этапа развития НАЖБП. Материал и методы. Исследования проводили на крысах-самцах линии Вистар со средней исходной массой тела 150±10 г. Животные были разделены на 5 групп по 8 крыс в каждой. В течение 8 нед крысы 1-й (контрольной) группы получали полноценный модифицированный рацион ЛШ93М, в котором соевое масло было заменено на подсолнечное масло и лярд (1:1). Животные опытных групп потребляли высококалорийный холинодефицитный рацион (ВКХДР), в котором содержание жира составляло 45%, фруктозы - 20% от энергетической ценности рациона. Крысы 2-й группы получали ВКХДР без добавок, 3-й группы - с добавлением карнозина в дозе 75 мг на 1 кг массы тела, 4-й группы -с добавлением а-липоевой кислоты в дозе 75 мг на 1 кг массы тела, 5-й группы - с добавлением карнозина и а-липоевой кислоты в суммарной дозе 150 мг на 1 кг массы тела. Апоптоз гепатоцитов крыс исследовали методом проточной цитометрии. Окрашивали гепатоциты аннексином Vи витальным красителем 7-аминоактиномицином с последующей детекцией на проточном цитофлуориметре. Содержание цитокинов и хемокинов [интерлейкины (¡Ь) -1а, -10, -17А; колониестимулирующий фактор макрофагов (М-СБЕ), макрофагальный белок воспаления 1а (М1Р-1а) и 3а (М1Р-3а), хемокин, выделяемый Т-клетками при активации (КЛЫТЕБ)]в цитоплазматической фракции ткани печени определяли методом мультиплексного иммуноанализа.
Результаты и обсуждение. На модели начального этапа развития НАЖБП у самцов крыс линии Вистар обнаружена активация процессов апоптоза гепатоцитов по сравнению с животными, получавшими контрольный сбалансированный рацион. Обогащение ВКХДР карнозином и а-липоевой кислотой оказало протективный эффект на гепатоциты со снижением интенсивности апоптоза до уровня у крыс контрольной группы. Под влиянием ВКХДР в цитоплазматической фракции ткани печени обнаружено повышение содержания М-СБЕи М1Р-1а и снижение уровней М1Р-3а и КЛЫТЕБ, стимулирующих миграцию и дифференцировку различных иммунорегуляторных популяций в паренхиму на раннем этапе формирования жирового гепатоза. При этом снижение уровня провоспалительных цитокинов ¡Ь-17А и ¡Ь-1а и увеличение продуцируемого преимущественно Т^-популяциями ¡Ь-10 свидетельствует об отсутствии выраженных воспалительных изменений в печени самцов крыс линии Вистар на начальных этапах развития жировой дистрофии. Заключение. Обогащение ВКХДР как карнозином, так и а-липоевой кислотой у крыс линии Вистар оказало протективный эффект на гепатоциты со снижением интенсивности апоптоза до уровня у крыс контрольной группы. Рост соотношения ¡Ь-10/1Ь-17А свидетельствует об активации противовоспалительных механизмов за счет функционального преобладания Т^-клеток над лимфоцитами ТН1/ТН17.
Ключевые слова: неалкогольная жировая болезнь печени, жировой гепатоз, карнозин, а-липоевая кислота, цитокины, хемокины
Non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) is now a common liver disease affecting about a third of the world's population. In this regard, the issue of studying the pathogenetic factors of the development of this disease in order to select adequate drug therapy and biologically active substances with antioxidant properties regulating the balance of pro- and anti-inflammatory cytokines is of particular relevance.
The aim of the study was to assess the effect of minor biologically active substances - carnosine and a-lipoic acid on hepatocyte apoptosis and the cytokine profile in the experimental model of the initial stage of NAFLD.
Material and methods. The studies were performed on male Wistar rats with initial body weight of 150±10 g. Animals were divided into 5 groups of 8 rats each. Within 8 weeks, rats of the 1st group (control) received a complete modified diet AIN93M, in which soybean oil was replaced with sunflower oil and lard (1:1). Rats of the experimental groups consumed high-calorie choline-deficient diet (HCCDD), in which fat content was 45%, fructose content - 20% of the energy value of the diet. Rats of the 2nd group were fed HCCDD without any supplements, the 3rd group - with the addition of carnosine (75 mg/kg body weight), the 4th group - with the addition of a-lipoic acid (75 mg/kg body weight), the 5th group - with the addition of carnosine and a-lipoic acid in a total dose of 150 mg/kg body weight. The study of rat hepatocyte apoptosis was performed by flow cytometry. Hepatocytes were stained with annexin V and vital dye 7-aminoactinomycin, followed by detection on an flow cytometer. The content of cytokines and chemokines (IL-1a, IL-10, IL-17A, M-CSF, MIP-1a, MIP-3a, RANTES) in the cytoplasmic fraction of liver tissue was determined by multiplex immunoassay.
Results and discussion. On the model of the initial stage of development of NAFLD in male Wistar rats the enrichment of HCCDD with carnosine and a-lipoic acid had demonstrated a protective effect on hepatocytes with a decrease in apoptosis intensity to the level in control rats. Under the influence of HCCDD, an increase in the content of M-CSF and MIP-1a and a decrease in the levels of MIP-3a and RANTES, stimulating the migration and differentiation of various immunoregulatory populations to the parenchyma at an early stage of the formation of fatty hepatosis, in the cytoplasmic fraction of liver tissue were detected. Moreover, a decrease in the level of proinflammatory cytokines IL-17A and IL-1a and an increase in IL-10 produced mainly by Treg-populations indicate the absence of pronounced inflammatory changes in the liver of male Wistar rats at the initial stages of development of fatty dystrophy. Conclusion. Enrichment of HCCDD with both carnosine and a-lipoic acid in Wistar rats had a protective effect on hepatocytes with a decrease in apoptosis to a level in control rats. The increase in the IL -10/IL -17A ratio indicates the activation of anti-inflammatory mechanisms due to the functional predominance of Treg-cells over Th1/Th17 lymphocytes. Keywords: nonalcoholic fatty liver disease, fatty hepatosis, carnosine, a-lipoic acid, cytokines, chemokines
Неалкогольная жировая болезнь печени (НАЖБП) в настоящее время представляет собой распространенное заболевание печени, выявляемое примерно у 1/3 населения мира [1, 2]. Патогенез НАЖБП представлен сложными механизмами, включающими запуск
процессов воспаления и гибели гепатоцитов (некроз, апоптоз), инсулинорезистентности, активации клеток Купфера, фиброгенеза, в ходе которых формируется неалкогольный стеатогепатит, затем трансформирующийся в фиброз и цирроз печени. В основе развития
НАЖБП лежит периферическая инсулинорезистент-ность, способствующая накоплению жиров в печени и повышению уязвимости ее клеток ко многим факторам, таким как окислительный стресс, с последующим перекисным окислением липидов [3]. Высококалорийное питание у генетически предрасположенных лиц вызывает выраженную постпрандиальную гиперлипидемию, а также активацию липолиза и, как следствие, избыточное образование свободных жирных кислот [4]. Избыток свободных жирных кислот приводит к ингибированию Na+/ К+-аденозинтрифосфатов (АТФазы), угнетению гликолиза, разобщению окислительного фосфорилирования, активизации PPAR-a (рецепторов, активируемых пероксисомным пролифератором-a) пути утилизации избытка свободных жирных кислот. При снижении защитных свойств мембраны гепатоцитов происходят прямое или опосредованное окислительным стрессом повреждение митохондрий, апоптоз и некроз гепатоцитов. Апоптоз может быть опосредован либо внешним (рецепторным) путем, либо внутренним (митохондриальным) путем, основанным на повреждении клеточных органелл. Оба пути реализуются через единый механизм, индуцируемый расщеплением каспазы-3. В клетках печени апоптоз индуцируется связыванием поверхностных рецепторов смерти, в том числе Fas (CD95), рецепторов фактора некроза опухоли 1 (TNF-R1) и рецепторов родственного фактору некроза опухоли апоптоз-индуцирующего лиганда (TRAIL-R1 и -R2) [5, 6]. В исследовании на мышах линии C57BL/6J, которые потребляли рацион с высоким содержанием фруктозы (35% по калорийности) в течение 3 нед, обнаружена активация процесса апоптоза гепатоци-тов, подтвержденная повышением соотношения белков Bax/Bcl2 и активности поли(АДФ-рибозо)поли-меразы (PARP-1), соответственно, в 2 и 1,5 раза по сравнению с данными показателями в контрольной группе мышей, находившихся на стандартном полноценном рационе [7]. В настоящее время показатели апоптоза рассматриваются в качестве перспективных биомаркеров прогрессирования НАЖБП [8-10].
При прогрессировании НАЖБП основными медиаторами воспалительного процесса являются цитокины. Некоторым из них, например интерлейкину-6 (IL-6) и фактору некроза опухоли альфа (TNF-a), отводится ключевая роль в этом процессе [11-13]. Провоспали-тельные цитокины способны стимулировать воспаление, а также регулировать апоптоз и некроз клеток печени, индуцировать фиброз. Члены семейства TNF-белков, в том числе TNF-a, CD95L, TRAIL (TNF SF10), - наиболее известные индукторы апоптоза гепатоцитов. TNF-a является ключевым фактором в прогрессировании НАЖБП, в частности неалкогольного стеатогепатита (НАСГ). Известно, что TNF-a способен инициировать апоптоз и некроз гепатоцитов, но при отсутствии жировой дистрофии этого не происходит, так как TNF-a-целевые гены обычно экспрессируются на минимальном уровне [14]. Изучению цитокинового профиля в сыворотке крови при жировой дистрофии печени и прогрессировании НАЖБП с формированием фиброза и цирроза посвя-
щено большое количество исследований. Однако спектр и механизмы регуляции изменений цитокинов и хемоки-нов в печени на начальных этапах развития жирового гепатоза остаются неизученными.
В связи с этим целью исследования была оценка влияния минорных биологически активных веществ: карнозина и а-липоевой кислоты - на апоптоз гепатоцитов и цитокиновый профиль на экспериментальной модели начального этапа развития НАЖБП на крысах.
Материал и методы
Исследования проводили на крысах-самцах линии Вистар со средней исходной массой тела 150±10 г. Животные были разделены на 5 групп по 8 крыс в каждой. В течение 8 нед крысы 1-й (контрольной) группы получали полноценный модифицированный рацион AIN93M, в котором соевое масло заменено на подсолнечное масло и лярд (1:1) (энергетическая ценность рациона -3,9 ккал/г сухого корма). Содержание жира в рационе составляло 9% от его энергетической ценности. Крысы 2-й группы потребляли высококалорийный холинодефи-цитный рацион (ВКХДР), содержание жира в котором составляло 45%, фруктозы - 20% от энергетической ценности рациона (энергетическая ценность рациона -4,9 ккал на 1 г сухого корма). Крысы 3-й группы получали ВКХДР с добавлением карнозина (L-Carnosine, степень чистоты - не менее 99%; Qingdao Samin Chemical Co., LTD, КНР) в дозе 75 мг на 1 кг массы тела. Крысы 4-й группы получали ВКХДР с добавлением а-липоевой кислоты (DL-a-Lipoic acid, степень чистоты - не менее 99%; Chem-Impex International, Inc., США) в дозе 75 мг на 1 кг массы тела. Крысы 5-й группы получали ВКХДР с добавлением комплекса карнозин - липоевая кислота (соотношение карнозин/липоевая кислота -52/48; патент RU 2 647 435 C2; ФГБНУ «Научный центр неврологии», РФ) в суммарной дозе 150 мг на 1 кг массы тела. Среднесуточное потребление сухого корма животными, получавшими полноценный рацион (1-я группа), составило 19 г; потребление ВКХДР крысами 2-5-й групп составило в среднем 16 г сухого корма на крысу в сутки.
Крысы находились в пластиковых клетках с подстилкой из опилок при температуре от 20 до 24 °С, влажности воздуха 45-65%, искусственном освещении с равной продолжительностью светлого и темного периодов. Животные получали воду ad libitum, рацион - из расчета 20 г сухого корма на крысу в сутки. Наблюдение за поедае-мостью корма, общим состоянием животных: внешним видом, поведением, двигательной активностью, качеством шерстного покрова проводили ежедневно; массу тела крыс измеряли еженедельно. По окончании эксперимента предварительно анестезированных эфиром животных умерщвляли путем декапитации. Условия содержания и работы с животными соответствовали действующим российским требованиям (ГОСТ 33044-2014 Принципы надлежащей лабораторной практики).
Исследование апоптоза гепатоцитов крыс проводили методом проточной цитометрии. Суспензию гепатоцитов получали с помощью автоматической системы для механической гомогенизации ткани BD Medimachine (Becton Dickinson and Company, США). Однократно отмывали клетки забуференным фосфатами 0,15 М раствором хлорида натрия, рН 7,2-7,4 (PBS) и готовили пробу с концентрацией клеток 1х106/см3. Гепатоциты окрашивали конъюгированным с флуорохромом аннек-сином V (AnV-FITC) и витальным красителем 7-ами-ноактиномицином (7-AAD) (Beckman Coulter, США) с последующей детекцией на проточном цитофлуо-риметре FC-500 (Beckman Coulter, США). Иссеченные кусочки печени и клеточную суспензию в процессе работы хранили на льду. Результаты представлены в виде процентного соотношения живых клеток и гепатоцитов, находящихся на разных стадиях апо-птоза на 100 000 просчитанных объектов в каждом образце.
Содержание цитокинов и хемокинов [интерлейкины (IL) -1а, -10, -17A; колониестимулирующий фактор макрофагов (M-CSF), макрофагальный белок воспаления 1а (MIP-1a), макрофагальный белок воспаления 3а (MIP-За), хемокин, выделяемый T-клетками при активации (Regulated on Activation, Normal T-cell Expressed and Secreted, RANTES) в цитоплазматической фракции ткани печени, приготовленной по ранее описанной методике] [15] определяли методом мультиплексного иммуноанализа с использованием базового набора Bio-Plex Pro™ Reagent Kit V, дополняемого реагентами Bio-Plex Pro™ (Rat Cytokine ^-1а Set, Rat Cytokine IL-10 Set, Rat Cytokine IL-17A Set, Rat Cytokine M-CSF Set, Rat Cytokine MIP-^ Set, Rat Cytokine MIP-3а Set, Rat Cytokine RANTES Set) (Bio-Rad Laboratories, Inc., США), на анализаторе Luminex 200 (Luminex Corporation, США) по технологии xMAP с использованием программного обеспечения Luminex xPONENT Version 3.1.
Статистический анализ данных выполняли с использованием двухфакторного дисперсионного анализа ANOVA в пакете программ SPSS 20.0 (IBM, США). Гипотезу о различии функции распределения дан-
ных в сравниваемых группах дополнительно проверяли с использованием непараметрического критерия Манна-Уитни. Различия принимали за достоверные на уровне значимости p<0,05.
Результаты и обсуждение
Результаты исследования апоптоза гепатоцитов экспериментальных животных представлены в таблице.
Как следует из представленных в таблице данных, у животных 2-й группы, которые получали ВКХДР, показатели апоптоза гепатоцитов статистически значимо (р<0,05) отличались от показателей у крыс контрольной группы (по относительному содержанию живых и мертвых клеток, сумме клеток в апоптозе).
Изученные показатели апоптоза гепатоцитов у крыс 3-й группы, которым в рацион ВКХДР добавляли кар-нозин (р-аланил-1_-гистидин) в количестве 75 мг на 1 кг массы тела, не имели статистически значимых отличий от показателей животных контрольной группы, но имели статистически значимо (р<0,05) большее относительное содержание живых клеток и, соответственно, меньшее относительное содержание клеток в апоптозе по сравнению с показателями апоптоза у животных 2-й группы (см. таблицу).
Мембранопротекторные и антиоксидантные свойства карнозина служат основой для использования в терапии широкого спектра заболеваний, патогенетическим фактором развития которых является окислительный стресс. Установлено наличие у карнозина су-пероксидперехватывающей активности, способности нейтрализовать синглетный кислород и гидроксил-радикал, сохранять активность мембранных ферментов в условиях индукции перекисного окисления [16]. Особенность карнозина заключается в сочетании прямых антиоксидантных эффектов, направленных на нейтрализацию активных форм кислорода, с одной стороны, и модулирующего действия на активность вовлеченных в развитие окислительного стресса ферментов - с другой [17]. Кроме того, в исследованиях in vitro установлено положительное влияние карнозина
Апоптоз гепатоцитов экспериментальных животных, % (M±m) Apoptosis of hepatocytes in experimental animals, % (M±m)
Группа животных Group of animals Живые клетки Living cells «Ранний» апоптоз "Early" apoptosis «Поздний» апоптоз "Late" apoptosis Сумма клеток в апоптозе Total number of cells in apoptosis Мертвые клетки Dead cells
1-я 94,33±0,52 4,99±0,46 0,45±0,09 5,33±0,48 0,21 ±0,06
2-я 92,36±0,76* 6,35±0,54 0,60±0,11 6,95±0,64* 0,69±0,14*
3-я 94,54±0,29** 4,73±0,22** 0,39±0,09 5,11 ±0,27** 0,34±0,10**
4-я 93,19±1,18 5,96±0,90 0,75±0,57 6,75±1,43 0,09±0,05**, ***
5-я 95,3±0,40** 4,21 ±0,35** 0,31 ±0,04** 4,53±0,37** 0,15±0,03**
П р и м е ч а н и е. Статистически значимое отличие (р<0,05) от показателя: * - контрольной группы; ** - 2-й группы; *** - 3-й группы. Обозначения: живые клетки - АпУ-НТС-/1-ААО-;«ранний» апоптоз - АпУ-Е1ТС+/7-ААО-;«поздний» апоптоз - АпУ-?\ТС+/1-ААО+; мертвые клетки - АпУ-НТС-/7-ААО+.
N o t e. Statistically significant difference (p<0.05) compared with: * - control group; ** - 2ndgroup; *** - 3rdgroup. Designations: Living cells - AnV-FITC-/7-AAD-; «Early» apoptosis - AnV-FITC+/7-AAD-; «Late» apoptosis - AnV-FITC+/7-AAD+; Dead cells - AnV-FITC-/7-AAD+.
на выживаемость и пролиферацию клеток 1608ИТЕРТ (клон иммортализованных фибробластов кожи человека) [18].
Показатели апоптоза гепатоцитов у крыс 4-й группы, которым в рацион ВКХДР добавляли а-липоевую кислоту (75 мг на 1 кг массы тела), не имели статистически значимых различий с показателями животных контрольной группы (см. таблицу). По сравнению с показателями апоптоза у крыс 2-й группы обнаружено уменьшение процента мертвых клеток (р<0,05). Известно, что а-липоевая кислота является коэнзимом митохондриального мультиферментного комплекса, катализирующего окислительное декарбоксилирование а-кетокислот. Она выполняет роль липофильного анти-оксиданта, при введении в организм восстанавливается до дигидролипоевой кислоты, которая и обеспечивает нейтрализацию супероксидов [19, 20]. На модели ревматоидного артрита у крыс [21] выявлено увеличение активности каспаз в мышцах экспериментальных животных. Так, активность каспазы-3 и каспазы-8 возрастала соответственно в 3,1 и 2,6 раза по сравнению с показателями контрольных животных. Внутрибрю-шинное введение а-липоевой кислоты в дозе 35 мг на 1 кг массы тела сопровождалось уменьшением активности этих ферментов соответственно в 1,4 и 1,3 раза по сравнению с животными контрольной группы. Снижение уровня апоптотических процессов в присутствии а-липоевой кислоты авторы объясняют уменьшением интенсивности свободнорадикального окисления. Данный эффект рассматривается авторами не только как самостоятельный антиоксидантный потенциал а-липоевой кислоты за счет наличия двух тиоловых групп в молекуле, но и как положительное воздействие на функционирование других антиокси-дантных систем в организме.
Совместное введение в рацион крыс 5-й группы, которые получали ВКХДР, карнозина и а-липоевой кислоты оказало ингибирующий эффект на развитие апоптоза гепатоцитов (см. таблицу). Все изученные показатели апоптоза не отличались от таковых у крыс контрольной группы и имели статистически значимые отличия по всем изученным параметрам апоптоза от показателей крыс 2-й опытной группы (см. таблицу).
Полученные результаты свидетельствуют о протек-тивном эффекте биологически активных веществ: карнозина и а-липоевой кислоты - при их раздельном и совместном добавлении в рацион крыс на апоптоз гепатоцитов при морфологически подтвержденном жировом гепатозе (данные не приводятся).
При анализе цитокинового профиля в цитоплазмати-ческой фракции ткани печени у животных 2-й группы, получавших ВКХДР, выявлено статистически значимое повышение содержания 11_-10, М-ОБР и М1Р-1а (р<0,05) по сравнению с контролем (рис. 1, 2). Уровни цитокинов !1_-1а, !1_-17А и хемокинов М1Р-3а, РДЫТЕв статистически значимо снизились (р<0,05) по сравнению с этими показателями у крыс контрольной группы (см. рис. 1, 2).
При добавлении в рационы карнозина уровни IL-10 и MIP-1a сохранялись повышенными (р<0,05), а содержание IL-17A, IL-1a и RANTES в цитоплазматиче-ской фракции ткани печени оставалось сниженным (см. рис. 1, 2) по сравнению с контролем (р<0,05), при этом содержание IL-17A (р<0,1) и IL-1 a (р<0,05) было ниже по сравнению с показателем 2-й группы животных. Содержание в печени MIP-3a возвращалось к контрольным значениям. Добавка в рационы a-липоевой кислоты способствовала снижению содержания IL-10 (р<0,1) и увеличению RANTES (р<0,1) до уровней в контрольной группе. При этом уровень MIP-1a увеличился (р<0,05), а содержание IL-17A, IL-1 a, M-CSF и MIP-3a уменьшилось (см. рис. 1, 2; р<0,05) по сравнению с животными, потреблявшими контрольный рацион. При сравнении данных с показателями животных 2-й группы обнаружено статистически значимое (р<0,05) снижение содержания IL-17A, IL-1a и M-CSF и тенденция к повышению уровня MIP-1a (р<0,1).
Совместное обогащение рациона крыс карнозином и a-липоевой кислотой привело к снижению (р<0,05) уровней IL-10, IL-1 a, MIP-3a и RANTES по сравнению с контрольной группой (см. рис. 1, 2). Продукция и содержание MIP-1a оставались выше по сравнению с контролем (р<0,05), а уровни IL-17A и M-CSF не отличались от показателей 1-й группы (см. рис. 1, 2). При сравнении с показателями крыс 2-й группы статистически значимые отличия (р<0,05) отмечены только в снижении содержания IL-10 и MIP-3a.
Отношение уровня IL-10, продуцируемого преимущественно Treg-лимфоцитами, к IL-17A, основная часть которого является показателем секреторной активности Th17 [22], возрастало по сравнению с контролем как на фоне потребления ВКХДР, так и при введении в рацион a-липоевой кислоты и карнозина (рис. 3; р<0,05). При сочетании в рационе a-липоевой кислоты и карнозина статистически значимого увеличения IL-10/IL-17A по сравнению с контролем не выявлено.
Несбалансированное питание и избыточное накопление жировых отложений приводят к тканевой гипоксии в результате дисрегуляции в молекулярных механизмах гомеостаза жирных кислот, митохондриальной дисфункции и развитию окислительного стресса. Прогрессирующее ожирение и вызванное гипоксией хроническое воспаление сопровождаются регуляторными нарушениями в инсулинозависимом сигнальном пути и становятся основными причинами тканевой резистентности к инсулину [23]. Указанные изменения в зависимости от степени выраженности нарушений обмена веществ тесно связаны с механизмами цитокиновой регуляции метаболизма при формирующемся ожирении, вызывая цитокиновую дисрегуляцию. Жировая дистрофия неадипозных тканей приводит к увеличению клеточной миграции из кровяного русла в очаги адипогенеза, активации элементов тканевой стромы и лимфоидных органов к продукции факторов, регулирующих вялотекущее воспаление [24, 25]. За счет этого наблюдается рост одних и снижение содержания дру-
Группы крыс/Groups of rats ■ 1 S2 03 И 4 □5
Рис. 1. Содержание в ткани печени колониестимулирующего фактора макрофагов (M-CSF), макрофагального белка воспаления 1а (MIP-1a) и 3а (MIP-За), хемокина, выделяемого T-клетками при активации (RANTES) [(Me (min-max)]
* - статистически значимые отличия (р<0,05) в сравнении с показателем контрольной группы.
Fig. 1. The content in liver tissue: macrophage colony stimulating factor (M-CSF), macrophage inflammatory protein-1a (MIP-1a), macrophage inflammatory protein-3a (MIP-3a), regulated on activation, normal T-cell expressed and secreted (RANTES) [Me (min-max)]
* - p<0.05 - compared with control group.
гих цитокинов в цитоплазматической фракции ткани печени под влиянием ВКХДР, карнозина и а-липоевой кислоты (см. рис. 1-3).
Печень, состоящая на 20% из непаренхиматозных клеток, кроме обеспечения метаболического гомеостаза, участвует в регуляции иммунитета и иммунной толерантности. В избыточном накоплении жировых включений и формировании гепатоза с апоптотическими изменениями паренхимы, особенно при потреблении животными ВКХДР (см. таблицу), ведущая роль принадлежит синусоидальным эндотелиальным клеткам (ИБС). Кроме того, в этих процессах участвуют дендритные клетки, макрофаги и мигрирующие из сосудистого русла гранулоциты, моноциты и лимфоидные популяции [26, 27]. С этим согласуется обнаруженное среди хе-мокинов в печени статистически значимое возрастание содержания М-СБР при потреблении крысами ВКХДР и уровня МIР-1 а при всех опытных рационах по сравнению с контролем (см. рис. 1). Напротив, содержание хемоаттрактантов для лимфоидных популяций М1Р-3а и РДЫТЕБ может не увеличиваться, а снижаться на начальных этапах жирового гепатоза (см. рис. 1) [28].
Активация и способность синусоидальных скоплений ИБС к росту и накоплению липидов не зависит ни от исследуемой модели, ни от характера альтерирующего воздействия (пищевое, токсическое и т.п.). Установлено, что этот феномен гипертрофии тесно связан с продукцией коллагена и степенью выраженности фиброза в печени [29, 30].
При развитии жирового гепатоза в HSC активируется экспрессия большого числа генов (в частности, Ki-67, CXCL14, семейство ингибиторов апоптоза - IAP, холестерин 25-гидроксилаза и многих др.), регулирующих процессы пролиферации и играющих защитную роль в выживаемости непаренхиматозных клеток печени при развитии фиброзных изменений [26].
Активация, или супрессия, генов хемокинов CCL3 (MIP-1a), CCL4 (MIP-3a), CLL5 (RANTES), изменение содержания которых обнаружено в нашем исследовании (см. рис. 1, 2), а также активация семейства лигандов CXCL14 выступают при жировой дистрофии важнейшими сигналами для мобилизации иммунных клеток в очаги воспаления и формирующейся фиброзно-дистрофиче-ской трансформации паренхимы печени [28]. Кроме того, позитивная индукция сигнальных путей: холестерин 25-ги-дроксилаза (CH25H), транскрипционные факторы (sterol regulatory element-binding protein) SREBP-1 и SREBP-2 -способствует приобретению HSC схожего с адипоцитами фенотипа и избыточному накоплению липидов [29, 30].
Среди интерлейкинов в печени крыс 2-й группы выявлено значимое (р<0,05) по сравнению с контрольной группой снижение уровня провоспалительных цитокинов IL-17A и IL-1 а и прогрессивный рост продуцируемого преимущественно Treg-популяциями IL-10 (см. рис. 2). Это можно расценить как косвенные признаки отсутствия явных воспалительных изменений в печени на начальном этапе жировой дистрофии. На ранних этапах жировой трансформации печеночные дендритные клетки (DCs), распознав присутствующие в очагах воспаления
1-1
* * * *
& 0,01 -
г 0,001-
с о
0,0001
IL-10
IL-17A
Группы крыс/Groups of rats ■1 S2 И3 14 □5
IL-1a
Рис. 2. Содержание в ткани печени интерлейкинов IL-10, IL-17A и IL-1 a [Me (min-max)]
* - статистически значимые отличия (р<0,05) в сравнении с показателем контрольной группы.
Fig. 2. Content of interleukins in liver tissue: IL-10, IL-17A и IL-1 a [Me (min-max)]
* - р<0.05 - compared with control group.
антигены (процесс, как и активация непаренхиматозных клеток, неспецифичен), активируют цитокиновые сети позитивной дифференцировки и миграции Тгед за счет нарастания продукции и увеличения общего и тканевого (преимущественно в селезенке) содержания 11_-10. При дистрофических изменениях в печени (независимо от этиологического фактора) неизбежно происходят мор-фофункциональные изменения в селезенке [25, 31, 32]. В результате нарастает содержание в печени 11_-10 и соотношение !1_-10/!1_-17А за счет активации Тгед-популяций на фоне как ВКХДР, так и добавления антиоксидантов. Дисрегуляция и блокада этих механизмов при прогрес-сировании инсулинорезистентности и ожирении приводят к формированию очагов фиброза, повышению выброса провоспалительных факторов, метаболическим нарушениям и печеночной дисфункции [27].
Снижение содержания цитокинов И_-17А и 11_-1а в печени крыс 3-й и 4-й групп по сравнению с крысами 2-й группы и контрольной, увеличение соотношения 11_-10/ !1_-17А свидетельствует о том, что используемые в рационах биологически активные вещества: карнозин и а-липоевая кислота - способны уменьшать воспалительные изменения при наблюдаемой жировой дистрофии печени на фоне ВКХДР. Однако механизмы положительного влияния этих добавок различаются и не до конца изучены. В частности, а-липоевая кислота -природный эндогенный антиоксидант, действует как агонист РРА1Р-у, уменьшая проявления окислительного стресса. Предполагается, что а-липоевая кислота может оказывать метаболический и иммуномодулирующий эффект при воспалительных процессах различного генеза.
Было показано, что а-липоевая кислота значимо снижает процентное содержание ТИ1 и ТИ17. Напротив, наблюдается стимуляция дифференцировки и созревания Тгед-популяций в селезенке и системная индукция РРАЯ-у сигнальных путей с ингибированием воспалительных реакций [33]. При этом на рис. 1 показано, что добавление в рацион а-липоевой кислоты вызывает тенденцию к росту хемоаттрактанта для лимфоцитов РАИТЕв по сравнению с крысами, потреблявшими ВКХДР На моделях с депрессией генов РРАИ-у/а или блокадой РРАР в печени, напротив, наблюдаются избыточное накопление липидов с развитием жирового гепатоза и воспалительная трансформация паренхимы [34].
Карнозин, как и а-липоевая кислота, является природным антиоксидантом и обладает способностью улучшать метаболические процессы на моделях диабета у животных. Механизмы этого влияния до сих пор не полностью расшифрованы. Было показано, что карно-зин снижает уровень циркулирующего связывающего инсулиноподобного фактора роста 1 (ЮРБР1) и экспрессию этого белка в печени за счет прямой супрессии индуцируемого гипоксией фактора-1а (И!Р-1а) -центрального медиатора, индуцирующего продукцию ЮРБР1 на фоне гипоксии. С другой стороны, карнозин повышает уровень циркулирующего инсулина, и за счет снижения содержания глюкозы возрастает его концентрация в плазме [35]. Уровень ЮРБР1 увеличивается системно и в печени при воспалительных процессах, окислительном стрессе и ожирении. Этот белок вовлечен в регуляцию процессов апоптоза в печени. Инсулин, уровень которого возрастает при добавлении карнозина,
*
прямо супрессирует промоутеры IGFBP1 - протеинкиназу B (Akt) и транскрипционный фактор FoxOI (Forkhead box O1). Медиаторы воспаления: TNF-a, IL-1a, IL-1ß и IL-6 - способны индуцировать экспрессию мРНК и продукцию IGFBP1 in vitro. Семейство IL-1 - основные индукторы биосинтеза IGFBP1 при воспалении [36]. Снижение содержания IL-1a (р<0,05 в сравнении с контролем и со 2-й группой) и IL-17A (р<0,05 с контролем, р<0,1 со 2-й группой) за счет потребления животными карнозина можно расценить как инсулинонезависимый путь редукции уровня IGFBP1 в механизмах супрессии воспаления, уменьшения количества клеток в апоптозе и улучшения метаболических процессов при жировом гепатозе. Однако стоит отметить, что при сочетанном применении карнозина и a-липоевой кислоты в дозе 150 мг на 1 кг массы тела не удалось достичь суммирования противовоспалительных эффектов, наблюдаемых при раздельном использовании данных биологически активных веществ.
Под влиянием ВКХДР у крыс 2-й группы в цитоплаз-матической фракции ткани печени обнаружено повышение содержания M-CSF и MIP-1a и снижение уровней MIP-3a и RANTES, стимулирующих миграцию и диффе-ренцировку различных иммунорегуляторных популяций в паренхиму на раннем этапе формирования жирового гепатоза. При этом снижение уровня провоспалитель-ных цитокинов IL-17A и IL-1 a и увеличение содержания IL-10 свидетельствуют об отсутствии выраженных воспалительных изменений в печени самцов крыс линии Ви-стар на начальных этапах развития жировой дистрофии.
Заключение
Обогащение ВКХДР как карнозином, так и a-липоевой кислотой у крыс линии Вистар оказало протективный эффект на гепатоциты со снижением интенсивности
Сведения об авторах
Трушина Элеонора Николаевна (Eleonora N. Trushina) - кандидат медицинских наук, заведующий лабораторией иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0002-0035-3629
Ригер Николай Александрович (Nikolay A. Riger) - доктор медицинских наук, профессор, главный специалист лаборатории иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0001-7149-2485
Мустафина Оксана Константиновна (Oksana K. Mustafina) - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0001-7231-9377
Тимонин Андрей Николаевич (Andrey N. Timonin) - кандидат биологических наук, младший научный сотрудник лаборатории иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0001-6087-6918
Аксенов Илья Владимирович (Ilya V. Aksenov) - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0003-4567-9347
25
ш 3
И-"
É
3 4
Группы крыс/Groups of rats
Рис. 3. Изменение соотношения 11_-10/11_-17Д
Прямая линия - И-10/И-17А в контрольной группе; * - статистически значимые отличия (р<0,05) в сравнении с показателем контрольной группы.
Fig. 3. Changes in the IL-10 / IL-17A ratio
Straight line - IL-10/IL-17A in the control group; * - p<0.05 - compared with control group.
апоптоза до уровня у крыс контрольной группы. Рост соотношения IL-10/IL-17A свидетельствует об активации противовоспалительных механизмов за счет функционального преобладания Treg-клеток над лимфоцитами Th1/Th17.
Апоптоз гепатоцитов при алиментарно-индуцированной дистрофии печени является определяющим фактором развития прогрессирующих форм неалкогольного жирового гепатоза. В связи с этим особую актуальность приобретает вопрос выбора адекватной лекарственной терапии и применения биологически активных веществ, обладающих антиоксидантными и регулирующими баланс про- и противовоспалительных цитокинов свойствами.
5
Гусева Галина Владимировна (Galina V. Guseva) - кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0002-4643-9698
Тутельян Виктор Александрович (Viktor A. Tutelyan) - академик РАН, доктор медицинских наук, профессор, научный руководитель ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии», заведующий кафедрой гигиены питания и токсикологии Института профессионального образования ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет) (Москва, Российская Федерация) E-mail: [email protected] https://orcid.org/0000-0002-4164-8992
Литература
1. Ивашкин В.Т., Драпкина О.М., Маев И.В. и др. Распространенность неалкогольной жировой болезни печени у пациентов амбулаторно-поликлинической практики в Российской Федерации: результаты исследования DIREG 2 // Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопрокто-логии. 2015. № 6. С. 31-41.
2. Fierbinteanu-Braticevici С., Moldoveanu А., PetrisorA., Diaconu S. Nonalcoholic fatty liver disease: one entity, multiple impacts on liver health // Cell Biol. Toxicol. 2017. Vol. 33. P. 5-14. DOI: https://doi.org/10.1007/s10565-016-9361-x
3. Duvnjak M., Lerotic I., Barcic N. et al. Pathogenesis and management issues for nonalcoholic fatty liver disease // World Gastroenterol. 2007. Vol. 13. P. 4539-4550.
4. Кособян Е.П., Смирнова О.М. Современные концепции патогенеза неалкогольной жировой болезни печени // Сахарный диабет. 2010. № 1. С. 55-64.
5. Ribeiro P.S., Cortez-Pinto H., Solá S. et al. Hepatocyte apoptosis, expression of death receptors, and activation of NF-kappaB in the liver of nonalcoholic and alcoholic steatohepatitis patients // Am. J. Gastroenterol. 2004. Vol. 99, N 9. P. 1708-1717. DOI: https://doi. org/10.1111/j.1572-0241.2004.40009.x
6. Guicciardi M.E., Gores G.J. Apoptosis as a mechanism for liver disease progression // Semin. Liver Dis. 2010. Vol. 30, N 4. P. 402-410. DOI: https://doi.org/10.1055/s-0030-1267540
7. Choi Y., Abdelmegeed M.A. et al. Diet high in fructose promotes liver steatosis and hepatocyte apoptosis in C57BL/6J female mice: Role of disturbed lipid homeostasis and increased oxidative stress // Food Chem. Toxicol. 2017. Vol. 103. P. 111-121. DOI: https://doi. org/10.1016/j.fct.2017.02.039
8. Курбатова И. В., Топчиева Л.В., ДудановаО.П., Шиповская А. А. Биохимические и молекулярно-генетические показатели воспаления и апоптоза при циррозе печени как исходе про-грессирования неалкогольного стеатогепатита // Терапевтический архив. 2019. Т. 91, № 4. С. 21-27. DOI: https://doi.org/ 10.26442/00403660.2019.04.000057
9. Neuman M.G., Cohen L.B., Nanau R.M. Biomarkers in nonalcoholic fatty liver disease // Can. J. Gastroenterol. Hepatol. 2014. Vol. 28, N 11. P. 607-618. DOI: https://doi.org/10.1155/2014/ 757929
10. Дуданова О.П., Шиповская А.А., Курбатова И.В. Маркеры печеночно-клеточного повреждения и воспаления при ранней форме неалкогольной жировой болезни печени // Гастроэнтерология Санкт-Петербурга. 2017. № 3. С. 16-20.
11. Braunersreuther V., Viviani G.L., Mach F., Montecucco F. Role of cytokines and chemokines in non-alcoholic fatty liver disease // World J. Gastroenterol. 2012. Vol. 18. P. 727-735.
12. Топчиева Л.В, Курбатова И.В., Дуданова О.П., Соколовская А.А., Шиповская А.А. Полиморфизм генов провоспали-тельных цитокинов (TNF, IL6) и их рецепторов (TNFRSF1A, TNFRSF1B, IL6R) и неалкогольная жировая болезнь печени // Труды Карельского научного центра РАН. 2017. № 5. С. 3-22. DOI: https://doi.org/10.17076/eb568
13. Neurath M.F., Finotto S. IL-6 signaling in autoimmunity, chronic inflammation-associated cancer // Cytokine Growth Factor Rev.
2011. Vol. 22. P. 83-89. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cytog-fr.2011.02.003
14. Tilg H., Diehl A.M. Cytokines in alcoholic and nonalcoholic steatohepatitis // N. Engl. J. Med. 2000. Vol. 343. P. 1467-1476.
15. Lake B.G. Preparation and characterization of microsomal fractions for studies on xenobiotic metabolism // Biochemical Toxicology — a Practical Approach / eds K. Snell, B. Mullock. Oxford : IRL Press, 1987. Ch. 8. P. 183—215.
16. Болдырев А.А. Карнозин и защита тканей от окислительного стресса. Москва : Диалог-МГУ, 1999. 362 с.
17. Болдырев А.А., Стволинский С.Л., Федорова Т.Н. Карнозин: эндогенный физиологический корректор активности анти-оксидантной системы организма // Успехи физиологических наук. 2007. Т. 38, № 3. С. 57—71.
18. Вишнякова Х.С., Бабижаев М.А., Алипер А.М. и др. Стимуляция пролиферации карнозином: клеточный и транскрип-томный подход // Молекулярная биология. 2014. Т. 48, № 5. С. 824—833.
19. Rochette L., Ghibu S., Muresan A., Vergely C. Alpha lipoic acid: molecular mechanisms and therapeutic potential in diabetes // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2015. Vol. 93. P. 1021—1027. DOI: https:// doi.org/10.1139/cjpp-2014-0353
20. Строков И.А., Фокина А.С. Альфа-липоевая кислота — основное фармакологическое лечение диабетической поли-нейропатии в стационаре и поликлинике // Журнал неврологии и психиатрии имени С.С. Корсакова. 2017. № 3. С. 50—55.
21. Крыльский Е.Д., Попова Т.Н., Кирилова Е.М., Сафонова О.А. Воздействие липоевой кислоты на активность каспаз, показатели иммунного и антиоксидантного статуса при ревматоидном артрите у крыс // Биоорганическая химия. 2016. Т. 42, № 4. С. 431—439.
22. Lee G.R. The balance of Th17 versus treg cells in autoimmunity // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19, N 3. Article ID E730. DOI: https:// doi.org/10.3390/yms19030730
23. Yi Z., Bishop G.A. Regulatory role of CD40 in obesity-induced insulin resistance // Adipocyte. 2014. Vol. 4, N 1. P. 65—69. DOI: https://doi.org/10.4161/adip.32214
24. Lee B.C., Lee J. Cellular and molecular players in adipose tissue inflammation in the development of obesity-induced insulin resistance // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1842, N 3. P. 446—462. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2013.05.017
25. Gotoh K., Inoue M., Masaki T. et al. A novel anti-inflammatory role for spleen-derived interleukin-10 in obesity-induced inflammation in white adipose tissue and liver // Diabetes. 2012. Vol. 61, N 8. P. 1994—2003. DOI: https://doi.org/10.2337/db11-1688
26. Trefts E., Gannon M., Wasserman D.H. The liver // Curr. Biol. 2017. Vol. 27, N 21. P. R1147—R1151. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.cub.2017.09.019
27. Ma M., Duan R., Zhong H. et al. The crosstalk between fat homeostasis and liver regional immunity in NAFLD // J. Immunol. Res. 2019. Vol. 2019. Article ID 3954890. DOI: https://doi. org/10.1155/2019/3954890
28. Dembic Z. The Cytokines of the Immune System. Cambridge : Academic Press, 2015. 320 p.
29. Hoffmann C., Djerir N., Danckaert A. et al. Hepatic stellate cell hypertrophy is associated with metabolic liver fibrosis // Sci. Rep. 2020. Vol. 10, N 1. P. 3850. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-020-60615-0
30. De Minicis S., Seki E., Uchinami H. et al. Gene expression profiles during hepatic stellate cell activation in culture and in vivo // Gastroenterology. 2007. Vol. 132, N 5. P. 1937-1946.
31. Kashani A., Salehi B., Anghesom D. et al. Spleen size in cirrhosis of different etiologies // J. Ultrasound Med. 2015. Vol. 34, N 2. P. 233-238. DOI: https://doi.org/10.7863/ultra.34.2.233
32. Li L., Duan M., Chen W. et al. The spleen in liver cirrhosis: revisiting an old enemy with novel targets // J. Transl. Med. 2017. Vol. 15, N 1. P. 111-120.
33. Wang K.C., Tsai C.P., Lee C.L. et al. a-Lipoic acid enhances endogenous peroxisome-proliferator-activated receptor-y to ameliorate experimental autoimmune encephalomyelitis in mice //
Clin. Sci. (Lond.). 2013. Vol. 125, N 7. P. 329-340. DOI: https:// doi.org/10.1042/CS20120560
34. Stec D.E., Gordon D.M., Hipp J.A. et al. Loss of hepatic PPARa promotes inflammation and serum hyperlipidemia in diet-induced obesity // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2019. Vol. 317, N 5. P. R733-R745. DOI: https://doi.org/10.1152/ajp-regu.00153.2019
35. Forsberg E.A., Botusan I.R., Wang J. et al. Carnosine decreases IGFBP1 production in db/db mice through suppression of HIF-1 // J. Endocrinol. 2015. Vol. 225, N 3. P. 159-167. DOI: https://doi. org/10.1530/J0E-14-0571
36. Shi L., Banerjee D., Dobierzewska A. et al. Direct regulation of IGF-binding protein 1 promoter by interleukin-1ß via an insulin-and FoxO-1-independent mechanism // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2016. Vol. 310, N 8. P. E612-E623. DOI: https://doi. org/10.1152/ajpendo.00289.2015
References
1. Ivashkin V.T., Drapkina O.M., Maev I.V., et al. The prevalence of non-alcoholic fatty liver disease in patients with outpatient practice in the Russian Federation: the results of the DIREG 2 study. Rossiyskiy zhurnal gastroenterologii, gepatologii, koloproktologii [Russian Journal of Gastroenterology, Hepatology, Coloproctol- 13. ogy]. 2015; (6): 31-41. (in Russian)
2. Fierbinteanu-Braticevici C., Moldoveanu A., Petrisor A., Diaconu S. Nonalcoholic fatty liver disease: one entity, multiple impacts on 14. liver health. Cell Biol Toxicol. 2017; 33: 5-14. DOI: https://doi. org/10.1007/s10565-016-9361-x 15.
3. Duvnjak M., Lerotic I., Barcic N., et al. Pathogenesis and management issues for nonalcoholic fatty liver disease. World Gastroenterol. 2007; 13: 4539-50.
4. Kosobyan E.P., Smirnova O.M. Modern concepts of the pathogen- 16. esis of non-alcoholic fatty liver disease. Sakharniy diabet [Diabetes Mellitus]. 2010; (1): 55-64. (in Russian) 17.
5. Ribeiro P.S., Cortez-Pinto H., Solá S., et al. Hepatocyte apoptosis, expression of death receptors, and activation of NF-kappaB in the liver of nonalcoholic and alcoholic steatohepatitis patients. Am J Gastroenterol. 2004; 99 (9): 1708-17. DOI: https://doi.org/10.1111/ 18. j.1572-0241.2004.40009.x
6. Guicciardi M.E., Gores G.J. Apoptosis as a mechanism for liver disease progression. Semin Liver Dis. 2010; 30 (4): 402-10. DOI: https://doi.org/10.1055/s-0030-1267540 19.
7. Choi Y., Abdelmegeed M.A., et al. Diet high in fructose promotes liver steatosis and hepatocyte apoptosis in C57BL/6J female mice: Role of disturbed lipid homeostasis and increased oxidative stress. Food Chem Toxicol. 2017; 103: 111-21. DOI: https://doi. 20. org/10.1016/j.fct.2017.02.039
8. Kurbatova I.V., Topchieva L.V., Dudanova O.P., Shipovskaya A.A. Biochemical and molecular genetic indicators of inflammation and apoptosis in liver cirrhosis as an outcome of the progression of non- 21. alcoholic steatohepatitis. Terapevticheskiy arkhiv [Therapeutic Archive]. 2019; 91 (4): 21-7. DOI: https://doi.org/10.26442/004036 60.2019.04.000057 (in Russian)
9. Neuman M.G., Cohen L.B., Nanau R.M. Biomarkers in nonalco- 22. holic fatty liver disease. Can J Gastroenterol Hepatol. 2014; 28 (11): 607-18. DOI: https://doi.org/10.1155/2014/757929
10. Dudanova O.P., Shipovskaya A.A., Kurbatova I.V. Markers of 23. hepatic cell damage and inflammation in the early form of nonalcoholic fatty liver disease. Gastroenterologiya Sankt-Peterburga [Gastroenterology of Saint Petersburg]. 2017; (3): 16-20. (in Rus- 24. sian)
11. Braunersreuther V., Viviani G.L., Mach F., Montecucco F. Role of cytokines and chemokines in non-alcoholic fatty liver disease. World J Gastroenterol. 2012; 18: 727-35. 25.
12. Topchieva L.V., Kurbatova I.V., Dudanova O.P., Sokolovskaya A.A., Shipovskaya A.A. Gene polymorphism of pro-inflammatory cyto-kines (TNF, IL6) and their receptors (TNFRSF1A, TNFRSF1B,
IL6R) and non-alcoholic fatty liver disease. Trudy Karel'skogo nauchnogo tsentra RAN [Transactions of the Karelian Scientific Center of the Russian Academy of Sciences]. 2017; (5): 3-22. DOI: https://doi.org/10.17076/eb568 (in Russian)
Neurath M.F., Finotto S. IL-6 signaling in autoimmunity, chronic inflammation-associated cancer. Cytokine Growth Factor Rev. 2011; 22: 83-9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cytogfr.2011.02.003 Tilg H., Diehl A.M. Cytokines in alcoholic and nonalcoholic steatohepatitis. N Engl J Med. 2000; 343: 1467-76. Lake B.G. Preparation and characterization of microsomal fractions for studies on xenobiotic metabolism. In: K. Snell, B. Mullock (eds). Biochemical Toxicology - a Practical Approach. Oxford: IRL Press, 1987; 8: 183-215.
Boldyrev A.A. Carnosine and the protection of tissues from oxida-tive stress. Moscow: Dialog-MGU, 1999: 362 p. (in Russian) Boldyrev A.A., Stvolinskiy S.L., Fedorova T.N. Carnosine: an endogenous physiological corrector of the activity of the antioxi-dant system of the body. Uspekhi fiziologicheskikh nauk [Advances of the Physiological Sciences]. 2007; 38 (3): 57-71. (in Russian) Vishnyakova Kh.S., Babizhaev M.A., Aliper A.M., et al. Stimulation of proliferation by carnosine: a cellular and transcriptomic approach. Molekulyarnaya biologiya [Molecular Biology]. 2014; 48 (5): 824-33. (in Russian)
Rochette L., Ghibu S., Muresan A., Vergely C. Alpha lipoic acid: molecular mechanisms and therapeutic potential in diabetes. Can J Physiol Pharmacol. 2015; 93: 1021-7. DOI: https://doi.org/10.1139/ cjpp-2014-0353
Strokov I.A., Fokina A.S. Alpha-lipoic acid is the main pharmacological treatment of diabetic polyneuropathy in a hospital and clinic. Zhurnal nevrologii i psikhiatrii imeni S.S. Korsakova [Korsakov's Journal of Neurology and Psychiatry]. 2017; (3): 50-5. (in Russian) Kryl'skiy E.D., Popova T.N., Kirilova E.M., Safonova O.A. The effect of lipoic acid on caspase activity, indicators of the immune and antioxidant status in rat rheumatoid arthritis. Bioorganicheskaya khimiya [Bioorganic Chemistry. 2016; 42 (4): 431-9. (in Russian) Lee G.R. The balance of Th17 versus treg cells in autoimmunity. Int J Mol Sci. 2018; 19 (3): E730. DOI: https://doi.org/10.3390/ ijmsl9030730
Yi Z., Bishop G.A. Regulatory role of CD40 in obesity-induced insulin resistance. Adipocyte. 2014; 4 (1) : 65-9. DOI: https://doi. org/10.4161/adip.32214
Lee B.C., Lee J. Cellular and molecular players in adipose tissue inflammation in the development of obesity-induced insulin resistance. Biochim Biophys Acta. 2014; 1842 (3): 446-62. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.bbadis.2013.05.017
Gotoh K., Inoue M., Masaki T., et al. A novel anti-inflammatory role for spleen-derived interleukin-10 in obesity-induced inflammation in white adipose tissue and liver. Diabetes. 2012; 61 (8): 1994-2003. DOI: https://doi.org/10.2337/db11-1688
26. Trefts E., Gannon M., Wasserman D.H. The liver. Curr Biol. 2017; 27 (21): R1147-51. DOI: https://doi.Org/10.1016/j.cub.2017.09.019
27. Ma M., Duan R., Zhong H., et al. The crosstalk between fat homeostasis and liver regional immunity in NAFLD. J Immunol Res. 2019; 2019: 3954890. DOI: https://doi.org/10.1155/2019/3954890
28. Dembic Z. The Cytokines of the Immune System. Cambridge: Academic Press, 2015. 320 p.
29. Hoffmann C., Djerir N., Danckaert A., et al. Hepatic stellate cell hypertrophy is associated with metabolic liver fibrosis. Sci Rep. 2020; 10 (1): 3850. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-020-60615-0
30. De Minicis S., Seki E., Uchinami H., et al. Gene expression profiles during hepatic stellate cell activation in culture and in vivo. Gastroenterology. 2007; 132 (5): 1937-46.
31. Kashani A., Salehi B., Anghesom D., et al. Spleen size in cirrhosis of different etiologies. J Ultrasound Med. 2015; 34 (2): 233-8. DOI: https://doi.org/10.7863/ultra.34.2.233
32. Li L., Duan M., Chen W., et al. The spleen in liver cirrhosis: revisiting an old enemy with novel targets. J Transl Med. 2017; 15 (1): 111-20.
33. Wang K.C., Tsai C.P., Lee C.L., et al. a-Lipoic acid enhances endogenous peroxisome-proliferator-activated receptor-y to ameliorate experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. Clin Sci (Lond). 2013; 125 (7): 329-40. DOI: https://doi.org/10.1042/ CS20120560
34. Stec D.E., Gordon D.M., Hipp J.A., et al. Loss of hepatic PPARa promotes inflammation and serum hyperlipidemia in diet-induced obesity. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2019; 317 (5): R733-45. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpregu.00153.2019
35. Forsberg E.A., Botusan I.R., Wang J., et al. Carnosine decreases IGFBP1 production in db/db mice through suppression of HIF-1. J Endocrinol. 2015; 225 (3): 159-67. DOI: https://doi.org/10.1530/ JOE-14-0571
36. Shi L., Banerjee D., Dobierzewska A., et al. Direct regulation of IGF-binding protein 1 promoter by interleukin-1p via an insulin-and FoxO-1-independent mechanism. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2016; 310 (8): E612-23. DOI: https://doi.org/10.1152/ ajpendo.00289.2015
