Влияние эндогенных ферментов на свойства мышечной ткани ВБР в процессе вылова и переработки

Пивненко Татьяна Николаевна

БИОТЕХНОЛОГИИ ПРОДУКТОВ ПИТАНИЯ И БИОЛОГИЧЕСКИ

АКТИВНЫХ ВЕЩЕСТВ

Научная статья УДК 669.713.7

DOI: https://doi.org/10.48612/dalrybvtuz/2024-67-01

Влияние эндогенных ферментов на свойства мышечной ткани ВБР в процессе вылова и переработки

Татьяна Николаевна Пивненко

Дальневосточный государственный технический рыбохозяйственный университет, Владивосток, Россия, [email protected]

Аннотация. Приведены современные научные данные об эндогенных ферментативных системах, влияющих на катаболитические процессы, протекающие в мышечной ткани водных биологических объектов во время их вылова и переработки. Основное внимание уделено изменениям миофибриллярных белков и связанных с ними нуклеотидов. Оценивается возможность использования накопления производных распада АТФ как показателей порчи сырья. Показано влияние эндогенных протеолитических ферментов и транс-фераз на процессы преобразования белков на различных этапах технологической переработки.

Ключевые слова: миофибриллярные белки, АТФ, нуклеотиды, катепсины, кальпаины, трансглутаминазы

Для цитирования: Пивненко Т.Н. Влияние эндогенных ферментов на свойства мышечной ткани ВБР в процессе вылова и переработки // Научные труды Дальрыбвтуза. 2024. Т. 67, № 1. С. 6-30.

BIOTECHNOLOGY OF FOOD AND BIOLOGICALLY ACTIVE SUBSTANCES Original article

DOI: https://doi.org/10.48612/dalrybvtuz/2024-67-01

The effect of endogenous enzymes on the properties of the fish muscle tissue

during the catch and processing

Tatyana N. Pivnenko

Far Eastern State Technical Fisheries University, Vladivostok, Russia, [email protected]

Abstract. The presented review provides modern scientific data on endogenous enzymatic systems affecting the catabolithic processes in the muscle tissue of the aquatic biological objects during their catch and processing. The main attention is paid to changes of the myofibrillar pro-

Пивненко Т.Н., 2024

terns and the associated nucleotides. The possibility of using the accumulation of ATP decay derivatives as indicators of damage of raw materials is evaluated. The influence of endogenous proteolytic enzymes and transferases on protein transformation in various technological processing methods is shown.

Keywords: myofibrillar proteins, ATP, nucleotides, cathepsins, calpaines, transglutaminases

For citation: Pivnenko T.N. The effect of endogenous enzymes on the properties of the fish muscle tissue during the catch and processing. Scientific Journal of the Far Eastern State Technical Fisheries University. 2024; 67(1):6-30. (in Russ.).

В настоящее время рыба и морепродукты, обладающие высокой питательной ценностью благодаря наличию полноценных и легкоусвояемых белков, полиненасыщенных жирных кислот и специфичных вторичных метаболитов, имеют возрастающий потребительский спрос. Высокая промысловая нагрузка и высокая доля отходов при переработке являются факторами, требующими более эффективных способов использования водных биологических ресурсов (ВБР). Необходимо учитывать химическую лабильность белков и липидов, наличие высокого содержания нестабильных в условиях переработки компонентов, сезонные колебания уловов, вариативность размеров и форм, сенсорную специфику и особенности скелетной структуры. Эти факторы ограничивают технологическое единообразие использования ВБР. Для достижения рационального использования сырья необходимо глубокое понимание механизмов, ограничивающих возможности переработки ВБР, а также процессы на различных стадиях обработки и хранения. В этом смысле ни один из классов веществ, содержащихся в тканях ВБР, обеспечивающих их разрушение или сохранность, не является более важным, чем ферменты.

При безусловном общем сходстве в строении и составе мышечной ткани рыб и наземных животных следует учитывать специфику метаболизма и соответствующий состав метаболитов тканей ВБР. Для ферментов ВБР характерна изначальная лабильность, обеспечивающая возможность катализа при низких температурах обитания и быструю инактивацию при умеренных температурах. Состав ферментов ВБР непосредственно влияет на питательную ценность, срок хранения и пищевые характеристики готовой продукции. Внутривидовое разнообразие факторов (биологический возраст, питание, качество воды, температура среды) определяет состав, посмертные превращения тканей и пищевые характеристики. В подавляющем большинстве случаев мышечная ткань ВБР по сравнению с другими пищевыми объектами (говядиной или птицей) является более скоропортящейся. Доказано, что первоочередное значение, приводящее к потере исходного качества морепродуктов, имеет действие ферментных систем, а не микроорганизмов, как считалось ранее. Начальная скорость порчи тканей микробиологически стерильных и нестерильных объектов одинакова. Охлаждение в процессе переработки не приводит к такому же угнетающему действию на ферментативные системы при посмертных изменениях, как у теплокровных наземных животных [1-5].

Ферменты ВБР и регулирование их деятельности важны при рассмотрении таких аспектов рыбопереработки, как посмертные изменения показателей качества продукции (консистенции, текстуры, цвета, запаха); определение показателей качества, способов регулирования активности ферментов путем изменения условий окружающей среды; переработка и хранение; использование регуляторов активности - ингибиторов и активаторов. Тропические рыбы, обитающие при температурах, аналогичных температуре тела млекопитающих, хранятся намного лучше, чем рыбы из наиболее типичной - холодной (<5 ° C) - окружающей среды. Для холоднокровных объектов температура их тела является прямым отражением температуры воды, и, соответственно, их ферменты адаптированы к холоду. Поэтому разработанные методы, продлевающие сроки годности продукции, такие как низкие дозы ионизи-

рующего излучения, изменение атмосферы хранения, и большинство химических реагентов оказались неэффективными для сохранения первичного качества, а в некоторых случаях приводили к ускорению порчи. Это связано с тем, что данные методы нацелены на ограничение микробной контаминации, а не на снижение активности тканевых ферментов [2, 6, 7]. Поэтому при разработке методов, направленных на сохранение качества рыбы, необходимо учитывать направленность действия ключевых ферментативных реакций, которые способствуют потере внешнего вида, вкуса, текстуры, питательных и функциональных свойств. Технологи должны быть заинтересованы в установлении зависимости между факторами внутривидовой специфичности и биохимическим составом тканей, в особенности, мышечных.

Целью работы явился анализ современных научных представлений о механизмах влияния эндогенных ферментативных систем на мышечную ткань ВБР в процессе ее переработки и практических рекомендаций по регулированию их воздействия на качество готовой продукции.

Для проведения анализа были использованы опубликованные научные работы российских и зарубежных исследователей в области биохимии ВБР и пищевой биотехнологии, приведены примеры обоснования общих принципов и создание частных технологий рыбной продукции. Поиск работ проведен с использованием баз данных Google Scholar, PubMed, Scopus, Web of Science, Mendeley, eLibrary.ru, а также открытых интернет-источников. Рассматривались статьи в полнотекстовых вариантах на русском и английском языках.

Качество продукции из ВБР в первую очередь зависит от состояния мышечной ткани, которая является основой пищевой продукции. От изменения ее структуры зависят органолептические качества и потребительский спрос. В состав мышц входят множество белков. На основании растворимости их делят на три группы. Саркоплазматические, водорастворимые включают в себя ферменты гликолиза, парвальбумин, миоглобин и др. Основные белки, входящие в состав миофибриллярных (солерастворимых) - актин и миозин, образующие актомиозин. Белки стромы, включающие коллаген и эластин, нерастворимы. Доля миофибрил-лярных белков составляет 40-70 %, из них самый распространенный (50 %) - миозин. Поэтому свойства миозина и определяют характеристики мышечной ткани в качестве пищевого сырья. Мышечные сокращения обеспечиваются взаимодействием главным образом актина, миозина и ферментов, осуществляющих гидролиз аденозин-5'-трифосфата (АТФ), обеспечивающего энергию для этого процесса. Во время мышечного сокращения АТФ разлагается на АДФ с выделением энергии, что обеспечивает движение нитей актомиозина [8, 9, 10].

После вылова и смерти ВБР происходят выраженные изменения во внешнем виде, текстуре, химическом составе и окислительно-восстановительном потенциале мышечной ткани. Самым важным процессом является прекращение доставки кислорода в мышцы. Его отсутствие инициирует большинство процессов изменения качества сырья. После смерти в течение некоторого времени мышцы продолжают производить АТФ - основной источник энергии, обеспечивая сокращения в отсутствии кислорода. В это время запасы АТФ быстро истощаются, и мышцы входят в состояние окоченения. Окоченение - это термин, описывающий процесс, который происходит в посмертном состоянии мышц и приводит к их необратимому сокращению и жесткости, сохраняющихся в течение нескольких часов или дней [2, 5, 11-13].

В физиологических условиях содержание АТФ в расслабленных мышцах рыб составляет в среднем 7-10 мкмоль/г ткани. Ранее считали, что посмертное исчезновение АТФ в мышцах рыб - многоступенчатый процесс, в котором конечным продуктом катаболических изменений является мочевая кислота. В живой рыбе сокращение мышц обеспечивается высвобождением энергии в результате распада АТФ. Фермент, обеспечивающий этот быстрый процесс - Ca2+ - зависимая АТФаза. Её активность регулируется посредством притока и оттока ионов Ca2+ в саркоплазму. Когда уровень внутриклеточного Ca2+ больше 1 мкМ, АТФаза понижает количество свободной ATP в саркоплазме, и мышцы начинают сокращаться в соответствии с циклическим характером формирования актин-миозиновых нековалентных поперечных свя-

зей. Когда концентрация Ca2+ в саркоплазме падает ниже 0,5 мкм, АТФ уже больше не может быть гидролизована из-за инактивации АТФазы, вследствие этого АТФ приобретает функции пластификатора мышечной ткани. В посмертных мышцах превращение АТФ в АДФ, АДФ в AMP, AMP в ИМФ обычно происходит в течение 24 ч или менее. Считают, что эти изменения являются полностью автолитическими, поскольку в большинстве случаев для развития микробиальной порчи проходит недостаточно времени. Кроме того, имеется еще ряд факторов, способных влиять на скорость накопления ИМФ, включая температуру, вид рыбы и способы ее обработки [14, 15].

Когда мышцы преобразуются в мясо, даже пассивное скольжение нитей актомиозина становится невозможным. При снижении рН мышц до 6,0 количество АТФ быстро уменьшается до уровня, не позволяющего поддерживать основные сократительные белки (актин и миозин) отдельно друг от друга. В результате они необратимо связываются в нерастяжимый актомиозин, что проявляется в виде жесткости посмертного окоченения. Одновременно идут процессы ферментативного катаболизма АТФ и ее производных, что соответствует изменению вкусовых характеристик рыбы. Измерение количества основных нуклеотидных катаболи-тов может быть использовано для оценки качества охлажденной и переработанной рыбы [16].

Изменение активности АТФаз начинается на стадии, предшествующей посмертному окоченению, обычно наступающему в течение 1-7 ч. Посмертное окоченение быстрее развивается у рыб, ведущих активный образ жизни, и значительно медленнее - у пассивных и/или уснувших рыб. До тех пор пока рыба жива, ее кровеносная система функционирует и после вылова. При остановке кровообращения прекращается подача кислорода к мышцам, и это нарушает нормальные биологические функции. Тем не менее насыщенная кислородом и богатая гликогеном мышечная ткань может остаться метаболически активной в течение нескольких часов в состоянии предокоченения. В живом организме аэробное дыхание является нормальной реакцией, при которой окисление одной молекулы глюкозы приводит к синтезу 36 молекул АТФ. Вскоре после смерти реализуется анаэробный метаболизм распада глюкозы (гликолиз), скорость которого опосредована концентрацией АТФ и, соответственно, ферментов - АТФаз, катализирующих гидролиз АТФ до АДФ [2, 5, 12]. Пути распада АТФ представлены на рис. 1. Вследствие этой реакции происходит быстрое снижение уровня АТФ, что позволяет использовать измерение уровня активности АТФазы как показателя посмертных изменений в мышечной ткани рыб и, следовательно, ее качества. Основными индикаторами порчи являются инозин и гипоксантин.

Содержание АТФ у рыб в состоянии предокоченения вариабельно, например, у морского окуня оно составляет 2,4 мг% Р, а в стадии постокоченения снижается до 0,35 мг% P. Это связано с формированием комплекса АТФазы с актомиозином, который становится нерастворимым. На уровень активности АТФазы влияют температурные условия хранения после вылова. При этом они различны для рыб из холодных и теплых морей. Полагают, что измерение активности АТФазы может быть более точным показателем изменения качества охлажденной рыбы, чем измерение концентрации ее метаболитов [11, 12].

Видовая специфика метаболизма ВБР ограничивает возможности использования оценки уровня АТФ и ее катаболитов как универсального показателя качества морепродуктов [17].

В настоящее время существует большое количество информации о влиянии на качество морепродуктов различных способов и этапов обработки свежей, замороженной рыбы и рыбных консервов. Большое внимание уделяется объектам аквакультуры. Рыбоводы в отличие от рыболовов имеют важное преимущество в том, что они могут контролировать каждый этап обработки, начиная от условий выращивания. Практически все этапы переработки рыбы, выращены ли они или пойманы в дикой природе, оказывают влияние на деградацию нуклеотидных производных, может быть, за исключением процесса шокового замораживания. В мышцах живых рыб АТФ является преобладающим нуклеотидным соединением. В

треске, находящейся в трале, АТФ практически полностью превращается в ИМФ еще до его подъема. Это связано с биением рыбы в сетях, а также с огромным давлением, оказываемым на тела рыб во время траления. Продолжительность траления и размер улова влияют на ущерб, наносимый качеству пойманной рыбы.

+ + с 6

Мочевая н2о н2о н2о н2о рибоза н^0 кислота Ка t14—Гк < Инозин

рибоза-1 Рн -фосфат

8 7 5

Рис. 1. Посмертная деградация АТФ в мышечной ткани рыб. Ферменты, входящие в состав системы:

1 - АТФаза; 2 - миокиназа; 3 - АМФ-дезаминаза; 4, 5'-нуклеотидаза; 5 - нуклеозидфосфорилаза;

6 - инозиннуклеозидаза; 7, 8 - ксантиноксидаза. АДФ - аденозиндифосфат;

АМФ - аденозинмонофосфат; ИМФ - инозинмонофосфат; Ино - инозин; Гк - гипоксантин;

Ка - ксантин; Рн - неорганический фосфат

Fig. 1. Postmortem degradation of ATP in fish muscle tissue. Enzymes included in the system:

1 - АТФase; 2 - myokinase; 3 - АМФ-deaminase; 4, 5'-nucleotidase; 5 - nucleoside phosphorylase;

6 - inosine nucleosidase; 7, 8 - xanthine oxidase. АДФ - adenosine diphosphate;

АМФ - adenosine monophosphate; ИМФ - inosine monophosphate; Ино - inosine; Гк - hypoxanthine;

Ka - xanthine; Рн - inorganic phosphate

У трески, оставшейся в трале, количество и АТФ, и гликогена очень мало или полностью отсутствует, независимо от того, проводилась ли последующая обработка на борту или на перерабатывающем заводе. Кроме того, практически нет различий между всеми видами рыб, поднятыми оттертралом (буксируемым за кормой судна на длинном стальном тросе), так как продолжительное напряжение приводит к истощению запасов энергии при промышленном лове рыбы по сравнению с рыбой, выловленной сетчатыми ловушками [17, 18]. Однако обработка очень свежей рыбы со значительным уровнем АТФ в мышцах обеспечивает окоченения и жесткости, если рыба заморожена сразу после вылова. В этом случае снятие посмертного окоченения вызвано образованием кристаллов льда на стадии предокоченения, что приводит к разрыву мембраны саркоплазматического ретикулума, в результате чего происходит быстрое высвобождение ионов Са2+ в саркоплазму, что в свою очередь вызывает быстрое сокращение и деформирование мышц при оттаивании [19]. Стресс при вылове и транспортировке живой культивированной рыбы вызывает быструю потерю АТР, быстрое начало окоченения, сопутствующие деформацию и размягчение мышечной ткани. Так, искусственно выращенных лососей помещали в небольшие садки с морской водой на 10 мин, прежде чем подвергнуть оглушению с помощью CO2, чем вызывали у них стресс. Контрольные экземпляры рыб были обработаны таким же образом, за исключением того, что они были сразу же помещены в среду CO2. Опытная группа подверглась энергичной мышечной деятельности в течение 10 мин до убоя. Это значительно ускорило наступление окоченения и потери АТФ (накопления ИМФ).

Размягчение тканей костистых рыб связано с ослаблением соединительной ткани, которая разделяет миотомы или мышечные слои. Быстрое начало изометрического сокращения генерируется в рыбах, подвергшихся стрессу, приводя к тому, что мышцы частично разры-

ваются. Наступление посмертного сокращения вместе с денатурацией белков также связано с быстрым накоплением молочной кислоты при физическом напряжении и стрессе у рыб. Показано, что моментальная гибель мозга выловленных рыб нивелирует негативное воздействие стрессов и задерживает наступление порчи. Спокойное состояние рыб при изъятии приводит к сокращению изометрического напряжения в мышцах во время окоченения. Снижение качества сократившейся мышечной ткани рыб находится под гормональным контролем; у напряженных рыб гораздо более высокий уровень кортизола в крови и меньшая концентрация АТФ, чем у тех же особей в состоянии покоя [20, 21].

Обескровливание рыбы после вылова важно для снижения количества пятен крови в мышечной ткани. При этом обескровливание значительно замедляет деградацию АТФ и родственных соединений. Этот эффект оказывается более выраженным, если рыба была быстро и правильно охлаждена. Филетирование рыб и измельчение мышечной ткани со льдом способны ускорить деградацию нуклеотидных производных, содержащихся в свежей рыбе [22]. Например, для филе трески в течение 4 дней при 3 °C наблюдали увеличение скорости образования инозина, даже если процесс проводился в асептических условиях. Различные технологические процедуры переработки, в том числе филетирование, могут привести к резкому увеличению числа бактерий, ускоряя порчу. Одновременно физические способы обработки также ускоряют автолитические процессы порчи, связанные со скоростью нуклеотидного катаболизма. Большинство ферментов, участвующих в катаболизме АТФ, являются мембранно-связанными и тесно взаимодействуют со структурными белками в живой рыбе. Поэтому технологическая обработка может привести к высвобождению связанных ферментов и обеспечить увеличение скорости деградации нуклеотидов. Хотя существует мало доказательств того, что при низких температурах (< -20 °C) происходит деградация нуклеотидов в рыбном филе, но есть свидетельства того, что продукты распада нуклеотидов - Гк и Ино -действительно способствуют денатурации белка замороженной рыбы при хранении. АТФ, АМФ и ИМФ показали выраженное защитное действие в отношении денатурации актомиозина в замороженном филе молочной рыбы при хранении. Термическая обработка рыбы при консервировании приводит к значительной деградации АТФ и родственных соединений. При консервировании тунца согласно нормам содержание нуклеотидных производных после обработки при 122 °С в течение 67 мин составило в среднем 50, 75, 64 и 92 % для АМФ, ИМФ, Ино и Гк соответственно. Значение этих данных состоит в том, что скорости термической деструкции различаются для отдельных катаболитов. Определение количества нуклеотидов для оценки качества консервированной рыбы было использовано для сардин, тунца и сельди. За исключением Гк, все производные АТФ являются термолабильными, что затрудняет использование аналитических методов для определения нуклеотидных компонентов в консервированных продуктах как показателя свежести исходного сырья [23].

Для охлажденной рыбы снижение активности АТФазы является потенциальным индексом оценки качества, но не годится для замороженной рыбы. Например, активность АТФазы трески и карпа снижалась до нуля при хранении во льду в течение 2 недель, а при 15 °C - за 1 неделю. Активность АТФазы трески резко снижалась в первые же дни морозильного хранения, приближаясь к нулю через 4 дня. Для 5 видов тропических рыб при хранении в замороженном состоянии (-20 °С) активность АТФазы снижалась постепенно в течение 180 дней. Для таких видов измерение активности АТФазы может быть использовано как показатель качества при длительном морозильном хранении [24]. К падению активности АТФазы при морозильном хранении приводит воздействие низких рН и высоких концентраций соли. Денатурация АТФазы может быть ускорена путем замораживания, но добавление Alpha (сорбит или сахароза) сахаров (например, сорбита или сахарозы) позволяет достичь защитного эффекта [2, 13].

При хранении охлажденного филе рыбы изменения активности ферментов существенно менее выражены, чем при хранении фарша, где происходит высвобождение компонентов,

связанное с разрушениями клеток. Активность АТФазы может служить показателем качества сурими - промытого рыбного фарша, содержащего главным образом миофибриллярные белки. В сурими высокого качества (CA) наблюдали высокую активность Ca2+-АТФазы, что хорошо согласуется с важным критерием качества сурими - прочностью геля. Суммарная активность миофибриллярной АТФазы и прочность геля для сурими минтая имели следующие значения (активность/прочность): сорт C - 102/250 и 136/1200, сорт CA - 175/1400. В этом случае активность фермента является прекрасным показателем для оценки качества сурими и свежести сырья, используемого для его приготовления [2, 13].

Процесс распада нуклеотидов для быстрозамороженной трески, по существу, тот же, что и для свежей рыбы. Промежуточное и медленное замораживание (измеряемое по времени прохождения через так называемую критическую зону: -0,8 до -5,0 °C) приводит к гораздо большему распаду АТФ, чем во время быстрого замерзания [25]. Для гребешка такая технология соответствует общепринятой коммерческой практике быстрого замораживания. Но эти требования часто не соблюдаются в розничной торговле, где используется температура заморозки от -8 С до 0 °C. В этом диапазоне может происходить ускорение скорости деградации нуклеотидов. Для гребешка АМФ является основным продуктом накопления катаболи-тов в начальной стадии порчи. АТФ быстро (до 85 %) распадается при температуре от -8 до -6 °С в течение 2 ч, что приводит к накоплению АМФ при температуре ниже точки замерзания мышц гребешка (-1,4 °С). При хранении выше точки замерзания скорость распада нуклеотидов мышц-аддукторов увеличивается. Около и ниже точки замерзания (0 и -3 °C) скорость деградации АТФ и родственных соединений быстрее, чем при 5 или 10 °C, что соотносится с ухудшением качества [26]. Поэтому деградация нуклеотидов не может быть использована в качестве универсального индикатора качества всех морепродуктов. Важно, чтобы оценка качества рыбы и рыбной продукции была комплексной и сочеталась с сенсорными тестами, измерением прочности геля, активности АТФазы и обеспечивала объективную оценку пищевой ценности продукта.

Ожидание того, что ферментативное расщепление АТФ и ее производных будет протекать более быстрыми темпами при высоких температурах посмертного хранения сырья оправдано для большинства видов рыб, обитающих в умеренных водах, таких как лосось, сельдь, треска и др. Но для рыб из тропических и субтропических вод были найдены примеры, при которых хранение во льду усиливало распад нуклеотидных соединений [27]. На рис. 2 представлено накопление нуклеотидов при хранении во льду разных видов рыб.

Рис. 2. Зависимость степени деградации нуклеотидов в тканях форели, макрели и камбалы от срока хранения. По оси абсцисс - дни хранения во льду.

По оси ординат - накопление нуклеотидов в % от общего количества (http://www.novocib.com/ATP_breakdown_salmon.html)

Fig. 2. Dependence of the degree of degradation of nucleotides in trout, mackerel and flounder tissues on the shelf life. The abscissa axis shows the days of storage in ice. Along the ordinate axis is the accumulation of nucleotides in % of the total amount (http://www.novocib.com/ATP_breakdown_salmon.html )

Например, для японской камбалы деградация ATP, а также наступление посмертного окоченения наблюдалось намного быстрее при 0 °С, чем при 20 °C. В этом случае накопление Ино и Гкс было более быстрым при 20 °C по сравнению с 0,5, 10 и 15 °C. Таким образом, наступление посмертного окоченения было ускорено путем охлаждения до 0 °C, но рыба, хранящаяся при этой температуре, оставалась в состоянии окоченения гораздо дольше, чем образцы, хранившиеся при более высоких температурах. Хотя наступление посмертного окоченения замедлялось при 20 °C, распад ИМФ до Ино и Гкс протекал намного быстрее, чем при более высоких температурах. Одним из объяснений такого увеличения активности АТФазы считают высвобождение Са2+ из митохондрий при низких температурах, когда отсутствует способность поглощения ионов Са2+саркоплазматическим ретикулумом.

Важность этих исследований связана с ростом потребительского спроса на очень свежую (в стадии предокоченения) рыбу. В диапазоне температур от -0,8 до -5 ° C в тканях остается значительное количество незамерзшей воды, что сказывается на скорости деградации нуклеотидов в мышечной ткани рыб. Однако сравнение скоростей распада ИМФ и Ино в охлажденных образцах атлантической трески, пикши, сайды, палтуса, камбалы показало очень медленный темп дефосфорилирования ИМФ и низкую активность 5'-нуклеотидазы для пикши и камбалы по сравнению с другими видами. Следовательно, возможность обобщения данных о скорости деградации нуклеотидов как показателя качества проблематична без предварительного поиска видоспецифических моделей. У большинства видов, за редкими исключениями, деградация ИМФ или Ино является лимитирующей стадией в процессе хранения при охлаждении. Таким исключением явился кальмар Illex argentinus, у которого деградация АМФ, несомненно, является лимитирующей стадией. Потребовалось 12 дней для полного исчезновения АМФ из мышц мантии кальмара. Темпы деградации нуклеотидов изменяются в зависимости от степени полового созревания. У морских гребешков процесс посмертного дефосфорилирования протекал гораздо медленнее, чем у большинства рыб. Потребовалось 2-9 дней для полного исчезновения АТФ, а у рыб процесс распада АТФ обычно происходит в течение первых 24 ч после смерти. У североатлантических гребешков АМФ был главным нуклеотидным катаболитом, он накапливался до максимального уровня лишь на третий день посмертных изменений при 0 °С. До сих пор не существует детального анализа нуклеотидного катаболизма в мышцах гребешков. Различия путей деградации нуклеотидов существуют не только среди родственных видов моллюсков, таких как японская устрица, мерценария, анадара и морское ушко, но и внутри различных тканей - мантии, жабр, мышц-аддукторов. Скорость деградации АТФ омара с образованием АДФ, АМФ, ИМФ, Ино и Гк имеет высокую степень индивидуальной изменчивости у отдельных особей. Эта изменчивость может объясняться различиями в период стресса при вылове и в физиологических условиях обитания живого омара. Для креветок деградация АТФ протекала быстрее при -1 °C, чем при 0,5 °C, срок годности был большим в первом случае, а скорость деградации всех остальных нуклеотидных катаболитов была меньшей при -1 °С [2, 5, 28].

В посмертной деградации АТФ и ее производных кроме АТФазы участвует еще целый ряд ферментов. В процессе образования аммиака как соединения - показателя порчи - особое значение придается АМФ-деаминазе [17]. В саркоплазме мышц при предокоченении этот фермент встречается в виде водорастворимого белка, но в определенных условиях он связывается с миозином при постокоченении. В живой рыбе этот фермент является чрезвычайно важным для регуляции продуцирования энергии посредством распада АТФ. В быстро сокращающейся мышце во время интенсивного плавания происходит распад АТР под действием АТФазы, в результате накапливается АДФ. Затем вступает в действие миокиназа для удаления АДФ, которая является потенциальным ингибитором АТФазы. В результате действия миокиназы при мышечной активности происходит образование АМФ: 2 АОР ^ АТР + АМР. В покоящейся мышце почти не наблюдается реакционного действия АМФ-дезаминазы в свя-

зи с практическим отсутствием АМФ. Непрерывное удаление АМФ тормозит прямую направленность миокиназной реакции. Конечными продуктами реакции AMФ-дезаминазы являются ИМФ и аммиак (NH3). ИМФ может быть преобразована в Ино, а затем Гк, в то время как аммиак транспортируется в жабры через кровь. Экскреция потенциально токсичного NH3 осуществляется в основном через жабры, а небольшое его количество выводится с мочой. Морские хрящевые рыбы, такие как акулы, производят большое количество мочевины, необходимой для осмотической регуляции, а аммиак входит в цикл мочевины.

Известно три вида ферментов, ответственных за преобразование ИМФ: нуклеотидазы, щелочные фосфатазы и кислые фосфатазы. Из этих трех 5'-нуклеотидаза наиболее важна в посмертных преобразованиях охлажденной рыбы [29, 30]. Особенностью 5'-нуклеотидазной реакции (ИМФ ^ Ино + неорганический фосфат-Pi) является то, что ее скорость сильно варьируется у разных видов рыб. Например, у пикши и палтуса низкий уровень 5'-нуклеотидазы, в то время как у атлантической трески, минтая, камбал американской и зимней потеря большей части ИМФ происходит в течение 4 дней посмертного хранения при 0 °C. Скорость дефосфорилирования ИМФ сильно зависит от температуры. Деградация Ино до Гк является важным шагом в общем процессе распада АТФ и ее катаболитов, так как образование Гк часто указывает на последнюю стадию пригодности съедобной рыбы. Эта реакция катализируется двумя ферментами, нуклеозидфосфорилазой (НФ) и нуклеозидгидролазой (ИН) [22].

Для очень свежей атлантической трески деградация Ино до Гкс в результате автолиза под действием ИН незначительна. При хранении свежего филе трески в условиях, обеспечивающих потерю качества, обнаружено не только усиление активности обоих ферментов при хранении, но и заметное увеличение активности НФ, которое проявлялось раньше на 2 дня. Из трески с признаками порчи была выделена смешанная бактериальная культура, и было установлено существенное увеличение активности ИН и НФ. На этом примере было установлено, что большинство процессов деградации Ино до Гк связано с наличием как собственных, так и бактериальных ИН и НФ; бактериальная порча значительно увеличивает преобразование Гк из Ино; активность НФ наиболее важна на ранних стадиях порчи, тогда как на более поздних стадиях большее значение имеет действие ИН; бактерии, вызывающие порчу, продуцируют ИН, но его количество гораздо менее интенсивно, чем то, которое обеспечено тканевой НФ [31].

Некоторые виды камбалы, кальмара и осьминога имеют относительно высокую активность тканевой НФ и, следовательно, образование Гк может быть объективным показателем качества. Для сардины при хранении во льду низкое количество Гк соответствовало хорошим показателям качества. У трубача нуклеотидный катаболизм происходит с высокой скоростью даже в стерильных условиях на холоду. Накопление Гк у тунца было линейным - от 0,52 до 2,93 мкмоль/г в течение 29 дней при хранении во льду. Накопление Гк при хранении было изучено для более чем 150 видов рыб, оно хорошо коррелирует с другими показателями порчи у 120 видов. У отдельных видов содержание ГК не соответствовало уровню порчи при комплексной оценке свежести с использованием других показателей: триметиламина, перекиси водорода, свободных жирных кислот и органолептики. У этих видов Гк сразу же расщепляется до мочевой кислоты, что связано с высокой активностью эндогенной ксанти-ноксидазы (КсО). Низкий уровень активности КсО также может привести к накоплению большого количества Гк в мышцах, но по сенсорному анализу рыба может быть признана свежей. Несмотря на все эти ограничения, концентрация Гк является одним из лучших показателей для оценки качества рыбы [32].

Инозиннуклеозидаза (ИН) катализирует реакцию, одинаковую для бактерий, грибков, простейших, растений и рыб: Ино + H2O ^ Hx + D-рибоза. Ее значение в автолитической деградации Ино у рыб зависит от видовой принадлежности. Высокая активность этого фермента была обнаружена в мышцах тихоокеанского зубастого терпуга, но лишь следовые количества - в атлантической треске.

КсО присутствует в различных видах ВБР и катализирует последний этап в процессе распада нуклеотидов: Гк + H2O + O2 ^ Кс + H2O2 ; Кс + H2O + O2 ^ мочевая кислота + H2O2 [33]. Гк является не только объективным показателем порчи охлажденной рыбы, но и определяет типичный вкус испорченной рыбы. Свежая рыба содержит вещества, которые маскируют горький привкус Гк, в то время как бактериальная порча либо разрушает такие маскирующие агенты, либо приводит к образованию соединений, усиливающих вкус Гк. С практической точки зрения активность бактериальной КсО менее важна, чем активность других ферментов катаболического распада нуклеотидов, так как присутствие Гк начинает появляться уже после того, как качество рыбы признается неудовлетворительным. Помимо метаболизма пуринов действие КсО имеет некоторые токсикологические последствия из-за способности генерировать супероксид-анионы - активные проокиданты [34]. Образование чрезвычайно реакционноспособных гидроксильных радикалов приводит к окислению липидов и разрушению мембран. Кислород для осуществления этой реакции может быть получен в результате филетирования, нарезки или измельчения тканей рыб. При хранении мышечной ткани рыб уровень восстановленного железа возрастает благодаря постепенному высвобождению из таких белков, как миоглобин и ферритин. Таким образом, присутствие КсО и повторное поступление кислорода к посмертной мышечной ткани может активировать образование Н2О2 и •OH, из-за которых окисляются липиды и возникает вкус окисления. Эти реакции эффективно регулируются путем удаления кислорода, замораживания или употреблением рыбы до того, как образуется значительное количество Гк.

Деградация АТФ и ее катаболитов может быть описана формулой, определяющей K-индекс или индекс свежести [2, 4, 5]. Его используют для оценки свежести рыбы, основанный на изменениях количества нуклеотидов и определяют по формуле

K,% = ([Ино] + [Гкс] / [АТФ] + [АДФ] + [АМФ] + [ИМФ] + [Ино] + [Гкс]) х100.

Этот показатель оценивает относительную степень разложения и измеряется путем конвертации в конечные продукты процесса порчи Ино и Гк, величины которых выражают в молярных концентрациях. Их выделяют путем ионообменной хроматографии, концентрации измеряют спектрофотометрически. Чем выше значение K-индекса, тем хуже качество рыбы. Для многих пелагических видов этот показатель хорошо коррелирует со степенью порчи. Однако модели деградации могут сильно варьироваться для разных видов. Кроме того, значения K-индекса могут быть разными даже в пределах одного вида рыб в зависимости от различий в условиях переработки после вылова и температуры хранения. Тем не менее значение К-индекса позволяет получить ценную информацию о качестве рыбы, при условии того, что данные для одного вида не сравниваются с данными для другого. Одним из преимуществ использования нуклеотидных катаболитов и их молярных соотношений для оценки качества является то, что измеряют как бактериальные продукты, так и продукты собственного тканевого автолиза путем интегрального комплексного показателя в заданный промежуток времени. Анализ целого ряда рыб подтвердил хорошую корреляцию между свежестью рыбы и K-индексом. Его значение для высшего сорта продукции не должно превышать 20 % [35, 36].

На основе анализа продуктов нуклеотидного распада виды рыб можно разделить на три группы: Ино-образующие, Гк-образующие и промежуточные. Свежесть Ино-образующих видов не может быть измерена путем оценки одного только Гк. Использование K-индекса позволяет объективно оценить свежесть Ино- и Гк-видов. У моллюсков и ракообразных пути распада АТФ отличаются. Активность AMP-дезаминазы в этом случае значительно меньше или отсутствует совсем, поэтому основной путь распада АТФ - образование аденозина. Тем не менее это не влияет на результаты измерений К-индекса у морских беспозвоночных.

В настоящее время для электронного измерения K-индекса при контроле качества рыбы применяют мультиферментные сенсоры. Подобное оборудование состоит из многоэлектродного ферментного датчика, блока управления, A/D конвертера, микрокомпьютера, монитора и принтера. Значения K-индекса рассчитывают путем измерения тока на выходе датчика, который преобразуется в цифровые сигналы. К-индекс для некоторых видов свежих рыб: скумбрии - 8,1; полосатого тунца - 6,6; японской ставриды - 4,1; сардины - 36,1, голубого тунца - 31,1. На основании этих исследований свежесть рыбы выражают по следующей шкале: очень свежая - 10; свежая - 40; не свежая - > 40 [4, 37, 38]. Моделирование процессов деградации АТФ в тканях ВБР может быть использовано для оценки их сенсорных характеристик. Однако некоторые показатели могут привести к ложным выводам. Необходимо учитывать видовые особенности, воздействие факторов среды обитания, а также способы переработки и взаимосвязь между этими переменными.

Еще одним важным процессом, влияющим на качество продукции из ВБР, является гликолиз, в результате которого образуется целый ряд продуктов. Концентрация лактата (молочной кислоты), образующегося в мышцах при распаде глюкозы посредством гликолиза, зависит от запасов гликогена в мышцах до момента смерти. У трески концентрация молочной кислоты практически удваивается от начального уровня в течение 24 ч после вылова, а затем ее уровень стабилен в течение 72 ч. Накопление лактата связано с начальным уровнем гликогена и вызывает снижение рН. Интенсивная двигательная активность рыб при вылове вызывает снижение запасов гликогена и более быстрое наступление посмертного окоченения. У некоторых видов ткань становится тверже и усиливается тенденция к отделению воды. В живых рыбах дыхательный катаболизм глюкозы в аэробных условиях приводит к синтезу АТФ и пировиноградной кислоты. Вскоре после смерти в отсутствие кислорода в тканях рыб анаэробный катаболизм глюкозы осуществляется посредством гликолитического пути, при котором образующийся из глюкозы пируват преобразуется в лактат [38]. Ключевыми ферментами гликолитического пути являются лактатдегидрогеназы (ЛДГ), широко распространенные во всех животных тканях. При гликолизе она катализирует восстановление пи-рувата до лактата в присутствии NADH в соответствии с реакцией CH3-C=O-COOH + НАДН + + Н+ ^ СН3-СНОН-СООН + НАД+. Высокая активность ЛДГ наблюдается у многих видов рыб, накопление лактата у них происходит быстрее, а его количество является мерой ферментативной активности. Этот показатель может быть использован для оценки свежести рыбы. Когда активность фермента падает ниже критического уровня, данный вид сырья можно считать непригодным для употребления в пищу, что подтверждается сенсорной оценкой (таблица).

Критические уровни активности ЛДГ для рыб и креветок [39] Critical LDH activity levels for fish and shrimp [39]

Вид Активность ЛДГ, мкмоль/минмг белка

Циррина белая 545,0

Кефаль 384,7

Цейлонский этроплюс 312,1

Тилапия 513,0

Ханос 933,3

Креветка P. indicus 21,5

Активность ЛДГ у креветок более низкая, чем у рыб, она полностью исчезает через 15 дней хранения во льду. Инактивация ЛДГ при морозильном хранении связана с денатурацией белка, вызванной накоплением свободных жирных кислот, образующихся при гидролизе липидов. Жирные кислоты вызывают агрегацию миофибриллярных белков и связанных с ними ферментов. Рыбные ЛДГ также чувствительны к изменениям рН и температуры [39].

Быстрое замораживание и оттаивание животных тканей приводит к разрушению митохондрий и выходу ферментов в саркоплазму. По спектру активности ферментов можно различить охлажденную, замороженную и оттаянную рыбу. Некоторые из этих ферментов играют важную роль в метаболизме мышечной ткани: а-глюкозидаза, P-N-глюкозаминидаза, кислая фосфатаза, малатдегидрогеназа. Изменения активности последней может служить точным показателем для определения замораживания рыбы, что показано на примере трески и пикши. Процесс замораживания-оттаивания приводит к 2,5-кратному увеличению активности цитохромоксидазы в мышцах форели. Свежее и оттаянное замороженное филе может быть дифференцировано по количеству Р-гидроксиацил CoA-дегидрогеназы. Для мышечной ткани рыб активность митохондриальных акотиназ, фумарат- и глутаматдегидрогеназ может быть использована для идентификации парной и оттаянной рыбы. Замораживание и оттаивание тропических культивированных рыб и моллюсков вызывает увеличение активности липоамид-редуктазы и 5'-АМФ деаминазы, что также можно использовать в качестве показателей свежести рыбы. Несмотря на все эти наблюдения, измерения активности лизосомальных ферментов редко может быть использовано в качестве стандартного теста для измерения качества рыбы, поскольку эти методы очень громоздки и результаты трудно воспроизводимы. Тем не менее они дают превосходные инструменты для интерпретации повреждения клеток и их влияния на сохранение пищевой ценности рыб [2].

Еще один важный фермент, связанный с сохранением качества рыбы, - креатинкиназа. Этот фермент действует на креатинфосфат (КРФ) с образованием АТФ и креатина (КР): КРФ + АДФ ^ КР + АТФ. Запасы КР в рыбах ограничены и быстро исчерпываются, концентрация АТФ падает практически до нуля. Уровень концентрации свободного КР часто используют как показатель скорости порчи свежей рыбы, особенно при хранении во льду. Содержание КР у пяти видов холодноводных рыб (пикши, трески, камбалы, красной рыбы и путассу) значительно сокращалось при хранении. У пикшы изменения концентрации КР были самыми значительными: от 500 мг% в свежей рыбе до 400 мг% через 15 дней и 300 мг% -через 18 дней. Изменения концентрации КР хорошо коррелирует с другими известными показателями свежести: триметиламином (TMA), триметиламиноксидом (ТМАО), суммой летучих оснований (СЛО) и сенсорной оценкой [39, 40].

При дальнейшей переработке ВБР важно учитывать воздействие ферментов, непосредственно влияющих на структуру мышечных белков. Главные из них - протеазы и трансглу-таминазы - осуществляют противоположно направленные реакции.

Большая часть протеолитических ферментов изучена досконально благодаря их вездесущности и относительно простой структуре. Адаптация ВБР к условиям обитания, а также меж- и внутривидовые генетические вариации привели к появлению пищеварительных протеаз с уникальными свойствами, отличными от свойств аналогичных ферментов из наземных животных. Они отличаются более высокой каталитической эффективностью при низких температурах, в широком диапазоне рН, термолабильностью, субстратной специфичностью [7]. Изменения белков под действием протеаз определяют различные аспекты качества рыбных продуктов: текстуру, цвет и запах, а также функциональные свойства. Гидролиз белков влияет на реологические свойства продукции из ВБР. Ослабление мышечной ткани рыб в начале посмертных изменений в результате ферментативного расщепления белков цитоскелета и соединительной ткани отвечает за целостность мышечной ткани. Коллагеновые структуры удерживают вместе основные компоненты мышечной ткани рыб при формировании

волокнистой сети, окружающией каждый элемент мышечного волокна. Ферментативный гидролиз приводит к распаду целостности мышц, уменьшает пригодность рыбы для пищевого использования. Коллагеновые структуры могут быть ослаблены в процессе совместного действия различных протеаз. Первоначально нативные молекулы могут быть атакованы кол-лагеназами, после чего коллаген распадается на отдельные фрагменты, на которые действуют другие протеазы. Деградация белков на границе раздела соединительной ткани и мышечных клеток предшествует любым значительным структурным изменениям мышечного волокна. Участие протеаз в автолитических процессах в охлажденной рыбе зависит от распределения ферментов в мышцах, сезонных изменений концентрации ферментов, синергетического эффекта различных ферментов, наличия активаторов и ингибиторов и чувствительности белков, ответственных за целостность мышц, деградации [41-43].

Протеазы различаются по своей локализации в тканях, соответствующей их роли в метаболизме каждого органа. Исходя из рН-оптимума их действия, протеазы разделяют на кислые, нейтральные или щелочные.

Пищеварительные, внеклеточные ферменты выделяются в пространство пищеварительной системы и работают в нем. В процессах переработки рыбы их основное значение определяется влиянием на созревание соленой и вяленой рыбы. Такие продукты получают при реализации процесса созревания сырья. Сенсорные характеристики переработанной рыбы являются результатом посола и изменений белков, липидов и углеводов в процессе ферментативных реакций. Созревание продуктов как процесс образования характерных текстуры и вкуса зависит от деятельности эндогенных пищеварительных ферментов [5, 7].

Через некоторое время после смерти и развития посмертного окоченения (затвердевания) начинается противоположный процесс - тендеризация (размягчение). Механизмы, участвующие в процессе тендеризации, могут быть разделены на ферментативные и физикохимические. Большинство посмертных изменений, возникающих в процессе размягчения мяса, считаются результатами протеолиза под действием ферментов, находящихся внутри мышечной клетки или цитозоля. После распада тканей большинство ферментов переходят в саркоплазму. Две основные группы мышечных протеаз играют важную роль в изменении текстуры мышц рыбы при ее посмертных изменениях: кальпаины и лизосомальные катепси-ны D, B, H и L. Основные факты участия кальпаина в посмертных изменениях мышц: ультраструктурная деградация посмертных миофибрилл; чрезвычайная восприимчивость к гидролизу кальпаином Z-дисков, разделяющих саркомеры миофибрилл; прямая связь между уровенем кальпаина в мышцах и скоростью протекания посмертной тендеризации [44].

На регуляцию активности кальпаина оказывают влияние присутствие Ca2+ и специфического эндогенного ингибитора кальпаина - кальпастатина. В целом эндогенные ингибиторы белка могут стать мощным инструментом регулирования мышечных протеиназ, поэтому многие исследования посвящены рассмотрению вопросов существования в скелетных мышцах специфических ингибиторов цистеиновых, сериновых и других протеиназ. Определены критерии, определяющие участие ферментов в посмертном размягчении мышц: протеазы должны быть эндогенными (присутствовать в клетках скелетных мышц); результаты посмертных изменений миофибрилл должны быть воспроизводимы in vitro; тканевые миофиб-риллы должны быть доступны для протеаз. Если протеаза не имеет таких характеристик, она не может рассматриваться в качестве участника процесса посмертной тендеризации. Из всех потенциальных кандидатов только кальпаины являются протеазами, отвечающими всем вышеперечисленным требованиям [45].

В отличие от кальпаинов, специфически воздействующих на белки Z-линии (десмин, фи-ламин, небулин, коннектин), катепсины преимущественно атакуют миозин и актин. Они могут расщеплять сократительные белки по различным связям. Кальпаины имеют рН-оптимум в нейтральной зоне, для катепсинов (особенно B и L) рН-оптимум - 5,5-6,5, что соответству-

ет среде посмертных скелетных мышц. Снижение рН при посмертном гликолизе ослабляет мембраны лизосом и приводит к высвобождению катепсинов. Созревшие мышцы растянуты, а разрывы образуются главным образом вблизи от Z-линии или на пересечении А- и I-полос. Усиление хрупкости в этих областях миофибрилл в процессе хранения может быть следствием действия лизосомальных протеиназ. Практически все изменения структуры миофибрилл при созревании мяса могут быть объяснены действием протеаз. Эти данные также позволяют обосновать синергетический вклад кальпаинов и катепсинов в посмертное размягчение мяса и объясняют различия в наблюдаемых посмертных структурных и биохимические изменениях. Ни одна протеолитическая система сама по себе не способна вызывать все описанные выше посмертные изменения. Это объясняет противоречивость результатов, представленных в литературе. Требуется более детальное исследование, чтобы выяснить, какие параметры - рН, температура, индуцированный выброс ферментов из цитозоля, лизосом или протеасом - имеют наибольшее влияние на размягчение мяса [46,47].

Таким образом, протеазы обеспечивают распад белков, изменяя качество пищевых систем в сторону размягчения структуры и образования растворимых компонентов.

Абсолютно противоположными свойствами обладают ферменты, синтезирующие ковалентные связи между белковыми молекулами - трансглутаминазы (ТГазы). Их уникальная способность менять функциональные свойства белков путем образования ковалентных сшивок имеет огромный научный и практический интерес. Изучение процессов, происходящих при получении фарша сурими, привело к открытию того, что именно эндогенные ТГазы ответственны за спонтанное гелеобразование пасты сурими при низких температурах (5-40 °C), приводящего к усилению усадки геля при кулинарной обработке. Это открытие послужило поводом дальнейшего изучения содержания и характеристик эндогенных ТГаз из ВБР и развития технологий с их применением для улучшения качества пищевых продуктов [48].

ТГазы являются трансферазами, катализирующими реакцию переноса ацильной группы от у-карбоксиамидных остатков глутамина у белков, пептидов, а также первичных аминов. В результате происходит посттрансляционная модификация белков посредством образования изопептидных связей внутри или между полипептидными цепями. Если в качестве ацильного акцептора выступает s-аминогруппа лизина, наблюдается полимеризация и меж- или внутримолекулярные сшивки белков путем формирования в-(у-глутамил)лизиновой поперечной связи. Это происходит путем обмена s-аминогруппы остатка лизина с образованием аммиака на карбоксиамидную группу остатка глютамина в молекулах белка. В отсутствие первичных аминов в качестве ацильного акцептора может выступать вода, приводя к дезаминированию у-карбоксиамидной группы глютамина и образованию глутаминовой кислоты [49]. Кроме ковалентного сшивания белков ТГазы катализируют модификацию белков посредством реакций включения аминов и деамидирования.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

a.

I til

Gln-CO-NH 2 + H2N-Lys-- Gln-CO-NH-Lys + NH3

[ 111

b.

I I

Gln-CO-NH,, + RNH2 ---*-Gln-CO-NHR+ NH3

i I

c

I I

Gln-CO-NH 2 + HOH ----— Gln-COOH+NH3

I ! .

Рис. 3. Реакции, катализируемые ТГазами: а - реакция переноса ацильной группы; b - реакция поперечного связывания лизина и глицина в белках; c - реакция дезаминирования Fig. 3. Reactions catalyzed by Ligases: a - acyl group transfer reaction; b - lysine and glycine cross-linking reaction in proteins; c - deamination reaction

Формирование ковалентных сшивок между белками лежит в основе способности ТГаз изменять физические свойства белковых продуктов. В настоящее время выделены изоформы ТГаз из животных, растений и микроорганизмов. Два первых источника содержат Са2+-зависимые ТГазы в отличие от последнего, содержащего Са2+-независимые ферменты. Последние используются в качестве технологических инструментов для получения при низкой температуре реструктурированных изделий из мяса, морепродуктов, молока [50].

Механизмы участия ряда внеклеточных трансглутаминаз в физиологически важных функциях организма точно установлены. Например, фактор XIII - ТГаза плазмы крови (фиб-рин-стабилизирующий фактор) - катализирует реакцию лигирования (свертывания крови). В лизате гемоцитов японского мечехвоста при добавлении эндотоксинов инвазивных бактерий происходит активация проферментов, чувствительных к этим эндотоксинам. Этим запускается каскад реакций, которые приводят к активации свертывающей ТГазы. Активированная ТГаза впоследствии преобразует растворимый гелеобразующий фактор в нерастворимый гель, выполняющий функцию барьера против вторжения бактерий. В листьях растений активация ТГазы происходит при повышении уровней доступной энергии и включения полиаминов в хлоропласты под действием света. Поэтому фермент считается участвующим в процессах фотосинтеза. Физиологическая роль ТГаз во многих других организмах до конца не изучена. Активность тканевых трансглутаминаз (тТГаз) зависит от концентрации ионов Ca2+. Для максимальной активности его концентрация должна составлять 2-5 мМ. Активируемая ионами Ca2+ тТГаза участвует в реализации таких биологических функций, как рост, адгезия, морфология и дифференциация клеток, апоптоз [50-53].

Спонтанное гелеобразование в мышечной ткани рыб, измельченной до пастообразного состояния в присутствии 2-4% NaCl, инкубированной при температуре 5-40° C, хорошо известное явление при изготовлении продуктов сурими. Это явление, называемое осаживание, низкотемпературное гелеобразование или сувари, включает в себя формирование сети молекул миозина за счет сшивания их эндогенными ТГазами. Гели, образованные таким образом, характеризуются гораздо большей прочностью после кулинарного приготовления, чем гели, полученные при температурах >80 °C. Поэтому осаживание обычно используют для усиления прочности сурими. Например, в комбинированных крабовых продуктах, содержащих и волокна, и паутинообразную матрицу (оба из сурими), волокна должны быть сконструированы таким образом, чтобы они были плотнее, чем матрица за счет осаживания перед приготовлением. При производстве имитированных акульих плавников используют ТГазу, катализирующую сшивку желатина, коллагена или их смеси. ТГ азы также используют в производстве имоно (himono), высушенного рыбного продукта, распространенного в Японии, получаемого путем обработки рыбного филе в концентрированных растворах солей с последующей сушкой. Изменения в физических характеристиках продукта во время сушки являются результатом сшивки молекул миозина тяжелых цепей. Считают также, что специфическая жевательная текстура икры, формирующаяся при хранении в солевых растворах, является результатом деятельности ТГазы. После промывки икры различных видов рыб в изотонических солевых растворах и выдержке ее в 7 % растворе хлорида натрия в течение 3 дней происходит увеличение содержания 8-(у-глутамил)лизина и прочности [52].

Ограничение способности к сшивке белков радужной форели и терпуга связывают с низким числом реакционно-способных остатков глутамина, в то время как для карпа процесс протекает интенсивно. При смешивании миозинов форели и карпа обнаружено минимально возможное количество межвидовых сшивок белков. Скорость образования сшивок возросла с увеличением пропорции белков форели по отношению к белкам карпа, что предполагает формирование внутривидовых белковых сшивок. В то же время скорость образования сшивок смесей миозинов форели и терпуга не зависела от подобной пропорции, что соответствует возможному формированию сшивок белков из различных видов рыб. Высокий уровень

эндогенной активности ТГаз мышечной ткани отдельных видов рыб обеспечивает хорошую возможность получения сурими. Активность эндогенных ферментов значительно уменьшается в объектах с ухудшенными органолептическими качествами. В таких случаях гелеобразование может быть улучшено при добавлении экзогенной ТГазы [53].

Гели сурими состоят из трехмерных белковых сетей, формирующихся в основном из актомиозина. Для выяснения механизма термоиндуцированного гелеобразования были изучены белок-белковые взаимодействия, происходящие в гелях сурими с участием актомиозина, миозина и субфрагментов миозина. Это позволило изучить вклад отдельных белковых компонентов миофибрилл в гелеобразование сурими без участия эндогенных ферментов. Оказалось, что миозин является наиболее важным компонентом в формировании геля. Прочность и эластичность миозинового геля были выше, чем геля нативного актомиозина. Гелеобразование миозина, утратившего при нагреве свою нативную а-спиральную структуру, происходит за счет межмолекулярных взаимодействий, что приводит к формированию жесткой структурированной белковой сети, которая стабилизируется ковалентными дисульфидными связями и различными нековалентными взаимодействиями. Характеристики сурими, такие как твердость, когезионная способность и водоудерживающая способность могут быть увеличены путем инкубации пасты сурими при температуре ниже 40 °С (сувари). Сувари может быть достигнуто в короткий период времени (2-4 ч) при примерно 40 °С (высокотемпературное осаживание) или при более длительной инкубации (12-24 ч) при температуре ниже 40 °С (низкотемпературное осаживание) [52, 53].

Влияние низкой температуры связано с активностью ТГ азы, в то время как влияние высокой температуры связано с изменением реологических свойств актомиозина при 36-38 °C. а-спиральная структура миозина, характерная для хвостовой его части, разворачивается при 30-40 °С, что соответствует низкотемпературному осаживанию. Для гелей из миозинов атлантического горбыля и песчаной форели показано увеличение прочности и эластичности гелей сурими после инкубации при 40 °C. Еще для 14 видов рыб показано, что прочность геля коррелирует со снижением количества а-спиральных участков. Подполагают, что инициация осаживания сурими обеспечивается развертыванием а-спирали. Гелеобразующие свойства миозина находятся в зависимости от длины двухцепочечной а-спирали хвоста миозина. Протеолиз миозина способствует снижению прочности сурими. Нативная конформация миозина имеет первостепенное значение для правильного гелеобразования. Максимальная прочность геля не может быть получена при использовании денатурированного до начала гелеобразования миозина. Миофибриллярные белки рыб более восприимчивы к тепловой денатурации, чем белки наземных животных. Так как гидрофобные аминокислотные остатки, обнажающиеся в процессе замораживания и хранения, принадлежат в основном миозину и в меньшей степени - актину, повторные замораживания и оттаивания сурими из денатурированного миозина приводят к существенному снижению прочности [54, 55].

Модель образования и распада геля сурими включает следующие процессы: протеолиз с участием кальпаинов, катепсинов и других протеиназ во время хранения; гелеобразование с участием ТГазы; протеолиз с участием щелочной протеазы, катепсинов B, L во время осаживания при 50-70 °C; распад (модори) с участием щелочной протеазы, катепсинов B, L, каль-паинов и других протеаз, если структура образовавшейся сети не фиксируется путем нагревания при 85-100 °С (рис. 4).

Для мышечной ткани рыб различных видов показаны подобные результаты: реакции структуробразования гелей ниже 40 °С (сувари) и реакции распада структуры при 50-70 °С (модори). Низкотемпературное осаживание связано с действием ТГазы, в то же время явление модори инициируется эндогенными термостабильными протеиназами, которые могут быстро расщепить миозин. Мышечная ткань рыб после посмертных изменений восприимчива к протеолизу эндогенными протеиназами, в результате чего текстура часто характеризует-

ся как мягкая или кашицеобразная. Протеолитический распад гелей сурими характеризуется высокой скоростью при температуре выше 50 °C и приводит к быстрой и глубокой деградации миофибриллярных белков. Этот распад оказывает негативное воздействие на качество сурими, существенно снижая прочность и эластичность геля. Среди многочисленных протеаз, присутствующих в мышцах, катепсины благодаря своей термостабильности и способности расщеплять внутренние пептидные связи представляют набольшую угрозу для текстуры. Высокий уровень активности катепсинов был обнаружен в тихоокеанском путассу, стрелозубом палтусе, нерестовой кете и скумбрии. Размягчение гелей стрелозубого палтуса связано с протеазами, имеющими максимальную активность при 50-60 °C. При инкубировании мышечной ткани путассу при 60 °С в течение 30 мин (перед приготовлением при 90 °С) наблюдали деградацию тяжелой цепи миозина и образование геля с требуемой прочностью [56].

Рис. 4. Модель образования и распада геля сурими с участием ферментов:

1 - кальпаинов, катепсинов во время хранения; 2 - ТГазы; 3 - щелочной протеазы, катепсинов B, L во время осаждения при 50-70 °C; 4 - щелочной протеазы, катепсинов B, L, кальпаинов, если структура образовавшейся сети не фиксируется

путем нагревания при 85-100 °С [2]

Fig. 4. Model of formation and decomposition of surimi gel with the participation of enzymes:

1 - calpains, cathepsins during storage; 2 - TGases; 3 - alkaline protease, cathepsins B, L during precipitation at 50-70 °C; 4 - alkaline protease, cathepsins B, L, calpains, if the structure of the formed network is not fixed by heating at 85-100 °C [2]

Катепсины и кальпаины очень трудно удалить в процессе приготовления сурими. Существуют различия в видовой стабильности протеаз при получении сурими. Ферменты остаются активными у скумбрии и полностью инактивируются у тихоокеанской мерлузы. Скорость гидролиза миофибриллярных белков катепсином L в размягченных мышцах кеты и путассу была выше, чем катепсином B. Катепсины B, L, и L-типа являются лизосомальными протеазами, поэтому рН, температура и ионная сила в окружении лизосом может повлиять на высвобождение этих ферментов в саркоплазматическую жидкость [51].

Следовательно, условия при посмертных изменениях в рыбах и при выработке сурими сильно влияет на инактивацию протеаз. Полезными подходами для предотвращения размягчения геля могут быть использование природного ингибитора цистатина или обработка мембран лизосом, приводящая к их разрушению для быстрого удаления катепсинов до и во время промывки и обработки. Активность катепсинов в сурими из скумбрии во время хранения замороженном состоянии при температуре -40 °С снижалась постепенно, и через 8 недель

сетевой структурный [

гель

«modori» или распаде участием щелочной протеазы, катепсинов В, L, кальпаинов и другин протеиназ (4)

хранения она составляла 82 %. Это может быть связано с тем, что катепсины В и L находятся в лизосомах, что защищает их от денатурации при морозильном хранении. Криопротекторы, такие как сахароза, сорбит и полифосфаты используют для предотвращения денатурации белка в замороженных крабовых палочках. Применение молекулярно-биологических методов с использованием природных ингибиторов может стать полезным для предотвращения размягчения гелей сурими для экономически целесообразного производства [52].

В организме рыб активность ТГаз регулируется с помощью ряда эндогенных факторов. Депротеинизированный экстракт из мышц кеты содержит большое количество дипептида ансерина, который ингибирует активность ТГазы, предотвращая сшивку актомиозина при низкой температуре гелеобразования. Вероятно, поэтому, несмотря на высокие уловы, кета не используется для производства сурими из-за плохой гелеобразующей способности. Некоторые другие виды рыб (желтоперый и голубой тунцы, полосатый и черный марлины), имеющие слабую гелеобразующую способность, также содержат большое количество ансерина. Такой способ регуляции активности фермента с помощью ансерина не является обязательным для всех видов рыб, так как белки некоторых видов рыб имеют хорошую гелеобразующую способность даже в отсутствии ТГазы. Введение определенных ингредиентов в измельченную мышечную ткань также может повлиять на характеристики гелей, образованных в результате действия ТГазы. При добавлении белков пшеницы и сои к соленой пасте сурими из минтая после выдержки при 10 °C в течение 72 ч происходило снижение реакции гелеобразования. Похожие процессы наблюдали при добавлении цельного яйца, белка или желтка к сурими из минтая. Добавление L-лизина также подавляет сшивку миозина ТГазой, о чем свидетельствует снижение прочности камабоко. При добавлении измельченной говядины к сурими происходит уменьшение способности к низкотемпературному осаживанию. Эта добавка также приводит к снижению рН. Было обнаружено, что при соответствующих значениях рН, но без добавления говяжьего фарша наблюдаются те же результаты. Возможно, говяжий фарш не влияет на способность к низкотемпературному осаживанию, а причиной является разбавление исходного белкового субстрата [57, 58].

Высокая степень специфичности ТГазы свидетельствует о ее относительной реакционной специфичности по отношению к различным субстратам. При этом миозин является наиболее чувствительным среди мышечных белков к действию ТГазы, в то время как актин не реагирует с этим ферментом. Тропомиозин и тропонин-Т также могут быть возможными субстратами, но в ограниченной степени. При использовании ТГаз из мышц карпа для сшивки актомиозина из различных видов рыб наблюдали различные скорости полимеризации, что является серьезным доказательством того, что процесс сшивки является субстратзависимым. Добавление экзогенной ТГазы из печени морской свинки к сурими минтая и атлантического горбыля приводило к повышению прочности геля, при этом оптимумы рН и температуры такой реакции совпадали с известными для эндогенных ТГаз этих видов. Это означает, что оптимальные условия реакции осаживания могут быть детерминированы наличием реактивных точек на поверхности миозина (конформацией субстрата), а не источниками фермента. Также оптимальный температурный режим коррелирует с температурой среды обитания живой рыбы, это усиливает достоверность предположения, что активность ТГазы зависит от стабильности миозина. Так, тяжелые цепи миозина рыб полимеризуются с помощью ТГазы при низких температурах осаживания соленой пасты, в то время как говяжья паста не подвержена действию фермента вследствие большей стабильности говяжьего миозина [49, 54].

Природный полимер хитозан, состоящий из мономеров Р-1,4-глюкозамина, оказывает влияние на катализируемую ТГазой сшивку тяжелой цепи миозина ВБР. Прочность гелей, из соленой пасты сурими минтая возрастала при увеличении концентрации вносимого хитоза-на. Механизм, посредством которого хитозан увеличивал сшивку тяжелых цепей миозина ТГзами, не выяснен. Поскольку тканевые ТГазы являются Са2+-зависимыми ферментами,

добавление ингредиентов, способных связывать или высвобождать Ca2+, может влиять на реакцию осаживания при низких температурах [59, 60].

Рассмотренные свойства ТГаз определяют направления их использования: модификация и/или улучшение функциональных и механических свойств рыбы и морепродуктов, реструктурирование продукции из сырого мяса, производство сурими, получение рыбных фаршей, изменения текстуры рыбы, обработка акульих плавников, образование связей между коллагеном и желатином, минимизация потери воды после оттаивания.

Таким образом, ферментативные системы играют важную роль на всей эксплуатации ВБР. Изучение молекулярных механизмов действия ферментов и способов их регулирования позволяют в значительной степени влиять на показатели качества сырья, полуфабрикатов и готовой продукции на этапах выращивания, вылова, переработки и хранения. Стандартизация показателей реакционной способности ферментов позволяет с высокой степенью достоверности оценивать качество ВБР по уровню активности ферментов и накоплению продуктов их деятельности.

Список источников

1. Fraatz M.A., Ruhl M., Zorn H. Food and feed enzymes // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014. Vol. 143. Р. 229-256.

2. Seafood enzymes: utilization and influence on postharvest seafood quality. eds N. F.Haard and B. K.Simpson (New York: Marcel Dekker), 2002. 681 р.

3. Trincone A. Marine biocatalysts: enzymatic features and applications // Mar.Drugs. 2011. Vol. 9. Р. 478-499.

4. Fernandes P. Enzymes in fish and seafood processing frontiers // Bioengineering and Biotechnology. 2016. Vol. 4. Р. 1-14.

5. Пивненко Т.Н., Позднякова Ю.М., Михеев Е.В. Ферментные системы воднобиологических ресурсов и их роль в формировании качества продукции. М.: Лань, 2020. 280 с.

6. Vilhelmsson O. The state of enzyme biotechnology in the fish processing industry // Trends Food Sci. Technol. 1997. Vol. 8. Р. 266-270.

7. Пивненко Т.Н., Ковалев Н.Н. Сериновые протеиназы морских организмов: свойства, получение применение: монография. Владивосток: Дальрыбвтуз, 2015. 498 с.

8. Биотехнология рационального использования гидробионтов: учебник / под ред. О.Я. Мезеновой. СПб.: Лань, 2013. 216 с.

9. Кубасова Н.А., Цатурян А.К. Молекулярные механизмы работы актин-миозинового мотора в мышце // Успехи биологической химии. 2011. Т. 50. С. 233-282.

10. Adelstein R.S, Eisenberg E. Regulation and kinetics of actin-myosin-ATP interaction // An-nu Rev Biochem. 1980. Vol. 49. Р. 921-956.

11. Iwamoto M., Yamanaka H., Abe H., Watabe S., Hashimoto K. Rigor-mortis progress and its temperature-dependency in several marine fishes // Nippon Suisan Gakk. 1990. Vol. 56. Р. 93-99.

12. Ando M., Banno A., Hitani M., Hirai H., Nakagawa T., Makinodan Y. Influence on postmortem rigor of fish body and muscular ATP consumption by the destruction of spinal cord in several fishes // Fish Sci. 1996. Vol. 62. Р. 796-799.

13. Hashimoto A, Arai K. The effects of pH and temperature on the stability of myofibrillar Ca-ATPase from some fish species // Bull Jpn Soc Sci Fish. 1978. Vol. 44. Р. 1389-1393.

14. Антипова Л.В., Дворянинова О.П., Черкесов А.З. Биохимический механизм автолитических процессов мышечной ткани рыб // Вестник Воронежского государственного университета инженерных технологий. 2015. № 2. С. 92-97.

15. Kanoh S, Watabe S, Hashimoto K. ATPase activity of requiem shark myosin // Bull Jpn Soc Sci Fish. 1985. - Vol. 51. Р. 973-977.

16. Katoh N, Nozaki W, Komatsu I, Arai K. A new method for evaluation of the quality of frozen surimi from Alaska pollack // Bull Jpn Soc Sci Fish. 1979. Vol. 45. Р. 1027-1032.

17. Dingle J.R, Hines J.A. Extraction and properties of adenosine 5'-monophosphateamino hydrolase from prerigor and postrigor muscle cod // J Fish Res Bd Can. - 1967. Vol. 24(8). Р. 1717-30.

18. Харенко Е.Н., Жукова К.А. Посмертные изменения мышечной ткани минтая // Тр. ВНИРО. 2017. Т. 165. C. 127-133.

19. Hultin H. Postmortem biochemistry of meat and fish // J Chem Ed. 1984. Vol. 61. Р. 289-298.

20. Nakayama T, Da-Jia L, Ooi A. Tension changes of stressed and unstressed carp muscle in isometric rigor contraction and resolution // Nippon Suisan Gakk. 1992. Vol. 58. Р. 1517-1522.

21. Lowe T, Ryder J.M, Carrager J.F, Wells RMG. Flesh quality in snapper, Pagrus auratus, affected by capture stress // J Food Sci. 1993. Vol.58. Р. 770-773.

22. Surette M E. Isolation and immobilization of nucleotide catabolic enzymes for evaluation of fish freshness. M Sc thesis, Technical University of Nova Scotia, 1987.

23. Jiang S.T, Hwang B.S, Tsao C.Y. Effect of adenosine nucleotides and their derivatives on the denaturation of myofibrillar proteins in vitro during frozen storage at 20 C // J Food Sci. 1987. Vol. 52(1). Р. 117-123.

24. Tomioka K, Kuragano T, Yamamoto H, Endo K. Effect of storage temperature on the dephosphorylation of nucleotides in fish muscle // Nippon Suisan Gakk. 1987. Vol. 53(3). Р. 503-507.

25. Fraser D.I, Dingle J.R, Hines J.A, Nowlan S.C, Dyer W.J. Nucleotide degradation monitored by thin-layer chromatography and associated postmortem changes in relaxed cod muscle // J Fish Res Bd Can. 1967. Vol. 24(8). Р. 1837-1841.

26. Saito T, Arai K, Matsuyoshi M. A new method for estimating the freshness of fish // Bull Jpn Soc Sci Fish. 1959. Vol. 24(9). Р. 749-750.

27. Curran C.A., Poulter R.E., Brueton A., Jones N.R., Jones N.S.D. Effect of handling treatment on fillet yields and quality of tropical fish // J Food Technol. 1986. Vol. 21. Р. 301-310.

28. Nowlan S.S., Dyer W.J., Effect of Mincing on Glycolytic Activity in Prerigor Atlantic Cod (Gadus morhua) Muscle Stored in Ice or Frozen // Journal of the Fisheries Research Board of Canada. 2011. Vol. 31(4). Р. 473-476.

29. Tomioka K, Endo K. Properties of 5'-nucleotidase from carp skeletal muscle // Bull Jpn Soc Sci Fish. 1984. Vol. 50. - Р. 1739-44.

30. Itoh R., Kimura K. Occurrence of IMP-GMP 5'-nucleotidase in three fish species: A comparative study on Trachurus japonicus, Oncorhynchus masou masou and Triakis scyllium // Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 2002. Vol. 32. Р. 401-408.

31. Surette M., Gill T., MacLean S., Purification and characterization of purine nucleoside phosphory-lase from Proteus vulgaris // Applied Environmental Microbiology. 1990. Vol. 56. Р. 1435-39.

32. Wu L, Pu H, Sun D-W. Novel techniques for evaluating freshness quality attributes of fish: A review of recent developments // Trends Food Sci. Tech. 2019. Vol. 83. Р. 259-273.

33. Kostic D. A., Dimitrijevic D. S., Stojanovic G. S., Palic I. R., Brdevic A. S., Ickovski J. D. Xanthine oxidase: isolation, assays of activity, and inhibition // J. Chem. 2015. Vol. 2. Р. 1-8.

34. Hong H, Regenstein J.M, Luo Y. The importance of ATP-related compounds for the freshness and flavor of post-mortem fish and shellfish muscle: A review // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2017. Vol. 57. Р. 1787-1798.

35. Karube H, Matsuoka S, Suzuki E, Watanabe K, Toyama. Determination of fish freshness with an enzyme sensor // J Agric Food Chem. 1984. Vol. 32. Р. 314-319.

36. Ефременко Ю.И., Мезенова О.Я. О возможности применения мультисенсорного метода определения степени свежести рыбы // Вестник молодёжной науки КГТУ. 2011. С. 15-19.

37. Thakur M.S., Ragavan K.V. Biosensors in food processing // J. Food Sci. Technol. 2013. Vol. 50. Р. 625-641.

38. Силкина Е.Н. Содержание гликогена и лактата в скелетных мышцах рыб при кратковременном интенсивном плавании летом и осенью // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 1990. Т. 26. С. 68-72.

39. Nambudiri D.D, Gopakumar K. ATPase and lactate dehydrogenase activities in frozen stored fish muscle as indices of cold storage deterioration // J Food Sci. 1992. Vol. 57(1). Р. 72-76.

40. Nilsson K, Ekstrand B. The effect of storage on ice and various freezing treatments on enzymatic leakage in muscle tissues of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Z Lebensm Unters Forsch. 1993. Vol. 197(1). Р. 3-7.

41. Sriket C. Proteases in fish and shellfish: Role on muscle softening and prevention // International Food Research Journal. 2014. Vol. 21(1). Р. 433-445.

42. Delbarre-Ladrat C., Cheret R., Taylor R. VerrezBagnis V. Trends in postmortem aging in fish: Understanding of proteolysis and disorganization of the myofibrillar structure // Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 2006. Vol. 46(5). Р. 409-421.

43. Shigemura Y., Ando M., Harada K. Tsukamasa Y. Possible degradation of type I collagen in relation to yellowtail muscle softening during chilled storage // Fisheries Science. 2004. Vol. 70(4). Р.703-709.

44. Cheret R., Delbarre-Ladrat C., de Lamballerie-Anton M., Verrez-Bagnis V. Calpain and ca-thepsin activities in post mortem fish and meat muscles // Food Chemistry. 2006. Vol. 101(4). Р.1474-1479.

45. Goll D.E., Thompson V.F., Taylor R., Oual A. The calpain system and skeletal muscle growth // Can J Animal Sci. 1998. Vol. 12. P. 503-512.

46. Turk V., Stoka V., Vasiljeva O., Renko M., Sun T., Turk B. Cysteine cathepsins: from structure, function and regulation to new frontiers // Biochim.Biophys.Acta. 2012. Vol. 1824. Р. 68-88.

47. Kolodziejska I., Sikorski Z.E. Neutral and alkaline muscle proteases of marine fish and invertebrates - a review // J. Food Biochem. 996. Vol. 20. Р. 349-363.

48. Ohshima T., Suzuki T., Koizumi C. New developments in surimi technology. Trends Food Sci Technol 4:157-163, 1993. Reed G. Introduction. In: T Nagodawithana, G Reed, eds. Enzymes in Food Processing, 3rd ed. San Diego: Academic Press, 1993. P. 1-5.

49. Пивненко Т.Н. Применение трансглутаминазы в пищевой промышленности // Научные труды Дальрыбвтуза. 2021. Т. 55(1). С. 5-22.

50. Rachel N.M., Pelletier J.N. Biotechnological applications of transglutaminases // Biomolecules. 2013. Vol. 3. P. 870-888.

51. Zilda D.-S. Microbial transglutaminase: source, production and its role to improve surimi properties // Squalen Bull. Marine Fish. Postharvest Biotechnol. 2014. Vol. 9. P. 35-44.

52. Lanier T.C., Carvajal P., Yongsawatdigul J. Surimi gelation chemistry, In: Surimi and Surimi Seafood. : Park, J.W., Ed., Taylor and Francis, London. 2005. P. 435-489.

53. An H., Peters M.Y., Seymour T.A. Roles of endogenous enzymes in surimi gelation // Trends in Food Science and Technology. 1996. Vol. 7. P. 321-327.

54. Asagami T., Ogiwara M., Wakameda A., Noguchi S. F. Effect of microbial transglutaminase on the quality of frozen surimi made from various kinds of fish species // Fish Science. 1995. Vol. 61. P. 267-272.

55. Kaewudom P., Benjakuln S., Kijroongrojana K. Properties of surimi gel as influenced by fish gelatin and microbial transglutaminase // Food Biosci. 2013. Vol. 1. Р. 39-47.

56. Yin T., Park J.W. Optimum processing conditions for slowly heated surimi seafood using protease-laden Pacific whiting surimi // LWT Food Sci. Technol. 2015. Vol. 63. Р. 490-496.

57. Kimura I, Sugimoto M, Toyoda K, Seki N, Arai K, Fujita T. A Study on the crosslinking reaction of myosin in kamaboko «Suwari» gels // Nippon Suisan Gakk. 1991. Vol. 57. Р. 1389-1396.

58. Martin-Sanchez A.M., Navarro C., Perez-Alvarez J.A., Kuri V. Alternatives for Efficient and Sustainable Production of Surimi // Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety. 2009. Vol. 8(4). Р. 359-374.

59. Пивненко Т.Н., Карпенко Ю.В., Позднякова Ю.М., Кращенко В.В., Есипенко Р.В. Обоснование условий применения трансглутаминазы в технологии формованной продукции из обводненного рыбного сырья // Изв. вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2021. Т. 11(2). С. 205-215.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

60. Kataoka J, Ishizaki S, Tanaka M. Effects of chitosan on gelling of low quality surimi // J Muscle Foods. 1998. Vol. 9. Р. 209-220.

References

1. Fraatz M.A., Ruhl M., Zorn H. Food and feed enzymes // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014. Vol. 143. Р. 229-256.

2. Seafood enzymes: utilization and influence on postharvest seafood quality. eds N. F.Haard and B. K.Simpson (New York: Marcel Dekker), 2002. 681 р.

3. Trincone A. Marine biocatalysts: enzymatic features and applications // Mar.Drugs. 2011. Vol. 9. Р. 478-499.

4. Fernandes P. Enzymes in fish and seafood processing frontiers // Bioengineering and Biotechnology. 2016. Vol. 4. Р. 1-14.

5. T.N. Pivnenko, Yu.M. Pozdnyakova, E.V. Mikheev "Enzyme systems of aquatic biological resources and their role in shaping product quality." Moscow: Lan, 2020. 280 p.

6. Vilhelmsson O. The state of enzyme biotechnology in the fish processing industry // Trends Food Sci. Technol. 1997. Vol. 8. Р. 266-270.

7. Pivnenko T.N., Kovalev N.N. Serine proteinases of marine organisms: properties, preparation and application. Monograph. Vladivostok: Dalrybvtuz, 2015. 498 p.

8. Biotechnology of rational use of hydrobionts: textbook edited by O.Ya. Mezenova St. Petersburg: Lan, 2013. 216 p.

9. Kubasova N.A., Tsaturyan A.K. Molecular mechanisms of the actin-myosin motor in muscle // Successes of biological chemistry. 2011. Vol. 50. pp. 233-282.