CC BY
17УДК 612.822.14.046 Черетаев И. В., Коренюк И. И., Хусаинов Д. Р., Катюшина О. В., Гамма Т. В.
Влияние ацетилсалицилата цинка на электрическую активность нейронов улитки_
Таврический национальный университет имени В.И. Вернадского, г. Симферополь
Аннотация. В статье представлены результаты исследований влияния ацетилсалицилата цинка в концентрациях 510-5, 510-4 и 510-3 М на электрическую активность нейронов улитки Helix albescens Rossm. Показано, что в данных концентрациях это вещество оказывает активационно-модулирующий эффект на параметры электрических потенциалов нейронов висцерального и правого париетального ганглиев. Выяснено, что механизм такого нейротропного действия ацетилсалицилата цинка связан с увеличением проницаемости наружных мембран нейронов для Na+ и снижением или увеличением в зависимости от концентрации - для К+. Полученные данные позволяют рекомендовать ацетилсалицилат цинка к испытанию в качестве средства, стимулирующего нервную систему.
Ключевые слова: ацетилсалицилат цинка, электрическая активность, нейроны улитки.
Поиск новых нейротропных средств является актуальным направлением в нейронауке [1, 2]. Ранее было показано [4], что ацетилсалициловая кислота оказывает дозозависимое угнетающее действие на электрическую активность нейронов улитки Helix albescens Rossm., которые широко используются в модельных нейрофизиологических и нейрофармакологических экспериментах [3, 5]. Поэтому интересно выяснить, будет ли оказывать влияние на электрическую активность нейронов перспективное производное ацетилсалициловой кислоты - ацетилсалицилат цинка (АСЦ), в отношении которого нами было обнаружено, что он обладает антидепрессантными [6, 7], антиноцицептивными [8, 9] и противовоспалительными [10] свойствами в обычных и сверхмалых дозах.
Поэтому целью настоящего исследования было изучение влияния АСЦ на электрическую активность нейронов улитки Helix albescens Rossm.
Эксперименты выполнены на 145 нейронах правого париетального (ППаГ) и висцерального (ВГ) ганглиев улитки Helix albescens Rossm.
Предварительно из тела улитки Helix albescens Rossm. извлекали окологлоточное нервное кольцо и фиксировали его вольфрамовыми иглами в экспериментальной камере объёмом 1 мл. Наружные соединительнотканные оболочки ганглиев удаляли механическим путём, без применения ферментативной обработки, так как фермент может изменять нативное состояние исследуемых нервных клеток [11]. Комплекс ганглиев моллюска постоянно омывался протоком раствора Рингера для холоднокровных следующего состава (в миллимолях на 1 литр): NaCl - 100, KCl - 4, CaCl2 - 10, MgCl2 - 4, трис-HCl - 10 (pH 7,5) [3, 5].
Регистрацию электрических потенциалов нейронов и измерение их параметров проводили при температуре 18-21°С методом внутриклеточного отведения [3, 5]. Применяли заполненные 2.5 М раствором KCl стеклянные микроэлектроды с сопротивлением 10-30 МОм. Биопотенциалы усиливали с помощью установки УФУ-БКН (полоса пропускания 0-10 кГц) и через аналого-цифровой преобразователь передавали на компьютер IBM PC. Запись потенциалов исследуемых нейронов и расчёт их характеристик выполняли с помощью компьютерной программы «Action Potential» [12] по схеме: фон (1 мин.), 5 мин. экспозиции раствора ацетилсалицилата цинка в одной из тестируемых концентраций (510-5, 510-4 и 510- М), отмывание раствором Рингера (2030 мин.).
Перед аппликацией АСЦ перекрывали проток раствора Рингера для холоднокровных.
Введение
Материалы и методы
Затем с помощью метода фиксации концентрации, который позволял за 20-50 мс сменить окружающий нейроны раствор на заданный экспериментатором, во внеклеточную среду однократно апплицировали АСЦ, предварительно растворённый до необходимой концентрации раствором Рингера для холоднокровных (состав указан выше). АСЦ был синтезирован на кафедре общей химии Таврического национального университета имени В.И. Вернадского (химическая чистота тестируемого вещества по данным элементного анализа составляла не менее 95 %). Следует отметить, что АСЦ является устойчивым комплексным соединением, константа диссоциации этой соли очень мала, и это позволяет исключить взаимодействие ионов Zn2+ с мембранными каналами и компонентами растворов в условиях эксперимента [13].
Анализу подвергали следующие показатели электрических потенциалов нейронов: частота генерации импульсов (ЧГИ), длительность потенциала действия (ПД), суммарные входящих и выходящие трансмембранные ионные токи (оценивались по первым производным ПД), мембранный потенциал (МП). Для оценки достоверности результатов использовали критерий Вилкоксона [14]. Статистически значимыми считались различия фона и эксперимента при р<0,05 и р<0,01.
Результаты и обсуждение
510-5 и 510-4 М растворы АСЦ при приложении к наружной мембране неидентифицированных нейронов ВГ, ППаГ и идентифицированных ППа1 и ППа2 оказывали активирующее влияние на показатели электрических потенциалов. В реакции всех исследованных нейронов на приложение АСЦ в концентрациях 510-5 и 510-4 М можно выделить несколько фаз (пример на рис. 1): ЛП длительностью 40-60 с, в течение которого существенных изменений электрической активности нейронов не наблюдалось; последующие 2-3 мин., характеризующиеся возрастанием ЧГИ; фаза максимальной выраженности эффекта АСЦ, которая проявлялась на 4-5 мин. экспозиции. При отмывании нейронов от этой соли в исследуемых концентрациях параметры электрических потенциалов восстанавливалась в течение 7-15 мин.
Выраженность эффектов 510-5 и 510-4 М растворов АСЦ существенно варьировала у различных клеток (табл. 1). При этом у всех изученных нейронов достоверно увеличивалась ЧГИ и наблюдались сдвиги МП в сторону деполяризации достоверные у одних клеток и на уровне тенденции - у других. В концентрации 510-5 М АСЦ уменьшал продолжительность ПД неидентифицированных клеток ППаГ и увеличивал -идентифицированных нейронов ППа1 и ППа2, а в концентрации 510-4 М - достоверно уменьшал этот показатель у большинства типов исследованных нейронов.
Анализ первых производных ПД показал, что на 5 мин экспозиции АСЦ в концентрации 510-4 М по сравнению с фоном у всех исследованных типов нейронов достоверно увеличивались максимумы скорости нарастания суммарных входящих трансмембранных ионных токов (табл. 2), а достоверное снижение максимумов скорости нарастания суммарных выходящих трансмембранных ионных токов наблюдалось у нейронов ППа2 и на уровне тенденции у клеток остальных типов (табл. 2). Обнаруженные изменения скоростей нарастания входящих и выходящих трансмембранных ионных токов при экспозиции данной концентрации АСЦ указывают на то, что это вещество увеличивало в ней проницаемость мембраны нейронов для №+ (возрастание скоростей входящих токов) и снижало - для К+ (уменьшение скоростей выходящих токов).
В высшей на порядок концентрации (510-4 М) АСЦ на 5 мин экспозиции достоверно увеличивал у исследованных нейронов различных типов по сравнению с фоном максимумы нарастания скоростей, как суммарных входящих, так и выходящих трансмембранных ионных токов (табл. 2). Это свидетельствует о том, что в данной концентрации тестируемая соль увеличивала проницаемость мембраны нейронов как для №+, так и для К+.
Следует обратить внимание на тот факт, что у различных нейронов проявлялась некоторая селективность изменений их электрических потенциалов при воздействии АСЦ в концентрациях 510-5 и 510-4 М. Так, эффекты меньшей концентрации АСЦ (510-5 М) существенно превышали эффекты этого вещества в концентрации 510-4 М на ЧГИ и скорость нарастания суммарных входящих трансмембранных ионных токов у 45 % неидентифицированных нейронов ППаГ.
Примечание: горизонтальной чертой отмечены периоды усреднения потенциалов действия нейронов и их первых производных. Цифрой 1 обозначено усреднение потенциалов и их производных в фоне, 2 - на первой мин. экспозиции вещества, 3 - на пятой мин. I - нейрограмма электрической активности нейрона, стрелкой отмечен момент аппликации тестируемого вещества. II - усреднённые потенциалы действия, III - усреднённые первые производные потенциалов действия, отражающие максимумы нарастания суммарных входящих (отклонения вверх от нуля) и выходящих (отклонения вниз от нуля) трансмембранных ионных токов.
Рис. 1. Влияние ацетилсалицилата цинка в концентрации 510 М на электрические потенциалы неидентифицированного нейрона правого париетального ганглия
Эти результаты могут указывать на то, что у таких нейронов высокие концентрации АСЦ приводили к насыщению чувствительных к ним мембранных рецепторов и снижению их сродства к тестируемой соли. Иными словами, регуляция связывания таких рецепторов с АСЦ осуществляется по принципу обратной связи. У других нейронов ППаГ и ВГ эффекты АСЦ в концентрации 510-4 М на ЧГИ и скорость нарастания входящих и выходящих трансмембранных ионных токов, наоборот, превышали эффекты этой соли в концентрации 510-5 М.
Сравнение кривых первых производных ПД нейронов в фоне и на 5 мин. экспозиции АСЦ показало, что возрастание максимумов скорости нарастания входящих трансмембранных ионных токов в случае применения тестируемой соли в концентрации 510-5 М было несколько выше, чем в концентрации 510-4 М (табл. 2). Это указывает на то, что при воздействии на нейроны 510-5 М раствора АСЦ проницаемость их мембраны для №+ и, возможно, Са2+ была выше, чем при его приложении в концентрации 510- М.
Учитывая известную способность салицилатов повышать уровень циклических нуклеотидов - циклических аденозин- и гуанозинмонофосфата (цАМФ и цГМФ) [15, 16], которые могут модулировать функционирование №+ и С1- каналов соответственно [17-19] и опосредуют активирующие нейротропные эффекты близких по структуре к тестируемой соли соединений - салицилатов кобальта и цинка [3, 20, 21], мы предполагаем такую же их роль и в эффектах АСЦ.
Таблица 1
Показатели электрических потенциалов нейронов в фоне и на 5 мин экспозиции 5-10-5, 5-10-4 и 5-10-3 М растворов ацетилсалицилата цинка
Тип нейронов, их количество Тестируемый раствор и его концентрация, моль/л ЧГИ, Гц Амплитуда ПД, мВ Длительность ПД, мс МП, м В
нн ВГ фон 1,1 ±0,20 51,9±2,51 10,2±0,70 -42,4±2,45
(п=14) АСЦ 510-5 2,9±0,41** 54,7±2,2 11,9±0,60 -38,4±2,09
нн ППаГ фон 1,0±0,37 57,2±2,54 59,6±0,80 -45,8±3,09
(п=12) АСЦ 510-5 1,9±0,34* 58,2±2,57 41,0±1,20** -47,0±2,52
ППа1 фон 1,8±0,34 85,3±1,51 11,3±0,60 -63,7±2,73
(п=11) АСЦ 510-5 3,8±0,40** 84,6±1,77 24,7±0,94** -60,1 ±2,11
ППа2 фон 0,5±0,10 90,5±1,65 12,2±0,42 -61,3±1,27
(п=10) АСЦ 510-5 0,8±0,16* 89,6±1,93 15,7±0,47** -55,9±1,42**
нн ВГ фон 0,6±0,25 63,9±3,25 39,5±0,90 -40,1 ±3,14
(п=11) АСЦ 510-4 1,1 ±0,21 * 56,1±2,72 25,7±0,83** -37,9±2,96
нн ППаГ фон 0,9±0,15 68,2±2,21 21,9±1,94 -45,6±2,18
(п=12) АСЦ 510-4 1,5±0,18** 75,4±2,50* 13,5±1,72** -41,8±2,66
ППа1 фон 0,45±0,10 91,4±1,33 27,9±0,73 -67,8±1,91
(п=11) АСЦ 510-4 0,53±0,12 104,9±1,85** 24,0±1,04* -59,1±1,85**
ППа2 фон 1,4±0,21 67,5±2,81 27,0±2,82 -68,5±2,09
(п=10) АСЦ 510-4 2,3±0,25** 80,3±2,17** 19,0±2,53* -61,7±2,15**
нн ВГ фон 2,5±0,51 65,3±1,9 11,7±3,27 -65,4±1,59
(п=10) АСЦ 510-3 3,8±0,58** 38,4±2,2** 24,7±3,42** -46,1±1,62**
нн ППаГ фон 1,8±0,66 71,2±1,48 9,2±3,35 -61,9±1,83
(п=10) АСЦ 510-3 3,4±0,78** 49,7±1,22** 20,9±3,42** -43,1±1,94**
ППа1 фон 1,8±0,39 93,7±1,12 25,4±1,89 -45,0±2,19**
(п=10) АСЦ 510-3 2,4±0,40** 44,9±1,54** 16,6±1,78** -22,2±2,33**
ППа2 фон 2,5±0,51 83,3 ± 2,07 17,0±1,38 -41,2±3,45
(п=10) АСЦ 510-3 4,3±0,57** 74,2±1,78** 8,5±1,44** 25,1±3,89**
Примечание: в фоне ганглии улитки омывались раствором Рингера для холоднокровных. Сокращения: нн - неидентифицированный нейрон, ППаГ - правый париетальный ганглий, ВГ -висцеральный ганглий, АСЦ - ацетилсалицилат цинка, ЧГИ - частота генерации импульсов, ПД -потенциалы действия, МП - мембранный потенциал.
Для рецепторов, чувствительных к цАМФ и цГМФ, как раз и свойственно снижение сродства к агонистам при чрезмерном повышении их концентрации [22]. Однако при сопоставлении уровня МП исследованных нейронов в фоне и при экспозиции 510-5 и 510-4 М растворов АСЦ не выявлено его существенных изменений. Следовательно, подтверждения существенного участия С1- токов, а значит, и цГМФ в механизме изменений параметров электрических потенциалов нейронов этими солями не получено. Можно полагать, что обсуждаемый феномен неодинаковой выраженности нейротропных эффектов АСЦ связан со специфическими особенностями рецепторов мембран различных нейронов.
Воздействие АСЦ в концентрациях 510-5 М и 510-4 М растворов оказывало на электрическую активность некоторых нейронов улитки модулирующее влияние: происходила дестабилизация МП, а паттерн генерации ПД становился пачечным: под влиянием АСЦ мономодальный ритм генерации импульсов заменялся пачечным у 35 % нейронов ВГ, 25 % нейронов ППа1, 15 % нейронов ППа2 и 40 % неидентифицированных нейронов ППаГ. Таким образом, переход от мономодального ритма активности к пачечному был более выраженным у неидентифицированных нейронов ППаГ, чем ВГ.
Таблица 2
Максимумы скоростей нарастания трансмембранных ионных токов нейронов улитки в фоне и на 5 минуте экспозиции 5-10-5, 5-10-4 и 5-10-3 М растворов
ацетилсалицилата цинка
Тип нейронов Тестируемый раствор и его концентрация, Скорость нарастания ионных токов, В/с
моль/л входящих выходящих
нн ВГ фон 13,7±1,2 9,4±0,8
(п=14) АСЦ 510-5 16,4±1,3 9,8±0,9
нн ППаГ фон 11,1 ±2,8 6,6±0,8
(П=12) АСЦ 510-5 19,4±2,1 * 5,3±0,7
ППа 1 фон 15,8±3,3 8,3±1,1
(П=1 1) АСЦ 510-5 26,6±3,0 ** 6,4±1,1
ППа 2 фон 23,5±3,1 9,6±0,9
(П=10) АСЦ 510-5 25,8±3,6 ** 7,8±0,6 *
нн ВГ фон 12,4±1,2 6,3±1,4
(П=1 1) АСЦ 510-4 17,1±1,3 ** 9,5±1,7 *
нн ППаГ фон 19,7±2,5 11,0±1,3
(П=12) АСЦ 510-4 24,8±2,9 * 14,1±1,6*
ППа 1 фон 20,6±2,2 12,9±1,2
(П=1 1) АСЦ 510-4 29,0±3,1 * 17,8±1,7*
ППа 2 фон 15,6±2,4 7,9±0,8
(П=10) АСЦ 510-4 21,2±2,0 * 10,3±1,2 *
нн ВГ фон 7,5±0,8 3,9±0,7
(П=10) АСЦ 510-3 5,9±0,6 ** 5,8±0,6 *
нн ППаГ фон 9,1 ±0,6 4,0±0,5
(П=10) АСЦ 510-3 7,3±0,5 ** 6,2±0,9 *
ППа 1 фон 11,8±0,9 5,4±0,5
(П=10) АСЦ 510-3 8,2±1,0 ** 7,0±0,6 *
ППа 2 фон 10,7±1,1 4,5±0,7
(П=10) АСЦ 510-3 7,9±0,8 * 6,1±0,8 *
Примечание: в фоне ганглии улитки омывались раствором Рингера для холоднокровных. Сокращения: нн - неидентифицированный нейрон, ППаГ - правый париетальный ганглий, ВГ -висцеральный ганглий, АСЦ - ацетилсалицилат цинка.
В случае изначального наличия у нейронов в фоне колебаний МП и пачечной активности, экспозиция растворов АСЦ независимо от типа изучаемого нейрона приводила к усилению периодичности медленных колебаний МП, увеличению амплитуды и числа ПД в пачке.
Поскольку возникновение пачечного ритма импульсной активности под действием АСЦ у тех нейронов, которые не обладали ей в фоне, определялось инициацией и/или усилением колебаний МП, можно считать, что тестируемая соль запускала механизмы, вызывающие дестабилизацию МП.
Особого внимания заслуживает тот факт (рис. 2), что АСЦ в концентрации 510-4 М инициировал генерацию импульсной активности у фоновонеактивных нейронов ВГ (п=6) и ППаГ (п=8).
С увеличением концентрации АСЦ до 5 10-3 М его эффекты на импульсную активность нейронов усиливались, что сопровождалось уменьшением амплитуды ПД и увеличением их длительности. Развитие реакции всех исследованных нейронов на экспозицию 510-3 М раствора АСЦ происходило в две фазы: в течение 20-60 с после момента аппликации по сравнению с фоном увеличивалась ЧГИ, амплитуда ПД и уменьшалась продолжительность ПД, МП смещался в сторону деполяризации; в последующий период экспозиции наблюдалось некоторое снижение ЧГИ по сравнению с начальной фазой,
уменьшение амплитуды ПД вплоть до начала отмывания экспозиции вещества, и в концентрации параметры восстанавливались. Это, а тестируемой соли амплитуды свидетельством проявления вещества.
и увеличение его длительности по сравнению с фоном . Данный эффект сохранялся на протяжении всего времени течение 30 мин. отмывания нейронов от АСЦ в этой электрических потенциалов нейронов полностью не также уменьшение под влиянием данной концентрации ПД и увеличение их длительности, на наш взгляд является слабо выраженных токсических эффектов тестируемого
Примечание: момент аппликации вещества отмечен стрелкой
Рис. 2. Активация фоновонеактивных нейронов висцерального (А) и правого париетального (Б) ганглиев 510-4 М раствором ацетилсалицилата цинка
Рассмотрим эффекты этой концентрации более подробно. Из табл. 1 видно, что реакции нейронов на присутствие 510-3 М раствора АСЦ была следующей: по сравнению с фоном у неидентифицированных клеток ВГ и ППаГ увеличивалась ЧГИ (р<0,01) в 1,5-2 раза и длительность ПД на 13,0±3,42 и 11,7±2,56 мс, амплитуда ПД снижалась на 25,9±1,7 и 21,5±1,22 мВ (р<0,01), МП уменьшался на 19,3±1,62 и 18,8±1,94 мВ (р<0,01) соответственно. При отмывании только у некоторых нейронов наблюдалось практически полное восстановление уровня МП и амплитуды ПД, а временные характеристики ПД (ЧГИ, продолжительность ПД) вообще не возвращались к исходному уровню.
Экспозиция данной концентрации АСЦ также сопровождалась возрастанием ЧГИ в 1,51,7 раз (р<0,01) у нейронов ППа1 и ППа2, уменьшением (р<0,01) амплитуды ПД на 48,8±1,54 и 8,5±1,78 мВ, длительности ПД на 9,1 ±1,8 и 9,2±1,44 мс соответственно. Это происходило на фоне деполяризации мембраны нейронов (ППа1 - на 22,8±2,33 мВ, ППа2 - 16,1±3,89 мВ). Кроме того, под влиянием 510-3 М раствора АСЦ 40 % нейронов ВГ мономодальный ритм генерации импульсов заменялся пачечным. Аналогичные изменения наблюдались и у нейронов ППаГ: при экспозиции АСЦ смена мономодального ритма пачечным отмечалась у 10 % неидентифицированных клеток ППаГ, 40 % нейронов ППа1 и 20 % - ППа2.
В отношении механизма наблюдаемых изменений электрических потенциалов нейронов под влиянием АСЦ можно предположить, что он обусловлен как непосредственным воздействием этой соли на ионотропные рецепторы мембраны, так и эффектами, проявляющимися в результате снижения содержания простагландинов благодаря ингибированию тестируемым веществом фермента циклооксигеназы [16, 2325]. Например, активационно-модулирующие нейротропные эффекты АСЦ могут быть связаны со снижением уровня простагландина F2a, что по данным [26] может приводить к уменьшению содержания цГМФ и стимулировать электрогенез нейронов.
Анализ усреднённых первых производных ПД исследованных нейронов ВГ и ППаГ в
фоне и на 5 мин экспозиции 510-3 М раствора АСЦ показал (табл. 2), что эта соль достоверно снижала максимумы скорости нарастания входящих трансмембранных ионных токов и увеличивала - выходящих. Поэтому можно полагать, что тестируемая соль в этой концентрации уменьшала проницаемость мембраны для №+ и увеличивала -для К+. Это, по-видимому, и явилось причиной снижения амплитуды ПД. Эффект возрастания ЧГИ по-нашему мнению связан именно с увеличением кинетики выходящих К+ токов.
Таким образом, нами выяснено, что АСЦ в концентрациях 510-5, 510-4 и 5 10-3 М активирует электрическую активность нейронов улитки. Эти изменения связаны с увеличением проницаемости наружных мембран нейронов для №+ и снижением или увеличением в зависимости от концентрации - для К+. В целом активационно-модулирующие эффекты АСЦ сходны с таковыми эффектами, обнаруженными ранее у близких по структуре соединений - салицилатов кобальта и цинка [3, 20, 21], но противоположны угнетающему эффекту аспирина [4]. Полученные данные позволяют рекомендовать АСЦ к испытанию в качестве средства, стимулирующего нервную систему.
Выводы
1. Ацетилсалицилат цинка в концентрациях 510-5, 510-4 и 510-3 М обладает активационно-модулирующим эффектом на электрическую активность нейронов улитки. Его механизм обусловлен увеличением проницаемости наружных мембран нейронов для №+ и снижением или увеличением в зависимости от концентрации - для К+.
2. Ацетилсалицилат цинка рекомендуется к дальнейшему испытанию в качестве средства, стимулирующего нервную систему.
Литература
1. Сергеев П. В. Рецепторы физиологически активных веществ / Сергеев П. В., Шимановский Н.Л., Петров В. Н. - Волгоград, Семь ветров, 1999. - 640 с.
2. Вислобоков А. И. Фармакологическая модуляция ионных каналов мембраны нейронов / Вислобоков А.И., Игнатов Ю.Д., Мельников К.Н. - СПб.: Изд-во СПбГМУ, 2006. - 288 с.
3. Нейротропные эффекты химических соединений различных классов и возможные механизмы их действия / [И. И. Коренюк, Т. В. Гамма, Д. Р. Хусаинов и др.] - Симферополь : ДИАЙПИ, 2012. - 182 с.
4. Влияние ацетилсалициловой кислоты на электрическую активность нейронов улитки / И. В. Черетаев, Д. Р. Хусаинов, Т. В. Гамма и др. // Фундаментальная наука и клиническая медицина - человек и его здоровье - 2012. - Т. 15. - С. з1о.
5. Кононенко Н. И. Механизмы генерации ритмоводящей активности в идентифицированных нейронах виноградной улитки / Н. И. Кононенко, О. В. Костюченко // Нейрофизиология / Neurophysiology - 2001. - Т. 33, № 1. - С. 46-54.
6. Влияние ацетилсалициловой кислоты, ацетилсалицилатов кобальта и цинка на поведенческие реакции крыс / Т. В. Яковчук, О. В. Катюшина, Д. Р. Хусаинов [и др.] // Учёные записки Таврического национального университета им. В. И. Вернадского, серия «Биология, химия». -2010. - Т. 23, № 2. - С. 193-199.
7. Psychotropic effects of aspirin, acetylsalicylate cobalt and acetylsalicylate zinc at various doses / T. V. Yakovchyuk, O. V. Katiushyna, I. I. Koreniuk [et al.] // Health. - 2012. - Vol.4, №11. - Р. 10411045.
8. Аналгетические свойства сверхмалых доз ацетилсалициловой кислоты и её солей / О. В. Катюшина, Д. Р. Хусаинов, Т. В. Гамма [и др.] // Актуальные вопросы биологической физики и химии: VII научно-техн. конф., 26-30 апреля 2011 г.: тезисы докл. - Севастополь, 2011. - С. 247-249.
9. Влияние сверхмалых доз аспирина, ацетилсалицилатов кобальта и цинка на болевую чувствительность крыс / О. В. Катюшина, Т. В. Яковчук, И. И. Коренюк [и др.] // Успехи современного естествознания. - 2012. - С. № 9. - С. 28-31.
10. Противовоспалительная активность солей салициловой и ацетилсалициловой кислот / Т. В. Яковчук, О. В. Катюшина, Д. Р. Хусаинов [и др.] // Учёные записки Таврического национального университета им. В. И. Вернадского, серия «Биология, химия». - 2011. - Т. 24, № 2. - С. 332-338.
11. Магура И.С. Проблемы электрической возбудимости нейрональной мембраны / Магура И.С. -
К. : Наук. думка, 1981. - 208 с.
12. А.с. № 1164229 Укра'на. Комп'ютерна програма для реестраци, обробки i автоматизованого аналiзу бюелектричних сигналiв / А.А. Замотайлов, 1.1. Коренюк (Укра'на) № 1164229; опубл. 29.11.2004 р.
13. Jabalpurwala K.E. Metal ligand stability constants of some ortho-substituted phenols / K.E. Jabalpurwala, K.A. Venkatachalam, M.B. Kabadi // J. Inorg. Nucl. Chem. - 1964. - Vol. 26, № 6. - P. 1027-1043.
14. Лакин Г. Ф. Биометрия / Лакин Г. Ф. - М.: Высшая школа, 1990. - 352 с.
15. Дейл М. М. Руководство по иммунофармакологии / М. М. Дейл, Дж. К. Формен / М. : Медицина, 1998. - 332 с.
16. Машковский М. Д. Ацетилсалициловая кислота в ряду современных лекарственных средств / М. Д. Машковский // Хим.-фарм. журн. - 1994. - Т. 28, № 2. - С. 4-8.
17. Bender A. T. Cyclic nucleotide phosphodiesterases: molecular regulation to clinical use / A. T. Bender, J. A. Beavo // Pharmacol. Rev. - 2006. - V. 58, № 3. - P. 488-520.
18. Chesnoy-Marchais D. S. Characterization of chloride conductance activated by hyperpolarization in Aplysia neurones / D. S. Chesnoy-Marchais // J. Physiol. - 1983. - V. 342. - P. 277-308.
19. Dousa T. P. Cyclic-3',5'-nucleotide phosphodiesterase isozymes in cell biology and pathophysiology of the kidney / T. P. Dousa // Kidney International. - 1999. - V. 55, № 1. - P. 29-62.
20. Коренюк И. И. Влияние салициловой кислоты и её солей на электрическую активность нейронов виноградной улитки / И. И. Коренюк, Д. Р. Хусаинов, В. Ф. Шульгин // Нейрофизиология / Neurophysiology. - 2005. - Т. 37, № 2. - С. 142-150.
21. Коренюк И. И. Салицилаты кобальта и цинка как функциональные аналоги инициирующего фактора в нервной системе моллюска / И. И. Коренюк, Д. Р. Хусаинов, В. Ф. Шульгин // Нейрофизиология / Neurophysiology. - 2006. - Т. 38, № 1. - С. 11-18.
22. Зинченко В. П. Внутриклеточная сигнализация / В. П. Зинченко, Л. П. Долгачёва - Пущино: Аналитическая микроскопия, 2003. - 84 с.
23. Коваленко В. Н. Компендиум - 2005 - лекарственные препараты / В. Н. Коваленко, А. П. Викторов. - К.: МОРИОН, 2005. - 1920 с.
24. Машковский М. Д. Лекарства ХХ века / М. Д. Машковский. - М. : Изд-во Новая Волна, 1998. -320 с.
25. Машковский М. Д. Лекарственные средства: в 2 т. / М. Д. Машковский. - М. : Изд-во Новая Волна, 2002. - Т. 1: Лекарственные средства. - 2002. - 540 с.
26. Никитин В. П. Простагландины и функциональная специфичность нейронов виноградной улитки / В. П. Никитин, В. В. Шерстнёв // Нейрофизиология / Neurophysiology. - 1981. - Т. 13, № 6. - С. 580-588.
Анотаця. I. В. Черетаев, I. I. Коренюк, Д. Р. XycaiHoe, О. В. Катюшина, Т. В. Гамма Вплив ацетилсалiцилату цинку на електричну активнсть нейрон/'в равлика. У статтi представленi результати досл/'джень впливу ацеттсал/'ц/'лата цинку в концентрациях 510-5, 510-4 i 510-3 М на електричну активнсть нейронiв равлика Helix albescens Rossm. Показано, що в даних концентрациях ця речовина робить активацйно-модулюючий ефект на параметри електричних потенцiалiв нейро^в всцерального i правого парiетального ганглив. З'ясовано, що механ/'зм тако! нейротропноf ди ацет/'лсал/'щ'лата цинку пов'язаний 3i збiльшенням проникностi зовншнх мембран нейронiв для Na+ i зниженням або збiльшенням в залежной в/'д концентрацц' -для К+. Отриман дан дозволяють рекомендувати ацет1'лсал1'ц1'лат цинку до випробування в якостi засобу, стимулюючого нервову систему.
Ключевые слова: ацетилсал1'цилат цинку, електрична активнсть, нейрони равлика
Abstract. I. V. Cheretaev, I. I. Koreniuk, D. R. Khusainov, O. V. Katiushina, T. V. Gamma Influence of acetylsalicylate zinc on electric activity of snail's neurons. The article presents results of research of the influence of zinc acetylsalicylate in concentrations 510-5, 510-4 and 510-3 М on the electrical activity of snail's neurons Helix albescens Rossm. It was shown that in these concentrations this substance had activation-modulating effect on the parameters of electric potentials of neurons right parietal and visceral ganglia. It was found that the mechanism of such neurotropic acetylsalicylate zinc is associated with increased permeability of the outer membrane of neurons for Na+ and a decrease or increase in the concentration-dependent - for K+. These data were allowed us to recommend zinc acetylsalicylate for testing as a means of stimulating the nervous system. Keywords: acetylsalicylate zinc, electric activity, neurons of snail
Поступила в редакцю 07.03.2013
