CC BY
160
УДК 577.115./.126: 577.171.5/.54/.175.5/.62:612.1
ТРАНСПОРТНЫЕ ФОРМЫ СТЕРОИДНЫХ ГОРМОНОВ В КРОВИ, ИХ СВЯЗЬ С РАЗВИТИЕМ НЕКОТОРЫХ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ И ПАТОЛОГИЧЕСКИХ ПРОЦЕССОВ
Лев Евгеньевич ПАНИН
ФГБУ НИИ биохимии СО РАМН 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
Показано, что с липопротеинами крови переносится не менее 40 % стероидных гормонов, включая кортизол, кортикостерон, тестостерон, прогестерон. Константа связывания для этих гормонов составляет ~ 106 М-1. В липопротеинах высокой плотности белком, связывающим стероидные гормоны, является аполипопротеин А-1. Данная транспортная форма обладает высокой биологической активностью как транскрипционный фактор. В клетках печени она усиливает экспрессию генов и скорость биосинтеза белка. Свободная форма гормонов не может проникать через клеточные мембраны в связи с образованием водородных связей СО- и ОН-групп гормонов с ОН- и КН-группами как белков, так и липидов. Этому мешают также гидрофобные взаимодействия гормонов с липидной фазой мембран.
Ключевые слова: транспортные формы стероидных гормонов, липопротеины, аполипопротеин А-1, биологические мембраны, наноструктурные переходы.
Группа стероидных гормонов - самая многочисленная в организме. Она включает гормоны коры надпочечников (глюкокортикоиды и андрогены), мужские и женские половые гормоны [1, 2]. Считается, что в периферической крови их переносят два белка-гликопротеина: транскортин и глобулин, связывающий половые гормоны [3, 4]. В отношении глюкокортикоидов известно, что приблизительно 75 % их связано с транскортином, 10 % - с альбуминами крови, 6-7 % - с эритроцитами и лейкоцитами и только 5—10 % находится в свободном, несвязанном виде [5]. Считается также, что активной формой гормона является его свободная форма [3].
Ранее нами было показано, что важной транспортной формой стероидных гормонов в крови являются липопротеины различного класса плотности: липопротеины высокой плотности (ЛПВП), липопротеины низкой плотности (ЛПНП) и липопротеины очень низкой плотности (ЛПОНП) [6, 7]. Для ЛПВП белком, специфически связывающим стероидные гормоны, является аполипопротеин А-1 (апоА-1) [6].
В данной работе решались две задачи:
1) показать, что связанная с апоА-1 форма стероидных гормонов является биологически активной;
2) показать, что свободные, несвязанные стероидные гормоны не проходят через клеточные
мембраны, а взаимодействуют с их структурными компонентами, что является серьезным препятствием на пути к их проникновению в клетки и связыванию с цитозольными рецепторами.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Исследования проводили на крысах-самцах Вистар массой 180-200 г. Животных забивали под легким нембуталовым наркозом. Липопротеины (ЛП) выделяли из сыворотки крови методом ультрацентрифугирования после освобождения ее от хиломикронов [7]. Получали соответственно фракции ЛПОНП (0,94 < d<1,006 г/мл), ЛПНП (1,006 < d <1,63 г/мл), ЛПВП2 (1,063 < d < < 1,125 г/мл) и ЛПВП3 (1,125 < d< 1,21 г/мл). В дальнейшем работали с фракцией ЛПВП3.
Делипидирование ЛП осуществляли охлажденной смесью хлороформа и метанола (1:1) с последующей промывкой эфиром. Разделение аполипопротеинов проводили на колонке с се-фарозой 6В CL (Pharmacia, Швеция). Определение чистоты полученного апоА-I осуществляли с помощью электрофореза в полиакриламидном геле.
Анализ распределения 3Н-кортизола и 3Н-прегненолона в сыворотке крови проводили с использованием меченых гормонов (Amersham, Англия). Активность кортизола 16 Ки/мл, пре-
Панин Л.Е. - д.м.н., проф., академик РАМН, директор, e-mail: ibch@soramn.ru БЮЛЛЕТЕНЬ СО РАМН, ТОМ 32, № 1, 2012
гненолона -21 Ки/мл. Гормоны добавляли к сыворотке крови в количестве 2 мкКи/мл. Сыворотку инкубировали в течение 30 мин при 37 °С и затем 60 мин при 4 °С, после чего проводили изоплотностное центрифугирование с целью получения ЛПОНП, ЛПНП и ЛПВП. Радиоактивность липопротеинов и инфранатанта измеряли на ß-счетчике Mark III (США).
Комплексы кортизола или тетрагидрокорти-зола (ТГК) с апоА-I получали, выдерживая их смесь (2:1) в 0,05 М калий-фосфатном буфере рН 7,4 в течение 5 мин при комнатной температуре.
Клетки печени разделяли по методу Сеглен [8] в нашей модификации [9]. Рециркуляционную перфузию органа осуществляли 0,03 % раствором коллагеназы (Boeringer Mannheim, Германия). После разделения клеток печени ге-патоциты отделяли от непаренхимных клеток с помощью дифференциального центрифугирования. Подсчет клеток осуществляли в камере Горяева. Чистоту полученных гепатоцитов проверяли с помощью световой и электронной микроскопии, жизнеспособность клеток оценивали по исключению трипанового синего. Клетки ресуспендировали в среде DMEM рН 7,4, содержащей 15 мМ HEPES, 10 % эмбриональной сыворотки крови и 50 мг/мл гентамицина. Инкубацию культуры гепатоцитов проводили в СО2-инкубаторе (Cole Parmer, США) в течение 24 ч в 24-луночных планшетах, покрытых коллагеном 1-го типа. Плотность клеток в первичной культуре 700 на 1 мм2.
Для измерения скорости биосинтеза белка в культуру клеток за 2 ч до окончания инкубации вводили 14С-лейцин в количестве 2,5 мкКи. Реакцию останавливали добавлением 1 мл 0,2 М NaOH. Аликвоты содержимого лунки по 100 мкл переносили на фильтры FN/16 (Whatman, Англия), предварительно обработанные раствором лейцина в 10 % трихлоруксусной кислоте (ТХУ). Фильтры последовательно промывали 10 % ТХУ и затем смесью этанол-эфир (1:1). Радиоактивность измеряли в жидкостном сцинтилляционном счетчике (Mark-III, США) и выражали в имп/мин на лунку.
Наноструктурные переходы в эритроцитар-ных мембранах изучали с помощью атомно-силовой микроскопии. Для этого эритроциты помещали в изотонический фосфатный буфер рН 7,35, содержащий 0,16 М КН2РО4 и 0,18М NajHPO4. Затем клетки осаждали с помощью центрифугирования при 330 g. Процедура промывания буфером проводилась дважды. Полученную суспензию смешивали с этанольным раствором гормона (кортизола, адреналина), так,
чтобы конечная концентрация его составляла 10-8 М. Контрольные (без гормона) и опытные образцы наносили тонким слоем на предметное стекло и просматривали в атомно-силовом микроскопе NT - МДТ (Россия) полуконтактным методом.
Изменение микровязкости эритроцитарных мембран при взаимодействии их с гормонами стресса определяли с помощью флуоресцентного зонда пирена. Измеряли изменение флуоресценции мономерных и эксимерных форм на спектрофлуориметре 8Ышаё2и RF 5301 (Япония), как описано ранее [10].
Различия между группами оценивали с помощью ¿-критерия Стъюдента, достоверными считались результаты при уровне значимости р < 0,05.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Известно, что липопротеины как транспортная форма жира в крови могут связывать и переносить различные гидрофобные соединения: жирорастворимые витамины, стероидные гормоны, ксенобиотики [11] и т. д. Однако до сих пор никем не рассматривалась роль этой транспортной формы гормонов в регуляции экспрессии генов и биосинтеза белка в клетках. Отсутствует и количественная оценка взаимодействия ЛП с различными стероидными гормонами. В связи с этим нами оценивалось распределение меченных тритием кортизола, дезоксикортикос-терона и прегненолона между ЛП фракциями и инфранатантом при инкубировании гормонов с сывороткой крови крыс. Первый гормон является представителем глюкокортикоидов, второй - минералокортикоидов, третий - предшественник женских половых гормонов. Оказалось, что 35-40 % метки связывается с ЛП-фракция-ми: 16-18 % - с ЛПОНП, 8-12 % - с ЛПНП и 5-7 % - с ЛПВП. Остальная метка (~ 58-60 %) была обнаружена в инфранатанте, в состав которого входят транскортин, глобулин, связывающий половые гормоны, и свободный пул аполи-попротеинов, которые также могут связывать стероидные гормоны (рис. 1).
Для того чтобы ответить на вопрос, участвуют ли белки, входящие в состав ЛП фракции, в связывании стероидных гормонов, мы использовали метод тушения флуоресценции триптофана. Известно, что сам триптофан в водном растворе имеет максимум флуоресценции при 384 нм. У ЛПВП максимум флуоресценции триптофана находится в области 333 нм, у ЛПНП - в области 335 нм, у ЛПОНП - в области 338 нм. Коротковолновый сдвиг флуоресценции триптофана во фракциях ЛП объясняется особеннос-
0s
80 70 6050-
5 40
6 зоЧ Ы
* 20Н 10 о
Ш.
1
ЛПНП ЛПВП Инфранатант Фракция
ЛПОНП
|;:-:;:|кортизол |~| дезоксикортикостерон ^ прегаенодон
ftic. 1. Распределение меченых стероидов между ли-попротеинами плазмы крови в опытах in vitro (в процентах от общей радиоактивности)
тями микроокружения. В липопротеинах - это неполярное (липидное) окружение.
При взаимодействии стероидных гормонов с липопротеинами обнаружено снижение флуоресценции триптофана. В случае использования кортикостерона оно составляло для ЛПВП 55-65 %, для ЛПОНП - 30-35 %, для ЛПНП -15-20 %. Наблюдался также слабый «голубой» сдвиг на 1-3 нм, что связано с локальными кон-формационными изменениями белкового компонента после взаимодействия его с гормонами.
Характерный спектр тушения флуоресценции триптофана получен нами при взаимодействии очищенного апоА-I с тетрагидрокортизо-
лом (рис. 2). Он типичен для всех стероидных гормонов.
На основе кривых тушения флуоресценции триптофана впервые были рассчитаны константы связывания (Кс) стероидных гормонов с различными липопротеинами и с апоА-1 [12]. С этой целью были исследованы кортикостерон, кортизол, тестостерон и прогестерон. Показано, что Кс у всех стероидных гормонов были близкими (табл. 1). Для ЛПОНП они изменялись в пределах (0,6-12) ■ 106 М-1, для ЛПНП - в пределах (0,14-0,67) ■ 106 М-1, для ЛПВП - в пределах (3,6-4,8) ■ 106 М-1. Таким образом, самой высокой Кс оказалась у ЛПВП. Известно, что в ЛПВП очень большое содержание белка [13], значительная часть которого приходится на апоА-1. После делипидирования ЛПВП и получения хроматографически чистого апоА-1 были рассчитаны Кс для данного белка. Они оказались несколько ниже, чем для ЛПВП: (0,3-0,8)-106 М-1. Это связано с тем, что после делипидирования белка изменилась его конформация, что и привело к некоторому снижению константы связывания (см. табл. 1). Однако это не отразилось на биологических свойствах апоА-1.
Далее нами показано, что именно связанная с белком-переносчиком форма гормона обладает высокой биологической активностью. С этой целью мы инкубировали гепатоциты крыс без каких-либо добавок (контроль), а также в присутствии соответственно апоА-1, кортизо-ла, тетрагидрокортизола (ТГК) и их комплексов («апоА-1 - кортизол», «апоА-1 - ТГК»). Полученные результаты представлены в табл. 2.
100 п
я
S
я к
&
80-
60-
А
В
и 4°-
и Н
20-
100 п
310 ' 320 ' 330 ' 340 ' 350 ' 360 ' 370 ' 380 Длина волны, нм
s
Я
я я
£
■о
в
о 3
и х
8
80-
60-
40-
20-
310 ' 320 ' 330 ' 340 ' 350 ' 360 ' 370 ' 380 ' Длина волны, нм
Рис. 2. Спектры триптофановой флуоресценции комплексов «аполипопротеш А-I — гормон». а — комплекс апоА-I с тетрагидрокортизолом: 1 — апоА-I (исходный спектр), 2 — апоА-I + тетрагидрокортизол (через 60 мин); б — комплекс апоА-I с прегненолоном: 1 — апоА-I (исходный спектр), 2 — апоА-I + пре-гненолон (через 60 мин)
Таблица 1
Константы ассоциации для комплексов «липопротеин-стероид» на основании кривых тушения флуоресценции триптофана
Стероид ЛПОНП ЛПНП ЛПВП апоА-1
Кортикостерон, М-1 0,6 106 0,67 106 3,6 106 0,8 106
Кортизол, М-1 1,02 ■ 106 0,14 106 4,0 106 0,3 106
Тестостерон, М-1 1,2 106 0,27 106 4,8 106 0,7 106
Прогестерон, М-1 0,6 ■ 106 0,64 106 4,4 106 0,5 106
Оказалось, что апоА-1 незначительно снижал скорость биосинтеза белка в гепатоцитах. Это обусловлено тем, что, обладая амфипат-ными свойствами, он связывал часть метки (14С-лейцина). Аналогичная ситуация выявлена нами при добавлении кортизола и ТГК. В присутствии комплекса «апоА-1 - кортизол» также отмечалось незначительное снижение скорости биосинтеза белка в гепатоцитах. Однако в присутствии комплекса «апоА-1 - ТГК» скорость биосинтеза белка увеличивалась вдвое (см. табл. 2).
Известно, что глюкокортикоиды в печени проявляют анаболическое действие [5]. Природа его была до сих пор не ясна. Нами впервые показано, что анаболическим действием обладает не сам кортизол, а его восстановленная форма - ТГК. Отличие между двумя гормонами заключается только в том, что у второго гормона Д4,3-кето-группа в А-кольце восстановлена. Это - тетрагидросоединение, которое раньше относили к биологически неактивным [14]. Показано, что восстановление этой группы, как и образование биологически активного комплекса «апоА-1 - ТГК», происходит в макрофагах печени [15].
Таким образом, нами впервые обнаружена новая транспортная форма стероидных гормонов, которая в печени проявляет выраженные анаболические свойства. Свободная форма гормонов (кортизол, ТГК) в данном случае оказалась неактивной.
Известно, что все стероидные гормоны являются гидрофобными соединениями и хорошо растворяются только в неполярных растворителях (спирт, эфир, хлороформ и др.). В липидной фазе они вступают в гидрофобные взаимодействия. Кроме того, стероидные гормоны имеют в своей структуре активные СО- и ОН-группы, которые легко образуют водородные связи с СО-, NН- и ОН-группами как белков, так и фос-фолипидов [10]. Все биологические мембраны представляют собой именно такие гетерогенные
Таблица 2
Изменение скорости биосинтеза белка в гепатоцитах крыс (М ± т)
Условие инкубации Скорость биосинтеза белка, имп/мин на 1 мг белка, п = 5
Контроль апоА-1 Кортизол ТГК апоА-1 - кортизол апоА-1 - ТГК 18016±554 15763±452# 16395±398# 15559±433# 15854±317# 32802± 1175 *
Примечание. * - достоверное различие по сравнению с контролем (р < 0,001); # - достоверное различие по сравнению с комплексом «апоА-1 - ТГК» (р < 0,05).
среды. По этой причине стероидные гормоны не могут проникать через клеточные мембраны в клетку. Проведенные нами исследования показали, что это действительно так.
Предварительная короткая (~ 5 мин) преин-кубация эритроцитов со стероидными гормонами или катехоламинами в конечной концентрации 10-8-10-9 М приводила к выраженным наноструктурным переходам в плазматических мембранах. При атомно-силовой микроскопии эритроциты здоровых животных выглядели как крупные двояковогнутые диски диаметром ~ 67 нм. При большем разрешении на их поверхности выявлялась незначительная неоднородность, обусловленная, вероятно, присутствием мембраносвязанных белков. При добавлении к взвеси эритроцитов этанола (10 % от объема смеси) неоднородность поверхности возрастала, по-видимому, в связи с денатурирующим действием растворителя на поверхностные структурные белки. При добавлении к взвеси эритроцитов кортизола картина резко изменялась. На ровной поверхности появлялись многочисленные мезополосы разрыхления структуры клеточной мембраны (рис. 3, а).
Еще более значительные изменения структуры эритроцитарных мембран вызывал адреналин (рис. 4, а). На поверхности мембран эритроцитов появлялись выпуклые уплотнения (домены), имеющие квазишахматное распределение, которые чередовались с участками значительного разрыхления поверхности. ИК-спек-троскопия, проведенная нами ранее, позволила понять механизм этих изменений [10]. Оказалось, что они связаны с формированием сложных белково-липидных доменов за счет образования водородных связей ОН-групп гормонов с СО- и NН-группами мембрано-связанных белков и фосфолипидов. В результате усиления
1,0 мкм
Концентрация кортизола А, 10
Рис. 3. а — атомно-силовая микроскопия; поверхность эритроцита крысы после взаимодействия с кортизолом. Концентрация гормона 10-6 М. Размер скана 1,3 х 1,3 мкм2; б — изменение относительной микровязкости мембран Ь = ц(А)/ц(0), где п(А) и п(0) — микровязкости мембран, когда к взвеси «теней» кортизол соответственно добавлен или не добавлен. Здесь и на рис. 4, б концентрация «теней» С = 0,128 мг белка/мл; линия 1 — изменение относительной микровязкости в области липид-липидного взаимодействия, линия 2 — изменение относительной микровязкости в области белок-липидного взаимодействия; концентрация пирена во взвеси 7,7 х 10-6, температура образцов 309,1 ± 0,1 К (360 °С), взвесь имеет рН 7,35
0 0^2 0^4 о!б 0^8 мкм
Концентрация адреналина А, 10 М
Рис. 4. а — атомно-силовая микроскопия; поверхность эритроцита крысы после взаимодействия с адреналином. Концентрация гормона 4 х 10-6 М. Размер скана 1 х 1 мкм2; б — изменение относительной микровязкости мембран Ь = п(А)/п(0), где п(А) и п(0) — микровязкости мембран, когда к взвеси «теней» адреналин соответственно добавлен или не добавлен
гидрофобных взаимодействий в доменах моле-кулярно-связанная вода вытеснялась в смежные области, что приводило к их разрыхлению.
Изменялись не только структура, но и свойства мембран. Применение флуоресцентного зонда пирена показало, что в эритроцитарных мембранах значительно повысилась микровязкость. Это происходило в области как белок-ли-пидных, так и липид-липидных взаимодействий (см. рис. 3, б, 4, б). Эффект был более выражен-
ным в присутствии адреналина (40 %), чем кор-тизола (25 %). Так, в первом случае повышение микровязкости мембран отмечалось при значительно меньшей концентрации, выход кривой на плато происходил при концентрации гормона 1710-9 М, тогда как в присутствии кортизола это отмечалось при концентрации 710-8 М. Микровязкость в области липид-белковых взаимодействий для обоих гормонов увеличивалась при меньших концентрациях и была более вы-
раженной, чем в области липид-липидных взаимодействий (см. рис. 3, б, 4, б).
Увеличение микровязкости эритроцитарных мембран коррелировало со снижением поглощения триптофана в мембрано-связанных белках. Можно думать, что структурные переходы в эритроцитарных мембранах под влиянием гормонов стресса индуцируются в большей степени в белках и в меньшей степени в липидах. В целом на гормоны мембрана реагирует как кооперативная система.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Стероидные гормоны в плазме крови активно связываются с липопротеинами различного класса плотности (ЛПВП, ЛПНП и ЛПОНП). Суммарное количество связавшегося гормона не превышает 40 % от общего количества его в крови. Константы связывания гормонов с липопротеинами изменяются в пределах (0,64,4) ■ 106 М-1 для разных классов ЛП. В ЛПВП белком, связывающим стероидные гормоны, служит апоА-1. Комплекс «стероидные гормоны - апоА-1» является биологически активным. Важным условием активности комплекса служит наличие восстановленной Д4,3-кето-группы А-кольца гормонов. Биологическая активность комплекса «стероидный гормон - апоА-1» в клетках печени связана с усилением анаболического действия, в основе которого лежит повышение скорости биосинтеза белка.
Таким образом, впервые показано, что транспортные формы стероидных гормонов (гормон - апоА-1) являются биологически активной формой гормонов.
Свободная форма стероидных гормонов не проникает через клеточную мембрану в клетку. При взаимодействии гормонов со структурными компонентами клеточных мембран происходит образование сложных белково-липидных доменов (кластеров) в связи с образованием водородных связей между СО- и ОН-группами гормонов и СО-, КН-группами как белков, так и фосфолипидов. Это сопровождается увеличением микровязкости мембран одновременно в области белок-липидных и липид-липидных взаимодействий. Последнее обстоятельство приводит к большим трудностям в продвижении эритроцитов по капиллярному руслу и создает предпосылки для развития тканевой гипоксии.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ткачук В.А., Ратнер Е.И. Нейроэндокрин-ная система регуляции // Клиническая биохимия / Ред. В. А. Ткачук. М.: ГЭОТ АР-Мед, 2002. 263322.
Tkachuk V.A., Ratner E.I. Neuroendocrine regulation system // Clinical Biochemistry / Ed. V.A. Tkachuk. M.: GEOTAR-Med, 2002. 263-322.
2. Обут Т.А. Андрогены в адаптации организма: биологическая значимость надпочечнико-вых андрогенов. Новосибирск: Art-Avenue, 2004. 102 с.
Obut T.A. Androgens in the adaptation of an organism: biological significance of adrenal androgens. Novosibirsk: Art-Avenue, 2004. 102 p.
3. Ousova O., Guyonnet-Duperat V., Iannuc-celli N. et al. Corticosteroid binding globulin: a new target for cortisol-driven obesity // Mol. Endocrinol. 2004. 18. (7). 1687-1696.
4. Pugeat M.M., Chrousos G.P., Nisula B.C. et al. Plasma cortisol transport and primate evolution // Endocrinology. 1984. 115. (1). 357-361.
5. Сергеев П.В., Голенко-Ярошевский П.А., Шимановский Н.Л. Очерки биохимической фармакологии М.: РЦ Фармединфо, 1996. 384 с.
Sergeev P.V., Golenko-Yaroshevskiy P.A., Shima-nowskiyN.L. Essays on the biochemical pharmacology. M.: RC Farmedinfo, 1996. 384 p.
6. Панин Л.Е., Поляков Л.М., Розуменко А.А., Биушкина Н.Г. Транспорт стероидных гормонов липопротеидами сыворотки крови // Вопр. мед. хим. 1988. (5). 56-58.
Panin L.E., Polyakov L.M., Rozumenko A.A., Biushkina N.G. Transport of steroid hormones in blood serum lipoproteins // Vopr. med. khim. 1988. (5). 56-58.
7. Polyakov L.M., Sumenkova D.V., Knya-zev R. A., Panin L.E. The analysis of interaction of lipoproteins and steroid hormones // Biochemistry (Moscow) Supplemental Series B: Biomedical Chemistry. 2010. 4. (4). 362 - 365.
8. Seglen P. Preparation of isolated rat liver cells // Methods in Cell Biology / Ed. D.M. Prescott. N.Y.: Academic Press, 1976. 13. 29-83.
9. Усынин И. Ф. Метод получения паренхим-ных клеток печени // Новые методы научных исследований в клинической и экспериментальной медицине. Новосибирск: СО АМН СССР, 1980. 96-98.
Usynin I.F. A method for obtaining ofparenchymal liver cells // New methods of research in clinical and experimental medicine. Novosibirsk: SO AMN SSSR, 1980. 96-98.
10. Panin L.E., Mokrushnikov P.V., Kunit-syn V. G., Zaitsev B.N. The interaction mechanism of Cortisol and catecholamines with structural components of erythrocyte membranes // J. Phys. Chem. B. 2010. 114. (29). 9462-9473.
11. Поляков Л.М., Часовских М.И., Панин Л.Е. Липопротеины - уникальная транспортная система для ксенобиотиков и биологически активных веществ // Успехи соврем. биол. 1992. 112. (4). 601-608.
Polyakov L.M., Chasovskikh M.I., Panin L.E. Lipoproteins - a unique transport system for xenobiotics and biologically active substances // Uspekhi sovrem. biol. 1992. 112. (4). 601-608.
12. Attallah N.A., Lata G.F. Steroid-protein interactions studies by fluorescence quenching // Bio-chim. Biophys. Acta. 1968. 168. (2). 321-333.
13. Климов А.Н., Никульчева Н.Г. Обмен ли-пидов и его нарушение. СПб.: Питер, 1999. 505 с.
Klimov A.N., Nikulcheva N.G. Metabolism of lipids and its disorder. SPb.: Piter, 1999. 505 p.
14. Юдаев Н.А., Афиногенова С.А., Крехо-ва М. А. Кортикостероиды // Биохимия гормонов и гормональной регуляции. М.: Наука, 1976. 171227.
Yudaev N.A., Afinogenova S.A., Krekhova M.A. Corticosteroids // Biochemistry of hormones and hormonal regulation. M.: Nauka, 1976. 171-227.
15. Panin L.E. Molecular mechanisms of interaction of THC-apoA-I complex with DNA and initiation of transcription // Trends in DNA Research. Ed. C.R. Woods. N.Y.: Nova Science Publishers Inc., 2006. 65-102.
TRANSPORT FORMS OF STEROID HORMONES IN THE BLOOD, THEIR CONNECTION WITH THE DEVELOPMENT OF SOME PHYSIOLOGICAL AND PATHOLOGICAL PROCESSES
Lev Evgenyevich PANIN
Institute of Biochemistry SB RAMS 630117, Novosibirsk, Timakov str., 2
It is shown that blood lipoproteins transferred at least 40% of steroid hormones, including Cortisol, corticosterone, testosterone, progesterone. Constant of binding for these hormones is ~ 106 M-1. In the high density lipoprotein the protein binding steroid hormones is apolipoprotein A-I. This form of transport has high biological activity as a transcription factor. It enhances gene expression and the rate of protein biosynthesis in liver cells. Free form of hormones can not penetrate cell membranes due to the formation of hydrogen bonds of CO and OH groups of hormones with OH and NH groups of both proteins and lipids. The hydrophobic interactions of hormones with the lipid phase of membranes is also hampering in this penetration.
Key words: transport forms of steroid hormones, lipoproteins, apolipoprotein A-I, biological membranes, nano-structural transitions.
Panin L.E. - doctor of medical sciences, professor, academician of RAMS, director, e-mail: ibch@soramn.ru
