CC BY
86
Статья
последней задачи - реализация в колебательной системе БГМ большой (по модулю) положительной реактивности, образуемой короткозамкнутым (КЗ) отрезком коаксиальной линии, встроенной в волноводный резонатор и заполненный ферритом [3].
Другой момент - использование МЭП-диода [2], работающего на участке отрицательной проводимости. Выбор именно МЭП-диода в качестве генерирующего элемента объясняется тем, что его импеданс имеет емкостный характер, что позволяет стабилизировать рабочую точку. Одновременно повышение эксплуатационной надежности и расширения частотного диапазона Дю генерации обеспечивается при повышении добротности контура усилением контролирующего влияния КВЧ-поля на доменную неустойчивость в МЭМ-диоде. Определенные требования предъявляются и к пассивным конструктивным элементам БГМ. Технико-экономическая эффективность БГМ обеспечивается его хорошими эксплуатационными характеристиками; последние, в свою очередь, обусловлены простотой конструкции, расширенным частотным диапазоном Дюраб., возможностью магнитного управления частотой генерации, надежностью и пр. По сравнению с традиционными методами повышения частотной стабильности, например, применением стабилитронных схем, предлагаемое схемно-конструкторское решение технологичнее и экономичнее.
Испытания макетного образца БГМ показали существенное снижение АМ- и ЧМ-шумов на малых отстройках от несущей частоты Юн±Дю по сравнению с обычными КВЧ-модулями. В диапазоне частот 37...41,5 ГГц уровень ЧМ-шумов составил
55 50 дБ/Гц на остройках 5 кГц от /, что существенно ниже,
чем аналогичные показатели для серийных измерительных генераторов Г4-141 и Г4-142, широко используемых в медикобиологических исследованиях, в КВЧ-терапии при клинических экспериментах.
Еще раз подчеркнем особенность БГМ: магнитное управление частотой генерации ЭМИ КВЧ. При этом колебательная системы реализуется значительно более простой по сравнению с обычными системами на варикапах; в последнем случае велика роль паразитных параметров корпуса. Использование же феррита приводит к снижению числа резонансных частот пюрез, разрежению спектра 8(ю), повышению устойчивости автоколебательного режима при вариациях нагрузки иных условий эксплуатации - с точки зрения возможных перескоков частоты.
Конструкция разработанного БГМ явилась основой аппарата КВЧ-терапии, используемого в синергетическом биотехническом контуре при лечении стоматологических заболеваний [1]. Предусмотренная в конструкции БГМ возможность магнитного управления частотой ЭМИ КВЧ без срывов генерации и перескоков частот Ю1^Ю2_ позволяет решить простыми средствами такую насущную для КВЧ-терапии с фиксированной частотой излучения задачу, как регуляция психофизиологического состояния пациента. Это достигается режимом апериодической комбинированной АМ-ЧМ-модуляции ЭМИ КВЧ:
М8ш ю1;^-8т (пю1)^_
Для задач активации и мобилизации защитных сил организма используется режим модуляции, при котором обеспечивается плавная линейная девиация частоты Дю/Д1 в начале и в конце радиоимпульса при неизменной частоте Юраб=сопв1;(1;) в его центральной части; имеется в виду режим импульсной АМ-модуляции: меандр с частотой повторения £-0,8.. .100 Гц.
Примерно такой же эффект достигается при использовании экспоненциально Аехр^Гф] нарастающей девиации частоты в начальной части радиоимпульса и резкого изменения этого параметра в конечной части импульса (задний фронт). С позиций синергетики отметим: экспоненциальный закон эндогенного воздействия на организм является наиболее адекватным для адаптации биосистемы. Для задач психофизиологического «успокоения» характер девиации Дю/Д1 частоты должен быть иным, а именно: быстра девиация в начале радиоимпульса и экспоненциальный задний фронт. Механизм магнитного управления частотой наиболее просто решает перечисленные задачи. И еще отметим один методический момент. Оптимальной считается ситуация, когда спектральный состав ЭМИ КВЧ адекватен полям в биологических активных точках (БАТ) организма человека, что является непременным условием реализации синергетического коммуникационно-информационного механизма терапевтического воздействия ЭМИ КВЧ. Заметим, что кроме обоснованных в
КВЧ-терапии «терапевтических частот» [1, 3], экспериментально установлена эмиссионная способность БАТ и рефлексогенных зон (РГЗ) Подшибякина и Захарьина - Геда на частотах 120, 170, 330 и 400 ГГц [1], что соответствует полосам непрозрачности атмосферы. Это означает, что чувствительность организма к ЭМИ в этих диапазонах очень высока, то есть эти частоты потенциально эффективны для терапии. Отсюда и задача получения технического решения высококогерентной синергетической КВЧ-аппаратуры на частотах непрозрачности.
Заключение. Повышение эффективности КВЧ-терапии напрямую связано с разработкой методов проектирования высококогерентной маломощной аппаратуры, работающей в режиме комплексной АМ-ЧМ-модуляции и изменения поляризации (киральности) в различных, в том числе и коротковолновой, частях КВЧ-диапазона. При этом все изменения рабочих параметров - частоты, модуляции, поляризации и пр. - должны выполняться в автоматическом режиме, которым управляет биотехнический контур, замкнутый по системе обратных связей от пациента (с датчиков) к аппаратуре ЭМИ КВЧ. Это есть первое и основное условие реализации принципов синергетики. Еще отметим важный вопрос об элементной базе БГМ ЭМИ КВЧ. Традиционно используемыми в генераторах ЭМИ КВЧ малой мощности (КВЧ-терапии) активными элементами являются полупроводниковые диоды с междолинным переносом электронов (МЭП-диоды или диоды Ганна), а также лавинно-пролетные диоды (ЛПД). Эти элементы являются пролетными приборами, то есть связь между генерируемой мощностью Рг и частотой генерации /0 выражается через каноническое соотношение [2]: РгРо2=соп81 Поэтому с ростом частоты величина генерируемой мощности резко падает. Поэтому при проектировании БГМ, работающих на частотах свыше 40.50 ГГц, наиболее целесообразным является генерация на более низких частотах с последующим удвоением частоты; наиболее эффективны здесь конструкции умножителей на запредельных волноводах [1, 3], что позволяет обойти реальный вопрос с отсутствием серийно выпускаемой высокочастотной элементной базы.
Литература
1. Ю.А. Луценко и др. Электромагнитная терапия в стоматологии / Под ред. Т.И.Субботиной, А.А.Яшина.- Тула: ТулГУ, 2002.- 228 с.
2. Костылев С. и др .Полупроводники с объемной отрицательной проводимостью в СВЧ-полях..- Киев: Наукова думка, 1987.- 144 с.
3. Архипов М.Е. и др. // Физика волновых процессов и радиотехнические системы.- 1999.- Т. 2, № 3-4.- С. 56-68.
УДК 611-18.1; 576.3/. 7;611 -013.11
ТРАНСПЛАНТАЦИЯ ГЕПАТОЦИТОВ В ЛЕЧЕНИИ ЗАБОЛЕВАНИЙ ПЕЧЕНИ - НАСТОЯЩЕЕ И БУДУЩЕЕ
Д.В. ИВАНОВ, А.И. РЯЗАНОВ, А.А. ХАДАРЦЕВ*
Интерес к клеточным технологиям в лечении заболеваний печени постоянно нарастает, что в первую очередь связано с нехваткой донорских органов (не только за рубежом, но ив России). В России с 2003 года продолжается судебный процесс над врачами-трансплантологами, который практически свел к нулю число трансплантаций органов. Трансплантация гепатоци-тов (ГЦ) или гепатоцитоподобных клеток в клинике может стать альтернативой ортотопической трансплантации печени при острой печеночной недостаточности, наследственных метаболических заболеваниях печени и на последних стадиях цирроза печени. Концепция клеточной терапии заболеваний печени широко известна, но применение ее для лечения ограничено. Ведутся дискуссии о значимости клинических и экспериментальных данных по трансплантации ГЦ, о роли стволовых клеток в восстановлении ткани печени.
* ГУП ТО НИИ новых медицинских технологий
Д.В. Иванов, А.И. Рязанов, А.А. Хадарцев
Цель обзора - обобщение имеющихся результатов применения трансплантации ГЦ в лечении заболеваний печени и определить его дальнейшие перспективы.
Введение. Трансплантация ГЦ может явиться своеобразным «мостом» для пациентов ожидающих трансплантацию печени [7, 69], влиять на уменьшение смертности при острой печеночной недостаточности [18, 58] и результаты лечения метаболических болезней печени [3, 16, 19, 22, 29-30, 47-48, 66-67, 69]. В отличие от трансплантации целого органа клеточная терапия является менее инвазивной и может повторяться неоднократно. Ограничение применения трансплантации ГЦ обусловлено нехваткой жизнеспособных клеток. Имеются как минимум два доступных источника получения клеток, нужных для трансплантации: гепатоцитоподобные клетки, полученные из стволовых и клеток-предшественников, или реплицированные линии гепато-цитов [36] и гепатоцитоподобные клетки из внепеченочных стволовых и прогениторных клеток. Это открывает новые возможности клеточной терапии, т. к. некоторые типы стволовых клеток пролиферируют in vitro, что обеспечит создание ГЦ или клеток-предшественников для трансплантации. Широкая доступность человеческих ГЦ откроет новые перспективы лечения заболеваний печени [60, 68].
Какие заболевания печени являются первостепенными для применения клеточных технологий?
Острая печеночная недостаточность (ОПН) из-за стремительного ухудшения функции печени ведет к высокой смертности. Вирусный гепатит, идиосинкразия (лекарства, ацетоамино-фен - парацетамол), отравление грибами - частые причины ОПН. Печеночная энцефалопатия, отек головного мозга, коагулопатия, септицемия и полиорганная недостаточность являются важными звеньями патогенеза ОПН [44, 61]. Клеточная терапия при этом должна обеспечивать нормализацию функций печени, влияя на метаболизм токсинов, секрецию протеинов (альбумина) и стабилизацию гемодинамических параметров. В ряде исследований аллогенные гепатоциты, полученные из трупной печени, вводились через селезеночную артерию или портальную вену [53, 69, 7], после чего отмечалось улучшение клиники печеночной энцефалопатии, нормализация протромбинового индекса. Благодаря большой вместимости и доступности перитонеальной полости интраперитонеальное введение гепатоцитов может стать альтернативной стратегией лечения до начала спонтанной регенерации печени. У ряда пациентов с ОПН и энцефалопатией 3 стадии фетальные ГЦ вводились в перитонеальную полость, отмечено достоверное улучшение частоты выживания по сравнению с контрольной группой [26]. Так как ГЦ в перитонеальной полости имеют ограниченный срок жизни, альтернативой простого введения может служить введение на носителях. Опыты на крысах показали достоверное улучшение выживаемости ГЦ, введенных на носителях [14], а трансплантация ГЦ без носителей не улучшила их выживаемость. Эта терапия ОПН ограничена из-за разнообразия этиологии, успехов комплексного поддерживающего лечения и восстановления (саморегенерации) печени.
Наследственные метаболические заболевания печени (МЗП) менее изменчивы и протекают более мягко. Объективные параметры (желчные кислоты, факторы свертывания крови и т.д.) четко контролируются, обеспечивая оценку корректности лечения. Но при этих заболеваниях редко возникают ургентные состояния, часто эффективна обычная терапия, поэтому потенциальный успех должен быть взвешен, чтобы избежать таких осложнений как иммуносупрессия, эмболизация легочных артерий ГЦ, сепсис, гемодинамические нарушения. Результаты трансплантации ГЦ для большинства МЗП весьма обнадеживающие [8]. Например, описана отличная эффективность метода при синдроме Криглер - Найяра 1 типа - наследственного заболевания по рецессивному типу, характеризующегося тяжелой гипер-билирубинемией. Введением ГЦ через портальную вену удалось частично компенсировать уровень билирубина в крови более чем на 11 месяцев [19]. Похожие результаты получены в лечении 9летнего мальчика, которому вводились ГЦ в количестве 7,5х109 через портальную вену, что позволило добиться уменьшения уровня билирубина с 530±38 до 359±46 ммоль/л [3]. Hughes R.D. et al. [30] опубликовали данные о снижении на 40% уровня билирубина после применения трансплантации ГЦ у пациента с синдромом Криглер - Найяра 1 типа. Хотя все эти данные демонстрируют эффективность и безопасность, единичное введение оказалось недостаточным для коррекции симптоматики болезни.
Обнадеживающие результаты получены у 47-летней пациентки, страдающей от гликогенеза 1 типа (Гирке-ван-Кревельда синдром) - заболевания, передающегося по аутосомно-
доминантному типу, с избыточным содержанием гликогена из-за недостаточности глюкозо-6-фосфата, что ведет к увеличению печени и почек [48]. Ей были введены ГЦ через портальную вену в количестве 2х109. Обследование через 9 мес. показало, что метаболические показатели достоверно улучшились.
4-летней девочке с врожденным нарушением метаболизма пероксисом, приводящим к росту уровня желчных кислот в крови и образованию патологических желчных кислот на курс ввели 2х109 ГЦ от донора мужчины в портальную вену, курс состоял из 8 введений. Выработка патологических желчных кислот (пипехо-линовой кислоты) уменьшилась на 40% через 18 месяцев.
Недавно была выполнена успешная трансплантация ГЦ при лечении наследственного дефицита VII фактора коагуляции [16] двум братьям (в возрасте 3 месяца и 3 года): им провели трансплантацию донорских ГЦ (1,1x109 и 2,2х109 соответственно) через нижнюю брыжеечную вену. Трансплантация достоверно уменьшила коагулопатию и количество экзогенного VII фактора на 20% по сравнению с состоянием до начала терапии. Трансплантация ГЦ, помимо коррекции МЗП, частично корректирует нарушения в цикле обмена мочевины. Отмечено клиническое улучшение: уменьшение количества аммиака и увеличение продукции мочевины [29, 47, 67, 70]. Результаты трансплантации ГЦ в лечении НЗП представлены в работах [16, 19, 29, 48, 51, 66, 69].
Сведений о длительности времени существования трансплантированных ГЦ недостаточно. Отмечено уменьшение дозы рекомбинантного VII фактора в течение 6 месяцев и общее улучшение. Это говорит о функционировании в течение 6 месяцев трансплантированных ГЦ, что важно для дальнейших исследований: действительно ли трансплантированные аллогенные ГЦ погибают или это последствия проводимой иммуносупрессии? В отношении долговременного приживления - важно понять, действительно ли трансплантированные ГЦ получают преимущество над клетками реципиента.
Целесообразно разделение МЗП на две группы. Первая группа - наследственные нарушения свертывания крови. Секреция свертывающих факторов важна для организма, но их дефицит не влияет на выживаемость ГЦ. Поэтому селективного преимущества у ГЦ ожидать не приходится. Вторая группа МЗП -болезнь Вильсона, которая выражается в дефекте транспортировки меди белком АТР7В. Следствием этого генного дефекта является патологическое накопление меди в печени, приводящее к повреждению ГЦ [25]. В этом случае трансплантация немутантных клеток (ГЦ) может иметь селективное преимущество перед ГЦ реципиента. Большое количество трансплантированных ГЦ позволяет лучше приживаться клеткам и, возможно, что для 1 группы МЗП понадобятся повторные трансплантации. Но клинических данных о различиях в долговременном приживлении ГЦ между заболеваниями 1 и 2 групп пока еще нет.
Конечные стадии болезни печени (цирроз). Клеточная терапия цирроза печени (ЦП) более проблематична, т.к. идет гибель функциональных ГЦ, печеночная архитектоника влияет на ухудшение функции печени, внутрипеченочные порто-
портальные шунты могут не допускать действенного обмена между ГЦ и плазмой крови. В этой ситуации успех дополнительно трансплантированных ГЦ в печень без сохранения нормальной архитектоники печени - весьма спорный. Альтернативной стратегией является введение ГЦ в другие места: селезенку, брюшную полость, сальник - для поддержания метаболических функций и регенерации. Изучая эффективность внутриселезе-ночной трансплантации ГЦ, ряд исследовательских групп вызывал ЦП у крыс с помощью фенобарбитала и 4-хлористого углерода, после чего ГЦ вводились непосредственно в пульпу селезенки [9, 35, 54]. Через 4 недели у животных с четкой картиной ЦП проводилась терапия клетками - крысиными и свиными ГЦ [54], сингенными крысиными ГЦ [35], иммортализованными крысиными ГЦ [9]. Во всех случаях было достоверное улучшение функций печени и выживаемость животных.
Отмечено улучшение результатов у человека по сравнению с животными моделями [46, 51], вероятно, из-за того, что ГЦ вводились через селезеночную вену, а не непосредственно в пульпу селезенки. Этот взгляд поддерживается Ка§а1а е! а1., которые доказали, что путь введения ГЦ влияет на их приживаемость и функции [55]. Остается открытым вопрос: как пульпа
Д.В. Иванов, А.И. Рязанов, А.А. Хадарцев
селезенки способна принять достаточное количество функциональных ГЦ для компенсации функций цирротической печени. В селезенке трансплантированные клетки могут вызвать иммунологическую реакцию, более интенсивную, чем в других эктопических местах трансплантации, потому что они имеют большую вместимость и доступность. Брюшная полость является альтернативным местом трансплантации ГЦ при лечении конечных стадий заболеваний печени. Однако суспензия ГЦ не выживает в течение длительного промежутка времени, и поэтому результаты могут быть кратковременными. Применение ГЦ при декомпенси-рованном состоянии пациентов может улучшить клинические параметры, но не изменить природу заболевания. Инкапсулированные ГЦ [4, 62] или ГЦ на носителях могут быть альтернативным вариантом роста выживаемости клеток в брюшной полости. Имплантация ГЦ на носителях предпочтительнее при декомпен-сированных состояниях [10]. Однако эти методы пока являются концептуальными и еще далеки от клинического применения.
Какой путь введения клеток лучший? При МЗП и ОПН гистоархитектоника печени остается интактной, поэтому введение ГЦ через портальную или нижнюю брыжеечную вену вполне адекватно. Экспериментально показано, что введенные через портальный кровоток ГЦ в итоге располагаются в печеночных синусоидах перипортальной области печеночной дольки [37]. Единичные клетки успешно проходят эндотелиальный барьер и встраиваются в паренхиму. После восстановления контакта с окружающими ГЦ пациента, донорские ГЦ начинают пролиферировать. Донорские клетки и их поколения постепенно увеличиваются в количестве и заполняют печень пациента. Мониториро-вание портального давления у 4-летней девочки после трансплантации ГЦ через портальную вену показало рост портального давления, которое вскоре было компенсировано до значений перед трансплантацией [66]. Способность печени вмещать трансплантированные ГЦ может быть усилена ишемией. При транзи-торной ишемии печени показано улучшение терапевтического действия аллогенных ГЦ, введенных через портальную вену для лечения липопротеинемии низкой плотности [5]. Эта техника может быть перспективной для улучшения приживаемости донорских ГЦ у больных с МЗП.
Когда печеночная гистоархитектоника повреждена, введение клеток через портальную вену может быть причиной еще большего повышения портального давления и эмболизации легких [71]. Необходимы эктопические места для трансплантированных ГЦ, наилучшим из которых является селезенка. Работы, проведенные на свиньях, показали, что непосредственное введение донорских клеток в пульпу селезенки лучше по приживаемости по сравнению с введением через селезеночную артерию [55]. Введение через селезеночную артерию может вызвать некроз пульпы из-за окклюзии сосудов донорскими ГЦ. Введение ГЦ в пульпу селезенки менее опасно, единственным осложнением было незначительное кровотечение в брюшную полость, что обеспечивает реальную стратегию в лечении грубо нарушенной гистоархитектоники печени. В ряде работ клетки вводились непосредственно в ткани печени [74, 63, 6], но при этом трансплантированные клетки обнаруживались в тканях печени, а также в центральных венах, что представляет риск эмболизации легких.
Какой должна быть наиболее эффективная иммуносупрессия? Трансплантация островковых клеток хорошо изучена при лечении сахарного диабета. Она обычно выполняется чре-скожно во внутрипеченочную портальную систему. Это обеспечивает условия для клеточной терапии заболеваний печени и может стать основой терапевтических методов применения клеток. Клинический исход трансплантации островковых клеток с начальным уровнем с-пептида >0,5нг/мл, инсулиновой независимостью менее чем на 40% после одного года трансплантации (www.med.uni-giessen.de/itr) не может быть более успешным, чем трансплантация целой поджелудочной железы с 70% инсулиновой независимостью после одного года трансплантации (www .iptr.umd. edu).
Оптимизация иммуносупрессии улучшает клинический исход трансплантации островковых клеток [17]. Иммуносупрессив-ный режим играет важную роль в клеточной терапии заболеваний печени. Ингибирование активности печеночных натуральных киллеров или локальная иммуносупрессия могут дополнительно улучшить приживаемость и пролиферацию трансплантированных клеток [20]. Конечной целью должна быть эффективная иммуносупрессия с минимальным количеством побочных эффектов.
Большинство иммуносупрессивных протоколов включает ингибитор кальциневрина (CNI, такролимус или циклоспорин) совместно или без стероидов в комбинации с индукционной терапией -антителами к рецепторам ИЛ-2 (базиликсимаб) или антитимо-цитным глобулином (тимоглобулин). В зависимости от основной болезни пациента и сопутствующей патологии иммуносупрессия без стероидов или уменьшенной дозой циклоспорина (CNI) предпочтительнее. Уменьшение или полное удаление циклоспорина может быть достигнуто с помощью других иммуносупрессивных лекарств: микофенолатом мофетила (MMF) или сироли-мусом. Так как имеется ряд методов иммуносупрессии после клеточной трансплантации и нет специфических протоколов, которые могут быть рекомендованы для этих пациентов, необходимо осторожное использование стандартных иммуносупрессив-ных протоколов. Надо принять во внимание, что необходимая после клеточной трансплантации иммуносупрессия намного меньше по сравнению с трансплантацией целого органа. Инкапсуляция трансплантированных клеток уменьшает их иммуноген-ность. Это может не только увеличить выживаемость трансплантированных клеток, но также уменьшить дозы и осложнения иммуносупрессивной терапии.
Количество клеток и частота назначения. Печень человека состоит из ~250х109 клеток, которые организованы в ~106 печеночных долек, каждая из которых содержит около 250000 клеток. ГЦ составляют порядка 65-70% клеток из общего количества. Простым арифметическим действием получаем, что печень человека содержит в среднем 175х109 ГЦ. Как правило, количество ГЦ соответствующее 1-5% от общей массы печени (~1,8-8,8х109 ГЦ) приносит ожидаемый терапевтический эффект. Количество 8,8х109 ГЦ является желаемой целью при трансплантации. В ряде опубликованных работ неудачный или слабовыра-женный клинический эффект объясняется небольшим количеством трансплантированных клеток. Желательные 8,8 миллиардов ГЦ (соответствующее 5% массы печени) могут быть одномоментно безопасно трансплантированы посредством разделения общей дозы на 5-6 равных частей, которые вводятся в течение нескольких часов. Когда портальное давление возвращается к нормальному или снижается до приемлемых значений, можно безопасно вводить следующую партию клеток. Возможна трансплантация клеток до 5% от массы печени в виде отдельных трансплантаций в течение более длительного промежутка времени (несколько недель в месяц), что позволит увеличить общее число трансплантированных клеток до 15-20% от массы печени.
Ограничение доступности — главный барьер для трансплантации ГЦ. С 1977 года трансплантация ГЦ признается желательной для лечения МЗП [23]. Groth et al. продемонстрировали, что применение внутрипортального введения ГЦ у крыс с недостаточностью глюкуронсульфтрансферазы уменьшает ги-пербилирубинемию. Большинство публикаций сообщает о положительном воздействии трансплантации ГЦ у людей, но, несмотря на положительные результаты, применение этого способа осуществлено для лечения лишь 100 пациентов. Причина этого -в успешности ортотопической трансплантации печени и ограниченной доступности ГЦ человека. Количество и/или качество гепатоцитов, полученных из донорской печени, пока не позволяет широко применять их трансплантацию. Так будет до тех пор, пока не станут доступными первичные ГЦ. При облегчении доступности клеток эквивалентных первичным ГЦ лечение ОПН, врожденных или приобретенных МЗП, возможно, и ЦП, будет кардинально изменено.
Являются ли человеческие стволовые и прогениторные клетки обнадеживающими кандидатами для клеточной терапии заболеваний печени? С 1999 года появились сведения о получении гепатоцитоподобных клеток из различных типов стволовых и прогениторных клеток [27]. Новая возможность клеточной терапии считается недостаточно доказательной и не осуществляется в клинических условиях. Несмотря на это, вето на применение клеточных технологий в лечении заболеваний печени при согласии и просьбе самого пациента - представляется нецелесообразным.
Экспериментальные данные получения гепатоцитов из внепеченочных стволовых и клеток-предшественников. Получение гепатоцитоподобных клеток из внепеченочных стволовых клеток in vivo. Первые публикации показали, что гемопоэтические клетки могут дифференцироваться в ГЦ и
Д.В. Иванов, А.И. Рязанов, А.А. Хадарцев
холангиоциты с высокой степенью приживления в поврежденной печени лабораторных животных (грызунов). Petersen et al. [59], используя 3 метода, показали, что костно-мозговые клетки содействуют клеткам печени. Первый - летально облученным крысам женского пола был трансплантирован костный мозг от крыс мужского пола. У крыс женского пола вызывали поражение печени и блокировку эндогенной пролиферации ГЦ, используя совместно CCL4 и 2-ацетиламинофлуорен (2-AAF). При этом в печени крыс женских особей обнаружены ГЦ с Y+ хромосомой.
Второй метод, - используя похожий протокол, костномозговые клетки от дипептидилпептидазы IV (DPPIV)+ F-344 крыс мужского пола были введены в (DPPIV)- F-344 крыс женского пола, что дало в результате экспрессию DPPIV в желчных канальцах между ГЦ у крыс женского пола. Третий - ткани печени крыс породы Lewis, которые экспрессируют главный комплекс гистосовместимости II типа, - изофермент L21-6 -были трансплантированы крысам породы Brown-Norway, которые не экспрессируют данный изофермент. После протокола CCL4/2-AAF реципиенты (Brown-Norway крысы) показали положительную экспрессию изофермента L21-6 в печени. Похожие результаты были получены в дальнейших исследованиях на различных животных моделях с очищенными типами клеток для трансплантации [27]. Однако маркеры, экспрессирующиеся внепеченочными клетками в комбинации с печеночноклеточными факторами, не гарантируют трансдифференцировку трансплантированных клеток в истинные ГЦ, а, скорее всего, вызваны клеточным слиянием (fusion). Поколение ГЦ in vivo из костного мозговых клеток имеет одно фундаментальное условие: костный мозг реципиента может быть восстановлен заблаговременно благодаря трансплантированным донорским клеткам. С клинической точки зрения, это обеспечит выбор для большинства пациентов с тяжелыми заболеваниями печени. Полученные обнадеживающие результаты при трансплантации внепеченочных клеток для лечения патологии печени у крыс стимулировали большое число независимых исследователей изучить судьбу различных типов человеческих стволовых и клеток-
предшественников на экспериментальных животных [1, 6, 13, 31,
33, 38-39,56-57,63-64, 72, 74, 76, 78]. Несомненно, дифференци-ровка человеческих стволовых клеток в истинные ГЦ или даже ткани печени может быть значительным прогрессом с высокой клинической значимостью. Во всех экспериментах, опубликованных до настоящего времени, используется похожая стратегия. Внепеченочные стволовые клетки вводились в печень экспериментальных животных различными путями. После периода наблюдения в среднем от 3 недель до 6 месяцев была проанализирована экспрессия маркеров, характерных для человеческих ГЦ, с помощью иммуногистохимии, обратной ПЦР или тканевой гибридизации. Были изучены различные типы человеческих клеток, пути введения, реципиенты (мыши, овцы, козы), и были получены похожие результаты. В 14 из 15 опубликованных работ у реципиентов определена экспрессия человеческого альбумина. В одной из работ [56] человеческий альбумин не был определен, но был обнаружен специфичный для человека антиген (HepParl). В большинстве публикаций положительные результаты с использованием иммунной метки были подтверждены с помощью обратной ПЦР. Два исследования включили анализ клеточного слияния (fusion) и не обнаружили доказательств этого механизма [56, 38]. Другие параметры ГЦ, включая активность энзимов по метаболизму лекарств, факторы свертывания крови и комплемента в этих экспериментах, - не были тестированы. Без сомнений, интригует обнаружение в печени животных клеток, экспрессирующих человеческий альбумин и HepParl. Тем не менее, остается спорным: действительно ли клетки, выдающие себя за человеческие ГЦ, способны взять на себя все функции клеток печени?
Большинство авторов настроены оптимистически. Например, адгерентнопролиферирующие клетки, полученные из пуповинной крови, водились в печень плода овцы [38]. Авторы обследовали экспрессию человеческого альбумина и человеческого гепатоцит-специфического антигена после трансплантации и сделали заключение о том, что клетки пуповинной крови дифференцируются в человеческие паренхимные клетки печени. Newsome обнаружил экспрессию HepParl и сделал заключение, что клетки из пуповинной крови человека становятся зрелыми ГЦ в печени SCID/NOD мышей [56]. Ishikawa определяя человеческий альбумин и HepPar1 антиген в печени иммунодефицитных мышей, считал, что прижившиеся клетки из пуповинной крови
человека функционируют как ГЦ [31]. Должна критически обсуждаться регенерация ГЦ из костно-мозговых клеток. Cantz et al. [11] исследовали вклад трансплантированного в селезенку костного мозга и мобилизованных гемопоэтических стволовых клеток в создании ГЦ в здоровой и в поврежденной печени. Он проводил введение мышам породы С57В1/6 с нормальной печенью и после резекции 2/3 от (БОРР)-трансгенных мышей, нутриселезеночно -костно-мозговые мононуклеары, Scal+/lin- гемопоэтические стволовые клетки и очищенную фракцию гемопоэтических клеток из «side population», которые имели зеленый фосфоресцирующий протеин. Полученные результаты показали, что имеется незначительный или практически отсутствует вклад костно-мозговых клеток в регенерацию нормальной или поврежденной печени на использованных моделях [11]. Должно быть учтено, что экспрессия альбумина была обследована в большинстве исследований. Однако экспрессия альбумина не связывается автоматически с экспрессией других маркеров ГЦ. Например, GATA-4, а-фетопротеин и CYP3A4 [6], так же как и цитокератин 18 (СК-18) и DPPIV [64], были отрицательны, несмотря на положительное окрашивание человеческого альбумина. Смешанные или химери-зованные типы клеток возникают после трансплантации стволовых клеток или клеток-предшественников. Их воздействие на физиологию печени не исследовано.
Единичные клетки, но тканевая структура. Типичные единичные клетки или небольшие группы гепатоцитоподобных клеток были обнаружены после трансплантации в печень мышей человеческих стволовых клеток или клеток-предшественников [13, 33, 39, 56, 63-64, 74, 76]. Но ни у одной мыши не сформировалась ткань печени человека [1, 38, 57, 63-64, 78]. В противоположность этому >20% альбумин-продуцирующих человеческих паренхиматозных клеток печени обнаружено после трансплантации адгерентнопролиферирующих клеток пуповинной крови фетальной овце [38], что требует еще подтверждения.
Нет опубликованных функциональных улучшений. Большинство заболеваний печени на животных моделях кажется адекватным для доклинических исследований [12, 15, 25, 28, 34,
40, 43, 49-50, 52, 73, 75]. Обычно четкие критерии способны оценить успех терапии: содержание меди у АТР7В-дефицитных мышей [21] или гемофилии у VIII фактора-дефицитных мышей [42]. Ряд этих моделей был оценен после трансплантации первичных ГЦ или клеток-предшественников. Введение внутриселе-зеночно мышам с моделью болезни Вильсона клеток из печени 14-дневного фетуса мыши уменьшает токсическое накопление меди [65]. Но оценки улучшения функции печени на мышиных моделях после введения человеческих внепеченочных стволовых клеток - пока нет.
Ошибочная стратегия? Для изучения дифференцировоч-ной способности трансплантируют человеческие стволовые клетки в печень иммунодефицитных мышей. Преимущество этого - в подлинности создания микроокружения, которое чрезвычайно тяжело создать in vitro. Известно большинство человеческих ростовых факторов и факторов дифференцировки (и для ГЦ). Нельзя утверждать, что именно микроокружение печени мышей может направлять дифференцировку человеческих стволовых клеток в ГЦ.
Для уточнения идентичные типы стволовых клеток и кле-ток-предшественников должны быть изолированы из человеческих и мышиных тканей и протестированы на одинаковых мышиных моделях. В худшем случае развития данного сценария оба типа клеток (мышиные и человеческие) не приведут к улучшению функции печени. В этом случае четко ограниченная диффе-ренцировочная способность тестируемых типов стволовых клеток ответственна за негативный результат. Однако, если мышиные клетки улучшают функцию печени, в то время как человеческие остаются с негативными результатом, в будущем должны быть приняты более адекватные модели для человеческих клеток. По данной проблеме (сравнение человеческих и аллогенных стволовых клеток в одних и тех же животных моделях) публикации отсутствуют. Но появились работы, в которых мышиные стволовые клетки были трансплантированы мышам. Jang et al. [79] использовал комплексный метод изоляции гемопоэтических стволовых клеток, включающий 3 ступени: изоляцию клеток малого размера от мужских особей мышей С57В16 с помощью противоточного сцеживания костно-мозговых клеток; отмывание маркер-положительных клеток; мечение клеточной фракции красным флуоресцентом с помощью РКН26 и изоляция после
Д.В. Иванов, А.И. Рязанов, А.А. Хадарцев
введения смертельно облученным женским особям мышей С57В16. Эти клетки были введены внутривенно мышам, после воздействия CCL4, в количестве 100 000 клеток. Описано, что функция печени была восстановлена уже через 2-7 дней после трансплантации. Средняя концентрация фибриногена в плазме крови составляла 129 мг/дл через 2 дня после воздействия CCL4 по сравнению с 252 мг/дл через два дня после воздействия CCL4 в сочетании со стволовыми клетками. Контроль с маркер-отрицательными клетками в этом исследовании не проводился, но он необходим для доказательства преимущества тщательно отобранной клеточной фракции. Полученные результаты Jang et al. [79] - обнадеживающие, но требуется подтверждение независимых исследователей и оценка будущих экспериментов на животных моделях. Человеческие стволовые клетки не были проверены на печени свиней, что надо сделать. Печень грызунов (крыс, мышей) имеет способность к быстрой регенерации, более эффективной по сравнению с печенью свиней и человека, хотя печень свиньи представляет более реалистичную модель в отношении регенерации человеческой печени, т.к. она по анатомической структуре и размеру более точно отражает человеческую.
Какие из стволовых клеток или клеток-
предшественников являются более перспективными? Трудно сравнивать различные типы человеческих клеток в отношении их способности дифференцироваться в ГЦ in vivo, но наиболее изучены следующие типы человеческих клеток:
1. Адгерентнопролиферирующие клетки пуповинной крови. Эти клетки выделены из мононуклеарной фракции путем адгезии на культуральных чашках и повторных пассажах в культуру после трипсинизации для удаления моноцитарной контаминации. Эти клетки имеют фибробластоподобную морфологию и пролиферацию, - по крайней мере, 10 пассажей с 1:5 разделением.
2. Мононуклеарная клеточная фракция из пуповинной крови как необработанная фракция или как после FACS-сортинга на маркеры (CD34). Эти клетки отличаются от адгерентнопролифе-рирующих клеток пуповинной крови, т.к. они не прилипают к культуральной посуде и (обычно) не пролиферируют in vitro
3. Гемопоэтические клетки из костного мозга, изолированные с помощью селлсортинга (FACS-сортинг) на хорошо известных маркерах [32]. Эти клетки не прилипают к культуральным чашках и не могут увеличиваться in vitro путем пролиферации.
4. Нестин-положительные островковые клетки поджелудочной железы. Эти клетки изолируются после выростов из панкреатических островков in vitro и отбираются благодаря высокой экспрессии нестина. Они имеют фибробластоподобную морфологию и очень хорошо пролиферируют in vitro.
5. Гепатоцитоподобные клетки, полученные из моноцитов периферической крови по протоколу дифференцировки-дедиффиринцировки in vitro. После дифференцировки у клеток останавливают пролиферацию, и они получают гепатоцитопо-добную морфологию.
6. Амниотические эпителиальные клетки, которые развиваются в эпибласте на 8 день после фертилизации и могут дифференцироваться в гепатоцитоподобные клетки [45].
Имеется значительно больше внепеченочных стволовых и клеток-предшественников, но мы не имеем информации о возможности дифференцировки этих стволовых и клеток-предшественников в ГЦ in vivo. Сравнительные работы in vivo одновременно на нескольких типах стволовых и клетках-предшественниках по их дифференцировке при стандартизированных условиях в ГЦ или клетки печени - не проводились. Но при трансплантации человеческих клеток мышам отмечаются схожие результаты. Почти все авторы наблюдали альбумин и/или НерРаг1-положительные единичные клетки или группы клеток, но не тканевые формации [1, 6, 13, 31, 33, 38-39, 56-57, 63-64,
72, 74, 76, 78]. Не понятно, действительно ли это отражает истинную дифференцировочную способность клеток или имеются ограничения на животных моделях. Преимущество адгерентно-пролиферирующих клеток - в доступности получения их большого количества. Однако особенно для пролиферирующих клеток важным является исключение злокачественной трансформации после трансплантации. Преимущество гепатоцитоподобных клеток, полученных из моноцитов [63], является возможность формирования из собственных клеток пациента гепатоцитопо-добных без медикаментозной иммуносупрессии.
Показания для применения гепатоцитоподобных клеток у пациентов. Клетки должны быть получены по GMP-
стандартам, чтобы гарантировать безопасность (исключение вирусной контаминации - гепатитов), устойчивость и качество клеточного материала. Приживаемость, жизнеспособность и функциональность клеток - важные факторы, от которых зависит частота повторного лечения, стоимость терапии и её успешность. Криоконсервация клеток является обязательным фактором гарантии их постоянной доступности медицинским центрам. Соизмеряя клеточную трансплантацию с трансплантацией органов, клетки должны нести те же АВО антигены, как и реципиент. Поэтому клетки групп крови должны храниться с запасом.
Слияние клеток, или «сливающаяся клеточная терапия». Принято считать, что некоторые типы стволовых клеток могут сливаться с клетками реципиента [2], обеспечивая перемешивание цитоплазмы и репрограммирование клеток. Альтернативой представляется мнение, что благодаря многочисленным факторам микроокружения реципиента, клетки принимают на себя функции ГЦ. Различие между слиянием клеток и трансдиф-ференцировкой является фундаментально важным и имеет несколько практических выводов. Например, слившиеся клетки могут быть использованы как средство, которое может доставить немутированные гены к ГЦ реципиента с дефицитным геномом. Эффективность «сливающейся клеточной терапии» продемонстрирована на модели мышей с дефицитом фумарилацетоацетата (FAH-/-): модель на лабораторных животных с фатальной тирози-немией 1 типа. FAH-- мыши страдают от тяжелого повреждения печени как следствия накопления гепатотоксичных метаболитов фумарилацетоацетата и его предшественника малеилацетоацета-та. Из-за повреждения ГЦ, FAH-дефицитные мыши не могут выжить без постоянного приема 2-(2-нитро-4-трифлюоро-метилбензол)-1,3-циклоксенадиона (NTBC), который предупреждает выработку токсических метаболитов. Благодаря постоянному повреждению ГЦ FAH-/- мыши представляют модель лабораторных животных с высокоселективной степенью для воздействия немутированных (т.е. FAH+- или FAH+ + мыши) ГЦ. Как минимум 3 публикации (от 2 независимых групп) убедительно продемонстрировали, что у FAH-/- мышей после трансплантации стволовых клеток произошло слияние с ГЦ хозяина, что привело к регенерации печени [73, 75, 77]. Wang et al. [75] трансплантировал клетки костного мозга от LacZ трансгенных самок мышей к самцам FAH-/- мышей. Цитогенетический анализ выявил кариотип 80 XXXY, подтверждая, таким образом, слияние двух диплоидных клеток. Похожие результаты: кариотип 120 XXXXYY проявился после слияния тетраплоидных ГЦ реципиента с диплоидными клетками костного мозга донора. Vassilopoulos et al. [75] проанализировал геном DNA из узлов печени FAH- - мышей после трансплантации клеток костного мозга FAH+/+ мышей. Интересно, что данные узлы содержали больше измененных (реципиентных) аллелей, чем немутированных (донорских). Если донорские клетки костного мозга трансдифференцировались в ГЦ, то узлы печени должны чаще содержать именно донорские DNA. Willenbring et al. [77] сфокусировались на типах клеток, ответственных за терапевтическое слияние. Они продемонстрировали, что дифференцированные макрофаги (полученные из мононуклеарной фракции OSA26+/-[R26R] FAH++ мышей) могут воздействовать с ГЦ FAH-/- мышей как партнеры по слиянию. В противоположность этому, ГЦ - ГЦ слияние не проявляется или бывает крайне редко, что было продемонстрировано при трансплантации немутированных ГЦ FAH мышей в FAH-/- мышам. Эксперименты с FAH-/- мышами доказали, что моногенетические заболевания могут быть вылечены с помощью «сливающейся клеточной терапии». Сомнительно, что экстремальное селективное воздействие на печень FAH-/- мышей может облегчить слияние клеток. Обычно такие селективные воздействия отсутствуют у человека с наследственным МЗП. Поэтому эффективность передачи генов с помощью клеточного слияния может быть недостаточной для достоверного улучшения клинического результата. Слияние клеток является редким механизмом и не является принципиальным для репопуляции печени. Тем не менее, дальнейшее развитие может увеличить «потенциал слияния» клеток для «сливающейся терапии». Хорошие кандидаты для нее - наследственные МЗП, которые вызваны дефектом одного или ряда генов. Но должно быть учтено, что «сливающаяся терапия» может иметь серьезные последствия. Слияние клеток приводит к анэуплодии, к неустойчивости и потере хромосом. Поэтому серьезные последствия, включающие неоплазию, должны быть исключены до того, как «сливающаяся терапия» будет применяться для лечения.
Статья
Технические методы, связанные с трансплантацией клеток человека. Экспериментальная трансплантация клеток печени для ее репопуляции имеет 2 фундаментальных требования: во-первых, донорские клетки должны быть идентифицированы в тканях реципиента и, во-вторых, донорские клетки должны иметь дополнительный стимул для пролиферации над клетками реципиента. Из методов идентификации трансплантированных клеток выделяются окраска флуоресцентом, наночастицы и генетические маркеры. После идентификации трансплантированных клеток в тканях реципиента с помощью маркеров должно быть подтверждено их происхождение от человека. Следующий этап - доказательство, что ранее молчащие печеночные маркеры начинают экспрессироваться в трансплантированных клетках. Для этих целей комбинация гибридизации in situ (используя окраску с использованием иммунной метки на маркеры человеческих ГЦ) может идентифицировать клетки, имеющие человеческое происхождение, которые экспрессируют маркеры, к примеру, альбумин. Полагаться только на тканеспецифичность антител - проблематично, так как трудно создать условия, которые гарантируют 100% тканеспецифичность. После идентификации клеток, экспрессирующих маркеры человеческих гепатоцитов, рекомендовано подтвердить экспрессию независимыми методами, например ПЦР или тканеспецифическими праймерами. Создавая донорским клеткам условия для пролиферации, можно повредить регенерационную способность печени реципиента. Для этих целей у опытных животных используются токсины или карцино-гены для печени (ретрозин, 2-ацетиламинофлюорен, CCL4). Но из-за тяжелых побочных эффектов эти вещества не могут быть применимы у людей. Недавно показано, что химиотерапия может быть подготовкой для трансплантации ГЦ [25]. Могут ли быть распознаны клетки как подлинные функциональные ГЦ? Некоторые недавние работы подтвердили, что только экспрессия альбумина и эпителиальная морфология не гарантируют проявления всех функций ГЦ [6, 27, 64]. Для этого необходимо функциональное изучение болезней печени на лабораторных животных [12, 15, 25, 28, 34, 40, 43, 49-50, 52, 73, 75]. Может ли человеческая гепатоцитоподобная клетка самостоятельно формировать ткани печени, если она получит преимущества перед клетками реципиента. Сможет ли изолированная с помощью коллагеназы человеческая гепатоцитоподобная клетка быть способной к энзимной активности, как культивированный ГЦ [27]?
Большинство исследователей демонстрировали гепатоци-топодобные клетки, полученные после трансплантации стволовых клеток и клеток-предшественников в печень экспериментальным животным. Возможно, это - промежуточные типы клеток, которые экспрессируют незначительное количество маркеров ГЦ. Для клинического применения нужен функциональной анализ заболеваний печени опытных животных.
Литература
1. Almeida-Porada G. et al. // Blood 2004:104:2582-2590.
2. Alvarez-DoladoM. et al. //Nature 2003:425:968-973.
3. Ambrosino G.et al. // Cell Transplant 2005;14:151-157.
4. Aoki T. et al.// Transplantation2005;79:783-790.
5. AttaranM. et al. // J Hepatol 2004;41:837-844.
6. Beerheide W.et al. // Biochem Biophys Res Commun 2002;294:1052-1063.
7. Bilir B.M. et al. // Liver Transplant 2000;6:32^0.
8. Burlina A.B.// J Inherit Metab Dis 2004;27:373-383.
9. Cai J. et al. //. Hepatology 2002;36:386-394.
10. Chan C. et al.// Liver Transplant 2004:10:1331-1342.
11. Cantz T. et all/ Cell Transplant 2004:13:659-666.
12. Chowdhury J.R. et al. // Science 1991;254:1802-1805.
13. Danet G.H. et al. // Proc Natl Acad Sci USA 2002;99:10441-10445.
14. Demetriou A.A. et al. // Hepatology 1988;8:1006-1009.
15. De Vree J.M. et al. // Gastroenterology 2000;119:1720.
16. Dhawan A. et al. // Transplantation 2004;78:1812-1814.
17. Ryan Edmond A. et al. // Diabetes 2001:50:710-719.
18. Fisher R.A. et al.// Transplantation 2000;69:303-307.
19. Fox I.J. et al. // N Engl J Med 1998;338:1422-1426.20. Francavilla A.et al. // Hepatology 1991:14:140-143.
21. Fuentealba I.C., Aburto EM. // Comp Hepatol 2003;2:5.
22. Goss J.A et al.//. Clin Liver Dis 1998;2:187-210.
23. Groth C.G. et al.// Transplant Proc 1977;9:313-316.
24. Guha C. et al. // Int J Radiat Oncol Biol Phys 2001;49:451.
25. HaradaM. et al.// Am J Pathol 2005;166:499-510.
26. Habibullah C.M. et al. // Transplantation 1994;58:951-952.
27. Hengstler J.G. et al. // Expert Opin Drug Metab Toxicol 2005;1:61-74.
28. Hitomi Y. et al. // Biochem Biophys Res Commun 1998;251:11-16.
29. Horslen S.P. et al. // Pediatrics 2003;111:1262-1267.
30. Hughes R.D. et al. // J R Soc Med 2005;98:341-345.
31. IshikawaF. et al. T// Ann NY Acad Sci 2003:996:174-185.
32. Jiang Y.etal. // Nature 2002;418:41^9.
33. Kakinuma S. et al. // Cells 2003;21:217-227.
34. Kiwaki K.et al. // Hum Gene Ther 1996;7:821-830.
35. Kobayashi N. et al. // Hepatology 2000;31:851-857.
36. Kobayashi N. et al. // Addict Biol 2001;6:293-300.
37. Koenig S. et all/ Cell Transplant 2005;14:31-40.
38. Kogler G. et al. // J Exp Med 2004;200:123-135.
39. Kollet O. et al. // J Clin Invest 2003;112:160-169.
40. Kumaran V. et al. // J Thromb Haemost 2005;3:2022-2031.
41. LaconiE, Laconi S. // Semin Cell Dev Biol 2002:13:433.
42. Landskroner KA. et al. // Haemophilia 2005;11:346-352.
43. Li J. et al. // J Clin Invest 1995;95:768-773.
44. Meier M. et al. // Postgrad Med J 2005;81:269-270.
45. Miki T. et al. // Stem Cells 2005 [Epub ahead of print].
46. Mito M. et al.// Transplant Proc 1992:24:3052-3053.
47. Mitry R.R. et al. // Transplantation 2004:77:1614-1616.
48. MuracaM. et al. // Lancet 2002;359:317-318.
49. Rosen E.D. et al. // Nature 1997;390:290-294.
50. Seppen J. et al. // Mol Ther 2003;8:593-599.
51. Strom S.C. et al. // Semin Liver Dis 1999;19:39^8.
52. Moscioni A.D. et al.// Cell Transplant 1996;5:499-503.
53. MitoM., KusanoM. // Cell Transplant 1993;2:65-74.
54. NagataH. et al. // Gastroenterology 2003;124:422-431.
55. Nagata H. et al.// Transplantation 2003:76:732-734.
56. Newsome P.N. et al. // Gastroenterology 2003;124:1891.
57. Nonome K. et al. // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol
2005.
58. Ott M. et al. // Cells Tissues Organs 2000;167:81-87.
59. Petersen B.E. et al. // Science 1999;284:1168-1170.
60. Petersen J. et al. // Z Gastroenterol 2001;39:975-980.
61. JalanRajiv. // J Hepatol 2005;42 (Suppl. 1):S115-S123,.
62. Ringel M. et al. // Toxicology 2005;206:153-167.
63. RuhnkeM. et al. // Gastroenterology 2005;128:1774-1786.
64. Sharma A.D. et al. // Am J Pathol 2005;167:555-564.
65. Shi Z. et al. // World J Gastroenterol 2005;11:3691-3695.
66. SokalEM. et al. // Transplantation 2003:76:735-738.
67. Stephenne X. et al. // Am J Transplant 2005;5:2058-2061.
68. Strom S, Fisher R. // Gastroenterology 2003;124:568-571.
69. Strom S.C. et al. // Transplantation 1997;63:559-569.
70. Strom S.C. et al. // Transplant Proc 1997;29:2103-2106.
71. Strom S.C. // Semin Liver Dis 1999;19:39^8.
72. Turrini P. et al. // Biochem Biophys Res Commun 2005;326:66-73.
73. Vassilopoulos G. et al. // Nature 2003;422:901-904.
74. Von Mach M.A. et al.// Stem Cells 2004;22:1134-1141.
75. WangX. et al. // Am J Pathol 2002;161:565a-574a.
76. WangX. et al. // Blood 2003;101:4201^208.
77. WiUenbringH. et al. // Nat Med 2004;10:744-748.
78. Zeng F. et al. // DNA Cell Biol 2005;24:403^09.
79. Jang Y.Y et al. // Nat Cell Biol 2004;6:532-539.
80. Brustle O. et al. //. Proc Natl Acad Sci USA 1997;94:14809-14814.
УДК 613.63:5463+615.838.7
ПРОФИЛАКТИКА НАКОПЛЕНИЯ И СТИМУЛЯЦИЯ ЭКСКРЕЦИИ ТЯЖЕЛЫХ МЕТАЛЛОВ С ПОМОЩЬЮ ПРИМЕНЕНИЯ ЦЕОЛИТОПОДОБНЫХ ГЛИН (ИРЛИТОВ) В ЭКСПЕРИМЕНТЕ
В.Б. БРИН, М.Р. БУЗОЕВА, Э.М. ГАГЛОЕВА*
Природные цеолиты и глинистые минералы находят все более широкое применение в качестве сорбентов [1-2]. В Северной Осетии открыты богатые месторождения цеолитоподобных глин, названных ирлитами. Ирлиты относятся к категории морских глин, образовавшихся после разрушения тонкодисперсных суспензий, отложившихся в морской среде на глубине 200-300 м.
В зависимости от химического состава различают две разновидности, названные илит-1 и ирлит-7. Ирлиты поглощают загрязняющие взвеси, имеют сорбционную, каталитическую и ионообменную способность, молекулярно-ситовые свойства [3].
Цель - изучение влияния ирлитов на уровень тяжелых металлов в тканях печени, почек, плазме крови, моче, кале крыс при внутрижелудочном введении хлорида кобальта и хлорида ртути.
* Кафедра нормальной физиологии Северо-Осетинской госмедакадемии
