CC BY
17
ОРИГИНАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ
УДК 57.088.1
СВЯЗЫВАНИЕ PARP1 С РАЗРЫВАМИ И ШПИЛЬКАМИ НА ДНК ИЗМЕНЯЕТ СТРУКТУРУ НУКЛЕОСОМ
Н.В. Малюченко1,*, Е.Ю. Котова2, М.П. Кирпичников1,3, В.М. Студитский1,2,
А.В. Феофанов1,3
1Кафедра биоинженерии, биологический факультет, Московский государственный университет
имени М.В. Ломоносова, Россия, 119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 12; 2Cancer Epigenetics Team, Fox Chase Cancer Center, Cottman Avenue 333, Philadelphia, PA 19111,
USA;
3Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, Россия, 117997, г. Москва, ул. Миклухо-Маклая, д. 16/10 *e-mail: mal nat@mail.ru
Поли(АДФ-рибоза)полимераза 1 (PAR.P1) участвует в процессах репарации, репликации, транскрипции ДНК, регуляции клеточного цикла и апоптоза. Участие PARP1 в репарации определяется способностью фермента к взаимодействиям с различными дефектами и неканоническими структурами ДНК с последующим полиАДФ-рибозилированием белков, находящихся рядом. Ранее на примере мононуклеосом, имеющих один выступающий конец ДНК, моделирующий двуцепочечный разрыв ДНК вблизи кор-нуклеосом, нами была обнаружена способность PAR.P1 вызывать структурные перестройки в нуклеосомах в отсутствие НАД+. В настоящей работе мы показали, что PARP1 вызывает подобные структурные перестройки в нуклеосомах как в случае ну-клеосом с концами ДНК, отстоящими от коровой области на 20 п.н., так и в случае модификации этих концов шпильками. Во всех исследованных вариантах нуклеосом PARP1 вызывает изменение укладки ДНК на октамере гисто-нов, сопровождающееся увеличением расстояния между соседними витками ДНК. Эти PARP1-опосредованные изменения в структуре нуклеосом предположительно способствуют деконденсации хроматина и облегчают доступ ферментов репарации к повреждениям ДНК.
Ключевые слова: поли(АДФ-рибоза)полимераза 1, нуклеосома, флуоресценция, перенос энергии, микроскопия, шпильки ДНК
Поли(АДФ-рибоза)полимераза 1 (PARP1) — второй по представленности в ядре белок после гистонов [1], который относится к семейству поли(АДФ-рибозил)-трансфераз [2]. PARP1 состоит из шести основных доменов, которые соединены между собой гибкими линкерами [3, 4]. PARP1 участвует в репарации ДНК, поскольку входящие в его состав так называемые цинковые пальцы распознают и связывают различные повреждения ДНК: одно- и двухцепо-чечные разрывы, апуриновые сайты и неканонические структуры ДНК, такие как шпильки и крестообразные структуры [5, 6]. PARP1 первым из белков рекрутируется к месту повреждения ДНК [7, 8]. Взаимодействие с ДНК приводит к конформационным изменениям доменов PARP1, вызывая активацию фермента и НАД+-зависимое поли(АДФ-рибозил)ирование белков.
Установлено, что активация PARP1 способствует деконденсации хроматина в месте разрыва и облегчает доступ ферментов репарации к повреждениям ДНК. При этом поли(АДФ-рибозил)ированные аминокислотные остатки привлекают факторы, воздействующие на структуру хроматина и участвующие в репарации [6]. Недавно появились данные о нуклео-сом-ремоделирующем действии PARP1, которое не связано с его ферментативной активностью. В частности, было обнаружено, что образование комплекса PARP1 с нуклеосомой в отсутствие НАД+ обратимо меняет укладку ДНК на окта-мере гистонов, значительно увеличивая расстояние между соседними витками ДНК [9]. Установлено, что связывание PARP1 с нуклеосомами в отсутствие НАД+ облегчает взаимодействие пионерных транскрипционных
факторов с сайтами нуклеосомной ДНК, которые в обычном состоянии экранированы окта-мером гистонов [10]. Поскольку управление структурными перестройками нуклеосомы является одним из основных механизмов регуляции ядерных процессов транскрипции, репликации и репарации ДНК, новая нуклеосом-ремодели-рующая активность PAR.P1, не зависящая от поли(АДФ-рибозил)ирования, требует детального исследования.
Ранее PARP1-индуцированные структурные изменения нуклеосом были обнаружены нами при изучении мононуклеосом с одним выступающим (линкерным) участком ДНК [9]. Эти изменения наблюдались при высокой концентрации PARP1 (100 нМ) и могли быть вызваны связыванием фермента с концом ДНК на границе коровой области нуклеосомы (рисунок, А). В настоящей работе особенности ремодели-рующего действия PARP1 исследованы на примере мононуклеосом с двумя участками лин-
керной ДНК длиной 20 п.н. со шпильками на обоих концах ДНК и без них (рисунок, Б, В). Исследования конформации нуклеосом проводили методом флуоресцентной микроскопии одиночных комплексов на основе Фёрстеров-ского резонансного переноса энергии (single particle Forster Resonance Energy Transfer microscopy, далее — spFRET-микроскопия), для чего в нуклеосомную ДНК вводили две флуоресцентные метки (рисунок, А), образующие донор-акцепторную пару и позволяющие выявлять изменение укладки соседних витков ДНК на октамере гистонов, как это показано ранее [9, 11, 12].
Материалы и методы
В работе использовали: Taq-ДНК-поли-меразу, наборы для очистки ПЦР-фрагментов (ПЦР — полимеразная цепная реакция) и экстракции ДНК из геля (Евроген, РФ); ферменты
>Diln ^ N V; ^Э.Ч.
+ + 4T*V +
c îJARPJ)
® ^ Ça ^ &
♦ 2LNh
о 2LNh+PARP1 10 нМ 2LNh+PARP1 20 H M
0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0
0.2 0.4 0.6 0.8 E
Д
Рисунок. Влияние PARP1 на структуру нуклеосом. А—В — схематическое изображение структур мононуклеосом 1LN, 2LN и 2LNh, отличающихся длиной линкерных участков ДНК и наличием/отсутствием шпилек на концах ДНК, а также предполагаемых комплексов этих нуклеосом с PARP1. Звездочками отмечено положение флуоресцентных меток Су3 и Су5. Г, Д — частотные распределения нуклеосом 2LN (Г) и 2LNh (Д) и их комплексов с PARP1 по величине эффективности FRET (Е), измеренные методом spFRET-микроскопии. Представлены средние ± стандартные ошибки среднего значения рассчитанных величин
рестрикции, Т7-экзонуклеазу и ДНК-лигазу фага Т4 (New England Biolabs, США).
Флуоресцентно-меченые ДНК-матрицы длиной 187 п.н. с нуклеосом-позиционирующей последовательностью s603 получали при помощи ПЦР с использованием следующих прайме-ров, меченных флуорофорами Су3 и Су5 (Lumiprobe, РФ):
2LN_P_forward 5'-CAAGCGACACCGGCAC TGGGCCCGGTTCGCGC[Cy3-dT]CCCGCCTT CCGTGTGTTGTCGTCTCTCGGGCGT-3'; 2LN_P_reverse GAACCATGATGGGCACTGGG TACCCCAGGGACTTGAAGTAATAAGGACGG AGGGCCTCTTTCAACATCGATGCACGG[Cy5-dT]GGTTAG-3.
Использование данной пары праймеров обеспечивало введение флуоресцентных меток Су3 и Су5 соответственно в положения 33 и 111 п.н. от начала ДНК (13 и 91 п.н. относительно входа ДНК в нуклеосому).
Очищенный ПЦР-продукт обрабатывали TspR1-рестриктазой (3 ч, 65°C), очищали и ли-гировали с образующим шпилечную структуру и содержащим TspR1-сайт олигонуклеотидом GCTGAGCTTCTGGTGAAGCTCAGCGGCACT GGG (12 ч, 16°C). Продукт очищали и нелиги-рованные фрагменты удаляли с помощью T7-экзонуклеазы в течение часа при 25°C. Каждый этап обработки ферментами сопровождался очисткой получившихся продуктов и их проверкой электрофорезом в 8%-ном полиакриламид-ном геле (ПААГ) с 8 М мочевиной. В результате получали матрицу со шпильками на концах ДНК, которую использовали для сборки нукле-осом. Альтернативно использовали аналогичную ДНК без маскированных концов. Для сборки нуклеосом использовали хроматин без гистона Н1, который выделяли из эритроцитов цыплят, как описано ранее [13]. Нуклеосомы собирали на ДНК-матрицах с помощью ступенчатого диализа против раствора NaCl в уменьшающейся концентрации при 4°С по протоколу, описанному ранее [13]. Далее мононуклеосомы очищали от избытка донорно-го хроматина и неспецифических продуктов реакции с помощью препаративного электрофореза в 4%-ном ПААГ, в буфере 10 мМ HEPES-NaOH (Sigma-Aldrich, США, pH 8,0); 0,2 мМ ЭДТА. Перед нанесением проб на гель проводили префорез (150 В, 1,5 ч, 4°С). Анализ нуклеосом в геле выполняли на приборе Typhoon Trio (GE Healthcare, США). По полученному изображению вырезалась целевая полоса ПААГ с мононуклеосомами и измельчалась. Нуклеосомы элюировали из геля буфером, содержащим 10 мМ HEPES-NaOH (pH 8,0), 0,2 мМ ЭДТА, 200 мкг/мл бычьего сывороточного
альбумина, и хранили при 4°С. Человеческий рекомбинантный PARP1 экспрессировали в E. coli, очищали по методике, описанной ранее [14] и хранили при —80°С.
Измерение и анализ одиночных нуклеосом, а также их комплексов с PARP1 проводили в растворе, содержащем 150 мМ KCl, 20 мМ Tris-HCl, 5 мМ MgCl2 и 1 мМ p-меркаптоэтанол, по методике, описанной ранее [15, 16].
Измерения проводили при помощи конфокального микроскопа LSM710-Confocor 3 (Cari Zeiss, Германия) в силиконовых лунках на покровном стекле, используя водо-иммерсионный объектив с 40-кратным увеличением C-Apochromat (числовая апертура — 1,2). Комплексы формировали, инкубируя нуклеосомы (1 нМ) с PARP1 (10 или 20 нМ) в течение 25 мин при 22°С.
Измеренные величины интенсивности флуоресценции Cy3 и Cy5 (I3 и I5) в составе одиночных нуклеосом корректировали на величину фона и пересчитывали в коэффициент близости (E), используя уравнение
E = (I5 - 0,19 х I)/( I5 + 0,81 х I3), где коэффициенты 0,19 и 0,81 обеспечивают учет частичного перекрывания спектров флуоресценции Cy3 и Cy5 в области 635—800 нм [15, 16]. Коэффициент близости Е — это аналог эффективности FRET без учета поправок на квантовые выходы флуорофоров и отличия в чувствительности прибора в областях испускания флуоресценции Cy3 и Cy5. Результаты расчетов представляли в виде гистограмм распределения нуклеосом и их комплексов с PARP1 по величине Е. Данные были получены в нескольких независимых экспериментах, а размеры выборок составляли не менее 3000 нуклеосом. Представленные на гистограммах зависимости описывали в виде суперпозиции нескольких нормальных распределений (полос Гауссовой формы), соответствующих различным структурным состояниям нуклеосом, и определяли долю нуклеосом в каждом из этих состояний.
Результаты и их обсуждение
Для изучения структурных перестроек в коровой области нуклеосом при их взаимодействии с PARP1 были сконструированы монону-клеосомы 2LN, октамер гистонов в которых получали из хроматина эритроцитов цыплят, а в основу ДНК-матрицы положена нуклеосом-по-зиционирующая последовательность 603 длиной 147 п.н. Эта последовательность была дополнена с обеих сторон участками линкерной ДНК длиной по 20 п.н. (рисунок, Б). В нуклеосомах 2LN оба конца ДНК (потенциальные сайты связывания PARP1 [5, 6]) расположены на зна-
чительном расстоянии от кор-нуклеосом, в отличие от ранее исследованных нуклеосом (рисунок, А), в которых один конец ДНК находился непосредственно у границы кор-нуклеосомы, а другой — на расстоянии 20 п.н. от нее [9]. Еще в одном варианте мононуклео-сом (2ЬКь, рисунок, В) на концы линкерной ДНК были введены короткие шпильки, которые, как полагают, способны модулировать образование комплексов с PARP1 [5, 6]. Во всех типах нуклеосом донор-акцепторная пара флуо-рофоров находилась в одном и том же участке кор-нуклеосом.
Исследования, проведенные методом spFRET-микроскопии, показали, что 2ЬК и 2ЬКь представлены в растворе двумя субпопуляциями, которым соответствуют два нормальных (гауссовых) распределения по величине Е с максимумами в области высоких и низких значений Е (рисунок, Г, Д). Основная субпопуляция 2ЬК (83±3% нуклеосом, максимум Е=0,83±0,02) соответствует интактным нуклео-сомам с плотной укладкой нуклеосомной ДНК на октамере гистонов, а минорная субпопуляция 2ЬК (17±4% нуклеосом, Е=0,02±0,01) соответствует нуклеосомам с нарушенной укладкой нуклеосомной ДНК [9]. Соответствующие субпопуляции 2ЬКь характеризуются максимумами с Е 0,77±0,03 и 0,01±0,01, а доли нуклеосом в них составляют соответственно 57±7 и 43±6 % (рисунок, Д). Субпопуляция с низкими значениями Е возникает в исследуемых образцах из-за потери гистонов и дестабилизации структуры нуклеосомной ДНК в разбавленных растворах, а также вследствие так называемого «дыхания» нуклеосом, то есть временного спонтанного отворачивания небольшого участка ДНК от окта-мера гистонов в области входа ДНК в нуклео-сому [17]. Первый фактор, по-видимому, является основной причиной большей субпопуляции 2ЬМЬ с Е=0,01 по сравнению с 2Ь№ дополнительные очистки после лигирования шпилек приводят к значительному уменьшению концентрации 2ЬКь по сравнению с исходными
Обнаружено, что PARP1, образуя комплексы с 2ЬК, вызывает концентрационно-зависи-мые структурные изменения в коровой области нуклеосом, которые регистрируются методом spFRET-микроскопии как появление новой субпопуляции нуклеосом с максимумом нормального распределения с Е=0,35±0,04 (рисунок, Г). Доля таких комплексов составляет 32±7 % при 10 нМ фермента и возрастает до б4±6 % при 20 нМ PAR.P1.
Не менее эффективно PARP1 образует комплексы и изменяет структуру 2ЬКь (рисунок,
Д). Комплексы PARP1 с 2ЬКь имеют максимум распределения по величине Е, равный Е=0,23±0,03, а их доля составляет 33±5 и 41±5% соответственно при 10 и 20 нМ фермента.
Уменьшение величины Е в комплексах свидетельствует об изменении укладки ДНК на ок-тамере гистонов, сопровождающемся увеличением расстояния между соседними витками ДНК. Отметим, что для 2ЬК и 2ЬКь ремодели-рующее действие PARP1 наблюдается в нано-молярном диапазоне концентраций фермента.
Ранее было установлено, что PARP1 с высокой аффинностью взаимодействует с концами нуклеосомной ДНК, которые распознает как двуцепочечные разрывы [18]. Поэтому наиболее вероятные типы образующихся комплексов PARP1 с и 2ЬК могут формироваться
именно с участием концов ДНК, как показано на рисунке (А, Б). Не исключено, что обнаруженные нами ранее структурные изменения в [9] могли быть вызваны связыванием PARP1 с коротким концом ДНК в непосредственной близости от коровой области нуклео-сомы (рисунок, А). Однако новые данные, представленные на рисунке (Г), свидетельствуют, что и в случае 2ЬК, где оба конца ДНК отстоят от коровой области на 20 п.н., PARP1 значительно изменяет укладку ДНК на октаме-ре гистонов.
PARP1 является представителем группы белков, способных связываться со шпилькоо-бразными структурами ДНК [19]. В согласии с этими данными результаты наших экспериментов показывают, что введение шпилек по концам ДНК на расстоянии 20 п.н. от коровой области не ослабляет взаимодействия нуклеосом с PARP1. Шпильки, наиболее вероятно, выступают в 2ЬКь сайтами связывания PARP1 (рисунок, В), а образование комплекса сопровождается структурными изменениями в коровой области нуклеосом.
Для всех исследованных типов нуклеосом (1ЬК, 2ЬК и 2ЬКь) характер PARP1-индуци-рованных структурных изменений схож: значительное увеличение расстояния между соседними витками ДНК в коровой области, не связанное с поли(АДФ-рибоз)илированием. Можно предположить, что PARP1-опосредованные изменения в структуре нуклеосом способствуют деконденсации хроматина и облегчают доступ ферментам репарации к повреждениям ДНК.
Отметим, что в работе [20] было показано, что тринуклеосомы с закрытыми концами ДНК взаимодействуют с PARP1 не менее эффективно, чем нуклеосомы с экспонироваными конца-
ми ДНК. Этот факт указывает на возможное существование дополнительного сайта связывания PAR.P1 с нуклеосомами, отличного от концов нуклеосомной ДНК, взаимодействие с которым может давать вклад в наблюдаемые нами структурные перестройки. Проверка этой гипотезы требует проведения дополнительных исследований, но в любом случае PARP1-индуцированные структурные изменения в ну-клеосомах могут иметь прямое отношение к сигнальной и регуляторной функциям фермента. В пользу этого вывода свидетельствуют дан-
ные работы [10], в которой продемонстрирована ключевая роль PAR.P1 в регуляции транскрипции 8ох2-зависимых генов, контролирующих состояние плюропоптентности клеток.
Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект № 17-54-33045).Исследование выполнено без использования животных и без привлечения людей в качестве испытуемых. Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ludwig A., Behnke B, Holtlund J., Hilz H. Immunoquantitation and size determination of intrinsic poly(ADP-ribose) polymerase from acid precipitates. An analysis of the in vivo status in mammalian species and in lower eukaryotes // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263. N 15. P. 6993-6999.
2. Ame J.C., Spenlehauer C., de Murcia G. The PARP superfamily // BioEssays. 2004. Vol. 26. N 8. P. 882-893
3. Langelier M.F., Planck J.L., Roy S., Pascal J.M. Structural basis for DNA damage-dependent poly(ADP-ribosyl)ation by human PARP-1 // Science. 2012. Vol. 336. N 6082. P. 728-732.
4. Langelier M.F., Eisemann T., Riccio A.A., Pascal J.M. PARP family enzymes: regulation and catalysis of the poly(ADP-ribose) posttranslational modification // Curr. Opin. Struct. Biol. 2018. Vol. 53. P. 187-198.
5. Pion E., Ullmann G.M., Amé J.C., Gérard D, de Murcia G., Bombarda E. DNA-induced dimerization of poly(ADP-ribose) polymerase-1 triggers its activation // Biochemistry. 2005. Vol. 44. N 44. P. 14670-14681.
6. Pascal J.M. The comings and goings of PARP-1 in response to DNA damage // DNA Repair (Amst.). 2018. Vol. 71. P. 177-182.
7. Haince J.F., McDonald D, Rodrigue A., Dery U., Masson J.Y., Hendzel M.J., Poirier G.G. PARP1-dependent kinetics of recruitment of MRE11 and NBS1 proteins to multiple DNA damage sites // J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283. N 2. P. 1197-1208.
8. Liu C., Vyas A., Kassab M.A., Singh A.K., Yu X. The role of poly ADP-ribosylation in the first wave of DNA damage response // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45. N 14. P. 8129-8141.
9. Sultanov D.C., Gerasimova N.S., Kudryashova K.S., Maluchenko N.V, Kotova E.Y., Langelier M.F., Pascal J.M., Kirpichnikov M.P., Feofanov A.V., Studitsky V.M. Unfolding of core nucleosomes by PARP-1 revealed by spFRET
microscopy // AIMS Genet. 2017. Vol. 4. N 1. P. 21-31.
10. Liu Z, Kraus K.W. Catalytic-independent functions of PARP-1 determine Sox2 pioneer activity at intractable genomic loci // Mol Cell. 2017. Vol. 65. N 4. P. 589-603.
11. Valieva M.E., Armeev G.A., Kudryashova K.S., Gerasimova N.S., Shaytan A.K., Kulaeva O.I., McCullough L.L., Formosa T, Georgiev P.G., Kirpichnikov M.P., Studitsky V.M., Feofanov A.V. Large-scale ATP-independent nucleosome unfolding by a histone chaperone // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. Vol. 23. N 12. P. 1111-1116.
12. Valieva M.E., Gerasimova N.S., Kudryashova K.S., Kozlova, A.L., Kirpichnikov M.P., Hu Q., Botuyan M.V., Mer G., Feofanov A.V., Studitsky V.M. Stabilization of nucleosomes by histone tails and by FACT revealed by spFRET microscopy // Cancers. 2017. Vol. 9. N 1: 3.
13. Gaykalova D.A., Kulaeva O.I., Bondarenko V.A., Studitsky V.M. Preparation and analysis of uniquely positioned mononucleosomes // Chromatin Protocols, vol. 523. Methods Mol. Biol. / Eds. S. Chellappan. N.Y.: Humana Press, 2009. P. 109-123.
14. Langelier M.F., Steffen J., Riccio A.A., McCauley M., Pascal J.M. Purification of DNA damage-dependent PARPs from E. coli for structural and biochemical analysis // Poly(ADP-ribose) polymerase, vol. 1608. Methods Mol. Biol. / Eds. A. Tulin. N.Y.: Humana Press, 2017. P. 431444.
15. Kudryashova K.S., Nikitin D.V., Chertkov O.V, Gerasimova N.S., Valeva M.E., Studitsky V.M., Feofanov A.V. Development of fluorescently labeled mononucleosomes for the investigation of transcription mechanisms by single complex microscopy // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2015. Vol. 70. N 4. P. 189-193.
16. Kudryashova K.S., Chertkov O.V, Nikitin D.V., Pestov N.A., Kulaeva O.I., Efremenko A.V,
Solonin A.S, Kirpichnikov M.P., Studitsky V.M., Feofanov A. V. Preparation of mononucleosomal templates for analysis of transcription with RNA polymerase using spFRET // Chromatin Protocols, vol 1288. Methods Mol. Biol. / Eds. S. Chellappan. N.Y.: Humana Press, 2015. P. 395-412.
17. Polach K.J., Widom J. Mechanism of protein access to specific DNA sequences in chromatin: a dynamic equilibrium model for gene regulation // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 254. N 2. P. 130-149.
18. Clark N.J., Kramer M, Muthurajan U.M., Luger K Alternative modes of binding of poly(ADP-ribose) polymerase 1 to free DNA and
nucleosomes // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287. N 39. P. 32430-32439.
19. Potaman V.N, Shlyakhtenko L.S., Oussatcheva E.A., Lyubchenko Y.L, Soldatenkov VA. Specific binding of poly(ADP-ribose) polymerase-1 to cruciform hairpins // J. Mol. Biol. 2005. Vol. 348. N 3. P. 609-661.
20. Muthurajan U.M., Hepler M.R., Hieb A.R., Clark N.J., Kramer M., Yao T., Luger K Automodification switches PARP-1 function from chromatin architectural protein to histone chaperone // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2014. Vol. 111. N 35. P. 12752-12757.
Поступила в редакцию 07.05.2019 г. После доработки 22.06.2019 г. Принята в печать 02.07.2019 г.
RESEARCH ARTICLE
PARP1 BINDING TO DNA BREAKS AND HAIRPINS ALTERS NUCLEOSOME
STRUCTURE
N.V. Malyuchenko1*, E.Yu. Kotova2, M.P. Kirpichnikov13, V.M. Studitsky12, A.V. Feofanov13
1Bioengineering Department, Biological Faculty, Lomonosov Moscow State University, Leninskie Gory
1—12, Moscow, 119234, Russia;
2Cancer Epigenetics Team, Fox Chase Cancer Center, Cottman Avenue 333, Philadelphia, PA 19111,
USA;
3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences, ul.
Miklukho-Maklaya 16/10, 117997, Moscow, Russia *e-mail: mal_nat@mail.ru
Poly(ADP-ribose)polymerase 1 (PARP1) is involved in the processes of DNA repair, replication, transcription, cell cycle regulation and apoptosis. Participation of PARP 1 in DNA repair is determined by the ability of the enzyme to interact with various defects and non-canonical structures of DNA with consequent polyADP-ribosylation of neighboring proteins. Earlier for mononucleosomes containing a DNA end recapitulating double-strand DNA break near the nucleosome, we found that PARP1 induces nucleosome structural changes in the absence of NAD+. In the present work we report that PARP1 induces similar structural changes in nucleosomes containing either DNA ends extending from the core by 20 b.p. or containing hairpins at the DNA ends. In all the cases PARP1 caused changes in DNA wrapping on the surface of the histone octamer that are accompanied by an increase in the distance between adjacent DNA gyres. These PARP1-mediated changes in the nucleosome structure presumably contribute to chromatin decondensation and facilitate access of repair enzymes to damaged DNA.
Keywords: poly(ADP-ribose)polymerase 1, nucleosome, fluorescence, energy transfer, microscopy, DNA hairpins
Сведения об авторах
Малюченко Наталия Валериевна — канд. биол. наук, доцент кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-938-00-05; e-mail: mal_nat@mail.ru
Котова Елена Юрьевна — научный сотрудник отдела эпигенетики рака ракового центра Фокс Чейз, Филадельфия, США. Тел.: +1-215-7405; e-mail: elena.kotova@fccc.edu
Кирпичников Михаил Петрович — акад. РАН, проф., докт. биол. наук, зав. кафедрой биоинженерии и декан биологического факультета МГУ, зав. отделом биоинженерии ИБХ РАН. Тел.: 8-495-939-27-76; e-mail: kirpichnikov@inbox.ru
Студитский Василий Михайлович — докт. биол. наук, гл. науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ и отдела эпигенетики рака ракового центра Фокс Чейз, Филадельфия, США Тел. 8-495-938-22-91; e-mail: vasily.studitsky@fccc.edu
Феофанов Алексей Валерьевич — докт. биол. наук, проф. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ, руководитель лаборатории оптической микроскопии и спектроскопии биомолекул ИБХ РАН. Тел. +7-495-939-57-38; e-mail: avfeofanov@yandex.ru
