CC BY
18
Л1тература
1. Билык Е.В. Размножение древесных растений стеблевыми черенками и прививкой / Е.В. Билык. - К. : Вид-во "Наук. думка", 1993. - 89 с.
2. Вехов Н.К. Вегетативное размножение древесных растений летними черенками / Н.К. Вехов, М.П. Ильин. - Л. : Изд-во ВИР, 1934. - 282 с.
3. Методичш рекомендаци з розмноження деревних декоративних рослин Боташчного саду НУБШ Украши / В.М. Маурер, А.1. Кушшр. - К. : Вид-во НУБШ Украши, 2008. - 55 с.
4. Северова А.И. Вегетативное размножение хвойных древесных пород / А.И. Северова. - М. : Гослесбумиздат, 1958. - 143 с.
Иващенко И.Е., Козаченко И.В. Влияние стимуляторов роста на корнеобразование при вегетативном размножении Thuja plicata Don.
Приведены результаты вегетативного размножения черенков Thuja plicata Don. с применением стимуляторов корнеобразования. Установлено, что полуодревенев-шие черенки укореняются лучше при использовании в качестве стимулятора процесса ризогенеза раствор "Циркона" в концентрации 0,1 мл/л. Посчитаны количественный и интегрированный показатели укоренения черенков T. plicata.
Ключевые слова: черенок, стимуляторы роста, ризогенез, каллус, укоренение.
Ivaschenko 1.Уе., Kozachenko I. V. Influence of stimulators on vegetative reproduction of Thuja plicata Don.
Presents the results of vegetative reproduction cuttings of Thuja plicata Don. with application of stimulators growth. It is established, that cuttings is rooted in better at using as a stimulator solution of "Zircon" in the concentration 0,1 mls/l. The quantitative and integrated indexes of establishment of T.plicata.
Keywords: cutting, growth stimulants, reproduction, allocation, establishment.
УДК 582.[631.547.1+475] Acnip. С.А. Адаменко1 - Уманський НУС
СПОСОБИ СТЕРИЛ1ЗАЦН ЕКСПЛАНТ1В PINUS NIGRA ARN. ПЕРЕД ВВЕДЕННЯМ IX У КУЛЬТУРУ IN VITRO
Наведено результати дослщжень з шдбору реагенпв, !х концентраци та експо-зици з метою отримання стерильних експланпв, для подальшого !х культивування. Як первинш експланти використовували бруньки та насшня поточного року. Вста-новлено, що для устшного введення Pinus nigra у культуру in vitro найкраще вико-ристовувати 2,5 % гшохлорит натрто з експозищею 6-10 хв.
Ключовг слова: експланти, стерилiзацiя, експозищя, реагент, розмноження in
vitro.
Вступ. Хвойш породи е одними з найскладшших об'екпв для культивування in vitro. Це пов'язано з великою кшькютю вторинних сполук у 1хшх тканинах, яю пригшчують подш i рют кштин, призводячи до загибел1 пер-винного експланта або до зменшення регенеративно! здатносп тканин з вь ком. Проте використання методiв культури тканини особливо важливо для декоративних форм хвойних порщ, яю не розмножуються насшневим способом [1- 4]. Дослщження з розмноження in vitro представниюв роду Pinus L. зi стиглого насшня почалося з 1974 р., а згодом почали розробляти методики для окремих видiв [5, 6].
1 Наук. кер1вник: проф. В.П. Шлапак, д-р с.-г. наук - Уманський НУС
Видшення не liiipiiiiciiiix рашше частин загальноТ проблеми, котрим присвячуеться стаття. Одним i3 найскладнiших eTaniB у розмноженнi рослин in vitro е отримання стерильно! культури. Завдання стержтзацп полягае у тому, щоб знезаразивши тканину рослини не пошкодити !!. Крiм цього, дезшф^-вальна речовина повинна добре змиватися i не проникати всередину тканин.
Дeякi вчeнi рекомендують незрш однорiчнi шишки Pinus nigra subsp. nigra var. caramanica перед основною стeрилiзaцiею промивати в мильному розчиш, а потiм простeрилiзувaти 5,25 % гшохлоритом нaтрiю протягом 15 хв. Пюля цього експланти тричi промивають дистильованою водою [7]. Колeвськa-Плeтiкaпiч [8] рекомендуе стeрилiзувaти нaсiння 6 %> перекисом водню протягом шести хвилин тсля того, як воно буде попередньо замочене на 24-36 год. Тому метою наших дослщжень було опрацювання методик i ви-конання експериментальних дослщжень 3i знезараження експланпв Pinus nigra, для отримання стерильних рослин i3 подальшим пiдбором оптимального живильного середовища для шдукцп морфогенезу.
Предмет досл1дження - особливосп росту i розвитку Pinus nigra у культурi in vitro.
Методика досл1джень. Як експланти використовували апекси вeрхiв-кових бруньок, що заготовляли у другш половинi грудня та насшня поточного року. У вiдборi eксплaнтiв враховували пору року, за яко! е найменша iмо-вiрнiсть ураження !х патогенною мжрофлорою. Вважаеться, що нaйбiльшe ураження рослинного мaтeрiaлу спостeрiгaеться в лiтнiй перюд, а наймен-ше - в зимовий [9]. На першому етат стeрилiзaцil бруньки та насшня проми-вали у водi з додаванням засобу для миття, попм почергово занурювали !х в дезшф^вальш розчини гiпохлориту нaтрiю, перекису водню та етилового спирту з рiзною експозищею. Пiсля зaкiнчeння стeрилiзaцil експланти 6 рaзiв промивали дистильованою водою. У кожному вaрiaнтi було по 25 насшин i по 25 бруньок.
Результати дослщжень. Упродовж 7 дiб у кожному з вaрiaнтiв визна-чали eфeктивнiсть стeрилiзaцil, тдраховуючи частка стерильних та шфжова-них експланпв (табл. 1).
Табл. 1. Способи стеритзаци експлантв P. nigra
Вaрiaнт до^ду Екс-плант Застосований реагент Дист. вода
Н2О2 С2Н5ОН NaOCl (контроль)
конц., % час, хв конц., % час, с конц., % час, хв час, хв
1 20 96 1 6 20
2 5 35 2 0,5 10 35
3 § 50 5 15 50
4 О й 20 70 1 6 20
5 к 20 35 2 2,5 10 35
6 50 5 15 50
7 20 96 1 6 20
8 й 5 35 2 0,5 10 35
9 50 5 15 50
10 20 1 6 20
11 м 20 35 70 2 2,5 10 35
12 50 5 15 50
Штучне лковщновлення, лкорозведення, сeлeкцiя, насшництво, генетика, бiотeхnологiя 105
У pa3i використання реагенпв високо! концентрацп та довшо! експо-зицп, зараження не вщбувалось, однак спостepiгaлось почоpнiння бруньок, внаслщок чого вони втрачали свою життездатшсть, а нaсiння погано пророс-тало (рис.).
Рис. 1нфшоваш (А, С) та 3dopoei експланти (В, D)
I навпаки, за низько! концентрацп, за коротшого часу стepилiзaцп, кшьюсть життездатних бруньок була висока, однак упродовж 7 дiб вони зара-жувались iнфeкцiею i не розвивались дaлi (табл. 2).
Табл. 2. Ефективтсть стеритзаци експлантгв P. nigra залежно aid виду стерилизатора
Застосований реагент
й > Н2О2 С2Н5ОН NaOCl
■S3 'й ft <3 g Середня к-ть стерильних та життездатних експланлв, шт.
га о m « « W стерильш життездатт стериль-ш життездатт стерильш життездатт
експланти експланти експланти експланти експланти експланти
1 9,3 8,7 10,6 8,2 9,2 6,9
2 к 11,2 10,4 12,1 9,3 13,4 10,2
3 16,4 11,7 13,7 0 17,8 15,6
4 О й К 17,7 16,5 8,8 7,9 20,6 17,7
5 18,3 6,4 9,7 6,1 22,4 18,9
6 24 2 11,1 2 22,8 0
Н1Р095 2,3 2,1 3,0 2,9 3,1 2,5
7 8,7 4,1 9,5 6,7 7,8 5,4
8 s 10,3 5,3 9,8 4,5 11,2 9,8
9 м л к ^ ft 12,7 11,2 10,4 0 15,3 11,2
10 11,4 9,2 8,1 6,9 19,3 12,2
11 м 13,2 3,9 9,5 4,5 19,6 5,6
12 15,6 0 9,8 1 18,9 0
Н1Р095 2,6 2,1 2,8 3,2 2,9 2,7
У pa3i зниження тривалосп експозицп, за високо! концентрацп кшь-юсть стерильних експланпв зменшувалась, однак майже yci вони виявились життездатними. Найвищу кiлькiсть заражених бруньок та насшня виявлено у варiантах № 4 та № 10, де як стерилiзатор використовували 70 %-й етиловий спирт за експозицп одна секунда. Цей стерилiзатор виявився найменш ефек-тивним з-помiж iнших реагентiв.
Це можна пояснити тим, що етиловий спирт мютить iнгiбyючi речови-ни, якi гальмують рiст i розвиток тканин. У разi застосування перекису вод-ню кшьюсть стерильних експлантiв була дещо бiльша. Найбiльший !х частка спостер^ався у варiантах № 6 та № 12. Однак ус вони в подальшому вияви-лися нежиттездатними. Найоптимальшшим варiантом для насiння була кон-центрацiя 20 % та експозищя 20 хв. При цьому 66 % експлантiв були життездатними. Для бруньок найкращим був варiант № 9, коли за концентрацп 5 % при експозицп 50 хв. Життездатними виявились 44,8 %. Найкращi ре-зультати дослщження отримано пiд час стерилiзацil експланпв 2,5 % гшох-лоритом натрто з експозицiею 6 хв для бруньок та 10 хв для насшня. Тодi життездатними виявились 75,6 % насшин i 48,8 % бруньок. Висновки:
1. У разi введення Pinus nigra у культуру in vitro як первинш експланти можна використовувати достигле насшня та бруньки в сташ спокою.
2. Етиловий спирт та пероксид водню дають менший вихщ життездатних експланлв через згубний вплив на рослинш тканини. Тому використовувати !х для проведення стерктзацп недоцiльно.
3. Найкращi результати виявились при використанш 2,5 % гiпохлоритy нат-рж> з експозицiею 6 хв для бруньок та 10 хв для насшня.
Л1тература
1. Калинин Ф.Л. Технология микроклонального размножения растений. / Ф.Л. Калинин, Г.П. Кушнир, В.В. Сарнацкая. - К. : Вид-во "Наук. думка", 1992. - 228 с.
2. Кушшр Г.П. Мжроклональне розмноження рослин. Теор1я i практика. / Г.П. Кушшр, В.В. Сарнацька. - К. : Вид-во "Наук. думка", 2005. - 243 с.
3. Nelson C.D. Propagation of Loblolly, Slash and Longleaf Pine from needle fascicles / Nelson C.D., Z. Linghai, J.M. Hamaker // Tree Planters' Notes. - 1992. - Vol. 43 (3). - Pp. 67-71.
4. Аёшина Е.Н. Регенерация Juniperus sibirica в in vitro / Е.Н. Аёшина, Н.А. Величко // Хвойные бореальной зоны, XXV. - 2008. - № 3-4. - С. 333-336.
5. Sommer H.E. Plantlet formation in pine tissue cultures / H.E. Sommer, C.L. Brown // Amer. J. Bot. Suppl. - 1974. - № 61. - Pp. 11.
6. Webb K.J. Morphogenesis in vitro of Pinus and Picea / K.J. Webb, H.E. Street // Acta Hor-tic. - 1977. - № 78. - Pp. 259-269.
7. Özkurt Z. Induction of embryogenic tissue from immature zygotic embryos in Pinus nigra J.F. Arnold subsp. nigra var. caramanica (Loudon) Businsky / Z. Özkurt, T. Yildirim, S. Önde, Z. Kaya // Turk. J. Bot. - 2008. - № 32. - Pp. 179-183.
8. Kolevska-Pletikapic B. Bud and shoot formation in juvenile tissue culture of Pinus nigra / B. Kolevska-Pletikapic, S. Jelaska, J. Berljak, M. Vidakovic // Silvae Genetica. - 1983. - Vol. 32/3-4. - Pp. 115-119.
9. Быченкова Э.А. Активность камбия и паренхимных тканей отрезков ветвей древесных растений в культуре : автореф. дисс. на соискание учен. степени д-ра биол. наук: спец. 03.0005 "Ботаника" / Э.А. Быченкова. - Л., 1963. - 15 с.
Адаменко С.А. Способы стерилизации эксплантов Pinus nigra Arn. при введении их в культуру in vitro
Штучне лковщновлення, лкорозведення, селекщя, насшництво, генетика, бютехнолопя
107
Приведены результаты исследований по подбору реагентов, их концентрации и экспозиции для получения стерильных эксплантов, с целью последующего их культивирования. В качестве первичных эксплантов использовали почки и семена текущего года. Установлено, что для успешного введения Pinus nigra в культуру in vitro лучше использовать 2,5 % гипохлорит натрия с экспозицией 6-10 мин.
Ключевые слова: экспланты, стерилизация, экспозиция, реагент, размножение in vitro.
Adamenko S.A. Methods of sterilization of explants of Pinus nigra Arn. during introduction them in tissue culture
It was adduced the results of research on the selection of reagents, their concentration and exposition on purpose to get a sterile explants, for further cultivation. As primary explants was used buds and seeds of this year. It was found that the successful introduction of Pinus nigra in culture in vitro is best to use 2,5 % sodium hypochlorite with exposition 6-10 minutes.
Keywords: explants, sterilization, exposition, reagent, propagation in vitro.
УДК 630*232:631.53.01:582.916.16 Викл. О.М. Баюра, канд. с.-г. наук -
Уманський НУС
НАСШНеВЕ РОЗМНОЖЕННЯ FRAXINUS EXCELSIOR L.
Дослщжено способи насшневого розмноження Fraxinus excelsior L. Для отри-мання високо! Грунтово! схожост насшня встановлено оптимальний спошб страти-фжацп, температуру збер^ання, термши збирання, вишву та глибину поаву. Визна-чено найбшьший вихщ одноpiчних шянщв згщно з ДСТУ 3317-90, залежно вщ гли-бини пошву.
Ключовi слова: Fraxinus excelsior, глибина поаву, насшня, Грунтова схожють.
Вступ. Розмноження насшням е важливим показником функцюнуван-ня генеративно! сфери видiв та потенцшних можливостей !хнього юнування в неоднорщних умовах середовища. Генеративне розмноження видiв, поpiв-няно з вегетативним, мае значш переваги щодо гетерогенност й тривалосп розвитку !хшх популяцш. Завдяки статевому розмноженню будь-як наслщ-ковi змши, якi виникають в одше! особини, здaтнi поширюватися на всю по-пуляцiю виду. Останне прискорюе процес еволюцшних змш та забезпечуе переваги в розвитку, плодючосп й життездaтностi видiв. Розмноження насшням е необхщною умовою для продовження юнування популяцш, можливос-т збiльшeння чисeльностi !хшх особин та заселення нових територш [2, 11]. Кpiм цього, нaсiнневий спошб розмноження е простим та eкономiчно випд-ним. Вiдомостi про насшневе розмноження та проростання нaсiння F. excelsior трапляються в роботах багатьох aвтоpiв [1, 3-5, 7-9, 12-14].
Методика дослщження. Для дослщження впливу стратифжацп на Грунтову схожють нaсiння проводили холодну стpaтифiкaцiю у тдвальному пpимiщeннi за температури 5-8 °С у стpaтифiковaних середовищах тску та тирси (1:1), у чистому тоpфi та шляхом сшгування. Контролем було збер^ан-ня насшня в тдвальному примщенш в скляних посудинах. Для визначення впливу глибини вишву нaсiння F. excelsior на Грунтову схожють проводили виив на глибину вщ 1 до 6 см, збip проводили на стадп фiзiологiчноl зpiлостi
