CC BY
0УДК 616.48-576.851.49 СПЕЦИФИЧЕСКАЯ ПРОФИЛАКТИКА СТАФИЛОКОККОВЫМ АНАТОКСИНОМ ЖИВОТНЫХ И ЛЮДЕЙ Мaмaтовa М.Н.
и.о.профессора кафедры клинической лабораторной диагностики ФПДО Самаркандский государственный медицинский Университет, Узбекистан. https://doi.org/10.5281/zenodo.13866316
Аннотация: В настоящее время для профилактики и лечения стафилококковых инфекций успешно применяют стафилококковый анатоксин. В связи с этим мы поставили перед собой задачу изучить возможность использования стафилококкового анатоксина для пероральной иммунизации. В работе представлены результаты экспериментов на животных, а также данные, полученные при исследовании на добровольцах.
Ключевые словa: стафилококковый анатоксин, иммунизация, эксперимент, реактоген.
SPECIFIC PROPHYLAXIS WITH STAPHYLOCOCCAL ANATOXIN IN ANIMALS AND HUMANS
Abstract: А principal possibility of per oral immunization with staphylococcus toxoid was demonstrated in experiments оп animals. Per oral immunization of rabbits with staphylococcus toxoid caused а corresponding immunological reconstruction in the organism: the animals developed resistance to intracutaneous infection with massive doses of Staph. aureus and specific antitoxins appeared in the blood. The a -antitoxin titers in the blood depended directly on the immunizing dose of the toxoid. Per oral administration of staphylococcus toxoid to 12 volunteers showed this method of immunization to be harmless and slightly reactogenic. In case of per oral use of the toxoid it should be protected from direct action of gastric juice, because the hyperacidic gastric juice destroyed staphylococcus toxoid.
Keywords: staphylococcus toxoid, immunization, experiments, reactogen.
ВВЕДЕНИЕ
Экспериментальный материал последних лет свидетельствует о возможности иммунизации перорально живыми вакцинами против различных инфекций - дизентерии, сальмонеллеза [1, 3], чумы, Ку-лихорадки, оспы [2, 4, 5], и др. Эффективной оказалась реиммунизация перорально дифтерийным анатоксином [7, 9, 10]. Однако попытка использовать для пероральной вакцинации гретую стафилококковую вакцину оказалась неудачной.
Цель исследования. В настоящее время для профилактики и лечения стафилококковых инфекций успешно применяют стафилококковый анатоксин [11, 12]. В связи с этим мы поставили перед собой задачу изучить возможность использования стафилококкового анатоксина для пероральной иммунизации. В работе представлены результаты экспериментов на животных, а также данные, полученные при исследовании на добровольцах.
МЕТОДИКА
В опытах использовали кроликов весом 2,5-3,5 кг. Животные были разделены на 3 группы: кроликов 1-й группы иммунизировали только перорально, 2-й - комбинированным
методом (первую иммунизацию проводили подкожно, вторую и третью - перорально), кролики 3-й группы служили контролем, их иммунизировали подкожно. Животным вводили анатоксин троекратно, с 7-дневными интервалами. Иммунизацию перорально проводили шприцем через тонкий резиновый катетер непосредственно в пищевод или распылением анатоксина во рту также из шприца с обрезанной и затупленной иглой.
Для иммунизации использовали стафилококковый нативный (5 ЕС/мл) или адсорбированный (10 ЕС/мл) анатоксин и стафилококковый очищенный концентрированный анатоксин, содержащий 40-50 ЕС/мл. Эффективность иммунизации изучали по накоплению в крови анти- а -токсина, титр которого определяли до и после иммунизации, а также по развитию внутрикожных очагов инфекции у животных после заражения различными штаммами стафилококка. Внутрикожное заражение кроликов проводили 2, 4 и 10 минимальными некротическими дозами ^пт). Для этого суточную агаровую культуру стафилококка смывали физиологическим раствором и полученную взвесь доводили до необходимой концентрации по бактериальному стандарту.
Через 2, 4 и 6 месяц животных ревакцинировали перорально или подкожно (контрольная группа) и проводили те же исследования.
В опыт брали животных, у которых до иммунизации в сыворотках не обнаруживали анти-а-токсин, (<0,125 АЕ/мл). При титровании сывороток и определении Dnm руководствовались существующими методическими указаниями [6, 9, 10].
Таблица 1. Динамика титров анти-а-токсина в крови кроликов после
иммунизации
Способ иммунизации Иммунизирующий препарат Общая доза препарата Числ о кро-лико в Средние титры антитоксина (в АЕ/мл) в разные сроки (по неделям)
1-я 2-я 3-я 4-я 5-я 6-я 7-я 8-я
Пероральн о в пищевод (трижды) Очищенный концентриро -ванный анатоксин 4,5 5 1, 0 5 0,7 5 0,4 0,3 0,1 2 0,1 6 0,1 6 0,16
Очищенный концентриро -ванный анатоксин 13 5 3, 1 3 3,1 2 1,2 8 1,3 1 - - - 0,45
Адсорбированный анатоксин 4,5 5 0, 6 5 0,3 5 0,3 0,3 - - - 0,18
Подкожно + пероральн о (дважды) Адсорбированный анатоксин 4,5 5 1, 5 0,8 8 0,7 5 0,6 5 - - - 0,3 1
Очищенный концентриро 12 5 2, 6 6 2,6 6 0,5 8 0,5 8 - - - 0,2 5
-ванный анатоксин
Подкожно (трижды) Очищенный концентриро -ванный анатоксин 4,5 5 8, 6 6 2,7 5 1,5 0,7 5 0,4 4 0,5 0,3 7 0,3 7
Очищенный концентриро -ванный анатоксин 9 5 1 5, 6 6,8 4,0 1,7 - 1,7 5 - 0,9 5
Пероральн о орошением полости рта (трижды) Очищенный концентриро -ванный анатоксин 9 5 0, 3 0,3 5 0,3 7 0,3 - 0,2 - 0,3
В результате установлено, что стафилококковый анатоксин при введении перорально (в пищевод или орошением полости рта) проникал через слизистые оболочки и вызывал в организме соответствующую иммунологическую перестройку.
Определение среднеарифметических титров анти-а-токсина от 4-5 кроликов после иммунизации в динамике показало (табл. 1), что их повышение после пероральной иммунизации зависело от введенной дозы анатоксина. Так, при иммунизации перорально 4,5 мл (1+1,5+2) и 13 мл (3+5+5) очищенного концентрированного стафилококкового анатоксина титры после 3-й вакцинации у животных 2-й группы были примерно в 3 раза выше, чем у животных 1-й на протяжении всего срока наблюдения.
При сравнении средних титров анти- а -токсина в крови у животных после введения концентрированного очищенного анатоксина только перорально и комбинированным методом последний не имел преимущества, так как при иммунизации одними и теми же дозами анатоксина титры у животных были одного порядка. Комбинированная иммунизация кроликов адсорбированным анатоксином оказалась более эффективной, чем иммунизация только перорально: титры анти-а-токсина в сыворотках животных 1-й группы были почти в 2,5 раза выше, чем животных 2-й группы.
При введении концентрированного стафилококкового анатоксина путем орошения полости рта и носоглотки анатоксин также проникал в гемалимфатический ток, в результате чего наступала определенная иммунологическая перестройка. Правда, после троекратной иммунизации анатоксином (1+3+5 мл) у всех 5 кроликов наблюдалось незначительное увеличение титров - в среднем они составляли 0,3-0,35 АЕ/мл на протяжении 2 месяца наблюдения. Это, вероятно, связано с тем, что контакт введенного анатоксина со слизистыми оболочками полости рта и носоглотки был кратковременным, поэтому антиген всасывался в небольшом количестве.
Ревакцинацию животных проводили через 2, 4 и 6 месяцев после окончания цикла иммунизации. Для ревакцинации брали животных, ранее иммунизированных подкожно и
перорально. При этом выявлено, что у одних и тех же животных наблюдались стабильно низкие титры после иммунизации или реиммунизации как перорально, так и подкожно, т. е. иммунизаторный ответ зависел не только от способа введения препарата и его дозы, но и от иммунологической реактивности организма. Ревакцинация животных стафилококковым анатоксином перорально и подкожно вызывала значительное повышение титра анти-а-токсина в сыворотках (см. рисунок). Так, через 2 недели после ревакцинации 3 мл концентрированного стафилококкового анатоксина перорально титры антител повышались в 7-25 раз, а после подкожного введения - в 16-35. Более высокая концентрация антител в крови наблюдалась после ревакцинации в сентябре - октябре по сравнению с ревакцинацией в мае-июле. После ревакцинации 2 мл коммерческого нативного стафилококкового анатоксина перорально и подкожно титры анти-а-токсина в крови повысились в 1,1 и в 1,9 раза соответственно.
Как уже указывалось, некоторых животных через 2 недели после иммунизации или реиммунизации заражали внутрикожно в заранее выстриженный бок кроликов различными штаммами стафилококка. Для заражения были взяты 3 штамма Staphylococcus aureus.
Вид S. aureus включает 6 эковаров: А, В, С, D, Е и F. Основными хозяевами этих эковаров являются человек, свинья, домашняя птица, крупный рогатый скот, овцы, зайцы, собаки и голуби [1, 8, 13]. При одинаково широком спектре энзимогенеза и токсиногенеза штамм стафилококка 0-15 был активным продуцентом альфа-токсина, V6 - лейкоцидина и штамм Л-17- бета токсина. Dnm штаммов составляла 200 млн. микробных клеток. Животным вводили внутрикожно 2, 4 и 10 Dnm.
PEЗУЛЬТAТЫ ИCCЛEДOВAНИЯ
Результаты опытов показали (табл. 2), что при заражении стафилококками у неиммунизированного здорового кролика образовывались обширные некрозы кожи, в последующие дни процесс некротизации тканей прогрессировал, и к 4-му дню образовывались глубокие сливные некрозы.
Таблица 2. Результаты внутрикожного заражения штаммами стафилококка иммунных неиммунных кроликов
Способ иммунизации Антитоксин в крови АЕ/мл Штаммы Развитие поражений после введения культуры в разных дозах (в Dnm)
2 Число животных 4 Число животных 10 Число животных
Неиммунные (контроль) <0,125 О-15 прогрессирую- щий некроз 5 прогрессирую- щий некроз 5 прогрес-сирую-щий некроз 5
Л-17 прогрессирую- щий некроз 5 прогрессирую- щий некроз 5 прогрес-сирую-щий некроз 5
V6 прогрес- 5 прогрес- 5 прогрес-сирую-щий некроз 5
сирую- сирую-
щии щнй
некроз некроз
О-15 краснота 3 краснота 1 инфильтрат 1
инфильтрат 2 некроз 2
Подкожно + Перораль-
Л-17 краснота 3 инфильтрат 3 инфильтрат 2
2; 4; 2; некроз 1
но 2 V6 инфиль- 3 инфильтрат 1 некроз 1
трат некроз 2 некроз 3
красно- 2 красно- 1 инфиль- 1
О-15 та та трат
инфильтрат 2 инфильтрат 3 некроз 3
красно- 1 инфиль- 3 инфиль- 1
Л-17 та трат трат
1; 1; 1; инфильтрат 3 некроз 1 некроз 3
Перорально в пищевод 6 V6 краснота 1 инфильтрат 2 прогрессирующий некроз 4
инфильтрат 2 некроз 2
некроз 1
краснота 2 инфильтрат 1 некроз 4
О-15 инфильтрат 1 некроз 3
некроз 1
Перорально орошением рта + Носоглотки 0,5; 0,25; 1; 1 Л-17 краснота 3 инфильтрат 2 инфильтрат 1
некроз 1 некроз 1 некроз 3
краснота 2 инфильтрат 1 некроз 4
V6 инфильтрат 1 некроз 3
некроз 1
При внутрикожном введении этих штаммов иммунным кроликам наблюдался
определенный защитный эффект у животных всех групп, причем защитная реакция не зависела от высоты титров анти- а -токсина в крови (табл. 2). У кроликов, иммунизированных перорально и заражённых затем штаммами стафилококка 0-15 и Л-17, на местах введения 2 и 4 Dnm появлялась лишь краснота или инфильтраты, которые к 4-м суткам, как правило, рассасывались. Только у 1 кролика, зараженного штаммам Л-17, наблюдался некроз, также ликвидировавшийся к 4-м суткам. Размеры этого некроза на коже
составляли 1/36 часть некроза в контроле. При введении 10 Dnm (2 млрд. кокков) некрозы образовывались, но в отличие от контроля поражения подсыхали, рубцевались и переходили в инфильтраты; кроме того, первоначальная величина некрозов, как правило, была значительно меньше, чем, в контроле (см. табл. 2, 3).
Введение животным, иммунизированным а-анатоксином, лейкоцидин активного штамма V6 вызывало образование некрозов в ответ на введение всех доз, хотя некрозы в 175, 112, 58 раз были меньше, чем в контроле (см. табл. 2), и в противоположность последним не увеличивались, рубцевались, хотя осумкованные, флюктуирующие инфильтраты на 10 Dnm обнаруживались еще через 30 дней наблюдения. Таким образом, течение очага инфекции, вызванного у иммунизированных а-анатоксином кроликов, было менее благоприятно при введении лейкоцидин-активного штамма.
Кролики, иммунизированные орошением полости рта и носоглотки, несмотря на очень низкое содержание анти-а-токсина в крови, также проявляли определенную устойчивость к внутрикожному заражению стафилококком. Инфильтраты и небольшие некрозы образовывались в ответ на введение 2, 4 и 10 Dnm всех штаммов, но исход очагов поражения был благоприятным: репаративный процесс на введение 2 Dnm заканчивался к 4-5-му, на 4 Dnm - к 14-му дню. При заражении 10 Dnm через 14 дней оставались инфильтраты у всех животных после введения штаммов 0-15 и V6 и у 1 кролика - после введения штамма Л-17.
Таблица 3. Проявление внутрикожных очагов инфекции у кроликов после
иммунизации
Способ иммунизации Штамм стафилококка Антитоксин в крови (в АЕ/мл) Развитие поражений после введения культуры в разных дозах (в Бит)
2 4 10
Неиммунные (контроль) О-15 <0,125 225 300 450
Л-17 110 216 450
V6 175 225 500
Подкожно (контроль) О-15 2; 4; 2; 2 0, 0, 0 0, 0, 0 1/75, 1/78, 1/38
Л-17 0, 0, 0 0, 0, 0 0,0; 1/108
V6 0, 0, 0 0; 1/56, 1/56 1/125, 1/125, 1/225
Перорально (в пищевод) О-15 1; 1; 1; 6 0, 0, 0, 0 0, 0, 0, 0 0; 1/11, 1/18, 1/10
Л-17 0, 0, 0, 0 0, 0, 0; 1/36 0; 1/225, 1/112, 1/10
V6 0, 0, 0; 1/75 0, 0; 1/56, 1/112 1/25, 1/63, 1/25, 1/25
Перорально (орошением рта и носоглотки) О-15 0,5; 1; 0,25; 1 0, 0, 0; 1/225 0; 1/85, 1/50, 1/85 1/55, 1/18, 1/25, 1/25
Л-17 0, 0, 0; 1/55 0, 0; 1/54 0; 1/10, 1/12, 1/18
V6 0, 0, 0; 1/75 0; 1/500, 1/83, 1/100 1/12, 1/62, 1/83, 1/32
П р и м е ч а н и е: нули и дроби - площадь некроза у иммунного кролика по отношению к контролю при одной дозе заражения. После подкожной иммунизации кролики были устойчивы к внутрикожному заражению и особых преимуществ в
невосприимчивости к заражению стафилококком в этой группе животных по сравнению с привитыми перорально не наблюдалось.
После получения обнадеживающих результатов иммунизации животных стафилококковым анатоксином перорально была проведена пероральная иммунизация 12 добровольцев в возрасте от 20 до 60 лет нативным или очищенным концентрированным стафилококковым анатоксином троекратно с 7-дневными интервалами. Перед иммунизацией и через 2 недели после нее определяли титр анти-а-токсина в крови. Кроме того, до и после иммунизации у них измеряли температуру, учитывали общее самочувствие и состояние желудочно-кишечного тракта.
Мы попытались использовать реакцию непрямой гемагглютинации для обнаружения антител к стафилококковому токсину. Применяемый в настоящее время гемолитический метод позволяет выявлять антитела (антитоксины) лишь к токсическому компоненту стафилококкового токсина - в основном к а-токсину [2, 6].
В основу реакции положен метод непрямой гемагглютинации. В то же время разнообразие физико-химических свойств различных антигенов обусловливает значительную сложность сенсибилизации эритроцитов антигенами и это приводит к отсутствию единой стандартной методики [4]. Поэтому для каждого антигена экспериментальным путем приходится устанавливать оптимальные условия для адсорбции. Изложенное и побудило нас более подробно остановиться на методических вопросах применения указанной реакции для определения антител к стафилококковому токсину.
Первоначально мы попытались применить в реакции непрямой гемагглютинации нативные эритроциты барана, которые, однако, лизировались при сенсибилизации их различными разведениями нативного стафилококкового токсина. Поэтому нативные бараньи эритроциты оказались непригодными для работы с нативным токсином. Изложенное побудило нас попытаться применить формалинизированные бараньи эритроциты. Согласно данным литературы, применение формалинизированных эритроцитов позволяет избежать лизиса как в процессе танизирования, так и при дальнейшем хранении, предотвращает их спонтанную агглютинацию, позволяет получать стойкий препарат сенсибилизированных антигеном эритроцитов [11, 12].
Формалинизированные бараньи эритроциты хронили в виде 50 % взвеси в физиологическом растворе, а перед постановкой опыта 3-кратно отмывали нейтральным физиологическим раствором и готовили 2,5 % взвесь на буферном солевом растворе рН 7,2. Равные количества полученной взвеси формалинизированных эритроцитов и таниновой кислоты в разведении 1:20000 смешивали и инкубировали при 370 С в течение 20 мин. После 3-кратного отмывания буферным солевым раствором с рН 7,2 эритроциты ресуспендировали до первоначального объема.
Для выбора оптимальной дозы нативного токсина, которая обеспечивала бы хорошую сенсибилизацию эритроцитов, провели титрование токсина со стандартной противостафилококковой сывороткой. Оптимальными разведениями токсина оказались 1:40-1:160 (активность токсина Lh 0,15 мл). Учитывая возможность групповых реакций, из всех оптимальных концентраций антигена в реакции непрямой гемагглютинации предпочтительно пользоваться наименьшей. Поэтому в основной части работы для сенсибилизации эритроцитов нативный стафилакокковый токсин применяли в разведении 1:160, что соответствовало концентрации 70 мкг на 1 мл белка.
Как показали проведенные испытания, наилучшие условия для сенсибилизации эритроцитов создаются при следующем режиме: равные объемы танизированных эритроцитов и нативного токсина в разведении 1:160 (токсин разводили на буферном солевом растворе с рН 6,4) смешивали и выдерживали при 370 С в течение 2-3 часов и затем в рефрижераторе при 40 в течение 18-20 часов. За 2-3 часа до окончания сенсибилизации для предотвращения элюции антигена с эритроцитов добавляли формалин из расчета 1-2 % общего объема. После окончания сенсибилизации эритроциты 3-кратно отмывали буферным солевым раствором с рН 7,2 с 1 % раствором формалина, ресуспендировали в таком же растворе в первоначальном объеме.
Проведенные испытания полученных сенсибилизированных эритроцитов показали, что при хранении в течение 3 месяцев и более в рефрижераторе при 40 С диагностикумы почти не утрачивали активности. Так, если после приготовления сенсибилизированные токсином эритроциты реагировали с антитоксической сывороткой активностью 80 АЕ до титра 1: 819 200, то через 3 месяца хранения они реагировали с той же сывороткой, разведенной до 1:409 600. Эти материалы свидетельствовали, что нам удалось добиться прочной сорбции компонентов стафилакоккового токсина на танизированных эритроцитах и оптимальных условий для их сохранения.
Как оказалось, реактогенность анатоксина при введении перорально была невысокой: у 2 человек после приема препарата (концентрированного) температура повышалась на несколько часов до 37,2-37,4° С и у 1 - после 3-й иммунизации нативным анатоксином наблюдалась однодневная легкая диарея. В результате иммунизации у 7 человек титры увеличились (0,5-2; 2-4; 3-6; 1-3; 1-3, 1-3; 1:3), у остальных 5 остались на исходном уровне.
Таблица 4. Активность стафилококкового анатоксина при воздействии на него соляной кислоты и желудочного сока
Соляная кислота/ желудочный сок р/Н № серии анатоксина Активность анатоксина (в ЕС/мл) Примечание
Исходная После контакта
15 минут 30 минут 60 минут
Соляная кислота 7,0 53-3 50 50 50 50
4,0 50 50 50 50
3,0 50 50 50 50
Соляная кислота 7,0 53-2 50 50 50 50
3,0 50 50 50 50
4,0 50 50 50 50
0 53-2 50 40 0 0 Анатоксин в осадке
Искуственный желудочный сок
Надосадочная жидкость желудочного сока 0 53-2 0 0 0 0 Анатоксин в осадке
Желудочный сок с нормальной кислотностью 1-я порция 5,0 53-2 50 50 50 50 Анатоксин в осадке
2-я порция 0 53-2 50 0 0 0
Желудочный сок больного ахилией 6,6 53-2 50 50 50 50
Полученные результаты зависели, по-видимому, от воздействия на стафилококковый антитоксин желудочного сока. Анатоксин вполне удовлетворительно сохранял активность на протяжении 1 ч (срок наблюдения) контакта с соляной кислотой при рН 3,0-4,0 (табл. 4), активность анатоксина сохранялась также при добавлении его к 1-й порции желудочного сока нормальной кислотностью (рН 5,0) и к желудочному соку от больного с ахилией (рН 6,6). При контакте с искусственным желудочным соком (продуктом автолиза слизистой оболочки свиных желудков) и со 2-й порцией нормоцидного желудочного сока человека анатоксин выпадал в осадок и в надосадочной жидкости не определялся. Вероятно, в связи с неустойчивостью сохранения активности анатоксина в желудочном соке у добровольцев не всегда наблюдалось повышение титров антитоксина. Таким образом, при введении перорально следует предохранять стафилококковый анатоксин от воздействия желудочного сока.
ВЫВОДЫ
1. В опытах на кроликах и при исследованиях на добровольцах показана принципиальная возможность иммунизации и реиммунизации стафилококковым анатоксином перорально (при непосредственном введении препарата в желудочно-кишечный тракт и путем орошения полости рта).
2. В результате пероральной иммунизации стафилококковым анатоксином наступала иммунологическая перестройка организма, о которой свидетельствовали появление анти-а-токсина в крови и усиление репаративных процессов при внутрикожном заражении массивными дозами токсигенных штаммов стафилококка.
3. Результаты иммунизации 12 добровольцев свидетельствовали о безвредности и слабой реактогенности стафилококкового анатоксина при пероральном применении.
4. При введении перорально стафилококковый анатоксин необходимо предохранить
от воздействия желудочного сока.
ЛИТЕРAТУРA
1. Акатов А.К., Зуева B.C. Стафилококки //-М.: Медицина.-1983. -С. 256.
2. Кудратова З.Э., Юсупова Н.А., Набиева Ф.С. Нозологическая структура острых кишечных инфекций, вызванных условно-патогенной микрофлорой в Самаркандской области //Medicus. - 2019, № 6.
3. Мaмaтовa М.Н., Шайкулов Х.Ш. и др. Применение реакции непрямой гемагглютинации для определения антител к стафилококковому токсину // Журнал «Экономика и социум». 2024, №7 (122).
4. Мaмaтовa М.Н. Пейзаж патогенных эшерихий, выделенных от больных в г. Самарканде и его близлежащих территориях // Журнал «Экономика и социум». 2024, №7 (122).
5. Мaмaтовa М.Н. Гистологическая диагностика неэффективного эритропоэза // Журнал «Тиббиётда янги кун». 2024, № 7 (69)
6. Негодовa Е.В. Рaспрострaненность респирaторных зaболевaний среди детей гарнизон, роль стафилококковой инфекции в этиологии зaболевaний органов дыхaния // П^в^ч Юга России. 2011. №1 (24).
7. Николаева И. В., Анохин В. А. Стафилококковые инфекции в педиатрии // ПМ. 2010. №4.
8. Осипов Ю.С. Анатоксины // Большая российская энциклопедия. - М.: 2005. Т. №1., -С. 674.
9. Шайкулов Х.Ш., Исокулова М.М., Маматова М.Н. Огепень бактериоциногенности антибиотикорезистентных штаммов стафилококков, выделенных в Самарканде // Eurasian journal of medical and natural sciences. -2023, № 3(1).
10. Чернова О.Л. Антилизоцимная активность стафилококков, выделенных при бактерионосительстве // Автореф. дис. канд. биол. наук. Челябинск, 1989. - С. 22.
11. Baselga R. Staphylococcus aureus capsule and slime as virulence factors in ruminant mastitis // Vet. Microbiol. -1994.-V.39.-N.3-4.-P. 195-204.
12. Corbella X. Staphylococcus aureus nasal carriage as marker for subseguent staphyloccal infections in intensive care unit patients // Eur. J. Clin. Microbiol. Infekt. Dis.-1997. -Vol.l6, №5.-P.351-357.
13. Welsch M. Le "lysozyme" des Staphylocoques. ^mpt. Rend // Soc. Вю1.-1959. -Vol. 153.-P.2080-2083.
