CC BY
52
МЕТОДЫ
УДК 581.17:582.263
СКРИНИНГ СРЕД С РАЗЛИЧНЫМ СОДЕРЖАНИЕМ БИОГЕННЫХ ЭЛЕМЕНТОВ ДЛЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ МИКРОВОДОРОСЛЕЙ, АССОЦИИРОВАННЫХ С БЕСПОЗВОНОЧНЫМИ БЕЛОГО МОРЯ
Е.С. Лобакова1*, И.О. Селях1, Л.Р. Семенова1, О.Б. Чивкунова1, П.Н. Щербаков1, А.Е. Соловченко1,2
1 Кафедра биоинженерии, биологический факультет, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова;
Россия, 119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 12;
2 Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева, РАН; Россия, 127276, г. Москва, ул. Ботаническая, д. 35
* e-mail: elena.lobakova@rambler.ru
Оценивали способность к росту и накоплению биомассы трех выделенных из ассоциаций с морскими донными беспозвоночными животными штаммов Desmodesmus sp. (Scenedesmaceae, Chlorophyceae) — 1Рт66В, 2C166E, 3Dp86E-1 — в условиях периодического культивирования на жидких минеральных питательных средах (BG-11, среда Прата, Гольдберга, Громова, Тамия, искусственная морская вода) стандартного и модифицированного состава. Регистрировали визуальные показатели состояния культур, накопление биомассы, а также остаточное количество нитратного азота и фосфора. Интенсивный рост культур сопровождался защелачиванием среды до pH 10,0. Наибольший прирост биомассы отмечен на средах BG-11 (полной и с добавлением морской воды), Тамия, а также на среде Прата. Добавление искусственной морской воды не влияло на накопление биомассы Desmodesmus sp. в средах, содержащих связанный азот, а в отсутствие азота поддерживало рост, не вызывая агрегации клеток. По всем исследованным показателям среда BG-11 признана универсальной (пригодной для культивирования как симбиотиче-ских, так и свободноживущих микроводорослей). Среда Прата оптимальна для поддержания штаммов в коллекции.
Ключевые слова: Desmodesmus, накопление биомассы, тестирование сред, симбиотиче-ские микроводоросли, культивирование, биогенные элементы.
В последние годы активно исследуются возможности использования микроводорослей (МВ) в качестве источника возобновляемого сырья для биотоплива, а также для биоремедиации сельскохозяйственных отходов и загрязненных почв, очистки промышленных стоков и биоизъятия техногенных выбросов CO2 [1]. Биомасса МВ также используется для производства пищевых добавок, удобрений, красителей, антиоксидантов и полиненасыщенных жирных кислот [2, 3]. Одним из лимитирующих факторов развития фотобиотехнологии в России является отсутствие патентно-чистых штаммов МВ с высоким биотехнологическим потенциалом. В этой связи особого внимания заслуживают штаммы МВ, выделенные из экстремальных мест обитания, не теряющие продуктивности в стрессовых условиях. К ним можно отнести МВ, формирующие симбиоз с беспозвоночными животными, обитающими в морях высоких широт. Однако успешные попытки выделения фототрофных микросимбионтов (циа-нобактерий и МВ) из животных единичны [4], так как культивирование их in vitro сопряжено с длительным периодом адаптации к апосимбиотическим условиям существования ex animal и требует тщательного подбора питательных сред. Особенно ак-
туальна эта задача для организмов, ранее не вводившихся в монокультуру.
В нашей лаборатории был получен ряд изоля-тов симбиотических МВ из донных беспозвоночных Белого моря. Установлено, что симбиотические изоляты обладают более высокой по сравнению со свободноживущими МВ устойчивостью к неблагоприятным условиям среды, а также высоким биотехнологическим потенциалом [5, 6]. Тем не менее, вопрос подбора оптимальных сред для культивирования симбиотических МВ из субарктических морей остается, в сущности, открытым. В настоящей работе тестировали ряд стандартных и модифицированных минеральных сред с целью выбора пригодных для лабораторного культивирования и сохранения в коллекциях исследованных нами симбиотических представителей МВ.
Материалы и методы
В работе использовали культуры зеленых МВ, изолированных из ассоциаций с беспозвоночными животными Ругозерской губы Кандалакшского залива Белого моря (66°34' N 33°08' Е). Исходные образцы беспозвоночных были собраны из мест с существенно различающимися условиями обита-
ния: гидроиды ЛупашвпарытНа (Ь., 1758) и Согупе ¡оуепИ (М. Заге, 1846) — на Еремеевском пороге, каменистой сублиторали с активным постоянным перемешиванием морской воды и быстрым течением; кладки полихет РкуНо^ее таеыЫа (Ь., 1767) — в лужах на песчано-гравийной литорали в зоне опреснения водами прибрежных ручьев и максимальным прогревом воды в периоды отлива [7]. Фрагменты беспозвоночных, в которых визуально было выявлено присутствие МВ и цианобактерий, помещали в среду БО-11. Одновременно с циано-бактериями из образцов беспозвоночных были выделены зеленые МВ [5, 6], идентифицированные по нуклеотидной последовательности фрагмента гена большой субъединицы RuBisCO гЪеЬ и фрагмента 1ТЗ1-5.8З рРНК-1ТЗ2 ядерного рибо-сомального кластера генов, а также по ультраструктурным особенностям как виды из рода Desmodes-тыз [8].
Культивирование и состав использованных сред.
МВ культивировали асептически фотоавтотрофно на минеральных средах стандартного и модифицированного состава. К стандартным средам относились среды БО-11 [9], Прата [10], Гольдберга [11], Громова № 1 [12], Тамия [13] и искусственная морская вода (соленость 27%о) без добавления витаминов [14]. В качестве модифицированных сред использовали среды без нитратного азота (БО-110 [15], среда Гольдберга), среды с добавлением морской воды в соотношении 1:1 (БО-11, БО-110, среда Гольдберга с минеральным азотом и без него), среда Прата, разбавленная вдвое дистиллированной водой; среда Прата с добавлением микроэлементов или без добавления. Во всех средах (кроме среды Прата без микроэлементов) использовали микроэлементы А5 [9]. Посевным материалом служили клетки, трижды отмытые от культуральной жидкости средой БО-110 центрифугированием (3000 g, 10 мин). Для каждой комбинации "организм — среда" выполнено не менее двух независимых экспериментов.
При периодическом культивировании в течение 4-х нед. в люминостате (фотосинтетически активная радиация — ФАР — 2 Вт/м2) по измерениям квантомером Ь1-850, "LiCOR", США, на поверхности колбы) клетки МВ выращивали в колбах Эрленмейера в 100 мл среды при температуре 25°С и периодическом встряхивании (раз в сутки). Состояние культур оценивали визуально по следующим показателям: цвет, характер роста (гомогенность, агрегированность, адгезия к стенкам и/или дну колбы), накопление биомассы. Плотность засева во всех вариантах составляла 0,02 г сухого веса на литр среды.
рН среды регистрировали рН-метром "Аквилон рН410" с электродом ЭСК-10601/7. В литературе в прописях стандартных сред культивирования редко указывается рН после стерилизации. Во всех случаях рН среды доводили до 6,9—7,4.
В фотобиореакторе МВ культивировали в стерильных условиях в стеклянных пробирках (объем 600 мл, внутренний диаметр 40 мм) с силиконовыми пробками в 400 мл среды при постоянном освещении (ФАР 4 Вт/м2), температуре 25°С и продувании стерильным воздухом со скоростью 1 л/мин. В ходе эксперимента оценивали визуальные показатели роста МВ, прирост биомассы, изменения кислотности, а также остаточное количество неорганического фосфата и нитратного азота в среде культивирования. Начальная плотность культуры при интенсивном культивировании составляла 5 мг хлорофилла в литре среды.
Определение сухого веса. Для определения сухого веса клетки осаждали на доведенных до постоянной массы нитроцеллюлозных фильтрах "Milli-pore" (США) с диаметром пор 22 мкм. Фильтры с осажденными на них клетками высушивали в сушильном шкафу при 105°С.
Определение концентрации нитрата и фосфата. Содержание нитрата и ортофосфата в культураль-ной жидкости определяли методом ионной хроматографии на хроматографе ICS 1600 ("Thermo Dionex", США) с кондуктометрическим детектором, аналитической колонкой IonPac AS12A (250^2 мм, 5 мкм) и предколонкой AG12A (50^2 мм, 5 мкм). Ионы элюировали изократически (скорость тока — 0,3 мл/мин) карбонатным буфером, содержащим 2,7 мМ Na2CO3 и 0,3 мМ NaHCO3 при температуре 30°C. ,
Результаты и обсуждение
Многие виды МВ эволюционно адаптированы к обитанию в олиготрофной среде морских и пресноводных водоемов. Можно предположить, что соответствующая адаптация свойственна не только свободноживущим видам, но и МВ, образующим симбиозы и ассоциации с растениями и беспозвоночными. В то же время стандартные питательные среды, как правило, характеризуются высокими концентрациями солей. По-видимому, это обстоятельство является одной из важных причин неудачных попыток выделения МВ из их среды обитания. С учетом этого на начальных этапах введения в культуру полученных из природных образцов изо-лятов МВ целесообразно применение сред с достаточным для роста, но не чрезмерным содержанием элементов минерального питания. В настоящей работе использовали минеральные среды стандартного состава, а также обедненные и разбавленные дистиллированной водой среды (см. Материалы и методы).
Особое внимание уделяли тестированию исследованных МВ на средах, не содержащих нитратного азота, поскольку дефицит азота и азотное голодание индуцируют биосинтез ценных соединений — запасных липидов и вторичных кароти-ноидов в клетках многих свободноживущих [16] и симбиотических МВ [17].
Культивирование в колбах. Рост МВ на средах с относительно высоким содержанием нитратного азота сопровождался значительным повышением рН среды (рис. 1, а). Эта особенность может оказаться полезной при выращивании МВ в фотобио-реакторах с продуванием газо-воздушной смесью с высоким содержанием углекислого газа, закис-ляющим при растворении среду культивирования.
Негативное влияние низких значений pH на скорость роста и продуктивность культур компенсируется защелачиванием, характерным для роста МВ на нитратных средах. Наибольшее защелачивание (до pH > 10,0) наблюдали у штаммов Desmodesmus sp. 3Dp86E-1 и 1Pm66B на средах BG-11, Прата, Тамия и Гольдберга, содержащих связанный азот. В случае штамма Desmodesmus sp. 2C166E, растущего
Рис. 1. Изменение pH среды (а) и прирост биомассы (б) в культурах симбиотических штаммов Desmodesmus sp. (1Pm66B, 2C166E и 3Dp86E-1) на различных средах — BG-11 (1), Гольдберга (2), Прата (3), Тамия (4), BG-110 (5), Гольдберга без азота (6), искусственной морской воде (ИМВ, 7), BG-11 + ИМВ (8), BG-110 + ИМВ (9) — после 28 сут роста в колбах. Приведены стандартные
ошибки среднего
на среде Гольдберга со связанным азотом, сдвига рН не наблюдали. На безазотных аналогах этих сред и морской воде ни один из исследованных штаммов не вызвал существенного изменения рН среды при росте. Защелачивание среды культивирования (предположительно, вследствие поглощения нитрат-аниона) может косвенно свидетельствовать об активном росте культур.
Характер роста штаммов МВ существенно зависел от типа среды культивирования. Для всех МВ на среде Громова №1 отмечали сильную адгезию клеток на стенках колб и их слипание в мелкие агрегаты без существенного прироста биомассы. Планктонный гомогенный рост был характерен для штамма Desmodesmыs sp. 3Бр86Е-1 во всех испытанных вариантах и, по-видимому, является его специфической особенностью. Для штамма 1Рт66Б при выращивании на средах со связанным азотом было характерно сильное прилипание клеток к стенкам культвационных сосудов.
Динамика роста штаммов Desmodesmыs sp. 2С166Е и 1Рт66Б на среде БО-11 в разных модификациях, а также на средах Прата (исходной и разбавленной) и Тамия была сходной. Рост МВ характеризовался незначительной адгезией и агрегацией клеток. Культивирование штамма 2С166Е на безазотной среде Гольдберга сопровождался сильной агрегацией клеток.
Накопление биомассы на исследованных средах зависело от наличия в среде нитратного азота (рис. 1, б). Максимальный прирост биомассы всех штаммов был зарегистрирован на средах БО-11,
Прата (независимо от наличия микроэлементов и концентрации солей) и Тамия. В этих случаях он составил 0,7—0,9 г/л сухого веса (на рис. 1, б приводятся данные только для полной среды Прата, поскольку существенных различий в приросте биомассы на ее модификациях не выявлено). На среде Гольдберга рост штаммов Desmodesmыs sp. 3Бр86Е-1 и 2С166Е был незначительным, а у штамма 1Рт66Б рост не зарегистрирован.
На безазотных вариантах сред и средах с искусственной морской водой рост всех исследованных штаммов МВ был медленным и накопление биомассы не превышало 0,3 г/л сухого веса. Добавление искусственной морской воды в среды БО-11 и Гольдберга не влияло на физиологические характеристики растущих на них штаммов МВ, но поддерживало их рост на данных средах и в отсутствие нитратного азота (рис. 1, б). Среды с искусственной морской водой не вызывали агрегации клеток штаммов Desmodesmыs sp. 3Бр86Е-1 и 2С166Е. В то же время, у штамма Desmodesmыs sp. 1Рт66Б добавление морской воды, как и выращивание на ней, сопровождалось слипанием клеток в крупные агрегаты.
Культивирование штаммов МВ в фотобиореак-торе. Для культивирования МВ в фотобиореакторе были выбраны среды БО-11 и среда Прата (полная и без микроэлементов). Среду Тамия не использовали в данных опытах из-за высокого содержания биогенных элементов, что в отдельных случаях приводило к выпадению осадка после стерилизации и затрудняло анализ изъятия биогенных элементов клетками МВ в ходе эксперимента.
Рис. 2. Накопление биомассы штаммами Desmodesmыs sp. (1Рт66Б, 2С166Е и 3Бр86Е-1) при культивировании в фотобиреакторе на средах Прата (а) и БО-11 (б). Приведены стандартные ошибки среднего
Для культур, выращенных в биореакторах, регистрировали рост (рис. 2) и скорость биоизъятия основных биогенных элементов — азота и фосфора — во избежание возникновения лимитирования роста МВ нехваткой этих элементов.
В случае культивирования МВ на среде Прата с низкой концентрацией нитрата и ортофосфата (100 и 10 мг/л соответственно) уже к 7-м сут роста культуры практически полностью (>99% NO3- и >95% PO43-) поглощали нитрат и фосфат из среды, однако стационарной фазы роста достигали только на 10-12-е сут. Добавление микроэлементов не влияло на скорость роста исследуемых культур. К концу эксперимента они накапливали 0,4-0,8 г/л сухого веса.
При культивировании МВ на среде BG-11, существенно более богатой биогенными элементами по сравнению со средой Прата, наблюдается лишь частичное (<20%) изъятие нитрата на 7-е сут роста; полного изъятия нитрата не наблюдали и на 17-е сут. Концентрация ионов PO43- в культуральной жидкости к 5-7-м сут роста снижалась на 50-60%. Прирост биомассы на среде BG-11 был в два раза выше, чем на среде Прата, логарифмическая фаза роста была более длительной. К 17-м сут культивирования концентрация PO43- снижалась более чем на 90%, а прирост биомассы достигал 600%. Полученные данные иллюстрируют преимущества среды BG-11 при культивировании исследованных МВ в биореакторах.
Как правило, среды для культивирования эука-риотных МВ содержат нитрат калия, тогда как BG-11 содержит нитрат натрия. Тем не менее, среда BG-11, исходно использованная для выделения циано-бактерий из донных беспозвоночных Белого моря, оказалась пригодной для культивирования и зеле-
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Соловченко А.Е., Лобакова Е.С., Барский Е.Л., Сава-нина Я.В., Дольникова Г.А., Лукьянов А.А., Кирпичников М.П. Экологические фотобиотехнологии для очистки сточных вод // Биотехнология. 2011. Т. 6. С. 70-88.
2. Borowitzka M.A., Borowitzka L.J., Kessly D. Effects of salinity increase on carotenoid accumulation in the green alga Dunaliella salina // J. Appl. Phycol. 1990. Vol. 2. N 2. P 111-119.
3. Spolaore P., Joannis-Cassa C., Duran E, Isambert A. Commercial applications of microalgae // J. Biosci. Bioeng. 2006. Vol. 101. N 2. P. 87-96.
4. Hill R. Microbes from marine sponges: a treasure trove of biodiversity for natural 1 products discovery // Microbial diversity and bioprospecting / Eds. A.T. Bull. Washington, DC: ASM Press, 2006. P. 177-190.
5. Gorelova OA., Kosevich IA,. Baulina O.I., Fedorenko TA., Torshkhoeva A.Z., Lobakova E.S. Associations between the White sea invertebrates and oxygen-evolving phototrophic microorganisms // Moscow Univ Biol. Sci. Bull. 2009. Vol. 64. N 1. P. 16-22.
6. Gorelova O.A., Baulina O.I., Solovchenko A.E., Fedorenko T.A., Kravtsova T.R., Chivkunova O.B., Koksharova O.A., Lobakova E.S. Green microalgae isolated from associations with white sea invertebrates // Microbiology. 2012. Vol. 81. N 4. P. 505-507.
ных МВ. Тестирование распространенных сред, применяемых при выращивании МВ, показало, что в каждом случае необходим поиск среды, подходящей для конкретных культур и задач культивирования. Среда Прата (как полная, так и разбавленная) оптимальна для поддержания выделенных культур в условиях коллекции. Поскольку добавление микроэлементов мало влияло на их рост и сохранность культур, для коллекционных культур, по-видимому, оказывается достаточным следовых количеств микроэлементов в реактивах, используемых для приготовления среды.
Среда Тамия из-за высокой концентрации нитратов в дальнейшем в наших исследованиях не использовалась, хотя ее применение возможно при соответствующем разведении. С учетом полученных данных можно считать среду BG-11 пригодной для решения полного спектра задач по выделению и культивированию как свободноживущих, так и симбиотических МВ. Исходно разработанная для культивирования цианобактерий [9], эта среда оказалась подходящей для выделенных и охарактеризованных в нашей лаборатории симбиотических представителей рода Desmodesmus и сво-бодноживущих МВ из родов Haematococcus [19], Chlorella [20] и A^todesmus [21]. Следует также отметить, что безазотная модификация среды BG-11, BG-110, успешно использовалась для индукции биосинтеза липидов [17, 18] в клетках штаммов Desmodesmus, изученных в настоящей работе. Данное обстоятельство позволяет считать ее перспективной при разработке биотехнологий для получения биомассы, обогащенной этими соединениями.
Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (проект № 14-50-00029).
7. Пятаева С.В., Лобакова Е.С., Косевич И.А. Циа-нобактерии — эндосимбионты колониальных гидроидных // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 16. Биология. 2006. № 4. C. 39-42.
8. Gorelova O., Baulina O., Solovchenko A., Chekanov K., Chivkunova O., Fedorenko T., Lobakova E. Similarity and diversity of the Desmodesmus spp. microalgae isolated from associations with White Sea invertebrates // Protoplasma. 2015. Vol. 252. N 2. P. 489-503.
9. Stanier R., Kunisawa R., Mandel M., Cohen-Bazire G. Purification and properties of unicellular blue-green algae (order Chroococcales) // Bacteriol. Rev. 1971. Vol. 35. N 2. P. 171-205.
10. Prat S. Algarum, Hepaticarum, Muscorumque in culturis collectio // Preslia. 1948. Vol. 22-23. P. 1-12.
11. Кабанова Ю.Г. Органический фосфор как источник питания фитопланктона: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. М., 1958. 13 c.
12. Громов Б.В., Титова Н.Н. Коллекция культур водорослей лаборатории микробиологии Биологического института Ленинградского университета // Культивирование коллекционных штаммов водорослей / Под ред. Б.В. Громова. Л.: ЛГУ, 1983. С. 3-27.
13. Tamiya H. Mass culture of algae // Annu. Rev. Plant Physiol. 1957. Vol. 8. P. 309-334.
14. Reed R. H., Stewart W.D.P. Evidence for turgor-sensitive K+ influx in the cyanobacteria Anabaena variabilis ATCC 29413 and Synechocystis PCC 6714 // Biochim. Bio-phys. Acta — Biomembranes. 1985. Vol. 812. N 1. P. 15-162.
15. Stanier R., Cohen-Bazire G. Phototrophic prokaryotes: the cyanobacteria // Annu. Rev. Microbiol. 1977. Vol. 31. P. 225-274.
16. Guschina I.A., Harwood J.L. Algal lipids and effect of the environment on their biochemistry // Lipids in Aquatic Ecosystems / Eds. M. Kainz and M. Brett. Dordrecht: Springer, 2009. P. 1-24.
17. Solovchenko A.E.,Chivkunova O.B.,Semenova L.R., Selyakh I.O., Shcherbakov P.N., Karpova E.A., Lobakova E.S. Stress-induced changes in pigment and fatty acid content in the microalga Desmodesmus sp. isolated from a White Sea hydroid // Rus. J. Plant Physiol. 2013. Vol. 60. N 3. P. 313-321.
18. Solovchenko A., Gorelova O., Baulina O., Selyakh I., Semenova L., Chivkunova O., Scherbakov P., Lobakova E. Physiological plasticity of symbiotic Desmodesmus (Chloro-phyceae) isolated from taxonomically distant white sea invertibrates // Rus. J. Plant Physiol. 2015. Vol. 62. N 5. P. 653-663.
19. Chekanov K., Lobakova E., Selyakh I., Semenova L., Sidorov R., Solovchenko A. Accumulation of astaxanthin by a new Haematococcus pluvialis strain BM1 from the White Sea coastal rocks (Russia) // Mar. Drugs. 2014. Vol. 12. N 8. P. 4504-4520.
20. Solovchenko A., Pogosyan S., Chivkunova O., Selyakh I., Semenova L., Voronova E., Scherbakov P., Konyuk-hov I., Chekanov K., Kirpichnikov M., Lobakova E. Phycore-mediation of alcohol distillery wastewater with a novel Chlorella sorokiniana strain cultivated in a photobioreactor monitored on-line via chlorophyll fluorescence // Algal Res. 2014. Vol. 6. Part B. P. 234-241.
21. Исмагулова Т.Т., Шебанова А.С., Баулина О.И., Горелова О.А., Чеканов К.А., Лобакова Е.С. Анализ элементного состава вакуолярных включений зеленых микроводорослей методом энергодисперсионной рентгеновской спектроскопии // Всероссийский симпозиум с международным участием "Современные проблемы физиологии, экологии и биотехнологии микроорганизмов" (24-27 декабря 2014 г.). М.: Макс Пресс, 2014. С. 107.
Поступила в редакцию 31.08.2015 г.
SCREENING OF CULTURE MEDIA WITH DIFFERENT NUTRIENT CONTENT FOR CULTIVATION OF MICROALGAE ASSOCIATED WITH WHITE SEA BENTHIC INVERTEBRATES
E.S. Lobakova1*, I.O. Selyakh1, L.R. Semenova1, O.B. Chivkunova1, P.N. Scherbakov1, A.E. Solovchenko12
1 Department of Bioengineering, School of Biology, Lomonosov Moscow State University, Leninskiye gory 1—12, Moscow, 119234, Russia;
2 Timiryazev Institute of Plant Physiology, Russian Academy of Sciences, Botanicheskaya ul. 35, Moscow, 127276, Russia * e-mail: elena.lobakova@rambler.ru
The growth and biomass accumulation of three microalgal strains of Desmodesmus (Scenedes-maceae, Chlorophyceae), 1Pm66B, 2C166E, 3Dp86E-1, isolated from White Sea benthic invertebrates were studied under conditions of batch culture in different standard (BG-11, Prat, Goldberg, Gromov, Tamiya, artificial sea water) and modified media. Culture condition and biomass accumulation were recorded as well as the uptake of nitrate and phosphate. Vigorous growth of the microalgae brought about a significant alkalization of the culture medium to pH 10. The most significant biomass accumulation was recorded in BG-11 (the complete medium and one with addition of artificial sea water), Tamiya and Prat media. Addition of the sea water did not affect the growth of Desmodesmus sp. in the nitrate-containing media although that maintained the growth of the microalgae in the nitrogen-lacking media without cell aggregation. The obtained results suggest the suitability of BG-11 medium for isolation and cultivation of both symbiotic and free-living microalgae. The Prat medium is more suitable for maintaining the microalgal strains in collection.
Keywords: Desmodesmus, biomass accumulation, testing cultural medium, symbiotic microalgae, cultivation, biogenic elements.
Сведения об авторах:
Лобакова Елена Сергеевна — докт. биол. наук, проф. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-41-69; e-mail: elena.lobakova@rambler.ru
Селях Ирина Олеговна — докт. биол. наук, вед. науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-20-83; e-mail: i-savelyev@mail.ru
Семенова Лариса Ратмировна — канд. биол. наук, ст. науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-20-83; e-mail: semelar@mail.ru
Чивкунова Ольга Борисовна — канд. биол. наук, ст. науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-38-07; e-mail: olga.chivkunova@mail.ru
Щербаков Павел Николаевич — инженер-лаборант кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-20-83; e-mail: 06keeper60@gmail.com
Соловченко Алексей Евгеньевич — докт. биол. наук, проф. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ, ведущий научный сотрудник Института физиологии растений им. К.А. Тимирязева, РАН. Тел.: 8-495-939-25-87; e-mail: solovchenko@mail.bio.msu.ru
