CC BY
9
УДК 547.466+547.717
СИНТЕЗ НОВЫХ ФОТОАКТИВНЫХ ПЕПТИДОВ, РОДСТВЕННЫХ ЭНКЕФАЛИНУ
Н. В. Сумбатян, А. Н. Топин, М. В. Тараненко, Г. А. Коршунова
(кафедра химии природных соединений)
Осуществлен синтез двух новых аналогов энкефалина, содержащих фотоактивируемые остатки и-азидо-Ь-фенилаланина и и-(3-(трифторметил)-3Н-диазирин-3-ил)-Ь-фенилаланина. Изучены фотохимические свойства аналогов и их способность связываться с опиоидными рецепторами.
Метод фотокросслинкинга широко используется в структурных исследованиях биологических рецепторов [1]. Большое число фотоактивных реагентов, главным образом основанных на нитрен-генерирующих азидоарильных производных, было применено для идентификации опио-идных рецепторов [2, 3]. Фотоактивируемые реагенты, содержащие карбен-генерирующую арил(трифторметил)диа-зириновую группу, имеющую определенные преимущества над другими фотоактивными группировками, до настоящего времени не были использованы для изучения опиоидных рецепторов [4]. Единственный фотоактивный аналог лейцин-энкефалина, несущий трифторметилдиази-риновую (ТФМД) группу в пара-положении фенилалани-на, был получен Нассалем [5].
В этой статье мы сообщаем о синтезе двух новых фотоактивных [D-Ala, D-Leu] -энкефалиновых аналогов I и II, в которых фенилаланиновый остаток в положении 4 замещен п-[3-(трифторметил)-3Н-диазирин-3-ил)]^-фенилала-нином (Phe(TFMD) или п - азидо-L-фенилаланином (Phe(N3). Эти пептиды могут быть полезными инструментами для сайт-специфического фотокросслинкинга с опи-оидными рецепторами.
H-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(TFMD)-D-Leu-OH (I),
H-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(N3)-D-Leu-OH (II).
Материалы и методы
Все реагенты и растворители были очищены или перегнаны перед использованием. Точки плавления были определены на приборе РНМК (VEB Wagetechnic Rápido). Величины оптического вращения были измерены на поляриметре Perkin Elmer 341. Аминокислотный анализ был выполнен на анализаторе Hitachi KLA, модель 835. Пептиды гидролизовали 6 н. НС1 в вакууме при 105° в течение 24 ч. В работе использовали метод восходящей хроматографии на пластинках силикагеля F254 (Merck), вещества на хроматограммах обнаруживали по УФ-поглощению. Соединения со свободной аминогруппой идентифицировали нингидриновым реактивом. Хроматографию выполняли в следующих системах растворителей: А -бензол:ацетон:уксусная кислота = 100:50:2; Б - бута-нол:вода:уксусная кислота = 4:1:1; В - дихлорметан:петро-лейный эфир = 3:1. Колоночную хроматографию проводили на силикагеле L 40/100 Chemapol Sephadex G-10 (Pharmacia). Высокоэффективную жидкостную хромато-
графию (ВЭЖХ) проводили на колонке (250x4 мм) Диа-сорба 130 С16 (БиоХимМак, Россия): стартовые буферы: А - 0,1% трифторуксусная кислота, Б - ацетонитрил с 0,1% трифторуксусной кислоты, линейный градиент от 20 до 60% Б за 30 мин при скорости потока 1 мл в мин. FAB-масс-спектрометрия была сделана в лаборатории масс-спектрометрии Института биоорганической химии им. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, УФ -спектры были записаны на спектрофотометре Hitachi, модель 150-20, ИК-спектры снимались на приборе UR-10 в таблетках КВг.
Синтез производных аминокислот
Phe(TFMD) был синтезирован исходя из и-бромтолу-ола [5, 6, 7, 8]. Вос-Phe(TFMD)-ОН был получен обработкой Phe(TFMD)ди-mреm.-бутилпирокарбонатом в смеси пропанола и водного раствора NaOH-NaHCO3. Выход 80%, Т 101-102°; ТСХ: Rf (Б) 0,85; УФ (CHCl3): X
' пл ' f у ' > > v 3' max
265, 272 (плечо), 360 нм [5]. Вос и-азидофенилаланин был приготовлен из Вос-и-амино фенилаланина, как описано [9], Тпл 193-196°; ТСХ: Rf (А) 0,57; УФ (CHCl3): X 252 нм.
max
Синтез H-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(TFMD)-D-Leu-OH (Г) и H-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(N3)-D-Leu-OH (П)
Boc-Tyr-D-Ala-Gly-OH (III) был получен, как описано ранее [10].
Boc-Phe(TFMD)-D-Leu-OMe (IV) в 0,6 мл ДМФА растворили 0,108 г (0,278 ммоля) B0C-Phe(TFМD)-0Н и 52,5 мг (0,389 ммоля) 1-гидроксибензотриазола (HOBt). Раствор охладили до -10°, добавили 80,1 мг (0,389 ммоля) дициклогексилкарбодиимида (DCC) и перемешивали 1 ч при 0°. Затем внесли 70,57мг (0,389 ммоля) H-D-Leu-OMe в виде гидрохлорида и 67 мкл (0,391 ммоля) диизопро-пилэтиламина (DIEA). Реакционную смесь перемешивали 14 ч при комнатной температуре, отфильтровали дицикло-гексилмочевину, фильтрат упарили на масляном насосе, остаток растворили в 15 мл этилацетата и промыли последовательно нас. раствором бикарбоната натрия (2x5 мл), 0,1 М H2SO4 (2x5 мл) и 5 мл нас. раствора NaCl. Сушили MgSO4, растворитель упарили на роторном испарителе. В результате получили 123,4 мг (0,239 ммоля, 86% от теоретического) хроматографически чистого IV в виде бесцветных кристаллов. Тпл 101-105°; Rf (Б) 0,85.
Boc-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(TFMD)-D-Leu-OMe (V). Соединение IV (123,4 мг 0,239 ммоля) растворили в 50% три-фторуксусной кислоте (TFA) в дихлорметане, перемешивали раствор 30 мин при комнатной температуре, затем смесь упарили в вакууме, добавили 1 мл абсолютного этанола и вновь упарили досуха для удаления остатков трифторуксусной кислоты. Полученный трифторацетат сочетали с 97,8 мг (0,239 ммоля) Boc-Tyr-D-Ala-Gly-OH в присутствии 38,7 мг (0,287 ммоля) HOBt и 59,1 мг (0,287 ммоля) DCC и 41 мкл (0,239 ммоля) DIEA. Перекристаллизация продукта из этилацетата-петролейного эфира дала пентапептид с выходом 57%.
Boc-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(TFМD)-D-Leu-OH (VI). В 0,8 мл метанола растворили 110 мг V (0,136 ммоля) и при перемешивании добавили 150 мкл 2 н. раствора едкого натра. Раствор перемешивали в течение 1 ч при комнатной температуре, затем смесь разбавили водой до 30 мл и метанол отогнали в вакууме. Раствор экстрагировали этилацетатом (15 мл), водный раствор охладили до 0°, добавили 1 н. серную кислоту до рН 3 и вновь экстрагировали этилацетатом (2x30 мл). Объединенные органические вытяжки промыли 20 мл воды, 20 мл нас. раствора NaCl, сушили сульфатом магния и растворитель удалили на роторном испарителе. В результате получили 82,1 мг (0,103 ммоля, 76%, ) VI в виде светло-желтого масла. RfA) 0,02; RJB) 0,94.
TFAH-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(TFMD)-D-Leu-OH (I). Вос-группу с VI снимали, как описано для IV. Полученное желтое масло чистили гель-проникающей хроматографией, а затем ВЭЖХ в препаративном варианте с метано -лом в качестве элюента. После лиофилизации получили 32 мг (0,046 ммоля, 44,7% от теоретического) пептида. Аминокислотный анализ: Tyr 0,68; Ala 1,00; Gly 1,19; Leu 1,04, Tnji 163-164°; Rfb) 0,86, УФ-спектр: Хмакс 274 нм, плечо до 400 нм, уменьшающееся при облучении УФ-светом. [a]D20 +26,2 (с 0,06, H2O), МС 678 (M+).
Boc-Phe(N3)-D-Leu-OMe (VII). Синтез VII был выполнен, как описано для IV, исходя из Boc-Phe(N3)-OH (128,8 мг, 0,4 ммоля) и HClD-Leu-OMe (100,6 мг, 0,554 ммоля). Выход 77%, масло, Rf (В) 0,85.
H-Phe(N3)-D-Leu-OMe (VIII). После удаления Вос группы из соединения VII по стандартной процедуре три-фторуксусной кислотой в дихлорметане трифторацетат дипептида был получен в виде желтоватого масла. Осаждение из этилацетата петролейным эфиром привело к VIII. Выход 45 %, Тпл 178-180°, Rf (А) 0,73.
Boc-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(N3)-D-Leu-OMe (IX). Пептид VIII (81,1 мг, 0,181 ммоля) сочетали с III, используя НОВТ (23,4 мг, 0,181 ммоля), DCC (37,1 мг, 0,181 ммоля) и DIEA (31ц1, 0,181 ммоля). Все процедуры были подобны таковым для синтеза V. Выход пептида IX 93,4 мг (86%), Тпл 106-108°, Rf (А) 0,14.
H-Tyr-D-Ala-Gly-Phe(N3)-D-Leu-OH (II). Защитные группы с пептида IX (93,4 мг, 0,121 ммоль) были удалены, как описано для пептида V. Свободный пентапептид очищали гельфильтрацией на Сефадексе G-10 в 0,1 М уксусной кислоте. Пептид получен с выходом 87%. Чистота вещества была проверена с помощью ВЭЖХ (т = 11,6 мин),
Тпл 169-170°, [a]D20+51,5 (с 0,1; Н2О), Rf (Б) 0,79 (с 0,1; Н2О). Аминокислотный анализ: Tyr 0,81, Ala 1,00, Gly 1,13, Leu 1,08; ИК (пленка) v = 2112 см-1, МС: m/z 611 (M+).
Исследование свойств пептидов
Получение препарата мембран головного мозга крыс [11]. Крыс-самцов линии Вистар весом 150-200 г декапи-тировали, на холоду быстро извлекали головной мозг, отсекали мозжечок, который практически не содержит опи-оидных рецепторов, и оставшуюся часть промывали и гомогенизировали в среде выделения (80 мл раствора на один мозг). В работе использовали стеклянный гомогенизатор с тефлоновым ротором (зазор 250 мкм). Полученный гомогенат центрифугировали при 20000 g в течение 20 мин при 4° на центрифуге «Весктап-У-2-21» (США). Супернатант удаляли, а осадок ресуспендировали в среде инкубации (50 мл буфера на один мозг) и выдерживали суспензию 30 мин при 37° при перемешивании для полного гидролиза эндогенных лигандов. Затем суспензию вновь центрифугировали при 20000 g в течение 20 мин при 4°. Супернатант отбрасывали, осадок ресуспендиро-вали в среде инкубации (50 мл на один мозг) и хранили в темноте при 0-4°. Среда выделения: 50 мМ раствор Трис-НС1, рН 7,4 при 4°. Среда инкубации: 20 мМ раствор Hepes, рН 7,4 при 37°.
Исследование вытеснения ц- и 5-селективных лигандов опиоидных рецепторов
В качестве селективных лигандов использовали: ц-се-лективный - DAGO; 5-селективный - DTLET, меченные тритием. В качестве стандарта брали растворы налоксона и DTLET. Кривую вытеснения снимали следующим способом. В пробирку вносили 50 мкл раствора меченого селективного лиганда с концентрацией 1 нМ в конечном объеме и 50 мкл раствора исследуемого лиганда или среды инкубации. Использовали концентрации немеченого лиганда, равные 0,1; 0,4; 1; 5; 20; 100; 1000 нМ в конечном объеме. Добавляли в пробирку 500 мкл суспензии препарата мембран и раствор инкубировали 20 мин при 37° на механической мешалке, затем фильтровали через стекловолоконный фильтр и три раза промывали средой промывки (5 мМ раствор Трис-НС1 рН 7,4 при 4°). Фильтр аккуратно переносили в полиэтиленовый флакон для счета, добавляли 10 мл сцинтиллятора ЖС-8 и выдерживали 1 2 ч при комнатной температуре. Счет проводили на приборе «Mark-111» при ограничениях 10 мин или
Результаты экспериментов по специфическому связыванию пептидов с опиоидными рецепторами мозга крыс
Исследуемый пептид IC50 (нм) DTLET (8) IC50 (нм) DAGO (") IC50 (")/IC50 (8)
[D-A1a2-D-Leu5]-enk 12,4 ± 3,4 53 ± 10 4,3
[D-A1a2-Phe(TFMD)4-D-Leu5]-enk (I) 36 ± 18 32,4 ± 8,6 0,9
[D-A1a2-Phe(N3)4-D-Leu5]-enk (II) 8,8 ± 1,1 31 ± 13 3,5
Рис. 1. Схема синтеза [В-А1а2-РЬе(ТЕМБ)4-Б-Ьеи5]-энкефалина и [Б-А1а2-РЬе(М3)4-Б-Ьеи5]-энкефалина
Рис. 2. Спектры пропускания светофильтров УФ-1 (a) и УФ С-8 (b)
10000 СРМ. Обсчет результатов проводили с помощью программы 1пР1о11.
Фотолиз выполняли с использованием ртутной лампы высокого давления (120 ватт, ДРК-120, Россия), снабженной стеклянным фильтром УФ -1 или УФС-8. Луч света пропускали через кварцевую линзу. Облучение проводили при 0° в пробирке, расположенной в фокусе на расстоянии 10 см от источника света. Образцы растворяли в воде (1мг в мл).
Инактивация рецепторов. Водную суспензию препарата мембран мозга крыс помещали в кварцевую кювету и подвергали УФ-облучению. Связывание [Ы3]ЭАВЬЕ с препаратами мозга определяли количественно, как описано выше.
Обсуждение результатов
Для синтеза фотоактивного аналога фенилаланина РИе(ТРМВ) была выбрана оптимизированная методика, основанная на комбинации описанных методов, исходя из 4-бромтолуола [5-8]. Бок-защищенные производные были получены, как описано выше (см. «Материалы и методы»). Все константы этих соединений были идентичны описанным в литературе [5, 9]. Фотоактивные аналоги лейцин-энкефалина были синтезированы классическим методом в растворе с использованием фрагментной кон -денсации 3+2, как показано на рис. 1.
После хроматографической очистки целевые пептиды были охарактеризованы данными аминокислотного анализа и масс-спектроскопии. Присутствие ТФМД-группы было подтверждено УФ - спектром, азидо-группы - ИК-спектром. Опыты по связыванию с опиоидными рецепторами были выполнены, как описано выше. Результаты представлены в таблице. Связывающая способность срав-
2 5
нивалась с таковой [D-Ala -D-Leu ]- энкефалина. Изменение в рецепторной селективности в случае I может быть обусловлено большим объемом заместителя у фенилаланина в положении 4. Этот факт согласуется с данными [12], показывающими, что включение объемных аминокислотных остатков в положение 4 энкефалина приводит к ц-селективным лигандам. В общем, следует заключить, что присутствие азидо- или ТФМД-группы в пара положении фенилаланина не сильно влияет на связывание пептидов с опиоидными рецепторами, т.е. оба пептида являются подходящими лигандами для специфического фо-токросслинкинга.
Фотохимические свойства нитрен-генерирующих азидов были интенсивно изучены в последние годы [1, 13]. Было показано, что их фотолиз происходит в области 250-300 нм и рецепторы очень чувствительны к такому облучению [14]. Максимум поглощения арилдиазиринов находится в области 350 нм. [15]. Так как влияние длинноволнового УФ-света на белки опиоидных рецепторов не описано, мы предприняли серию экспериментов, направленных на выяснение оптимальных условий иррадиации. Мы использовали для этой цели ртутную лампу высокого давления и два стеклянных фильтра с различным спектром пропускания, как показано на рис. 2 (кривые а и б).
В первом случае (фильтр УФ -1) условия облучения подобны стандартным, описанным для диазиринов (15). Чтобы оптимизировать условия облучения лиганд-рецеп-торного комплекса, мы определили инактивацию рецептора, как функцию от времени облучения. Инактивацию оценивали по связыванию [H ]DADLE с препаратами мозга крыс. Было обнаружено, что около 50% инактивации происходит уже после 60 с облучения (рис. 3, кривая а).
В другом эксперименте мы использовали фильтр УФС-8 с максимумом в районе 350 нм (рис. 2, кривая
Рис. 3. Зависимость активности опиоидных рецепторов от времени фотооблучения (а - фильтр УФ-1, Ь - фильтр УФС-8)
%
т-1-1-1-1-г
0 4 8 12 16 18
I, мин
Рис. 4. Зависимость степени фотолиза (%) пептидов I (а) и II (Ъ) от времени облучения при 350 нм (фильтр УФС-8)
б). Как показывает кривая б на рис. 3 рецепторы относительно стабильны в этих условиях, и только слабая потеря активности обнаружена через 15 мин. Пептид I был облучен в тех же условиях. За фоторазложением I следили хроматографически. Зависимость разложения I от времени показана на рис. 4 (кривая а): через 5 мин происходит полное разложение. Оптимальное время фотолиза для лиганд-рецепторного комплекса составляет 2-3 мин. Для сравнения на рис. 4 (кривая б) показано фоторазложение пептида II в тех же условиях.
Таким образом, можно сделать вывод, что новые синтезированные пептиды могут быть использованы как фо-тоактивируемые лиганды для изучения опиоидных рецепторов. Хотя синтез азидов легче, чем синтез ТФМД, последние, как оказалось, являются более предпочтительными для изучения опиоидных рецепторов, так как они могут подвергаться фотолизу в условиях, при которых устойчивы белки опиоидных рецепторов.
Работа выполнена при поддержке РФФИ (проекты № 00-04-48312 и 00-04-22003).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Bayley H. Photogenerated Reagents in Biochemistry and
Molecular Biology. Amsterdam, N.Y., 1983.
2. Schiller P.W. // Progress in Medical Chemistry. 1991. 28.
P. 301.
3. Loh H.H., Smith A.P. // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 1990. 30.
P. 123.
4. Brunner J., Senn H, Richards F.M. // J.Biol. Chem. 1980. 255.
P. 3313.
5. Nassal M. // J. Am. Chem. Soc. 1984. 106. P. 7540.
6. Shih L.B., Bailey H. // Anal. Biochem. 1985. 144. P. 132.
7. Baldini G., Martoglio B., Schachenmann A., Zugliani C., Brunner
J. // Biochemistry. 1988. 27. P. 7951.
8. Топин А.Н., Коршунова Г.А. // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 2.
Химия. 1995. 36. С. 583.
9. Schwyzer R., CaviezelM. // Helv. Chem. Acta. 1971. 54. P. 1395.
10. Коршунова Г.А., Добкина И.М., Рябцева О.Н., Швачкин Ю.П. // ЖОХ. 1987. 57. C. 1647.
11. Зайцев С.В., Курочкин И.Н., Сергеева М.Г., Варфоломеев С.Д. // Биохимия. 1984. 49. C. 1127.
12. Schiller P. W, Nguyen T.M.-D., Lemieux C. // in Peptides 1988. P. 613 (eds. Jung G., Bayer E. W. de Gruyter, Berlin, 1989)
13. Brunner J. // Annu. Rev. Biochem.1993. 62. P. 483.
14. Glassel J.A., Venn R.F. // Life Sci. 1981. 29. P. 221.
15. Nassal M. // Liebigs Ann. Chem. 1983. P. 1510.
Поступила в редакцию 12.12.00
