CC BY
8
УДК 633.49:577.57
DOI 10.36461/NP.2023.66.2.006
РОСТ И РАЗВИТИЕ В УСЛОВИЯХ IN VITRO РАСТЕНИЙ-РЕГЕНЕРАТОВ КАРТОФЕЛЯ, ПОЛУЧЕННЫХ ПУТЕМ СОМАТИЧЕСКОГО ЭМБРИОГЕНЕЗА
Ф.И. Бабаджанова1, мл. науч сотр.; Х.А. Убайдуллаева1, доктор биол. наук, зав. лабораторией; В.С. Камбурова1, канд. биол. наук, зав. лабораторией; Э.А. Латыпова2, канд. биол. наук, доцент; A.A. Болкиев1, мл. науч сотр.; С.А. Абдуллаев1, мл. науч сотр.; А.Н. Абдуллаев1, мл. науч сотр.; З.Т. Буриев1, доктор биол. наук, зав. лабораторией
1 Центр геномики и биоинформатики Академии наук Узбекистана, г. Ташкент, Узбекистан, тел. +998 90 959-93-84, e-maiL: [email protected];
2 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Пензенский государственный аграрный университет», г. Пенза, Россия,тел. 8 (9680) 32-19-80, e-mail: [email protected]
Картофель - основная продовольственная культура как в мире, так и в Узбекистане. Однако абиотические и биотические стрессы приводят к снижению урожайности картофеля. Для решения этих задач необходимо получение новых сортов с использованием современных методов геномики и биотехнологии, что невозможно без микроклонального размножения. Важную роль в процессе микроклонального размножения картофеля играют фитогормоны. В связи с широким влиянием гормонов на процессы развития растений была изучена их роль на стадиях роста и развития картофеля. В нашем исследовании приведены исследования влияния фитогормонов кинетина и 6-бензиламинопурина (БАП) на рост и развитие новых биотехнологических линий картофеля, полученных на основе технологии РНК-интерференции (РНКи) гена фитохрома В (phyB), в ходе соматического эмбриогенеза. Фитохром В является растительным фоторецептором красного/дальнего красного света и у картофеля опосредует фотопериодический контроль клубнеобразования в механизме негативной регуляции, ингибируя начальные его стадии. Следовательно, подавление экспрессии phyB путем РНКи потенциально может привести к увеличению количества клубней. В ходе исследований было изучено влияние различных концентраций кинетина и БАП на рост растений, число узлов, а также формирование и развитие корневой системы РНКи линий картофеля в процессе соматического эмбриогенеза при микроклональном размножении. Наибольшие рост и развитие растений достигались при использовании питательной среды с 1,0 мг/л кинетина. Данное сочетание увеличивало как высоту растений у всех биотехнологических линий, так и способствовало более эффективному формированию корневой системы.
Ключевые слова: картофель, in vitro, кинетин, 6-бензиламинопурин (БАП), Мурасига и Скуга, микроклональное размножение.
Для цитирования: Бабаджанова Ф.И., Убайдуллаева Х.А., Камбурова В.С., Латыпова Э.А., Болкиев A.A., Абдуллаев С.А., Абдуллаев А.Н., Буриев З.Т. Рост и развитие в условиях in vitro растений-регенератов картофеля, полученных путем соматического эмбриогенеза. Нива Поволжья, 2023, 2 (66), с. 1002. DOI 10.36461/NP.2023.66.2.006
Введение
Картофель (Solanum tuberosum L.) - одна из важнейших незлаковых сельскохозяйственных культур, обеспечивающих продовольственную безопасность в мире [1]. Несмотря на достаточно высокую урожайность данной культуры (в среднем 40-70 т/га в мире), вопрос повышения урожайности остается актуальным [1]. Однако традиционная селекция картофеля является трудоемкой задачей из-за тетраплоидной природы и огромной гетерозиготности геномов картофеля [2]. Первое является причиной внутривидовой несовместимости и депрессии инбридинга, в то
время как второе препятствует внедрению новых признаков посредством традиционной селекции. Кроме того, скрининг функциональной генетической изменчивости у диких родственников медленный и трудоемкий [2]. В дополнение к этим трудностям генетическое разнообразие, которое является сырьем для селекционных программ, затруднено вегетативным размножением, применяемым для выращивания картофеля в большинстве стран [2].
Вышеперечисленные проблемы решаются при применении биотехнологических методов, основанных на генной инженерии и скрининге т
vitro [2-5]. Так, с использованием данных подходов были получены новые линии картофеля с устойчивостью к засухе, засолению, кадмию и болезням, а также повышенным содержанием крахмала [1-5]. Однако работы по получению линий картофеля с повышенной урожайностью ранее не проводились.
Урожайность картофеля зависит от процесса клубнеообразования, который представляет собой сложный процесс развития, требующий взаимодействия экологических, биохимических и генетических факторов [6]. Важную роль в процессе клубнеообразования играют фито-хромы, в частности фитохром В [6]. Фитохром В является растительным фоторецептором красного/дальнего красного света и у картофеля опосредует фотопериодический контроль клубнеоб-разования в механизме негативной регуляции, ингибируя начальные его стадии [6]. Следовательно, подавление экспрессии phyB путем РНК-интерференции (РНКи) потенциально может привести к увеличению количества клубней и, соответственно, к повышению урожайности.
Вместе с тем необходимо отметить, что получение генно-инженерных линий и сортов картофеля невозможно без применения методов микроклонального размножения [7-9]. При этом развитие растений в искусственных условиях -процесс, зависящий от многих факторов [7-9]. Специфичность и интенсивность каждого процесса зависят от условий in vitro культивирования и состава питательной среды [8]. Фитогор-моны и физиологически активные вещества являются одним из основных факторов, влияющих на процессы роста и развития картофеля в условиях in vitro [1, 4, 8, 9]. Многие ученые-исследователи использовали различные регуляторы роста для процессов размножения картофеля in vitro и образования микроклубеньков [4, 7]. При этом было показано, что введение фитогормонов обладает большой специфичностью в зависимости от стадии развития культуры [1, 4, 8, 9]. Следует отметить, что на данный момент не существует единого протокола по выращиванию экс-плантов разных растений. Кроме того, отмечалось, что не существует общих закономерностей действия гормонов на побегообразование и корнеобразование [8].
Учитывая вышеизложенное, целью настоящего исследования являлась оптимизация протокола микроклонального размножения новых биотехнологических линий картофеля (Solanum tuberosum L.), полученных путем РНКи гена фи-тохрома В, а также подбор оптимальных норм фитогормонов для роста, развития и укоренения растений в условиях in vitro.
Материалы и методы
В качестве объекта исследования в лаборатории трансгеномики и культуры тканей Центра
геномики и биоинформатики были выбраны новые биотехнологические РНКи линии, (линия РНКи 75; линия РНКи 85; линия РНКи 86; линия РНКи 150; линия РНКи 151), полученные методом РНКи на основе гена фитохрома В картофеля. Экспланты выращивали на питательной среде следующего состава: Мурашига и Скуг (1962), Gamborg B5, сахароза - 8 %, агар-агар -0,7 %, кинетин - 0,5 мг/л; 1,0 мг/л; 2,0 мг/л, БАП - 0,5 мг/л; 1,0 мг/л; 2,0 мг/л и кинетин - 1,0 мг/л + БАП - 0,5 мг/л.
Для выращивания растительного материала в помещении поддерживались следующие условия: температура 20-22 °С, фотопериод 16:8, освещенность 2000-3000 люкс. Экспериментальный анализ проводили на 28 день культивирования in vitro. Статистическая обработка данных, полученных по результатам исследования, была выполнена в однофакторном дисперсионном анализе (One-Way ANOVA).
Результаты и их обсуждение
Наиболее часто используемый метод мик-роклонального размножения картофеля основан на получении меристем из боковых побегов [1]. В основном этот метод (микрочеренкование) осуществляется путем искусственной подкормки безвирусных растений в стерильных условиях. В результате исследований установлено, что важнейшую роль в росте и развитии высших растений играют цитокинины [10]. Показано, что ци-токинины участвуют в делении клеток растений [11], старении листьев [12, 13], развитии корневой системы [14], репродуктивных функциях
[15].
В ходе исследований определяли влияние кинетина и БАП на рост на биотехнологических линиях, полученных РНКи гена фитохрома В в условиях in vitro. При этом in vitro селекция линий картофеля одного генотипа позволяет подойти ближе к пониманию механизма действия различных цитокининов, тем самым обеспечивая возможность точной регуляции процессов роста и развития растений. Результаты определения влияния различных концентраций цитокининов на развитие главного стебля представлены ниже (рис. 1-3).
Так, полученные результаты показали, что на питательной среде с кинетином (0,5 мкг/мл) высота растений у 75-линии составила 6,1 см; у 85-линии - 6,2 см; у 86-линии - 6,4 см; у 150-ли-нии - 6,8 см и у 151 - линии - 6,7 см. В среде с кинетином концентрации 1,0 мг/л высота растений у 75-линии составляла 8,9 см; у 85-линии -9,3 см; у 86-линии - 8 8 см; у 150-линии - 9,3 см и у 151-линии - 9,1 см (табл. 1).
При использовании питательной среды с 0,5 мг/л БАП высота растений у 75-линии составила 5,9 см; 6,0 см - у 85-линии; 6,6 см - у 86-линии; 5,8 см - у 150-линии и 5,3 см - у 151-линии.
Рис. 1. Влияние различных количеств цитокининов на рост 151-линии РНКи картофеля in vitro. a) 0,5 мг/л КИН; b) 1,0 мг/л КИН; c) 2,0 мг/л КИН; d) 1,0 мг/л КИН+0,5 мг/л БАП; e) 0,5 мг/л БАП;
f) 1,0 мг/л БАП; g) 2,0 мг/л БАП; h) контроль
Повышение концентрации до 1,0 мг/л БАП снизило рост растений до 4,7 см у 75-линии; 4,2 см - у 85-линии; 4,4 см - у 86-линии; 4,3 см - у 150-линии и 4,4 см - у 151-линии (табл. 1). Такое снижение роста растений при использовании высоких концентраций БАП можно объяснить как тем фактом, что синтетические цитокинины ингибируют рост побегов в высоких концентрациях, так и тем, что эффект гормонов зависит от используемых эксплантов и сорта картофеля [1, 3, 4, 6-9].
Таблица 1
Рост и развитие РНКи линий картофеля
Питательная среда 75-линия 85-линия 86-линия 150-линия 151-линия
Высота растения
МС + 0,5 мг/л КИН 6,1±0,35 6,2±0,48 6,4±1,02 6,8±0,95 6,7±0,43
МС + 1,0 мг/л КИН 8,9±0,9 9,3±1,03 8,8±1,3 9,3±1,02 9,1±1,01
МС + 2,0 мг/л КИН 7,4±0,94 7±1,02 7,2±1,04 6,9±0,97 7,3±0,92
МС + 0,5 мг/л БАП 5,9±0,98 6±0,99 6,6±0,94 5,8±0,75 5,3±0,59
МС + 1,0 мг/л БАП 4,7±1,02 4,2±0,94 4,4±1,36 4,3±1,2 4,4±1,17
МС + 2,0 мг/л БАП 5,8±0,74 6,1±0,41 6,8±0,54 6,2±0,57 6,5±0,9
МС + 1,0 мг/л КИН + 0,5 мг/л БАП 7,9±1,05 8,1±0,9 8,1±0,73 8±1,06 8,2±0,93
МС контроль 2,1±0,8 2,4±0,95 2,4±0,88 2±0,97 2±0,78
Количество узлов на побеге
МС + 0,5 мг/л КИН 4,1±0,8 4±0,8 4,4±1,2 4,2±0,9 3,9±1,03
МС + 1,0 мг/л КИН 6,5±1,09 6,5±1,03 6,8±1,03 6,2±1,02 6,7±1,01
МС + 2,0 мг/л КИН 3,8±0,8 3,7±0,7 3,8±0,8 3,9±0,9 3,8±0,9
МС + 0,5 мг/л БАП 4,5±1,08 4±0,99 4,4±1,3 4,2±0,9 4,6±1
МС + 1,0 мг/л БАП 3,5±0,98 3,4±0,94 3,2±0,75 3,6±0,59 4±0,99
МС + 2,0 мг/л БАП 3,2±0,9 3±0,7 3,1±0,9 3±0,9 3,2±1
МС + 1,0 мг/л КИН + 0.5 мг/л БАП 4,5±1 4,4±0,8 4,9±0,9 4,8±1 4,8±0,98
МС контроль 2±0,98 1,9±0,99 2,1±0,94 2,3±0,75 2,2±0,59
Использование в питательной среде 1,0 мг/л кинетина + 0,5 мг/л БАП позволило увеличить высоту растений до 7,9 см у 75-линии; 8,1 см - у
85-линии; 8,1 см - у 86-линия; 8,0 см - у 150-ли-ния и 8,2 см - у 151-линии (табл. 1). Кроме того, было исследовано влияние фитогормонов на
число узлов на побеге. Полученные результаты показали, что максимальное количество узлов на побеге составляло от 6,2 до 6,8 в среде с 1,0 мг/л кинетина (табл. 1). Аналогичный показатель в среде, содержащей 1,0 мг/л кинетина + 0,5 мг/л БАП, составлял 4,4-4,8. Данные результаты хорошо согласуются с имеющимися литературными данными о влиянии цитокининов на развитие растений [1, 3, 4, 6-9].
Цитокинины важны в развитии вегетативных органов растений [16]. Они используются в питательных средах для выращивания побегов, листьев и корней в культуре тканей [17]. EL Dessoky и др. использовали различные растительные регуляторы для размножения картофеля in vitro. При использовании 5 мг/л БАП и 0,2 мг/л
Развитие корневой сист
кинетина положительные результаты были получены на картофеле сорта Диамант [9].
Исходя из этого, было проанализировано влияние различных регуляторов роста и развития растений на формирование и развитие корневой системы РНКи линий картофеля (табл. 2). Полученные результаты показали, что при использовании среды, содержащей 1,0 мг/л кинетина, наибольший показатель длины корня у 75-линии составил 8,6 см; у 85-линии - 9,3 см; у 86-линии - 8,6 см; у 150-линии - 9,3 см и у 151-линии - 9,1 см (рис. 4).
Кроме того, обнаружено, что на среде с ки-нетином 1,0 мг/л наибольшее количество корней у 75-линии было равно 8,8; у 150-линии и 151-ли-нии данный показатель составил 9,2 (табл. 2).
Таблица 2
у РНКи линий картофеля
Питательная среда 75-линия 85-линия 86-линия 150-линия 151-линия
Длина ко рней
МС + 0,5 мг/л КИН 7±1 7,4±0,9 6,8±0,7 7,2±0,8 6,9±0,7
МС + 1,0 мг/л КИН 8,6±1,1 9,3±1 8,6±1 9,3±1,3 9,1±1,2
МС + 2,0 мг/л КИН 5,8±0,7 6±0,8 5,4±0,7 5,2±0,6 5,1±0,8
МС + 0,5 мг/л БАП 4±0,9 4,2±0,7 4,6±0,5 4,1±0,8 4,3±0,6
МС + 1,0 мг/л БАП 3,2±0,8 3,6±0,9 3,8±1 3,3±0,8 3,7±1
МС + 2,0 мг/л БАП 4,2±0,8 4±0,7 4,6±0,8 4,3±0,7 4,4±0,8
МС + 1,0 мг/л КИН + 0,5 мг/л БАП 5,9±0,8 6±1 5,8±0,9 5,7±0,8 5,1±0,8
МС контроль 2,1±0,8 2,4±0,7 2,4±0,7 2±0,7 2±0,7
Количество корней
МС + 0,5 мг/л КИН 6,4±1,1 6,3±1,3 6,2±0,6 6,5±0,7 6,4±1
МС + 1,0 мг/л КИН 8,8±1 8,1±1,2 7,9±0,9 9,2±1,2 9,2±1,1
МС + 2,0 мг/л КИН 7,2±1,1 7,9±0,9 7,1±0,8 8±1,3 7,8±0,9
МС + 0,5 мг/л БАП 5,9±1 5,2±0,7 5,6±0,6 5,4±0,8 5,3±0,6
МС + 1,0 мг/л БАП 6,9±1,2 6,5±0,8 6,9±1,2 6±0,9 6,4±1,3
МС + 2,0 мг/л БАП 5,8±0,5 5,9±0,9 6,2±1,3 6,6±1,1 6,2±1,2
МС + 1,0 мг/л КИН + 0,5 мг/л БАП 6,6±0,6 6,2±1 6,5±0,7 6,2±1,1 6,3±1,3
МС контроль 4,2±0,9 4,6±0,8 4,6±1 4,2±0,9 4,2±0,9
Данные результаты коррелируют с данными литературы. Так, Wang и Hu (1982) использовали в своем исследовании концентрацию 10 мг/л БАП для формирования микроклубней картофеля [18]. Kwiatkowski и др. (1988) сообщили, что использовали питательную среду, содержащую 0,1 мг/л ИУК и 10 мг/л кинетина, для образования микроклубеньков у клонов картофеля в условиях in vitro [19]. Кроме того, ряд исследователей сообщали, что использование цитокининов способствовало развитию стеблей и корней [1, 20-27]. Так, Kikuta и Okazava (1984) показали, что лучшее инициирование побегов происходило на среде MS с добавлением BAP и NAA в концентрации 1,5-3,0 мг/л [22]. Кроме того, Hajare и др. (2021) выявили, что среда MS, содержащая 1 мг/л IBA и 0,5 мг/л IAA, оказалась эффективной для корнеобразования у сортов картофеля
Гудиене и Белете [1]. При этом несмотря на наличие достаточного количества исследований влияния фитогормонов на соматоэмбриогенез картофеля, простая, последовательная и универсальная процедура регенерации в условиях in vitro для данной культуры отсутствует. Это можно объяснить индивидуальной реакцией каждого генотипа (сорта) на комбинацию гормонов в питательной среде вследствие огромной гетерозигот-ности геномов картофеля [1].
Заключение
Суммируя вышеизложенное следует отметить, что нами был оптимизирован протокол микроклонального размножения новых биотехнологических линий картофеля (Solanum tuberosum L.), полученных путем РНКи гена фи-тохрома В, и подобраны оптимальные нормы фи-тогормонов для роста, развития и укоренения
растений в условиях in vitro. Наибольшие рост и развитие растений достигались при использовании питательной среды с 1,0 мг/л кинетина. Данное сочетание увеличивало как высоту растений у всех биотехнологических линий, так и способствовало более эффективному формированию корневой системы. Меньшие значения достигались при использовании 1,0 мг/л кинетина + 0,5
мг/л БАП. Худшие значения наблюдались при использовании БАП во всем диапазоне концентраций. Таким образом, для дальнейшего использования в качестве среды для микроклональ-ного размножения биотехнологических линий картофеля (Solanum tuberosum L.), полученных путем РНКи гена фитохрома В, рекомендуется среда MS с 1,0 мг/л кинетина.
Литература
1. Hajare S.T., Chauhan N.M., Kassa G. Effect of growth regulators on in vitro micropropagation of potato (Solanum tuberosum L.) Gudiene and Belete varieties from Ethiopia. Sci. World J., 2021, v. 2021, 5928769.
2. AdLy W.M.R.M., Niedbaia G., EL-Denary M.E., Mohamed M.A., et al. Somaclonal variation for genetic improvement of starch accumulation in potato (Solanum tuberosum) tubers. Plants, 2023, v. 12 (2), 232.
3. Xhulaj D., Gixhari B. In vitro micropropagation of potato (Solanum tuberosum L). ^ltivars. Agric. For., 2018, v. 64 (4), р. 105-112.
4. Tugrul S., Samanci B. Factors affecting tuber formation in potato (Solanum tuberosum L.). Potato, 2001, 26: 86.
5. Halterman D., Guenthner J., Collinge S. [et al.]. Biotech Potatoes in the 21st Century: 20 Years Since the First Biotech Potato. Am. J. Potato Res., 2016, № 93, р. 1-20.
6. Hannapel D.J. Signalling the Induction of Tuber Formation. In: Vreugdenhil D. et al. (eds.) Potato Biology and Biotechnology. Elsevier Science B.V.: USA; 2007, р. 237-256.
7. Hossain M.J. In vitro microtuberisation in potato obtained from diverse sources. Plant Tissue Cult. Biotech., 2005, v. 15 (2), р. 157-166.
8. Werner T., Motyka V., Strnad M., Schmulling T. Regulation of plant growth by cytokinin. Acad. Sci. USA. 2001, v. 98 (18), р. 10487-10492.
9. El Dessoky S.D., Attia O.A., Ismail A.I., Ehab I.E. In vitro Propagation of Potato under Different Hormonal Combinations. Int. J. Adv. Res., 2016, v. 4 (1), р. 684-689.
10. Joseph J.K., Schaller G.E. The Perception of Cytokinin: A Story 50 Years in the Making. Plant Physiol., 2010, v. 154 (2), p. 487-492.
11. Ioio R.D, Nakamura K., Moubayidin L., Perilli S., Taniguchi M., Morita M.T., Aoyama T., Costantino P., Sabatini S. A genetic framework for the control of cell division and differentiation in the root meristem. Science, 2008, v. 322 (5906), р. 1380-1384.
12. Gordon S.P., Chickarmane V.S., Ohno C., Meyerowitz E.M. Multiple feedback loops through cytokinin signaling control stem cell number within the Arabidopsis shoot meristem. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009, v. 106 (38), р. 16529-16534.
13. Gan S., Amasino R.M. Inhibition of leaf senescence by autoregulated production of cytokinin. Science, 1995, v. 270 (5244), p. 1986-1988.
14. Nishimura C., Ohashi Y., Sato S., Kato T., Tabata S., Ueguchi C. Histidine kinase homologs that act as cytokinin receptors possess overlapping functions in the regulation of shoot and root growth in Arabidopsis. Plant Cell, 2004, v. 16 (6), р. 1365-1377.
15. Werner T., Motyka V., Strnad M., Schmulling T. Regulation of plant growth by cytokinin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v. 98 (18), р. 10487-10492.
16. Matsumoto-Kitano M., Kusumoto T., Tarkowski P., Kinoshita-Tsujimura K., Vaclavikova K., Miya-waki K., Kakimoto T. Cytokinins are central regulators of cambial activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008, v. 105 (50), р. 20027-20031.
17. George E.F., Hall M.A., Klerk G.D. Plant Propagation by Tissue Culture. Springer Publisher: Netherlands, 2008, р. 175.
18. Wang P.J., Hu C.Y. In vitro mass tuberization and virus-free seed potato production in Taiwan. Am. Potato J., 1982, v. 59, р. 33-37.
19. Kwiatkowski S., Martin M.W., Brown C.R., Sluis C. Serial microtuber - formation as a long term conservation method for in vitro potato germplasm. Am. Potato J., 1988, v. 65, р. 369-375.
20. Olatunji D., Geelen D., Verstraeten I. Control of endogenous auxin levels in plant root development. Int. J. Mol. Sci., 2017, v. 18 (12): 2587.
21. Guan L., Tayengwa R., Cheng Z.M., Peer W.A., Murphy A.S., Zhao M. Auxin regulates adventitious root formation in tomato cuttings. BMC Plant Biol., 2019, v. 19 (1), р. 1-16.
22. Kikuta Y., Okazawa Y. Control of root and shoot-bud formation from potato tuber tissue cultured in vitro. Physiologia Plantarum, 1984, v. 61 (1), р. 8-12.
23. Rout G.R., PaLai S.K., Samantaray S., Das P. Effect of growth regulator and culture conditions on shoot multiplication and rhizome formation in ginger (Zingiber officinale Rose.) in vitro. In Vitro Cellular & Developmental Biology- Plant, 2001, v. 37, p. 814-819.
24. Shah Z.M., Quraishi A., Hassan G., Sardar R., Khabir A., Gul N. Meristem culture of potato (Solanum tuberosum L.) for production of virus free plantlets. OnLine Journal of Biological Sciences, 2001, № 1 (10), p. 898-899.
25. Jarret R.L., Hasegawa P.M., Erickson H.T. Effect of medium components on shoot formation from cultured tuber discs of potato. Journal of the American Society for Horticultural Science, 1980, № 105, p. 238-242.
26. Sarker R.H., Mustafa B.M. Regeneration and Agrobacterium-mediated genetic transformation of two indigenous potato varieties of Bangladesh. Plant Tiss Culture, 2002, v.12 (1), p. 69-77.
27. Waikhom S.D., Louis B. An effective protocol for micropropagation of edible bamboo species (Bam-busa tulda and Melocanna baccifera) through nodal culture. Scientific World Journal, 2014:345794.
UDC 633.49:577.57
DOI 10.36461/N P.2023.66.2.006
GROWTH AND DEVELOPMENT UNDER IN VITRO CONDITIONS OF POTATO REGENERATE PLANTS OBTAINED BY SOMATIC EMBRYOGENESIS
F.I. Babadzhanova1, Research Assistant; Kh.A. Ubaydullayeva1, Doctor of Biological Sciences, Head of Laboratory; V.S. Kamburova1, Candidate of Biological Sciences, Head of Laboratory; E.A. Latypova2, Candidate of Biological Sciences, Associate Professor; A.A. Bolkiev1, Research Assistant; S.A. Abdullaev1, Research Assistant; A.N. Abdullaev1, Research Assistant; Z.T. Buriev1, Doctor of Biological Sciences, Head of Laboratory
1 Center of Genomics and Bioinformatics Academy of Sciences the Republic of Uzbekistan, Tashkent, Uzbekistan, tel. +998 90 959-93-84, e-mail: [email protected];
2 Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Penza State Agrarian University", Penza, Russia, tel. 8 (9680) 32-19-80, e-mail: [email protected]
Potato is the main food crop both in the world and in Uzbekistan. However, abiotic and biotic stresses Lead to Lower potato yields To solve these problems, new varieties must be obtained using modern methods of genomics and biotechnology, which is not possible without micropropagation. Phytohormones play an important role in the process of potato micropropagation. Due to the great influence of hormones on the processes of plant development, their role in the stages of potato growth and development has been studied. Our study summarizes the effects of the phytohormones kinetin and 6-benzylaminopurine (BAP) on the growth and development of new biotech potato lines generated by RNA interference (RNAi) technology of the phytochrome B (phyB) gene during somatic embryogenesis. Phytochrome B is a plant photoreceptor for red/far-red light. In potato, it mediates photoperiodic control of tuber formation in a negative regulatory mechanism by inhibiting its initial stages. Consequently, suppression of phyB expression by RNAi could lead to an increase in tuber number. The effects of different concentrations of kinetin and BAP on plant growth, number of nodes, and formation and development of the root system of potato RNAi lines during somatic embryogenesis in micropropagation were studied. The highest plant growth and development were obtained when a growth medium containing 1.0 mg/L kinetin was used. This combination increased plant height in all biotech lines and contributed to more efficient root system formation.
Keywords: potato, in vitro, kinetin, 6-benzylaminopurine (BAP), Murashige and Skoog, micropropagation.
References
1. Hajare S.T., Chauhan N.M., Kassa G. Effect of growth regulators on in vitro micropropagation of potato (Solanum tuberosum L.) Gudiene and Belete varieties from Ethiopia. Sci. World J., 2021, v. 2021, 5928769.
2. Adly W.M.R.M., Niedbaia G., EL-Denary M.E., Mohamed M.A., et al. Somaclonal variation for genetic improvement of starch accumulation in potato (Solanum tuberosum) tubers. Plants, 2023, v. 12 (2), 232.
3. Xhulaj D., Gixhari B. In vitro micropropagation of potato (Solanum tuberosum L). cultivars. Agric. For., 2018, v. 64 (4), p. 105-112.
4. TugruL S., Samanci B. Factors affecting tuber formation in potato (Solanum tuberosum L.). Potato, 2001, 26: 86.
5. HaLterman D., Guenthner J., CoLLinge S. [et aL.]. Biotech Potatoes in the 21st Century: 20 Years Since the First Biotech Potato. Am. J. Potato Res., 2016, № 93, p. 1-20.
6. HannapeL D.J. SignaLLing the Induction of Tuber Formation. In: VreugdenhiL D. et aL. (eds.) Potato BioLogy and BiotechnoLogy. ELsevier Science B.V.: USA; 2007, p. 237-256.
7. Hossain M.J. In vitro microtuberisation in potato obtained from diverse sources. PLant Tissue CuLt. Biotech., 2005, v. 15 (2), p. 157-166.
8. Werner T., Motyka V., Strnad M., SchmuLLing T. ReguLation of pLant growth by cytokinin. Acad. Sci. USA. 2001, v. 98 (18), p. 10487-10492.
9. EL Dessoky S.D., Attia O.A., IsmaiL A.I., Ehab I.E. In vitro Propagation of Potato under Different HormonaL Combinations. Int. J. Adv. Res., 2016, v. 4 (1), p. 684-689.
10. Joseph J.K., SchaLLer G.E. The Perception of Cytokinin: A Story 50 Years in the Making. PLant PhysioL., 2010, v. 154 (2), p. 487-492.
11. Ioio R.D, Nakamura K., Moubayidin L., PeriLLi S., Taniguchi M., Morita M.T., Aoyama T., Costantino P., Sabatini S. A genetic framework for the controL of ceLL division and differentiation in the root meristem. Science, 2008, v. 322 (5906), p. 1380-1384.
12. Gordon S.P., Chickarmane V.S., Ohno C., Meyerowitz E.M. MuLtipLe feedback Loops through cytokinin signaLing controL stem ceLL number within the Arabidopsis shoot meristem. Proc. NatL. Acad. Sci. USA, 2009, v. 106 (38), p. 16529-16534.
13. Gan S., Amasino R.M. Inhibition of Leaf senescence by autoreguLated production of cytokinin. Science, 1995, v. 270 (5244), p. 1986-1988.
14. Nishimura C., Ohashi Y., Sato S., Kato T., Tabata S., Ueguchi C. Histidine kinase homoLogs that act as cytokinin receptors possess overLapping functions in the reguLation of shoot and root growth in Arabidopsis. PLant CeLL, 2004, v. 16 (6), p. 1365-1377.
15. Werner T., Motyka V., Strnad M., SchmuLLing T. ReguLation of pLant growth by cytokinin. Proc. NatL. Acad. Sci. USA, 2001, v. 98 (18), p. 10487-10492.
16. Matsumoto-Kitano M., Kusumoto T., Tarkowski P., Kinoshita-Tsujimura K., VacLavikova K., Miya-waki K., Kakimoto T. Cytokinins are centraL reguLators of cambiaL activity. Proc. NatL. Acad. Sci. USA, 2008, v. 105 (50), p. 20027-20031.
17. George E.F., HaLL M.A., KLerk G.D. PLant Propagation by Tissue CuLture. Springer PubLisher: NetherLands, 2008, p. 175.
18. Wang P.J., Hu C.Y. In vitro mass tuberization and virus-free seed potato production in Taiwan. Am. Potato J., 1982, v. 59, p. 33-37.
19. Kwiatkowski S., Martin M.W., Brown C.R., SLuis C. SeriaL microtuber - formation as a Long term conservation method for in vitro potato germpLasm. Am. Potato J., 1988, v. 65, p. 369-375.
20. OLatunji D., GeeLen D., Verstraeten I. ControL of endogenous auxin LeveLs in pLant root deveLopment. Int. J. MoL. Sci., 2017, v. 18 (12): 2587.
21. Guan L., Tayengwa R., Cheng Z.M., Peer W.A., Murphy A.S., Zhao M. Auxin reguLates adventitious root formation in tomato cuttings. BMC PLant BioL., 2019, v. 19 (1), p. 1-16.
22. Kikuta Y., Okazawa Y. ControL of root and shoot-bud formation from potato tuber tissue cuLtured in vitro. PhysioLogia PLantarum, 1984, v. 61 (1), p. 8-12.
23. Rout G.R., PaLai S.K., Samantaray S., Das P. Effect of growth reguLator and cuLture conditions on shoot muLtipLication and rhizome formation in ginger (Zingiber officinaLe Rosc.) in vitro. In Vitro CeLLuLar & DeveLopmentaL BioLogy- PLant, 2001, v. 37, p. 814-819.
24. Shah Z.M., Quraishi A., Hassan G., Sardar R., Khabir A., GuL N. Meristem cuLture of potato (SoLanum tuberosum L.) for production of virus free pLantLets. OnLine Journal of Biological Sciences, 2001, № 1 (10), p. 898-899.
25. Jarret R.L., Hasegawa P.M., Erickson H.T. Effect of medium components on shoot formation from cuLtured tuber discs of potato. Journal of the American Society for Horticultural Science, 1980, № 105, p. 238-242.
26. Sarker R.H., Mustafa B.M. Regeneration and Agrobacterium-mediated genetic transformation of two indigenous potato varieties of BangLadesh. PLant Tiss CuLture, 2002, v.12 (1), p. 69-77.
27. Waikhom S.D., Louis B. An effective protocoL for micropropagation of edibLe bamboo species (Bam-busa tuLda and MeLocanna baccifera) through nodaL cuLture. Scientific WorLd JournaL, 2014:345794.
