CC BY
56
УДК 581.1.581.143
ИЗУЧЕНИЕ ДИНАМИКИ МИКРОКЛУБНЕОБРАЗОВАНИЯ КАРТОФЕЛЯ (SOLANUM TUBEROSUML.) СОРТА НЕВСКИЙ В АСЕПТИЧЕСКОЙ КУЛЬТУРЕ IN VITRO
А.Т. ГИЗАТУЛЛИНА, научный сотрудник (e-mail: gizatyllina.a@mail.ru)
З. СТАШЕВСКИ, кандидат биологических наук, зав. отделом
Е.А. ГИМАЕВА, старший научный сотрудник
Г.Ф. САФИУЛЛИНА, кандидат сельскохозяйственных наук, зав. лабораторией
Татарский научно-исследовательский институт сельского хозяйства, ул. Оренбургский тракт, 48, Казань, 420059, Российская Федерация
Резюме. Исследования проводили с целью изучения динамики микроклубнеобразования картофеля (Solanum tuberosum L.) сорта Невский в асептической культуре in vitro под воздействием различных факторов. Растения культивировали на среде Мурасиге и Скуга. Схемы экспериментов предусматривали изучение в условиях короткого дня (8/16 ч, КД) и непрерывной темноты (0/24 ч, НТ) влияния сахарозы в количестве 3 (контроль), 5, 6 и 8%, а также в аналогичных условиях освещения воздействие кинетина (1; 1,75; 2,5 мг/л) и бензоаминопурина (1; 3; 5; 8 мг/л) на фоне 8% сахарозы (контроль). В течение 12 недель оценивали сроки клубнео-бразования и относительное количество продуктивных растений (ОКПР). При отсутствии освещения на безгормональной культуральной среде микроклубни появились на 6 неделе, при коротком дне - на 9 неделе инкубации. На безгормональной культуральной среде фотопериод был основным фактором, определяющим время инициации клубней. В условиях КД на культуральных средах, содержащих кинетин (1 мг/л) и бензоа-минопурин (1 мг/л), микроклубни появились на 1 неделе инкубации. При НТ на культуральных средах с кинетином (1; 1,75; 2,5 мг/л) появление микроклубней фиксировали на 2 неделе, с бензоаминопурином (3 мг/л) - на 3 неделе инкубации. На фоне оптимальной концентрации сахарозы (8%) экзогенные цитокинины (кинетин и бензоаминопурин) были основным фактором, определяющим время инициации клубней. На фоне 8% сахарозы при отсутствии освещения ОКПР составило 45% (p=0,014). В условиях КД и НТ при добавлении кинетина оно достигало 80-90% (р<0,05), в непрерывной темноте при добавлении бензоаминопурина 5 мг/л - 78% (p=0,04). Для сокращения сроков индукции микроклубней и повышения ОКПР необходимо сочетание кинетина (1; 1,75; 2,5 мг/л) или бензоаминопурина (5 мг/л) с оптимальной концентрацией сахарозы (8%) в условиях Кд или НТ.
Ключевые слова: фитогормоны, кинетин, бензоаминопурин, сахароза, микроклубни, питательная среда. Для цитирования: Изучение динамики микроклубнеобра-зования картофеля (Solanum tuberosum L.) сорта Невский в асептическойкультуре in vitro/А.Т. Гизатуллина, З. Сташевски, Е.А. Гимаева, Г.Ф. Сафиуллина// Достижения науки и техники АПК. 2016. Т.30. №10. С. 61-65.
Микроклубни представляют собой промежуточную стадию между микрорастениями in vitro и миниклубня-ми. Это первое поколение клубней от культуры ткани, их используют для решения проблем хранения и пересадки нежных растений in vitro из асептических условий в естественные [1].
Клубнеобразование картофеля - это высоко скоординированный процесс, который находится под комплексным гормональным и углеводным контролем [2].
Процесс клубнеобразования картофеля in vivo можно разделить на несколько этапов: образование и рост столонов, индукция клубнеобразования, инициация и рост клубней. Все указанные этапы - это постепенные
процессы [1].
В некоторых случаях формирования клубней in vivo и в культуре in vitro этап образования и роста столонов может отсутствовать. Клубни могут возникать напрямую из почек надземных стеблей и ранее сформированных клубней [2, 3].
Гормональное регулирование индукции и роста клубней можно воспроизвести в асептической культуре in vitro. Известны два способа индукции клубнеобразования in vitro: использование экзогенных фитогор-монов; модификация таких условий инкубации, как фотопериод, интенсивность света, и тем самым последовательное изменение эндогенного гормонального баланса стеблевых черенков. На практике их объединяют для повышения эффективности процесса [2, 4].
В клубнеобразовании у растений картофеля участвуют все известные фитогормоны (ауксины, гиббе-реллины, абсцизины, цитокинины, а также этилен), находящиеся в динамическом равновесии, особенность которого заключается в высокой чувствительности к воздействию внешних и внутренних химических и физических факторов.
Цитокинины в целом считают стимуляторами инициации и роста клубней. Они стимулируют деление клеток, ингибируют их удлинение и способствуют расширению, а также усиливают аттрагирующую способность органов. В условиях in vitro цитокинины стимулируют инициацию клубней, сокращают сроки образования, способствуют увеличению числа клубней [3, 5]. Активность этих фитогормонов проявляется на самых ранних этапах инициации клубней [5]. Установлено, что для ускорения инициации клубней присутствие кинетина в культуральной среде необходимо только в течение первых 3-4 дней культивирования [3]. Добавление его в культуральную среду способствует увеличению количества сформировавшихся микроклубней [3, 6]. Бензоаминопурин (БАП) ускоряет процесс микроклубнеобразования и стимулирует увеличение массы микроклубней [7].
В культуральной среде для стимулирующего действия кинетина необходимо субоптимальное (5%) и оптимальное (8%) количество сахарозы. [3].
Фотосинтетическая активность растений картофеля в культуре in vitro значительно снижена. Поэтому сахароза в таких условиях незаменимый источник энергии и строительный материал для образования новых клеток [8]. Рост и развитие микрорастений картофеля проходит при низкой концентрации сахарозы (2-3%) [9]. Для формирования клубней, необходимо большее количество углеводов в культуральной среде [8]. Высокая концентрация сахарозы (6-8%) стимулирует рост биомассы, индуцирует микроклубнеобразова-ние, а также повышает содержание сухого вещества в микроклубнях [2].
Осмотическое давление, создаваемое сахарозой в культуральной среде, служит сигналом для индукции и роста микроклубней [10, 11]. С повышением ее содержания обнаружены изменения в эксперессии генов, отвечающих на гормональные сигналы, а также в активности и соотношении ферментов, участвующих
в синтезе крахмала [12]. В процессе инициации и роста клубней происходит активный биосинтез крахмала и его отложение в виде крахмальных зерен в амилопла-стах клеток клубня [5].
Гормональный статус растений в значительной степени зависит от фотопериода [13]. Установлено, что закономерности морфогенетического воздействия света на формирование клубней в одинаковой степени распространяются как на растения картофеля in vivo, так и на микрорастения, инкубируемые в асептической культуре in vitro [3, 4].
Гарнер и Блейк [14], исследовав клубнеобразова-ние in vitro в условиях длинного (16/8 ч) и короткого (8/16 ч) дня, а также полного отсутствия освещения (0/24 ч), показали, что при коротком дне происходит наиболее интенсивное формирование микроклубней. В темноте и, в особенности при длинном дне, они фиксировали снижение их массы, по сравнению с коротким днем.
Палмер и Смит [15] установили положительное влияние на клубнеобразование одновременного использования экзогенных фитогормонов и модификации условий культивирования микрорастений. Образование микроклубней на изолированных столонах картофеля, культивируемых in vitro в темноте, ускорялось при внесении в культуральную среду кинетина или БАП [15].
Оптимальная ситуация для индукции клубней создается в случае, когда перед ее началом в условиях короткого дня, проводится предварительная инкубация микрорастений при длинном световом фотопериоде, для формирования благоприятного уровня энергетического развития листа и стебля [14].
Экологические факторы, углеводы и фитогормоны определяют параметры клубнеобразования в культуре in vitro: количество микроклубней, их размер и массу, а также динамику процесса клубнеобразования. Среди них менее всего изучено комплексное влияние экзогенных и эндогенных факторов на динамику процесса клубнеобразования. Чаще всего авторы работ оценивали воздействие одного-двух факторов [5, 11]. Таким образом, изучение влияния внешних и внутренних стимулов, а также их взаимодействия на протекание процессов формирования и роста микроклубней во времени актуально и имеет как теоретическое, так и прикладное значение.
Целью нашей работы - исследование динамики микроклубнеобразования картофеля (Solanum tuberosum L.) сорта Невский в асептической культуре in vitro в зависимости от условий освещения и состава культуральной среды.
Условия, материалы и методы. Объектом исследования служили микрорастения картофеля (Solanum tuberosum L.) сорта Невский, взятые из рабочей коллекции оздоровленных растений картофеля, поддерживаемой в культуре in vitro в лаборатории биотехнологии ОСХБ ФГБНУ «ТатНИИСХ».
Микрорастения размножали клонированием in vitro на агаризованной среде Мурасиге и Скуга [9] (MC) с добавлением 100 мг/л мезоинозита, 0,1 мг/л тиамина, 0,5 мг/л пиридоксина, 0,5 мг/л никотиновой кислоты и 2% сахарозы. Культивировали при температуре +20-23 °С и 16/8 часовом (3000-5000 лк) фотопериоде. При формировании 5 междоузлий растения черенковали на одноузловые сегменты (с одним листом) и переносили на питательную среду для клубнеобразования.
Питательные среды для клубнеобразования готовили на основе агаризованной среды МС, варьируя содержание сахарозы и фитогормонов (табл. 1), рН питательной среды доводили до 5,74, автоклавиро-вали при 1 атм. в течение 35 мин. Опыты проводили в стеклянных пробирках (диаметром 1,5 см), в которые высаживали по одному растению. На первом этапе эксперимента для наращивания биомассы экспланты в течение 2 недель культивировали при длинном дне (16/8 ч день/ночь, ДД) и температуре +20-23 °С. Далее их переносили в условия короткого дня (8/16 ч день/ночь, КД) и непрерывной темноты (0/24 ч день/ночь, НТ). Наблюдения за процессом микроклубнеобразования проводили в течение 12 недель.
В ходе эксперимента на безгормональной питательной среде оценивали влияние фотопериода и концентрации сахарозы (см. табл. 1). Контролем служили микрорастения, высаженные на безгормональной питательной среде с низким содержанием сахарозы (3%).
Таблица 1. Питательные среды и условия инкубации микрорастений картофеля сорта Невский для индукции микроклубней в асептической культуре in vitro.
Сахароза, мг/л
Кинетин, БАП,
мг/л мг/л
1 —
1,75 —
2,5 —
— 1
Условия освещения, температурный режим
8 (день) / 16 (ночь)
часов; 0 (день) / 24 (ночь) часов; + 20-230С.
На питательной среде, содержащей фитогормоны, определяли воздействие фотопериода, кинетина и БАП. Эксперимент проводили на фоне оптимальной концентрации сахарозы (8%). Изучали влияние трех концентраций кинетина и четырех концентраций БАП (см. табл. 1). Контролем служили микрорастения, высаженные на безгормональной питательной среде с высоким содержанием сахарозы (8%).
В ходе эксперимента еженедельно отмечали начало инициации микроклубней в виде утолщений столонов или появления утолщений непосредственно из почек стеблей. Микрорастения с вновь образовавшимся микроклубнем суммировали с растениями, ранее сформировавшими микроклубни и высчитывали относительное количество продуктивных растений (ОКПР) от общего числа высаженных эксплантов на день проведения наблюдений (в %). Продуктивными микрорастениями считали образцы, сформировавшие как минимум один микроклубень.
На безгормональной питательной среде в каждом варианте опыта было высажено по 20 микрорастений. Каждый вариант опыта на гормональной культуральной среде был представлен 40 микрорастениями. Рост микроклубней оценивали с помощью еженедельных замеров диаметра до достижения константного размера (данные не приводятся).
Статистическую обработку полученных данных проводили с помощью программ Microsoft Excel 2007 и Statistica 8.0. В таблицах и графиках при_ Достижения науки и техники АПК. 2016. Т. 30. № 10
ней. В дальнейшем наблюдали отмирание растений и созревание микроклубней, которое сопровождалось изменением окраски кожуры и появлением незначительной шероховатости на их поверхности. Микрорастения на безгормональной питательной среде с оптимальным содержанием (8%) сахарозы, начали отмирать на 1-2 недели позже, чем в остальных вариантах опыта. По-видимому, пролонгированный рост и формирование микроклубней связано с высоким (8%) содержанием сахарозы в питательной среде. Таким образом, вегетация растений и процесс образования микроклубней в асептической культуре in vitro у среднераннего сорта Невский продолжались до 12 недель в зависимости от состава питательной среды и фотопериода. Аналогичные результаты были получены и другими исследователями [3, 6].
В условиях отсутствия освещения на безгормональной культуральной среде первые микроклубни появились на 6 неделе инкубации эксплантов (табл. 2). При КД клубнеобразование начиналось на 3 недели позже.
При культивировании микрорастений сорта Невский на безгормональной питательной среде в условиях короткого дня относительное количество продуктивных растений достигало 25-30% и не зависело от концентрации сахарозы (см. табл. 2). Это связано с фотосинтетической активностью растений картофеля в культуре in vitro. На свету они способны синтезировать углеводы, которые в свою очередь выступают в каче-
Таблица 2. Результаты изучения динамики клубнеобразования на растениях сорта Невский в асептической культуре in vitro в зависимости от концентрации сахарозы и фотопериода
Концентрация сахарозы, % Фотопериод Продолжительность инкубации, недели
1 2 3 4 5 6 1 7 8 9 1 10 I 11 1 12
относительное количество продуктивных растений, %
3 8/16 ч 0 0 0 0 0 0 0 0 25 25 25 25
0/24 ч 0 0 0 0 0 5 5 5 5 5 5 5
5 8/16 ч 0 0 0 0 0 0 0 0 30 30 30 30
0/24 ч 0 0 0 0 0 10 20 20 25 25 25 25
6 8/16 ч 0 0 0 0 0 0 0 0 25 25 25 25
0/24 ч 0 0 0 0 0 30 30 30 30 30 30 30*
8 8/16 ч 0 0 0 0 0 0 0 0 5 10 25 25
0/24 ч 0 0 0 0 0 25 25 35 45 45 45 45*
* - р<0,05 (U - критерий Манна-Уитни).
фитогормонов на относительное количество про- стве фактора индукции формирования микроклубней. дуктивных растений.
Результаты и обсуждение. В процессе культивирования in vitro растений сорта Невский в условиях КД и НТ на черенках микрорастений появлялись следующие новообразования: клубни, корни, этиолированные побеги (рис. 1). В условиях КД одновременно росли микрорастения и формировались микроклубни (рис. 1а).
Рост большинства (90%) экспериментальных микрорастений на безгормональных и гормонсодер-жащих питательных средах прекратился к 10 неделе культивирования. Одновременно остановился процесс роста микроклуб-
а) б)
Рис. 1. Микрорастения картофеля сорта Невский на 9 неделе культивирования на безгормональной питательной среде в условиях короткого дня (а) и непрерывной темноты (б). Содержание сахарозы в питательной среде 3, 5, 6 и 8% (отсчет пробирок слева направо).
ведены результаты непараметрического теста и критерия - Манна-Уитни для независимых выборок по оценке влияния фотопериода и концентрации
Поэтому в условиях КД на безгормональной питатель-
Рис. 2. Результаты изучения динамики микроклубнеобразования в асептической культуре in vitro при культивировании растений на питательных средах с добавлением кинетина (1 - 1мг/л; 2 - 1,75 мг/л; 3 - 2,5 мг/л) и сахарозы (4 - 8%): а - фотопериод 8/16 ч; б - фотопериод 0/24 ч.
Рис. 3. Результаты изучения динамики микроклубнеобразования в асептической культуре in vitro при культивировании растений на питательных средах с добавлением БАП (1 - 1 мг/л; 2 - 3 мг/л; 3 - 5 мг/л; 4 - 8 мг/л) и сахарозы (5 - 8%): а - фотопериод 8/16 ч; б - фотопериод 0/24 ч.
ной среде стимуляция клубнеобразования не зависела от наличия экзогенных углеводов.
При отсутствии освещения относительное количество продуктивных растений увеличивалось по мере повышения концентрации сахарозы (см. табл. 2). При низком осмотическом давлении в культуральной среде (концентрация сахарозы 3%) частота трансформации гормонального статуса микрорастений под действием экзогенного экологического фактора не превышала 5%. Изменение концентрации сахарозы с 3 до 8%, по-
Таблица 3. Результаты непараметрического теста U - критерия Манна-Уитни для независимых выборок по оценке влияния фотопериода и концентрации фитогормонов на относительное количество продуктивных растений
ных средах, содержащих кинетин вне зависимости от его концентрации(см. рис. 2). В аналогичных условиях на культуральных средах, содержащих БАП (3 мг/л), клубнеобразование началось на 3 неделе инкубации (см. рис. 2). В контрольных вариантах, в условиях КД появление микроклубней отмечено на 9 неделе, при НТ - на 6 неделе.
При культивировании микрорастений сорта Невский на средах, содержащих кинетин и оптимальное количество сахарозы (8%), в условиях КД и НТ ОКПР достигало 80-90% (см. рис. 2). На всех кинетин содержащих питательных средах величина этого показателя была достоверно (р<0,05) выше, чем в контроле (табл. 3).
На питательных средах содержащих БАП в условиях КД и отсутствия освещения относительное количество продуктивных растений варьировало в пределах 6080% (см. рис. 3). На всех питательных средах с БАП в условиях КД и при концентрации фитогормона 5 мг/л при отсутствии освещения оно было достоверно (р<0,05) выше, чем в контроле (см. табл. 3).
Вариант N U - критерий Манна-Уитни p - уровень значимости (<0,05)
Фотопериод 8/16 ч
Контроль, 8% сахароза 40 - -
Концентрация кинетин 1 мг/л 40 170 0,0003
Концентрация кинетин 1,75 мг/л 40 160 0,0001
Концентрация кинетин 2,5 мг/л 40 150 0,00008
Концентрация БАП 1 мг/л 40 240 0,012
Концентрация БАП 3 мг/л 40 180 0,0005
Концентрация БАП 5 мг/л 40 220 0,004
Концентрация БАП 8 мг/л 40 220 0,004
Фотопериод 0/24 ч
Контроль, 8% сахароза 40 - -
Концентрация кинетин 1 мг/л 40 240 0,012
Концентрация кинетин 1,75 мг/л 40 240 0,012
Концентрация кинетин 2,5 мг/л 40 230 0,007
Концентрация БАП 1 мг/л 40 300 0,11
Концентрация БАП 3 мг/л 40 330 0,27
Концентрация БАП 5 мг/л 40 270 0,04
Концентрация БАП 8 мг/л 40 330 0,27
вышало относительное количество продуктивных растений с 5 до 45%. Это, на наш взгляд, можно объяснить отсутствием фотосинтетической активности у микрорастений, выращиваемых в НТ. В условиях отсутствия освещения относительное количество продуктивных растений в экспериментальных и контрольном вариантах достоверно отличались при концентрации сахарозы 6% (р=0,02) и 8% (р=0,014).
Первые микроклубни на культуральных средах, содержащих по отдельности кинетин (1 мг/л) и БАП (1 мг/л), в условиях КД появились на 1 неделе инкубации эксплантов картофеля (рис. 2, 3). В темноте первые микроклубни были обнаружены на 2 неделе инкубации микрорастений, высаженных на культураль-
При сравнении относительного количества продуктивных растений, полученных в контрастных условиях КД и НТ на питательных средах, содержащих одинаковое количество фитогормона, статистически значимых различий не выявлено (см. рис. 2, 3).
Выводы. Образование микроклубней в асептической культуре in vitro у среднераннего сорта Невский начиналось в разные сроки в зависимости от состава питательной среды и фотопериода и полностью завершалось к 12 неделе инкубации. На культуральных средах, содержащих по отдельности кинетин (1 мг/л) и БАП (1 мг/л) в сочетании с 8% сахарозы при КД микроклубни были получены уже на 1 неделе инкубации эксплантов картофеля.
На безгормональной культуральной среде сроки начала клубнеобразования микрорастений сорта Невский зависели от фотопериода и не зависели от концентрации сахарозы. При сочетании в культуральной среде фито-гормонов и оптимальной концентрации сахарозы (8%) время индукции клубней на микрорастениях сорта Невский зависело от экзогенных цитокининов (кинетин и БАП) и не зависело от фотопериода. Наиболее эффективными оказались низкие концентрации фитогормонов (1 мг/л).
В условиях КД на безгормональной питательной среде относительное количество продуктивных растений не зависело от экзогенных углеводов, а при отсутствии освещения концентрация сахарозы в культуральной среде определяла величину этого показателя. При НТ на безгормональной питательной среде
относительное количество продуктивных растений находилось под контролем сочетания двух факторов клубнеобразования: фотопериода и сахарозы. При культивировании микрорастений сорта Невский на культуральной среде, содержащей фитогормоны и оптимальное количество сахарозы (8%), относительное количество продуктивных растений находилось под контролем цитокининов.
С целью сокращения сроков индукции микроклубней и повышения относительного количества продуктивных растений в асептической культуре in vitro необходимо сочетание экзогенных фитогормонов кинетина (1; 1,75; 2,5 мг/л) или БАП (5 мг/л) и оптимальной концентрации сахарозы (8%) в условиях инкубации при КД или НТ.
Литература.
1. Nistor A., Campeanu G., Atanasiu N., Chiru N., Karacsonyi D. Influence of potato genotypes on in vitro production of microtubers // Romanian Biotechnological Letters. 2010. V. 15 (3). Рр. 5317-5324.
2. Дерябин А.Н., Юрьева Н.О. Экзогенная регуляция клубнеобразования у Solanum tuberosum L. в культуре in vitro (обзор) // Сельскохозяйственная биология. 2010. № 3. С. 17-25.
3. Аксенова Н.П., Константинова Т.Н., Голяновская С.А. Генетические трансформанты картофеля как модель изучения гормональной и углеводной регуляции клубнеобразования// Физиология растений. 2000. Т.47. №3. С. 420-430.
4. Dobr nszki J., Magyar-Tabori K., Hudak I. In vitro tuberization in Hormone - Free Systems on solidified medium and dormancy of potato microtubers // Fruit, vegetable and cereal science and biotechnology. 2008. P. 83-91.
5. Аксенова Н.П., Константинова Т.Н., Голяновская С.А. Гормональная регуляция клубнеобразования у картофеля// Физиология растений. 2012. Т.59. №4. С. 491-508.
6. Аксенова Н.П., Константинова Т.Н., Ложникова В.Н. Влияние длины дня и фитогормонов на клубнеобразование у картофеля в культуре in vitro // Физиология растений. 2009. Т. 56. №4. С. 500-508.
7. Le C.L. In vitro microtuberization: an evaluation of culture conditions for the production of virus free seed potatoes // Potato Res. 1999. 42. Рр. 489-498.
8. Воскресенская Н.П., Дроздова И.С., Аксенова Н.П. Фотосинтез, рост и развитие картофеля Миранда // Регуляция роста и развития картофеля: под ред. М.Х. Чайлахяна, А.Т. Мокроносова. М.: Наука. 1990. С. 20-29.
9. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol Plant. 1962. V. 15. Рр. 473-497.
10. Donnelly J.D., Coleman W.K., Coleman S.E. Potato microtuber production and performance: A review // Amer. J. Potato Res. 2003. V. 80. Pр. 103-115.
11. Gopal J., Chamail A., Sarkar D. In vitro production of microtubers for conservation of potato germplasm: effect of genotype, abscisic acid, and sucrose // In vitro cellular and developmental biology - Plant. 2004. V. 40. ^р. 485-490.
12. Tuber on a Chip: differential gene expression during potato tuber development / B. Kloosterman, O. Vorst, R.D. Hall, R.G.H. Visser, C.W. Bachem//PlantBiotechnol. J. 2005. V. 3. Pр. 505-519.
13. Чайлахян М.Х. Фотопериодическая и гормональная регуляция клубнеобразования у растений. М.: Наука, 1984. 69 с.
14. Garner N., Blake J. The induction and development of potato microtubers in vitro on media free of growth regulating substances // Annals of Botany. 1989. V. 63. Pр. 663-674.
15. Palmer C.E., Smith O.F. Effects of Kinetin on tuber formation in isolated stolones of Solanum tuberosum L., cultured in vitro // Plant cell physiol. 1970. V.11. Pр. 303-304.
16. Seabrook J.E. Light effects on the growth and morphogenesis of potato (Solanum tuberosum) in vitro: A review// American Journal of Potato Research. 2005. V. 82. Pр. 353-367.
17. Inductive and noninductive conditions on in vitro tuberisation and microtuber dormancy in potato (Solanum tuberosum subspecies tuberosum and subspecies andigena) / V. Vecchio, S. Benedettelli, L. Andrenelli, E. Palchetti, L. Espen // Potato Research. 2000. V. 43. Pр. 115-123.
STUDY OF MICROTUBERIZATION DYNAMICS OF POTATO (SOLANUM TUBEROSUM L.)
CV. NEVSKII IN VITRO
A.T. Gizatullina, Z. Stasevski, E.A. Gimaeva, G.F. Safiullin
Tatar Agriculture Research Institute, ul. Orenburgskii trakt, 48, Kazan', 420059, Russian Federation
Summary. The investigations were carried out in order to study the dynamics of microtuberization of potato (Solanum tuberosum L.) cv. Nevskii in vitro culture under influence of different factors. Plants were cultivated on Murashige and Skoog medium. We studied the influence of sucrose (3 (control), 5, 6 and 8%) under conditions of short day (8/16 h, SD) and in the dark (0/24 h, D), as well as the effect of kinetin (1, 1.75, 2.5 mg/l) and benzylaminopurine (1, 3, 5, 8 mg/l) against the background of 8% sucrose (control) under the same lighting conditions. The terms of tuberization and the relative number of productive plants (RNPP) was assessed during 12 weeks. In the dark on hormone-free culture medium microtubers appeared in 6 weeks, and with the short day - in 9 weeks of incubation. On hormone-free culture medium, photoperiod was the main factor, determining the time of tuber initiation. Under SD conditions on the culture medium, containing kinetin (1 mg/l) and benzylaminopurine (1 mg/l), microtubers appeared during the first week of incubation. In the dark on kinetin culture media (1, 1.75, 2.5 mg/l) microtubers appeared in the second week, on benzylaminopurine media (3 mg/l) - in the third week. Against the background of the optimal concentration of sucrose (8%) exogenous cytokinins (kinetin and benzylaminopurine) were the main factor determining tuber initiation time. Against 8% sucrose in the dark RNPP was 45% (p = 0.014). Under D and SD conditions with kinetin added RNPP reached 80-90% (p is less 0.05); in the dark with 5 mg/l benzylaminopurine - 78% (p = 0.04). For the reduction of microtuber induction term and increase in RNPP the combination of kinetin (1, 1.75, 2.5 mg/l) or benzylaminopurine (5 mg/l) with the optimal concentration of sucrose (8%) under SD or D conditions is required.
Keywords: phytohormones, kinetin, benzylaminopurine, sucrose, microtubers, nutrient medium.
Author Details: A.T. Gizatullina, research fellow (e-mail: gizatyllina.a@mail.ru); Z. Stasevski, Cand. Sc. (Biol.), head of division; E.A. Gimaeva, senior research fellow; G.F. Safiullin, Cand. Sc. (Agr.), head of laboratory
For citation: Gizatullina A.T., Stasevski Z., Gimaeva E.A., Safiullin G.F. Study of Microtuberization Dynamics of Potato (Solanum tuberosum L.) cv. Nevskii in vitro. Dostizheniya nauki i tekhnikiAPK. 2016. V.30. No. 10. Pp. 61-65 (in Russ.).
