CC BY
21
УДК 616.36-008.6/.64:616-001.18/.19
В. Д. КОНВАЙ О. Э. ВОРОНОВ
Омский государственный аграрный университет
Омская государственная медицинская академия
РОЛЬ ОСТРОГО НАРУШЕНИЯ МЕТАБОЛИЗМА ПУРИНОВ В ПАТОГЕНЕЗЕ ПОВРЕЖДЕНИЯ ПЕЧЕНИ НИЗКИМИ ТЕМПЕРАТУРАМИ_
В развитии нарушений функции печени после низкотемпературного воздействия экспериментальных крыс важную роль играет свободнорадикальное окисление в очаге криодеструкции и перегрузка неповрежденных холодом гепатоцитов продуктами глубокого распада пури-новых мононуклеотидов. Последние, накапливаясь в клетках, активируют ксантиноксидазу, генерирующую активные формы в кислород, которые истощают системы антирадикальной и антиперекисной защиты с последующим развитием чрезмерной липопероксидации мембранных структур гепатоцитов, приводящей к функциональной недостаточности этих клеток.
Обширные операции на печени технически трудны и нередко приводят к повреждению крупных кровеносных сосудов и магистральных желчных протоков [3,7,21,23,26]. Криодеструкция данного органа, применяющаяся в лечения онкологических больных, хоть и лишена этих недостатков, но приводит к развитию побочного эффекта: синдрому цитолиза, гипохромной анемии, явлений гепатита в участках печени, не подвергшихся замораживанию, нарушению белокобразовательной, антитоксической и других функций этого органа [1,5,10,12,17]. Отмечено, что выраженность этих нарушений пропорциональна объему замороженных тканей. Механизм развития их до конца не изучен, что сдерживает широкое применение криодеструкции печени в клинической практике, и разработку новых патогенетически обоснованных лечебно-профилактических мероприятий. Побочный эффект этой процедуры может быть связан с острым нарушением пуринового обмена, описанным нами ранее на модели реанимации крыс [14,15], т.е. с воздействием на ткани продуктов катаболизма пуриновых мононуклеотидов, образующихся из ATP и нуклеиновых кислот погибших клеток (рис. 1).
Целью настоящего исследования явилось изучение роли чрезмерного катаболизма пуриновых мононуклеотидов в очаге криодеструкции печени в развитии побочного эффекта этой процедуры.
Материал и методы исследования
В опытах использовали 200 белых беспородных крыс-самцов массой 200 + 20 г, которые содержались в стандартных условиях вивария Омской государственной медицинской академии. У животных опытной группы под эфирным наркозом производили лапаро-томию и криодеструкцию участка левой латеральной доли печени жидким азотом со скоростью охлаждения 40 — 200°С в минуту до температуры — 20°С, экспозицией 3 минуты и последующим произвольным оттаиванием. Контрольных крыс подвергали тем же
воздействиям, что и животных предыдущей группы (наркозу, фиксации, лапаротомии), за исключением криовоздействия. Поскольку не были отмечены достоверные различия между изучаемыми показателями у контрольных крыс в различные сроки после лапаротомии, для экономии места в таблице в данной статье их объединили в одну группу.
Общую реакцию организма на криовоздействие изучали с помощью термометрии и визуального наблюдения. Через 1, 6, 12 часов 1, 3, 7 и 14 суток после операции животных опытной и контрольных групп забивали под эфирным наркозом декапитацией, собирали кровь, получали из нее плазму и эритроциты. Одну часть печени забирали для морфологических исследований. Ее фиксировали в 10%-ном нейтральном забуференном растворе формалина (рН 7,3), проводили по спиртам и осуществляли заливку в парафин по общепринятой прописи [19]. Из парафиновых блоков изготавливали серийные срезы толщиной 4-5 мкм с использованием ротационного микротома Microm HM-340E (Carl Zeiss, Германия). Микропрепараты окрашивались по стандартной технологии гематоксилином и эозином с использованием рутинной методики [16]. Просмотр и фотографирование микропрепаратов осуществляли с использованием микроскопа Eclipse 400 (Nikon, Япония) и фотокамеры Nikon CollPix45.
Другую часть печени фиксировали и хранили в жидком азоте. Для определения активности ферментов ее гомогенизировали при 0 — 2°С в стеклянном гомогенизаторе Поттера с 0,25 М раствором сахарозы, приготовленном на 10 М растворе трис-HCl, pH 7,4. Гомогенат центрифугировали в течение 20 минут при 2 000 g и температуре 0- 2°С. В супернатанте определяли активность супероксиддисмутазы (SOD)[1.15.1.1.] по В. Н. Чумакову и Л. Ф. Осинской [20], каталазы (KAT) [1.11.1.6.]- по В. Д. Конваю и А.В. Лукошки-ну [14], глутатионпероксидазы (GPO) [1.11.1.9] — по Paglia et Valentine [28], глутатионредуктазы (GR) [1.6.4.2]- по Racker [30], глюкозо-6-фосфатдегидро-геназы (G-6-PDH) [1.1.1.49]- по Ю.Л. Захарьину [8],
содержание глутатиона (G-SH)- по Sedlak et Linsey [31] и белка- по Rosenthal H.L et al [27].
Из замороженных тканей печени также готовили липидный экстракт по Folch et al [25]. В нем определяли содержание диеновых конъюгатов (DC)- по Plazer [29], липофусциноподобного пигмента (LP) — по Fletcher et al [24] и общих липидов- по Bragdon [22]. В сыворотке крови исследовали содержание мочевой кислоты (Ur), лактата (Lac), активность аланинами-нотрансферазы (AlAT) и аспартатаминотрансферазы (AsAT) унифицированными лабораторными методами исследования.
Результаты исследования обработаны статистически с использованием критерия Стьюдента и непараметрических методов математического анализа.
Полученные данные и их обсуждение
В послеоперационном периоде животные группы «криодеструкция» в первые трое суток отказывались от приема пищи, были вялыми, адинамичными, отсутствовало внимание к окружающей обстановке, реакция на болевые раздражения была вялой. Крысы с опозданием реагировали на слуховые раздражители, движения были заторможены. Ректальная температура в процессе низкотемпературного воздействия снижалась до 30 — 32°С В первые часы после эксперимента у животных отмечались озноб и сильно выраженный пиломоторный рефлекс, температура в прямой кишке повышалась до субфебрильных цифр. В течение 3-х суток общее состояние экспериментальных животных улучшалось и на 6-7-е сутки приходило к норме.
Описанные нарушения во многом обусловлены деструктивными процессами в очаге криовоздейс-твия, обусловленными фазовым переходом, в ходе которого вода превращалась в лед. Образующиеся и растущие по мере дальнейшего замораживания кристаллы льда совершали вращательное движение вокруг центров кристаллизации, повреждая клеточные структуры [2]. В этот момент наступал и резкий перепад осмотического давления между клеткой и внеклеточным пространством, так как жидкость последнего замерзает первой. Ионы натрия и кальция устремляются в клетку, что приводило к осмотическому шоку. Кроме того, ионы кальция активировали фосфолипазу А2, отщепляющую от фосфоглицеридов мембранных структур полиненасыщенную арахидо-новую кислоту. Это способствовало ее дальнейшей липопероксидации. Повреждающим эффектом обладали и продукты частичного гидролиза фосфог-лицеридов- лизофосфатиды [18].
При морфологическом исследовании в первые сутки локального криовоздействия в гистологических препаратах ткани печени определялась четко ограниченная зона деструкции, обнаруживался очаг некроза, состоящий из полностью разрушенных гепа-тоцитов. Ткань в очаге повреждения теряла балочное строение, превращаясь в сплошную массу клеточного детрита, пропитанного эритроцитами. Кровеносные сосуды печеночных балок были разрушены. С конца 1-х суток в печени экспериментальных животных начинается процесс ограничения зоны деструкции, который полностью заканчивается к исходу 3-х суток эксперимента. В эти же сроки отмечены явления фагоцитоза клеточного детрита. Процессы рассасывания и фагоцитирования некротических масс достигали максимума через 7 суток после криовоздействия. Параллельно происходило замещение разрушенной низкими температурами клеток печени грануляци-
Фотографии гистологических препаратов
онной тканью с формированием к 30-40-м суткам соединительнотканного рубца [10].
Повреждение гепатоцитов приводило к выходу из них А1АТ и АвАТ, активность которых в плазме крови была повышенной уже через час после криодеструк-ции и продолжала оставаться таковой в течение последующих 14 суток наблюдения.
В развитии описанных выше структурных нарушений, наряду с повреждениями клеток кристаллами льда и фосфолипазой А2, важную роль играла чрезмерная липопероксидация мембранных структур. Содержание DC и LP, промежуточного и конечного продукта этого процесса, в зоне криодеструкции было увеличено уже через час после операции и продолжало оставаться таковым в течение последующих четырнадцати суток исследования. Образованию этих метаболитов, наряду с повреждением мембранных структур кристаллами льда и фосфолипазой А2, способствовала усиленная продукция в очаге повреждения активных форм кислорода (АФК), связанная с чрезмерным катаболизмом пуриновых мононуклео-тидов, в частности аденозинмонофосфата (АМР). К
Рис. 1. Схема острого нарушения метаболизма пуринов
увеличению уровня последнего приводила, наряду с деструкцией нуклеиновых кислот поврежденных гепатоцитов и фагоцитирующих их клеток, прогрессирующая гипоксия, связанная с циркуляторными нарушениями и, вероятно, повреждением энзимов аэробных систем энергообеспечения продуктами распада клеток.
Это приводило к снижению содержания АТР, ADP, а вслед за этим и к увеличению уровня АМР способствуя, его дальнейшему расщеплению. Благоприятствовало этому и сопутствующее гипоксии увеличение в тканях содержания молочной кислоты, приводящее к развитию ацидоза, вначале в зоне криодеструкции, а затем на уровне организма. Увеличение концентра-
ции лактата в крови крыс группы «криодеструкция» отмечено нами в период между двенадцатью часами и семью сутками послеоперационного периода. Способствовала этому, вероятно, также недостаточно эффективная реутилизация молочной кислоты в реакциях глюконеогенеза вследствие повреждения гепатоцитов и, вероятно, клеток коркового слоя надочечников, инкретирующих глюкокортикоиды, активаторы ключевых энзимов данного процесса.
Закисление лактатом тканей, наряду с увеличением в них уровня АМР, способствовало дальнейшему расщеплению АМР до инозина. Этот процесс может протекать двумя путями: 1) через реакции, катализируемые последовательно аденилатдезаминазой и 5'-нуклеотидазой; 2) через 5'-нуклеотидазную и аденозиндезаминазную реакции. Известно, что при снижении рН увеличивается активность аденилатде-заминазы и аденозиндезаминазы [6].
Образовавшийся под действием 5'-нуклеотида-зы аденозин в физиологических условиях может обратно фосфорилироваться в АМР в результате реакции, катализируемой аденозинкиназой [14]. При недостаточно эффективной генерации АТФ, второго субстрата данного энзима, этот процесс тормозился, уровень аденозина в тканях повышался и он усиленно гидролизовался аденозиндезаминазой до инозина. Последний в дальнейшем под действием пуриннуклеозидфосфорилазы, теряя радикал рибозы, расщеплялся до гипоксантина.
Дальнейшее превращение этого вещества может протекать двумя путями. При достаточной обеспеченности тканей рибозо-5-фосфатом, генерируемым из глюкозы в реакциях пентозного цикла, гипоксан-тин может реутилизироваться в АМР в результате реакций, катализируемых последовательно гипок-сантинфосфорибозилтрансферазой, аденилосук-цинатсинтетазой и аденилосукцинатлиазой. В зоне криодеструкции печени развивался дефицит глюкозы вследствие усиленного вовлечения ее в реакции анаэробного гликолиза. Генерацию из этого вещества рибозо-5-фосфата в пентозном цикле лимитировало снижение активности глюкозо-6-фосфатдегидроге-назы, ключевого энзима окислительной ветви этого метаболического пути [6,9]. Из-за дефицита рибозо-5-фосфата уменьшалась выработка фосфорибозил-дифосфата, второго субстрата гипоксантинфосфо-рибозилтрансферазы.
В этих условиях реутилизация гипоксантина тормозилась, уровень его в очаге криодеструкции увеличивался, это вещество усиленно окислялось до мочевой кислоты, содержание которой в зоне кри-одеструкции печени увеличивалось уже в течение первого часа после криовоздействия. В дальнейщем лактат поступал в кровь, где концентрация его у крыс группы «криодеструкция» была повышенной уже через 6 часов после операции и продолжала оставаться таковой в течение последующих трёх недель наблюдения.
В физиологических условиях окисление гипоксан-тина до ксантина и мочевой кислоты катализирует ксантиндегидрогеназа. Отщепляющиеся в процессе реакции ионы водорода переносятся на NAD. При частичном протеолизе и окислении SH-групп молекулы данного фермента, развивающихся в условиях гипоксии, в том числе после криодеструкции печени, происходила его конверсия в ксантиноксидазу (ХО). Последняя способна генерировать активные кислородные метаболиты (АОМ) [32]: супероксидные радикалы (остатки молекул кислорода, имеющие на внешней орбитали неспаренные электроны) и перекись
водорода. Они способны повреждать ненасыщенные жирные кислоты фосфоглицеридов мембранных структур. С усилением продукции АОМ было связано, на наш взгляд, увеличение содержания DC и LP в зоне криодеструкции печени, отмеченное выше.
Свидетельством усиленной продукции ХО-й перекиси водорода являлось увеличение активности каталазы в зоне повреждения печени в течение первых суток после операция, а также на четырнадцатые сутки наблюдения. Данное явление можно рассматривать как адаптивную меру организма, направленную на инактивацию усиленно генерирующихся ХО-й активных кислородных метаболитов. Поскольку параллельно повышалась выработка супероксидных радикалов, можно было ожидать роста активности и супероксиддисмутазы (SOD). Тем не менее, как видно из представленных в таблице данных, этого не происходило. Активность SOD в зоне криодеструкции печени была сниженной уже через 6 часов после операции и продолжала оставаться таковой в течение последующих 7 суток постоперационного периода. Данное явление можно связать с прямым воздействием на SH-группу молекулы этого фермента продуктов перекисного окисления липидов, а также нарушением его биосинтеза.
Снижение активности SOD неблагоприятно для клетки. Несмотря на то, что данный фермент является самым активным из известных энзимов [9], функционирует он с напряжением даже в физиологических условиях. Установлено, что из каждых четырёх миллиардов супероксидных радикалов, превращаемых SOD в перекись водорода, один остается неактивированным [13]. В условиях снижения ее активности на фоне усиленной генерации ХО-й АОМ количество таких радикалов возрастает и повреждающий эффект их возрастает. Это явилось одним из факторов, способствующих повреждению клеток печени в зоне ее криодеструкции.
Еще одним из таких факторов была недостаточно эффективная инактивация уже образовавшихся гидроперекисей липидов (L-ООН). Активность глутати-онпероксидазы (GPO), инактивирующей последние в гидроокиси жирных кислот с использованием в качестве второго субстрата глутатиона (G-SH), в зоне криодеструкции печени была снижена во все сроки постоперационного периода, по-видимому, вследствие нарушения ее биосинтеза. Функционирование GРО in vivo нарушалось также вследствие развившегося дефицита G-SH. Содержание этого трипептида в очаге повреждения было снижено уже через один час после операции и продолжало оставаться таковым в течение четырех недель наблюдения. Это явление можно объяснить как повышенным вовлечением G-SH реакции инактивации перекисных соединений, восстановления усиленно образующихся дегидро-аскорбата, токоферилхинона и других окисленных форм антиоксидантов, так и недостаточно эффективным восстановлением генерирующегося в этих реакциях глутатиондисульфида (G-S-S-G).
Активность глутатионредуктазы (GR), катализирующей восстановление последнего в G-SH c использованием ионов водорода NADP-H2 в очаге деструкции печени была уменьшена к концу шестого часа послеоперационного периода и продолжала оставаться сниженной в течение последующих двух недель наблюдения. Функционирование этого энзима in vivo тормозилось также из-за недостаточной обеспеченности тканей NADP-H2, генерируемым в реакциях окислительной ветви пентозного цикла. О торможении последнего свидетельствовало снижение активности
Таблица
Показатели энергетического обмена и перекисного окисления липидов в крови и печени контрольных крыс (К) и подвергшихся криодеструкции этого органа, М±m, п=9-11
Показатели К 1 ч 6 ч 12 ч 1 сут 3 сут 7 сут 14 сут
после криодеструкции
В плазме крови
А1АТ, ши/1 95±5 143±3* 602±29* 1313±37* 1193±20* 1387±13* 1048±31* 743±10*
ААТ, ши/1 253±13 462±18* 1175±94* 2595±200* 2301±125* 2594±169 2130±130* 1135±62*
Ьас1а1е, шсшо1/1 491±42 595±40 474±38 818±52* 680±49* 655±52* 801±42* 516±26
№а1е, шсшо1/1 149±7 162±16 178±9* 187±11* 192±5* 198±5* 274±18* 187±4*
В зоне криодеструкции печени (З) и за пределами последней (П)
БОЭ, и/шд рго1;. 15,9 ±1,5 З П З П З П З П З П З П З П
21,7 ±1,6 22,4 ±1,9 12,1 ±2,0 22,5 ±2,6 12,6 ±2,1 25,4 ±1,9 12,5 ±1,1 19,7 ±1,9 6,6 ±0,3 25,4 ±1,9 17,1 ±1,9 21,0 ±16 14,0 ±1,0 19,7 ±2,0
КАТ и/ шд ргоС 11,0 ±0,4 13,7 ±0,9 13,0 ±0,6 15,9 ±1,2 16,0 ±1,0 18,1 ±1,3 12,7 ±0,9* 4,3 ±0,8 13,7 ±0,6 9,7 ±0,4 12,7 ±0,9 10,0 ±0,5 12,4 ±1,3 10,6 ±0,9 13,7 ±0,6
ЭС 6,40 ±0,3 8,35 ±0,82 7,9 ±0,9 14,3 ±2,9 13,5 ±1,2 10,6 ±1,4 12,3 ±0,8 6,4 ±0,9 4,8 ±0,7 8,2 ±0,7 12,26 ±0,75 3,9 ±0,6 8,95 ±0,8 3,76 ±0,3 4,84 ±0,7
ЬР 7,8 ±0,5 11,5 ±1,4 7,1 ±1,3 16,6 ±2,8 14,2 ±1,7 20,8 ±5,0 15,9 ±1,2 16,7 ±2,3 30,1 ±10,0 34,0 ±3,1 15,9 ±1,2 12,7 ±1,0 15,4 ±2,3 10,1 ±0,3 30,1 ±10,0
GPO, и/шд рго!:. 53,1 ±2,2 37,9 ±2,5 54,3 ±1,8 26,1 ±1,6 50,2 ±3,9 25,4 ±1,8 43,9 ±1,5 29,2 ±1,2 50,7 ±1,9 20,1 ±2,6 44,2 ±0,15 24,5 ±2,9 42,2 ±1,9 15,3 ±0,9 51,0 ±1,9
GSH, пшо1/ шд рго1 42,3 ±2,6 23,5 ±1,6 41,3 ±1,6 23,7 ±1,3 58,6 ±4,1 19,3 ±1,2 43,5 ±6,8 0,9 ±1,0 25,8 ±1,8 21,1 ±1,0 43,46 ±6,78 19,4 ±1,5 28,7 ±2,9 21,5 ±1,5 22,9 ±1,8
GR и/шд рго!:. 39,9 ±1,3 39,6 ±2,0 49,1 ±2,6 22,9 ±3,8 51,4 ±3,4 25,6 ±3,3 41,3 ±0,08 23,3 ±1,6 50,0 ±1,4 12,8 ±2,8 41,3 ±0,8 23,3 ±2,4 42,3 ±2,3 19,4 ±2,3 50,0 ±1,4
G-6-PDH и/шд рго1. 4,4 ±0,14 3,60 ±0,08 3,7 ±0,3 3,53 ±0,1 5,9 ±0,1 4,0 ±0,04 4,96 ±0,27 3,2 ±0,1 5,09 ±0,27 2,9 ±0,2 4,97 ±2,66 4,23 ±0,2 4,4 ±0,2 4,0 ±0,1 5,10 ±0,27
*- различие статистически достоверно по сравнению с контролем.
глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы, ключевого энзима этого метаболического пути, в зоне повреждения печени в течение первых трёх суток после операции. Генерация NADP-H2 в условиях нашего опыта лимитировалась также недостаточной обеспеченностью пентозного цикла глюкозой, вызванной усиленным окислением ее в реакциях анаэробного гликолиза.
В ткани, прилегающей к зоне некроза, отмечались циркуляторные нарушения в виде отека, сосудистых стазов и тромбоза, что нарушало поступление к клеткам кислорода, питательных веществ, генерацию в них АТФ. При этом клетки печени, удаленные от места локального криовоздействия, морфологически выглядели не изменёнными. Тем не менее метаболические нарушения, хоть и не столь выраженные как в зоне криодеструкции, были отмечены и в них. В неповрежденных гепатоцитах почти на всех этапах
исследования была повышена не только активность КАТ, но SOD. Это можно рассматривать как компенсаторную меру организма направленную на обезвреживание избытка АОМ, генерируемых ХО. Последняя активировалась гипоксантином, доставляемым кровью из очага криодеструкции, или образующимся в неповрежденных клетках вследствие развившихся явлений гипоксии.
Активация энзимов антирадикальной защиты не предотвращала чрезмерную липопероксидацию ненасыщенных жирных кислот мембранных структур. Содержание DC и LP в печени вне зоны ее разрушения была увеличена уже через 6 часов после операции и оставалась таковой почти на всех дальнейших этапах исследования. При этом не отмечалось столь резкого, как в очаге криодеструкции, торможения функции системы антиперекисной защиты. Активность GPO в
данном органе была сниженной лишь через 3 и 7 суток после операции. Содержание G-SH в неповреждённой печени через 12 часов после операции было даже увеличенным, а через 7 и 14 суток- сниженным. Снижение уровня данных показателей на заключительных этапах исследования можно связать с недостаточной обеспеченностью организма субстратами, необходимыми для биосинтеза GPO и G-SH.
Интенсивность восстановления глутатиондисуль-фида, образующегося в реакциях обезвреживания перекисных соединений и инактивации антиоксидан-тов, при этом увеличивалась. Об этом свидетельствовала повышенная активность GR в печени вне очага криодеструкции через 1, 6, 12, 24 часа и 14 суток после операции и G-6-PDH- через 12, 24 часа и 14 суток. Фактором, лимитирующим этот процесс, могла быть недостаточная обеспеченность организма углеводами, обусловленная усиленным вовлечением их в реакции анаэробного гликолиза, о чем шла речь выше.
Таким образом, в развитии повреждений клеток печени в зоне ее криодеструкции важную роль играл катаболизм пуриновых мононуклеотидов до мочевой кислоты, сопряженный с чрезмерной продукцией ксантиноксидазой активных кислородных метаболитов на фоне торможения функции антиоксидантной системы, что приводило к усиленной липоперок-сидации фосфоглицеридов мембранных структур. Поступление продуктов этого процесса в клетки вне очага деструкции приводило к усилению перекисного окисления липидов и в них, хоть и в меньшей степени, сочетающегося с активацией системы антирадикальной и антиперекисной защиты.
Исходя из изложенных в настоящей работе положений, можно предпринимать следующие практические действия. Во время формирования в печени зоны криодеструкции эффект жидкого азота следует потенцировать, не только проведением химио- и радиационной терапии, но и осторожным введением лекарственных средств, обладающих прооксидант-ным эффектом. После завершения формирования очага некроза усилия должны быть направлены на снижение последствий влияния продуктов деструкции клеток на неповрежденные ткани печени, другие органы и организм в целом: стимуляция превращения лактата в углеводы в реакциях глюконеогенеза, ги-поксантина в АМФ, пластической ветви пентозного цикла, предотвращение дальнейшей конверсии ксан-тиндегидрогеназы в ХО, ингибирование последней, восстановление активности SOD, GPO, GR, G-6-PDH, функции окислительной ветви пентозного цикла, восполнение дефицита G-SH и других антиоксидантов, снижение интенсивности лейкоцитарной инфильтрации и фагоцитоза поврежденных клеток. Для решения этих вопросов необходимы дополнительные экспериментальные и клинические исследования.
Библиографический список
1. Альперович Б.И. Криохирургия печени и поджелудочной железы / Б.И.Альперович, Л.М.Парамонова, Н.В.Мерзликин. - Томск, 1985. - 126 с.
2. Белоус А.М. Структурные изменения биологических мембран при охлаждении / А.М.Белоус, В.А.Бондаренко. -Киев. - 1982. - 255 с.
3. Веронский Г.И. Анатомо-физиологические аспекты резекции печени. - Новосибирск, 1983.
4. Владимиров Ю.А. Кинетика реакций перекисного окисления липидов и механизмы регуляции этого процесса в клетке // V Всесоюзный биохимический съезд: тез. симпоз. докл. - Т.1. - М.: Наука, 1985. - С. 300.
5. Вторушин Е.С. Гемодинамические и морфологические изменения при криовоздействии на печень и их коррекция: автореф. дисс. ... канд. мед. наук. - Новосибирск, 1990.
6. Дмитриенко Н.П. Пуриновый обмен и его регуляция в лимфоцитах. — Киев: Наукова думка, 1991. - 200 с.
7. Журавлев В.А. Большие и предельно большие резекции печени. - Саратов: Изд-во Саратовского ун-та, 1986.
8. Захарьин Ю.Л. Изменение активности глюкозо-б-фосфатдегидрогеназы и б-фосфоглюконатдегидрогеназы в печени и мозге крыс под влиянием различных физиологических факторов // В опр. мед. Химии .- 1968. - Т.14, № 4. - С. 348-355.
9. Зенков Н.К. Окислительный стресс: диагностика, терапия, профилактика / Н.К. Зенков, Е.Б. Меньшикова, С.М. Шергин. - Новосибирск, 1993. - 182 с.
10. Капрельянц А.С. Системный подход к изучению влияния локального криовоздействия на морфогенез печени/ тез. докл. II Всес. конф. «Механизмы криоповреждения и криозащиты биологичеких структур», 1984. - С.32.
11. Клиническая биохимия ; под ред. В.А.Ткачука. - М.: Геотар-Мед, 2002. - 360 с.
12. Киндзельский Л.П. Динамика показателей белков сыворотки при криохирургии экспериментальных опухолей // Эксперим. онкология. - 1981. -Т.13, № 1. - С. 67-70.
13. Кольтовер В.К. Надежность ферментативной защиты клетки от супероксидных радикалов и старение // Докл. АН СССР. - 1981. - Т.96, №1. - С. 199-202.
14. Конвай В.Д. Роль острого нарушения метаболизма пуринов в развитии постреанимационной патологии печени / В.Д. Конвай, П.П. Золин // Омский научный вестник. - 2003. -№3 (24). - С. 168-174.
15. Мержинский В.Е. Влияние остановки регионального кровотока в печени на состояние перекисного окисления липидов / В.Е.Мержинский, В.Д.Конвай // Механизмы нарушения регуляции в экстремальных и терминальных состояниях. - Омск, 1991. - С. 57-61.
16. Микроскопическая техника. Руководство; под. ред. Д.С. Саркисова и Ю.Л. Перова. — М.: Медицина, 1996. — 544 с.
17. Милонов О.Б. Результаты применения криовоздейс-твия в хирургическом лечении распространенного альве-ококкоза печени / О.Б.Милонов, О.Е.Колосс, С.М.Минкина, А.Л.Марченко, И.В.Лазарева, Л.А.Смирнова // Хирургия. -1988. - № 2. - С. 40-44.
18. Петренко А.Ю. Роль липолиза и перикисного окисления липидов в индукции ионного транспорта митохондрий после замораживания-оттаивания/ А.Ю.Петренко,
A.М.Белоус, В.Н.Маршанский // Укр .биохим. журнал. - 1984. -№ 6. - С. 656-660.
19. Сапожников А.Г. Гистологическая и микроскопическая техника. Руководство / А.Г. Сапожников, А.Е. Доросевич. — Смоленск: САО, 2000. - 476 с.
20. Чумаков В.Н. Количественный метод определения активности цинк-, медь-зависимой супероксиддисмутазы в биололическом материале/ В.Н.Чумаков, Л.Ф.Осинская // Вопр. мед. химии. - 1977. - Т.23, №5. - С. 712-716.
21. Cregan P.C. Major hepatic resection for neoplasia. The concord hospital experience / P.C.Cregan, J.W. Hollinshead, D.J.Gillett // Med. J. Austr. - 1986. - V.144, № 3. - Р. 128-130.
22. Bregdon J.T. Colorimetric determination of blud lipids // J. Biol. Chem. - 1951.- V.190, № 2. - Р.513-517.
23. Didolkar M.S. Risk factors before hepatectomy. Hepatic function after hepatectomy and computed tomogrphic / M.S.Didolkar, J.Lawrence, E.G.Elias, B.Keramati, Suter Ch.M., S.Brown // Surgery, Gynecology & Obstetrics. - 1989. - V/169. -Р.17-27.
24. Fletcher B.L. Measurement of fluorescent lipid peroxidation producte in biologial systems and tissues /
B.L.Fletcher, C.J.Dillard, A.L.Tappel / / Anal. Biochem. - 1973.-V.52, Nol. -Р. 1-9.
25. Folch J.A simple method for the isolation and purification of lipids from animal tissues / J.Folch, M.Lees, G.M.Stone- Stanly // J. Biol. Chem. - V.226, No 2. - P. 497-509.
26. Nagorney D.M., J.A. van Heerder, M.S. and M.A. Adson. Primary hepatic malignancy: Surgical management and determinants of survival // Surgery. - 1989. - V.106, No.4. -P.446.
27. Rosenthal H.L. and Cundiff H. Clin. Chim. - 1956. -No2. - P.394. Whihe A., Handler P. & Smith E.L. Principles of Biochemistry. - N.Y.: McGraw - Hil Booc Co. - 1973. - P.111-112.
28. Paglia D.E., Valentine W. Studies on the quantitative and quantitative characterrization of erythrocyte glutathione peroxidase / D.E.Paglia, W.Valentine // J. Lab. Clin. Med. - 1967. -V.70, No2. - P.158-169.
29. Plazer Z. Lipoperoxidationsysteme in biologischen Material. 2 Mitt. Bestimung der Lipoperoxidation im Saugetierorganismus // Nahrung. - 1968. - Bd. 12, No 6. - S. 679-684.
30. Racker E. Giutathione reductase from baker's yeast and beef liver // J.Biol. Chem. - 1955.-V.217, No 2. - P.855-865.
31. Sedlak J.Estimation of Total, Pratein- Bound and Nonprotein Sulfhydryi Groups in Tissue with Ell wan»s Reagen t/ J.Sedlak, R.A.Lindsey // Analyt. Biochem. - 1968. - V.25. -P.192-205.
32. Stirpe F., Della Corte E. The regulation of rat liver xanthine oxidase. Cinversion in vitro of enzyme activity from dehydrogenase (type D) to oxidase (type O)/ F.Stirpe, E.Della Corte // J. Biol. Chem. - 1969. - V.244, No 14. - P.3855-3863.
КОНВАЙ Владимир Дмитриевич, доктор медицинских наук, профессор кафедры биохимии, заведующий лабораторией ЦНИЛ ОГМА. ВОРОНОВ Олег Эдуардович, кандидат медицинских наук, ассистент кафедры онкологии.
Дата поступления статьи в редакцию: 20.12.2007 г. © Конвай В.Д., Воронов О.Э.
Информация
Компании ЗАО «Интернет-ресурсы» (РИНТИ, г. Москва) и «Медицинские компьютерные технологии» (МКТ, г. Краснодар) заключили соглашение о партнерстве в сфере информационных технологий в здравоохранении и медицинском страховании.
Компания ЗАО «Интернет-ресурсы» имеет опыт разработки систем автоматизации бизнеса на российском рынке в области страхования, в том числе медицинского, торговли, туристического бизнеса, сферы услуг.
Компания ООО «Медицинские компьютерные технологии» имеет опыт реализации на российском рынке проектов в области разработки, поставки, внедрения и сопровождения программных комплексов для здравоохранения и системы обязательного медицинского страхования.
С учетом вышеизложенного партнеры имеют намерение объединить возможности и накопленный опыт компаний с целью обеспечения наиболее полного удовлетворения требований предприятий и организаций рынка Российской Федерации, СНГ и стран Балтии в области комплексной автоматизации их деятельности.
ЗАО «Интернет-ресурсы» предоставило МКТ право на распространение собственных продуктов, включая лицензии на входящие в них продукты корпорации Microsoft, на основании письма корпорации Microsoft в адрес РИНТИ.
Стороны намерены предоставить собственные продукты для формирования комплексных решений для органов управления здравоохранением, медицинских и лечебных учреждений, страховых медицинских организаций.
Контактная информация: www.rinti.ru, 8 495 247 9155, E-mail: danil@rinti.ru
