CC BY
22ЛИТЕРАТУРА
1. Барановский П.М. Природные очаги туляремии луго-полевого типа в современных условиях ведения сельского хозяйства. Дисс. канд. биол. наук. М., 1991.
2. Демидова Т.Н., Лебедева Н.Н., Днепров Д.Ю. Основные пространственные закономерности эпидемического проявления туляремии в Европейской России. Компьютерно-картографические исследования в эпидемиологии. Сб.научных трудов. М., 1992.
3. Демидова Т.Н., Горшенко В.В., Попов В.П. и др. Анализ заболеваемости туляремией на территории Российской Федерации в 2001 — 2004 гг. Актуальные вопросы эпидемиологии инфекционных болезней. Сб. научных трудов. М., ГОУ ВУНМЦ МЗ РФ, 2006.
4. Доброхотов Б.П., Мещерякова И.С. Новый метод выявления эпизоотий туляремии. Журн. микробиол. 1969, 2: 38-43.
5. Кирьянова Л.С., Хайтович А.Б., Коваленко И.С. и др. Использование географических информационных технологий в эпидемиологической диагностике особо опасных инфекций. Проблемы особо опасных инфекций. 2004, 87: 24-27
6. Маненкова Г.М., Родина Л.В., Цвиль Л.А. и др. Молочная вспышка туляремии в Москве. Журн.микробиол. 1996, 5: 123-124.
7. Мещерякова И.С. Туляремия: современная эпидемиология и вакцинопрофилактика (К 80-летию создания первой туляремийной лаборатории в России). Журн. эпидемиол. и вакцинопроф. 2010, 2 (51): 17-22.
8. Окунев Л.П., Мазепа А.В., Чеснокова М.В. и др. Эпизоотолого-эпидемиологическая ситуация в природных очагах туляремии Сибирского и Дальневосточного федеральных округов в 2011 г. и прогноз на 2012 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2012, 111: 34-36.
9. Олсуфьев Н.Г., Доброхотов Б.П. Туляремия. География природноочаговых болезней человека в связи с задачами их профилактики. М., Медицина, 1969.
10. Олсуфьев Н.Г., Дунаева Т.Н. Природная очаговость, эпидемиология и профилактика туляремии. М., Медицина, 1970.
11. Попов В.П., Орлов Д.С. Эпизоотологическая и эпидемиологическая обстановка в природных очагах туляремии на территории Центрального федерального округа Российской Федерации в 1992 — 2011 гг. Проблемы особо опасных инфекций. 2012, 114: 10-14.
12. Санитарно-эпидемиологические правила СП 3.1.7.2642-10. Профилактика туляремии. М., 2010.
Поступила 01.12.14
Контактная информация: Демидова Татьяна Николаевна, к.б.н.,
123098, Москва, ул Гамалеи, 18, р.т. (499)193-73-51
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
Ю.К.Кулаков, М.Д.Новикова, Т.А.Толмачева, \М.М.Желудков\
РОЛЬ ЛАБОРАТОРНЫХ МЕТОДОВ В ЭПИДНАДЗОРЕ ЗА ВСПЫШКАМИ БРУЦЕЛЛЕЗА НА ТЕРРИТОРИИ ЗООПИТОМНИКА МОСКОВСКОГО ЗООПАРКА
Федеральный научно-исследовательский центр эпидемологии и микробиологии им. Н.Ф.Гамалеи, Москва
Цель. Оценка роли современных методов в эпиднадзоре за вспышками бруцеллеза среди сотрудников подсобного хозяйства на территории зоопитомника Московского зоопарка. Материалы и методы. В течение 2003 — 2013 гг. 2 раза в год проводили исследования сывороток крови у более чем 200 сотрудников зоопитомника, работающих в период эпизоотии мелкого и крупного рогатого скота в подсобном хозяйстве зоопитомника. Использовали комплекс лабораторных методов на бруцеллез: разновидности традиционного серологического метода агглютинации в пробирках — реакция Райта (РА), на стекле — реакция Хеддльсона , анти-глобулиновой реакции Кумбса; иммуноферментный анализ
с иммунодоминантным S-ЛПС; полимеразную цепную реакцию в режиме реального времени с праймерами на основе родовой мишени гена белка BCSP31. Результаты. После ликвидации эпизоотии бруцеллеза овец в 2003 г. в хозяйстве зоопитомника процент положительно реагирующих на бруцеллез сотрудников сократился с 42,7 до 15,9 — 17,2 в 2005 — 2006 гг. ПЦР-РВ в 5,8 раза эффективнее по сравнению с ИФА выявляла инфицирование людей в период эпизоотии. Повторение эпизоотии бруцеллеза в 2007 г. и 2009 г. среди крупного рогатого скота и 2-летнего яка инициировало увеличение числа инфицированных работников, которые ранее (2003 — 2006 гг.) не реагировали на бруцеллез. В 2012 — 2013 гг. не выявлялись острые клинические формы бруцеллеза и снижались титры антител в ИФА у ранее инфицированных сотрудников при отсутствии эпизоотий бруцеллеза в зоопитомнике. За весь период обследования выявлено 30 сотрудников, инфицированных возбудителем бруцеллеза, среди которых у 10 человек развились клинические формы бруцеллеза (6 — острый, 4 — хронический). Заключение. Эпиднадзор в течение 11 лет на основе комплекса лабораторных методов позволил регистрировать вспышки бруцеллеза и инфицирование сотрудников зоопитомника в периоды эпизоотий 2003, 2007 и 2009 гг. ПЦР-РВ — эффективный метод выявления инфицирования людей в периоды эпизоотий бруцеллеза в зоопитомнике. ИФА — чувствительный метод при хронических формах бруцеллеза в периодах между и после эпизоотий в сравнении с ПЦР-РВ. Разновидности традиционного серологического метода диагностики показали меньшую чувствительность, информативность с большей продолжительностью анализа по сравнению с ПЦР-РВ и ИФА.
Журн. мкробиол., 2015, № 2, С. 31—38
Ключевые слова: активный эпиднадзор, вспышки и эпизоотии бруцеллеза, ПЦР-РВ, ИФА, серологические реакции на бруцеллез
Yu.K.Kulakov, M.D.Novikova, T.A.Tolmacheva, \M.M.Zheludkov\
ROLE OF LABORATORY METHODS IN EPIDEMIC CONTROL OF BRUCELLOSIS OUTBREAKS IN MOSCOW ZOO NURSERY
Gamaleya Federal Research Centre of Epidemiology and Microbiology, Moscow, Russia
Aim. Evaluation of the role of contemporary methods in epidemic control of brucellosis outbreaks among employees of auxiliary facilities in Moscow zoo nursery. Materials and methods. During 2003 — 2013, biannually, sera from more than 200 employees of the nursery, that work during periods of epizootics of small and large cattle in nursery auxiliary facilities, were studied. A complex of laboratory methods for brucellosis was used: variations of traditional serologic agglutination method in tubes — Wright's reaction (WR), on glass — Huddleston's reaction, Coombs' anti-globulin reaction; enzyme immunoassay with immune-dominant S-LPS; real time polymerase chain reaction with primers based on genus target of BCSP31 protein gene. Results. After eradication of sheep brucellosis in 2003, the percentage of nursery facility employees, that react positively to brucellosis, has decreased from 42.7% to 15.9 — 17.2% in 2005 — 2006. RT-PCR detected human infection during epizootics 5.8 times more effectively compared with EIA. The repetition of the brucellosis epizootics in 2007 and 2009 among large cattle and a 2-year yak had initiated a rise in infection rate among employees, that had not previously (2003 — 2006) reacted to brucellosis. Acute clinical forms of brucellosis were not detected in 2012 — 2013 and antibody titers in EIA in previously infected employees have decreased in the absence ofbrucellosis epizootics in the nursery. 30 employees, infected with brucellosis causative agent, were detected for the entire period of examination, among those 10 individuals had developed clinical forms of brucellosis (6 — acute, 4 — chronic). Conclusion. Epidemic control for 11 years, based on a complex of laboratory methods, allowed to register infection and outbreaks of brucellosis in the nursery employees during epizootics of 2003, 2007 and 2009. RT-PCR — effective method of detection of infection in humans during brucellosis periods in the nursery. EIA — sensitive method during chronic forms of brucellosis in the periods between and after epizootics compared with RT-PCR. A variation of a traditional serologic method of diagnostics has shown a lower sensitivity, informa-tivity with a larger duration of analysis compared with RT-PCR and EIA.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2015, No. 2, P. 31-38
Key words: active epidemic control, outbreaks and epizootics of brucellosis, RT-PCR, EIA, serologic reactions for brucellosis
ВВЕДЕНИЕ
Бруцеллез — особо-опасная зоонозная инфекция, которая приводит к экономическим потерям в сельском хозяйстве и создает серьезные проблемы практического здравоохранения в России, связанные с состоянием и оценкой здоровья людей после контактов с больными животными. Современный бруцеллез характеризуется хроническим течением в более 70% случаев и инвалидизацией до 30% у больных трудоспособного возраста [11, 12].
Заболеваемость бруцеллезом у людей связана с эпизоотиями среди основных сельскохозяйственных животных — крупного и мелкого рогатого скота, который в этом случае становится источником инфекции для людей [14].
Социально-экономические преобразования в сельском хозяйстве страны в 90-х годах прошлого века привели к созданию многочисленных мелких частных хозяйств. В условиях недостаточного финансирования ветеринарной службы и сокращения лабораторных исследований скот в частном секторе оказывался вне ветеринарного контроля. Трансграничные перемещения животных частных владельцев часто проходили вне таможенного и ветеринарного контроля, а владельцы больных животных были не в состоянии проводить дорогостоящие противобруцел-лезные мероприятия, что негативно воздействует на эпизоотическую ситуацию в России [6, 10, 12].
Эпиднадзор за бруцеллезом — это комплексное наблюдение за инфекцией c анализом многолетней динамики заболеваемости людей в целом по России, в округах и на конкретных территориях повышенного риска заражения, содержащих очаги бруцеллезной инфекции среди сельскохозяйственных животных[2, 10]. При разработке и введении эффективной системы эпиднадзора бруцеллеза следует учитывать ряд проблемных особенностей этой инфекции: частое хроническое течение инфекции у людей и животных, различную продолжительность инкубационного периода, неспецифическую клиническую симптоматику, возможность латентного течения инфекции [6, 12, 14]. Лабораторные методы устанавливают точный диагноз и выступают в качестве ключевого звена в системе эпиднадзора за бруцеллезом [9, 14]. Эффективность эпиднадзора напрямую зависит от главных требований лабораторного анализа: высокой чувствительности, специфичности и быстроты выполнения [8, 9].
До настоящего времени в очагах бруцеллеза одновременно широко не используются комплексные лабораторные методы диагностики, что не позволяет объективно сравнить их эффективность и определить их роль в эпиднадзоре. В представленной работе в течение 2003 — 2011 гг. использовали различные лабораторные методы диагностики для анализа инфицированности и заболеваемости людей в подсобном хозяйстве зоопитомника Московского зоопарка, расположенного в 100 км от Москвы. В результате трансграничного перемещения из Таджикистана в конце 2002 года больных бруцеллезом овец в апреле 2003 г. возникла вспышка бруцеллеза среди сотрудников зоопитомника, контактировавших с больными животными.
Цель работы — оценить роль методов лабораторной диагностики бруцеллеза в непрерывном по времени эпиднадзоре за вспышками бруцеллеза людей на территории подсобного хозяйства в зоопитомнике Московского зоопарка.
3. ЖМЭИ 2 № 12-2015
33
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
В течение 2003 — 2013 гг. 2 раза в год исследовали сыворотки крови у более чем 200 сотрудников зоопитомника (2003 г. — 89, 2004 г. — 100, 2005 г. — 69, 2006 г. — 58, 2007 г. — 62, 2008 г. — 60, 2009 г. — 70, 2010 г. — 70, 2011 г. — 60, 2012 г. — 74, 2013 г. — 73), находящихся и работающих в очаге бруцеллеза, с применением комплекса лабораторных методов на бруцеллез.
Серологические реакции агглютинации в пробирках по Райту (РА), на стекле по методу Хеддльсона (РХ), анти-глобулиновой пробы Кумбса (РК) проводили по [9].
Постановку ИФА осуществляли в твердофазном варианте по методике [5]. Для сенсибилизации планшетов использовали иммунодоминантный S-ЛПС Brucella abortus 99 в концентрации 10 мкг/мл в 0,1 М фосфатно-солевом буфере pH 7,4 (ФСБ). Иммобилизацию проводили при 4°C в течение 16 ч, затем удаляли трехкратной промывкой ФСБ с 0,005% твин-20 несвязавшийся антиген. В лунки добавляли по 100 мкл испытуемых сывороток с разведения 1:100 и титровали в ФСБ до 1:12 800. Реакцию взаимодействия антиген-антитело проводили 1 ч при 37°C с последующей промывкой. Добавляли в лунку 100 мкл пероксидазного античеловеческого конъюгата производства ФНИЦЭМ им. Н.Ф.Гамалеи в рабочем разведении 1:400 и инкубировали при 37°С в течение 40 мин. После пятикратной промывки вносили субстрат-индикаторный раствор, содержащий 0,04% 0-дифенилендиамина в 0,05 М цитратно-фосфатном буфере pH 6,0 c 0,04% раствором перекиси водорода в том же объеме. Через 10 мин. реакцию останавливали добавлением 50 мкл 1 N раствора серной кислоты. Реакцию учитывали на планшетном фотометре Multiskan FC фирмы «Thermo Fisher Scientific» (Финляндия) при длине волны 492 нм. Положительным считали результат, более чем в 2 раза превышающий оптическую плотность в лунках с отрицательным контролем, диагностическим титром являлось разведение 1:200. Статистическую обработку данных проводили с использованием критерия Стьюдента.
ПЦР-РВ для детектирования ДНК бруцелл в клинических образцах сывороток основывалась на мишени ДНК гена BCSP31, кодирующего один из поверхностных белков бруцелл размером 31 кД с использованием методики выделения ДНК на сорбенте Silica (SiO2) [8]. Bносили 100 мкл сыворотки в пробирку c 500 мкл лизирующе-го буфера (6 M GuSCN гуанидин тиоционат, 20 mM EDTA, 10 mM Tris-HCl pH 6,5, 2% Triton X-100). После растворения добавляли 20 мкл 4% сорбента (Silica, «Хеликон», Россия). Содержимое пробирок перемешивали на вортексе в течение 30 сек. и осаждали сорбент центрифугированием при 1000 об/мин в течение 20 секунд. Осадок отмывали последовательно: в 500 мкл отмывочного буфера 1 (6 M GuSCN гуанидин тиоционат, 20 mM EDTA, 10 mM Tris-HCl pH 6,5), дважды в 500 мкл отмывочного буфера 2 (25% изопропанола, 25% этанола, 100 mM NaCl и 10 mM Tris-HCl pH 8,0) и в заключение в 500 мкл отмывочного раствора 3 (70% этанола 10 mM NaCl). В пробирки с высушенным при комнатной температуре сорбентом добавляли 40 мкл элюирующего ТЕ буфера (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 1 mM EDTA). Элюцию ДНК с сорбента проводили в водяной бане 10 мин при 65°С, после центрифугирования при 10 000 об/мин в течение 5 мин супернатант содержал очищенную матричную ДНК.
Амплификацию в 2003 — 2011 гг. проводили в 25 мкл реакционной смеси следующего состава: 67 мМ трис-НО рН 8,6, 2,5 мМ MgCl2, 16,6 мМ ^Н4)2 SO4 , 0,2 мМ каждого из дНТФ, по 6 рmol каждого праймера и 1,5 ед. Tag-полимеразы («Силекс» Россия) и 10 мкл выделенной ДНК. Родоспецифические праймеры на последовательности гена BCSP31 из 19 нуклеотидов, фланкирующих фрагмент в 260 нуклеотидных пар (н. п.): прямой праймер Br1 5'-AGT CAG ACG TTG CCT ATT G-3* и обратный праймер Br2 5х- GTG TTC AGC CTT GAT ATC G-3 в концентрации 6 pm. В 2012 -2013 гг. использовали реагенты (кат. номер R-402) фирмы «Синтол» (Россия) с интер-калирующим красителем SYBR Green. Положительным контролем служили 10 нг ДНК референтных штаммов бруцелл. ПЦР-РВ проводили на приборе Rotor Q фирмы
«Qiagen» (США). Амплификацию проводили при следующих температурных режимах: 94°С — 1 мин 30 сек, 94°С — 20 сек, 54°С — 20 сек, 72°С — 20 сек — 5 циклов и 94°С — 1 сек, 54°С — 1 сек, 72°С — 1 сек — 45 циклов. Специфичность амплификационных продуктов подтверждали пиками плавления в диапазоне 70 — 99°С.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Сравнение динамики изменения инфицированности среди обследуемых сотрудников зоопитомника в 2003 — 2013 гг. показало, что максимальное знчение этого показателя (42,7%) наблюдалось в начальный период эпизоотии бруцеллеза овец в 2003 г. В послеэпизоотический период 2005 — 2006 гг. инфицированность уменьшалась до 15,9 — 17,2%. Но в 2007 и 2009 гг. вновь поднялась до 27,4 и 35,7% с охватом новых сотрудников, которые ранее (2003 — 2006 гг.) не реагировали на бруцеллез. В это время (2007 и 2009 г.) в зоопитомнике зарегистрировали эпизоотию бруцеллеза среди крупного рогатого скота и 2-летнего яка. В последующие 2010 — 2013 гг. инфицированность снижалась до 10,5 — 11,4 и 9,6 — 6,6% соответственно без выявления новых случаев клинических форм бруцеллеза.
За весь период обследования в течение 11 лет среди контактирующих с больными животными сотрудников зоопитомника выявлено 42,2% (30 человек в абсолютных цифрах), инфицированных возбудителем бруцеллеза, среди них у 14% (10 человек) болезнь перешла в клинические формы (6 — острый, 4 — хронический).
Таким образом, эпизоотии бруцеллеза мелкого и крупного рогатого скота в зоо-питомнике коррелировали по времени с подъемами инфицированности людей и определяли вспышки бруцеллеза среди обслуживающего персонала зоопитомника.
Сравнение эффективности использования методов ПЦР-РВ и ИФА на протяжении 11 лет мониторинга бруцеллеза показало, что в период возникновения эпизоотии в 2003 г. ПЦР-РВ (32,6%) выявляла инфицированность людей в 5,8 раза эффективней по сравнению с ИФА (5,6%). На следующий 2004 г. ликвидации эпизоотии положительные диагностические титры (1:200 и выше) в ИФА регистрировали у 14,0% всех обследованных (приближались к показателям ПЦР-РВ — 18,0%).
В межэпизоотический период 2005 — 2006 гг. ИФА по эффективности (8,7 — 10,3%) в 6,2 — 3,0 раза превышал ПЦР-РВ (1,4 — 3,4%). В периоды эпизоотии 2007 и 2009 гг. эффективность ИФА повышалась до значений 22,6 и 21,4%, что в 1,55 — 3,01 раза превышало показатели ПЦР-РВ (14,5 — 7,1%).
В послеэпизоотический период 2010 — 2013 гг. положительный ИФА уменьшался до 10,5 — 12,0 и 7,4 — 5,1% соответственно, но в более чем 4 раза превосходил ПЦР-РВ (2,4 — 0%).
Изучение динамики значений положительных титров ИФА контактных сотрудников в течение 11 лет показало, что титры антител у контактных сотрудников повышались к 2007 г. в период начала эпизоотии и относительно стабилизировались к 2009 г. Но в 2010 — 2011 гг. происходило максимальное повышение титров (до 3,3 log 2), которое могло быть связанно с присутствием в зоопитомнике больных бруцеллезом животных, не идентифицированных ветеринарной службой. В 2012 — 2013 гг. происходило снижение титров антител у инфицированных сотрудников, что соответствовало заявлениям ветеринарной службы об отсутствии бруцеллеза среди животных зоопитомника.
Сравнение эффективности трех разновидностей традиционного серологического метода агглютинации показало, что РХ оказалась наиболее эффективной как в периоды эпизоотий (от 13,5 до 18,6%), так и в межэпизоотический период (14,5 — 15,5%) и снижалась после эпизоотии (4,9 — 2,9%). РК подтверждала эффективность в диагностике хронических форм бруцеллеза в межэпизоотии (10,1%) и в разгар эпизоотии (12,9%). РА была положительной преимущественно при острой форме развившегося бруцеллеза, обострении хронической инфекции и регистрировалась в небольшом
проценте случаев в период эпизоотий (3,4 — 3,2%) и в периоды межэпизоотий (7,2 - 6,6%).
В целом традиционные серологические тесты показали меньшую чувствительность, информативность и большую продолжительность до 2 дней анализа, по сравнению с ПЦР-РВ и ИФА.
ОБСУЖДЕНИЕ
Для эффективного осуществления эпидемиологического надзора за бруцеллезной инфекцией необходимо активно использовать лабораторные методы диагностики в очагах бруцеллеза людей и животных.
В настоящее время только активное экспедиционное выявление больных бруцеллезом (не по обращаемости больного) сможет приблизить к реальному показателю заболеваемости людей в России. При этом необходимо на каждой административной территории, в каждом эпидемическом очаге бруцеллеза на основе лабораторных методов диагностики своевременно осуществлять адекватные лечебные и профилактические мероприятия с изучением и установлением всех факторов, определяющих эпизоотический и эпидемический процессы. Экспедиционный подход был реализован в 30-х годах ХХ века для изучения бруцеллеза на практике П.Ф.Здродовским и П.А.Вершиловой [1, 2 ]. По инициативе П.Ф.Здродовского в 1936 г. Наркомздрав СССР организовал республиканские и краевые бруцеллезные станции, через которые бруцеллезная лаборатория ВИЭМ координировала практическую реализацию такого подхода. Война помешала реализовать в полной мере их возможности. Экспедиции продолжились в 50 — 60-е годы, доказывая свою состоятельность и эффективность в периоды опасных эпизоотий козье-овечьего бруцеллеза [2, 3].
Многолетние эпизоотологические и эпидемиологические исследования очагов бруцеллезной инфекции и динамики их течения в Молдавской республике в 70-х годах доказали эффективность комплексного подхода с использованием серологических методов диагностики при проведении противобруцеллезных мероприятий [13]. Но использование одной серологии не позволяет дать полную характеристику очага инфекции и сделать заключение о ликвидации бруцеллезной инфекции в эпидемическом очаге [14].
Очаги бруцеллеза в России после ликвидации источника инфекции в подавляющем большинстве случаев не подвергаются активному и последовательному по времени эпидемиологическому надзору. Как правило, заключения об эпидемическом благополучии по бруцеллезу животных и людей на территории очагов делается на основе пассивного мониторинга статистической службой Роспотребнадзора об отсутствии новых случаев первично-регистрируемого бруцеллеза людей при обследовании по обращению. В этой связи, в противовес существующей тенденции анализа очагов бруцеллеза нами проведено активное, непрерывное в течение 11 лет, обследование сотрудников с высоким риском заражения в очаге бруцеллеза, имеющем специфические особенности, благоприятствующие возникновению вспышек среди людей.
Очаг бруцеллеза возник в подсобном хозяйстве зоопитомника Московского зоопарка в результате трансграничного перемещения из Таджикистана в конце 2002 г. больных овец, не прошедших предварительного ветеринарного освидетельствования, и последующих грубых нарушениях ветеринарно-санитарных правил их размещения. Зоопитомник находится в 100 км от Москвы, основной задачей его является разведение редких, трудноразводимых в неволе видов зверей и птиц. Для этой цели зоопи-томнику предоставлена территория протяженностью около 200 га, многочисленный и часто меняющийся обслуживающий персонал, специалисты-зоологи, ветеринары и др. В отличие от обычных животноводческих ферм в подсобном хозяйстве содержат, разводят и привозят туда мелкий и крупный рогатый скот, служащий кормом для хищников зоопитомника Московского зоопарка. Подсобное хозяйство зоопитомни-
ка занимает территорию около 50 га с пастбищами и сенокосами, где содержится крупный, мелкий рогатый скот и птицы.
После применения радикальных методов борьбы с овечьим бруцеллезом (убой всех имеющихся в подсобном хозяйстве овец в 2003 г.) регистрация новых случаев инфицирования контактных сотрудников зоопитомника резко снизилась на 2 году (в 3 раза) и прекратилась на 3 и 4 году от начала регистрации эпизоотического очага. Однако в 2007 и 2009 гг. вновь были выявлены свежие случаи инфицирования людей, ранее не имеющих положительных реакций на бруцеллез. По предположению ветеринарной службы невыявленным источником инфекции для нового инфицирования людей явилась матка яка, произведшая больное потомство, обнаруженное только в 2009 г.
Ветеринарная служба зоопитомника не проводила бактериологические посевы крови и внутренних органов больных животных в периоды эпизоотий, культуры бру-целл не были выделены и вид бруцелл не был идентифицирован для каждой эпизоотии, все заключения основывались на положительных серологических реакциях.
При наблюдении контактных сотрудников в очаге бруцеллеза число инфицированных составило 42,2%, у 27,5% из них положительный IgG иммунный ответ в ИФА сохранялся в течение всего периода наблюдения при отсутствии клинических проявлений болезни. Но клинические формы бруцеллеза среди всех наблюдавшихся контактных сотрудников были диагностированы у 14,7% — 10 человек (6 — острый, 4 — первично-хронический бруцеллез).
Результаты проделанной работы позволили сравнить эффективность и определить роль каждого метода в эпиднадзоре за бруцеллезной инфекцией. В соответствии с патогенезом бруцеллеза в острой фазе заболевания наибольшее количество возбудителя присутствует в фагоцитах крови, разносящих бруцеллы в паренхиматозные органы для последующего хронического внутриклеточного персистирования в различного типа клетках хозяина [4, 7].
Полученные нами данные подтверждают значение метода ПЦР, который выявляет ДНК возбудителя, соответствующее десяткам клеток, что позволяет косвенно заключить о присутствии бруцелл в фагоцитах крови при положительных результатах этого анализа [4, 7].
ПЦР явилась наиболее эффективным методом выявления инфицирования людей в очаге бруцеллеза, когда положительные результаты коррелировали по времени с выявлением эпизоотий больных бруцеллезом животных в зоопитомнике. Но положительный результат в ПЦР не всегда свидетельствовал о наличии активного инфекционного процесса, ДНК бруцелл выявляли у сотрудников без клинических признаков заболевания. Этот метод может служить критерием полноты ликвидации очагов бруцеллеза.
ИФА является методом, выявляющим на основной иммунодоминантный О-антиген большое количество разных IgG, продукция которых начинается спустя 2 — 3 недели после инфицирования, при этом антительный ответ может сохраняться на протяжении десятков лет [4, 8]. В этом заключается более высокая чувствительность ИФА по сравнению с ПЦР при диагностике хронических форм бруцеллеза в периодах между эпизоотиями и после них.
Низкая чувствительность серологического метода не позволяет реально оценить инфицированность персонала и возможные контакты с инфекцией. РА регистрировалась в основном при острых формах бруцеллеза.
Таким образом, зоопитомник можно было считать оздоровленным от бруцеллезной инфекции, начиная с 2012 — 2013 гг. при отсутствии свежих случаев инфицирования (регистрация ПЦР-РВ, ИФА и традиционная серология) и при снижении титров ИФА у всех сотрудников с хроническим бруцеллезом. Использование комплекса лабораторных методов на бруцеллез контактных сотрудников также позволяет косвенно сделать заключение об эпидемическом благополучии по бруцеллезу животных в зоопитомнике.
ЛИТЕРАТУРА
1. Бруцеллез. Труды экспедиции ВИЭМ по изучению овечьего бруцеллеза (1933 — 1936). Под ред. П.Ф.Здродовского. М., ВИЭМ,1937.
2. Вершилова П.А., Голубева А.А. Бруцеллез в СССР и пути его профилактики. М., Медицина, 1970.
3. Вершилова П.А., Чернышева М. И., Князева Э. Н. Патогенез и иммунология бруцеллеза. М., Медицина, 1974.
4. Желудков М.М., Кулаков Ю.К., Алексеева Н.В., Толмачева Т.А. Использование имму-ноферментного анализа и полимеразной цепной реакции для оценки персистенции возбудителя бруцеллеза. Журн. микробиол. 2003, 4: 67-71.
5. Желудков М.М., Павлова И. П., Умнова Н. С., Перекопский И.С. Иммуноферментный метод в диагностике бруцеллеза у людей. Журн. микробиол. 1988, 8: 59-63.
6. Желудков М.М., Цирельсон Л^., Горшенко В.В., Кулаков Ю.К. Эпидемические проявления современного бруцеллеза в Российской Федерации. Эпидемиология и вакци-нопрофилактика. 2009, 10: 38-40
7. Кулаков Ю.К., Желудков М.М. Молекулярные основы персистенции бруцелл. Журн. микробиол. 2006, 4: 72-77.
8. Кулаков Ю.К., Желудков М.М., Толмачева Т.А., Цирельсон Л. E. Метод ПЦР в лабораторной диагностике бруцеллеза. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2010, 2 (51): 29-33.
9. Методические указания «Профилактика и лабораторная диагностика бруцеллеза людей» (МУ 3.1.7.1189-03). М., МЗ РФ, 2003.
10. Онищенко Г. Г., Симкалова Л. М. Совершенствование федерального эпидемиологического надзора, обеспечение биологической безопасности населения Российской Федерации. Журн. микробиол. 2013, 5: 27-35.
11. Цирельсон Л^. Желудков М.М. Бруцеллез в России: профессиональные заболевания и трудовой прогноз. Эпидемиология и инфекционные болезни. 2011, 5: 43-47.
12. Цирельсон Л^., Желудков М.М., Кулаков Ю.К., Хадарцев О.С., Скляров О.Д. К эпидемиологической и иммунологической оценке очагов бруцеллеза в России. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2012, 5 (66): 18-22.
13. Шляхов Э.Н., Андриеш Л.П. Ликвидация очагов бруцеллеза. Кишинев, Штиинца, 1972.
14. Godfroid J., Scholz H.C., Barbier T. et al. Brucellosis at the animal/ecosystem/human interface at the beginning of the 21st century. Preventive Veterinary Medicine. 2011, 102: 118-31.
nocmynwia 01.12.14
Контактная информация: Кулаков Юрий Константинович, к.м.н.,
123098, Москва, ул. Гамалеи 18, р.т. (499)193-55-59
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
И.А.Потемкин1, М.А.Лопатухина1, О.А.Гаджиева2, Е.Л.Прохорова2, А.Дьяррассуба1, О.В.Исаева1, Т.В.Кожанова1, О.Е.Иванова1'3, О.В.Силенова1, Н.Х.Сетдикова4, К.К.Кюрегян1, М.И.Михайлов1
РАСПРОСТРАНЕННОСТЬ МАРКЕРОВ ГЕПАТИТА Е У ДЕТЕЙ
1Институт полиомиелита и вирусных энцефалитов им.М.П.Чумакова, Московская обл.; 2НИИ нейрохирургии им. Н.Н.Бурденко, Москва; 3Предприятие по производству бактерийных и вирусных препаратов Института полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П.Чумакова, Московская обл.; 4ГНЦ Институт иммунологии, Москва
Цель. Определение частоты выявления маркеров перенесенной и текущей ВГЕ-инфекции среди детей с иммуносупрессией, а также детей с нормальным иммунным статусом. Материалы и методы. На наличие маркеров ВГЕ (анти-ВГЕ IgG и ^М, РНК ВГЕ) исследовали 609 образцов сывороток детей с неврологическими патологиями, 87 образцов — от детей с иммунодефицитами, а также 3122 образца — от условно здоровых
