CC BY
56
ПРОБЛЕМЫ ЭКОЛОГИИ И РАЦИОНАЛЬНОГО ПРИРОДОПОЛЬЗОВАНИЯ.
БИОТЕХНОЛОГИИ PROBLEMS IN ECOLOGY AND RATIONAL NATURE MANAGMENT. BIOTECHNOLOGIES
УДК 57.085
DOI: https://doi.org/10.25686/2306-2827.2021.1.94
РАЗРАБОТКА РЕЖИМА СТЕРИЛИЗАЦИИ ВЗРОСЛОГО И ЮВЕНИЛЬНОГО БИОМАТЕРИАЛА ДУБА ЧЕРЕШЧАТОГО (QUERCUS ROBUR L.) ДЛЯ ВВЕДЕНИЯ В КУЛЬТУРУ ТКАНЕЙ
В. Г. Краснов, Р. В. Сергеев, Е. М. Романов, А. А. Тимаков
Поволжский государственный технологический университет, Российская Федерация, 424000, Йошкар-Ола, пл. Ленина, 3 E-maill: [email protected]
В работе представлены результаты экспериментального исследования по получению стерильных морфогенных эксплантов из взрослого дерева и ювенилъного материала дуба черешчатого. Максимальное количество стерильных эксплантов —76,7 % — получено при обработке почек 5 % раствором гипохлорита кальция в течение 15 минут. При использовании Лизоформина 3000 лучший результат показало использование 10% раствора в течение 10 минут. При этом 86,7 % эксплантов были стерильные и морфогенные. Последующее увеличение концентрации данного стерилизатора приводило к гибели эксплантов. Максимальное количество здоровых эксплантов выявлено при стерилизации ювенилъного материала дуба черешчатого в течение четырёх минут в 3% растворе Лизоформина 3000.
Ключевые слова: in vitro дуба; микроклональное размножение; стерильная культура.
Введение. Дуб черешчатый (£)иегсш гоЪиг Ь.) — одна из главных древесных пород в лесном фонде России. С одной стороны, он характеризуется значительной хозяйственной ценностью, с другой - доминирует в самых богатых по видовому составу и выполнению экологических функций лесных экосистем региона.
Традиционно дуб черешчатый размножается семенным путём. Вегетативное размножение используется редко, в ос-
новном при создании лесосеменных плантаций. Методами лесной биотехнологии, в том числе размножением в культуре in vitro, можно получить более здоровый посадочный материал, сохранивший ценные свойства плюсовых деревьев, что облегчит создание лесосеменных плантаций и вместе с другими мероприятиями позволит не только сохранить, но и повысить производительность насаждений дуба в Европейской части страны.
© Краснов В. Г., Сергеев Р. В., Романов Е. М., Тимаков А. А., 2021.
Для цитирования: Краснов В. Г., Сергеев Р. В., Романов Е. М., Тимаков А. А. Разработка режима стерилизации взрослого и ювенилъного биоматериала дуба черешчатого ((Зиегсш гоЬиг Ь.) для введения в культуру тканей // Вестник Поволжского государственного технологического университета. Сер.: Лес. Экология. Природопользование. 2021. № 1 (49). С. 94-103. Б01: https://doi.org/10.25686/2306-2827.2021.1.94
В связи с важностью сохранения ценного генофонда дубрав микроклональное размножение дуба черешчатого является актуальным направлением.
Размножение методом in vitro имеет ряд преимуществ перед традиционными способами: 1) даёт возможность получения генетически однородного посадочного материала; 2) освобождение растений от различного рода патогенов; 3) повышает коэффициент размножения; 4) преодолеваются проблемы, связанные с укоренением растений; 5) ускоряются темпы роста растений; 6) создаются «банки» ценных генотипов; 7) возможно проведение работ в течение всего года и экономятся площади, необходимые для выращивания посадочного материала с улучшенными селекционно-генетическими свойствами [1].
Проблема микроклонального размножения дуба отражена в работах Бутовой Г.П. [2], Белоус В.И. [3-5], Белоус С.Ю. и Коломиец Ю. [6], Марчук A.A. [7], Vengadesan G., Pijut P.M. [8], Gatti E., Sgarbi E. [9], Civinova D. [10], Grigo-rescu A. [11], Gatti E. [12] и др.
Клональное микроразмножение включает в себя четыре этапа: 1) стерилизация исходного материала и введение в культуру; 2) массовое размножение in vitro; 3) укоренение микроклонов; 4) адаптация полученных регенерантов к условиям ex-vitro [12-13].
Для успешности введения эксплантов в культуру их подвергают поверхностной стерилизации. Для этого используют различные дезинфицирующие средства на основе соединения хлора, серебра и ртути, т. к. они способны эффективно удалить с поверхности экспланта бактериальную и грибную инфекцию. При стерилизации эксплантов из побегов дуба черешчатого с 5-летних и 80-летних растений хороший результат показало использование 0,02 % раствора мертиолята в течение 10 мин. При этом группе авторов [14] удалось получить 80-100 % жизнеспособных асеп-
тических эксплантов. Сотрудники ВНИИЛГИС-биотех также испытали в качестве стерилизующего вещества раствор «Белизны». Данный раствор оказался не пригодным для растительного материала, полученного выгонкой (50 % асептических культур), но успешным для сеянцев и эксплантов, взятых непосредственно с дерева (88-100 %) [14].
Цель работы - найти оптимальный режим стерилизации для получения мор-фогенных культур при введении разновозрастного материала дуба черешчатого в культуру in vitro.
Задачи исследования: 1) разработать режим стерилизации почек дуба черешчатого; 2) разработать режим стерилизации для микрочеренков, полученных из сеянцев.
Материал и методы исследования
1. Стерилизация почек 50-летнего дерева. Для проведения исследования срезанные с веток почки помещали в водный раствор моющего средства и ставили на магнитную мешалку на 10 минут. Затем почки последовательно промывали проточной водой в течение 5 минут, далее дистиллированной водой три раза.
Дальнейшую стерилизацию проводили в ламинар-боксе. Растительный материал погружали в 70 % этанол на 1 минуту. Затем почки на 5, 10, 15 минут переносили в стерилизующий раствор гипохло-рита кальция (I вариант) с концентрациями 0,5; 1; 1,5 % и в раствор стерилизующего средства Лизоформин 3000 (II вариант) с концентрациями 5, 10, 15 %. В каждом варианте было по 30 эксплантов. После стерилизации почки промывали стерильной дистиллированной водой для удаления остатков стерилизующего вещества: сначала споласкивали в пяти сменах воды, затем ещё пять раз по 2 минуты в отдельных стаканчиках.
После стерилизации экспланты очищали от почечных чешуй скальпелем, освежали базальный срез и переносили эксплант на питательную среду.
Для проведения исследований по получению стерильной морфогенной культуры Quercus robur L. из почек деревьев использовали питательную среду WPM (woody plant medium), которая применяется для культивирования древесных растений [15]. Перед стерилизацией в питательную среду добавляли такие фитогормоны, как 6-БАП, нафтилуксусная кислота (НУК). Питательную среду стерилизовали в автоклаве при режиме 0,7- 0,8 атм., дважды по 15 минут. Посуду и инструменты стерилизовали сухим жаром в сушильном шкафу при температуре 180 °С в течение одного часа. Все работы с асептическими объектами проводили в ламинар-боксе.
Развитие эксплантов, по всем вариантам опыта, после пересадки на питательную среду происходило в культуральной комнате при температуре 23-24 °С, при интенсивности освещения 1800 люкс и фотопериоде 16/8 (16 часов день и 8 часов ночь).
2. Стерилизация ювенильного материала. Для введения в культуру использовали зелёные черенки двухмесячных сеянцев дуба черешчатого, выращенных в лабораторных условиях. Черенки нарезали скальпелем на сегменты 15-20 мм в длину с наличием пазушных почек. После этого черенки замачивали в водном растворе моющего средства Fairy и помещали на магнитную мешалку на 15-20 минут. На следующем этапе сегменты растения промывали проточной водой в течение 30-40 минут.
Все дальнейшие манипуляции с образцами проводили в ламинар-боксе. Сегменты Quercus robur L. помещали на 30— 40 секунд в 70 % этанол, после чего переносили в стерилизующий раствор 3 % Ли-зоформин 3000 с экспозициями: 1, 2, 3, 4, 5 и 6 минут. После этого экспланты отмывали три раза в стерильной дистиллированной воде, удаляли концы, где клетки растений повреждены стерилизующим
агентом, и помещали на питательную среду MS (Murashige and Skoog's medium). Концентрация сахарозы в среде составляла 20 г/л, агар-агара 7 г/л. Культивирование проводили при 23-24 °С, при интенсивности освещения 1800 люкс и фотопериоде 16/8.
Результаты и обсуждение. Лучшие результаты по выходу морфогенных стерильных эксплантов из почек 50-летнего дерева дуба были достигнуты при использовании гипохлорита кальция в концентрации 1,5 % в течение 15 минут (76,7 %) (см. табл. 1).
При использовании Лизоформина 3000 лучшим результатом является применение 10 % концентрации раствора в течение 10 минут. При этом 86,7 % эксплантов были стерильные и морфогенные. Последующее увеличение концентрации данного стерилизатора приводило экспланты к гибели.
Полученные данные были обработаны с использованием двухфакторного дисперсионного анализа, результаты которого приведены в табл. 2.
Концентрация гипохлорита кальция (F(j)aK. 8,89 >Fo,oo5) и время стерилизации (F(j)aK. 10,11 > Fo,oo5) достоверно влияют на выход стерильных морфогенных эксплантов. Из наших данных следует, что наблюдается тесная связь между концентрацией стерилизующего вещества и выходом жизнеспособных эксплантов. Но выявить оптимальную концентрацию стерилизующего вещества гипохлорита кальция не удалось. Для установления оптимума нужны варианты опыта с более высокой концентрацией стерилизующего вещества и большим количеством временных промежутков стерилизации.
Оптимальную концентрацию стерилизующего вещества - Лизоформина 3000 установить удалось (рис. 1). Параболическая зависимость у= -18,41х2+80,68х (R2=0,99) приведена для 10 % концентрации стерилизующего раствора.
Таблица 1
Результаты стерилизации эксплантов С^иегсш гоЬиг Ь. раствором гипохлорита кальция и раствором коммерческого средства Лизоформин 3000
Варианты стерилизации Всего эксплантов, шт % не стерильных эксплантов Стерильные, %
Концентрация раствора, % экспозиция, мин. морфо-генные не морфогенные
Гипохлорит кальция
0 (Контроль) 5 30 93,3 6,7 0
10 30 93,3 3,3 0
15 30 93,3 6,7 0
0,5 5 30 70 30 0
10 30 60 40 0
15 30 54 46 0
1 5 30 50 50 0
10 30 40 60 0
15 30 36,7 63,3 0
1,5 5 30 43,3 56,7 0
10 30 33,3 66,7 0
15 30 23,3 76,7 0
Лизоформин 3000
0 (Контроль) 5 30 96,7 3,3 0
10 30 96,7 3,3 0
15 30 96,7 3,3 0
5 5 30 46,7 53,3 0
10 30 27 73 0
15 30 33,3 66,7 0
10 5 30 36,7 63,3 0
10 30 13,3 86,7 0
15 30 23,3 76,7 0
15 5 30 40 53,3 6,7
10 30 20 70 10
15 30 26,7 53,3 20
Таблица 2
Результаты двухфакторного дисперсионного анализа значимости факторов стерилизации эксплантов (^иегсиз гоЬиг Ь. раствором гипохлорита кальция
Источник вариации Сумма квадратов Число степеней свободы Средний квадрат Р-уровень знач. Критерий Фишера Доля влияния, %
Рфак. ^крит.
Концентрация раствора, % 4855,447 3 1618,48 0,005 8,89 3,86 40,4
Время, мин 5518,312 3 1839,44 0,003 10,11 3,86 45,9
Погрешность 1638,371 9 182,04 - - - 13,7
Итого 12012,13 15 - - - - 100
у = -18,411х2 + 80,684х R2 = 0,9919
5 мин
10 мин
15 мин
Рис. 1. Количество стерильных жизнеспособных эксплантов при дезинфекции коммерческим средством Лизоформин 3000 при разных уровнях его концентрации в растворе
Оптимальные концентрации стерилизующего вещества позволяют получить здоровые экспланты, свободные от патогенной микрофлоры. При недостаточной концентрации стерилизующего вещества или с уменьшенным временем обработки не всегда удаётся освободиться от нежелательной микрофлоры, которая находится в тканях эксплантов. Использование такого материала приводит к размножению грибов и бактерий на питательной среде (рис. 2).
Для подбора оптимального режима стерилизации ювенильного материала использовали зелёные черенки однолетних
сеянцев дуба черешчатого. Культивирование проводили при 21 °С, освещённости 1800 Люкс, фотопериоде 16/8. Через семь дней были получены первые результаты влияния режима стерилизации на жизнеспособность эксплантов. Заражённые экземпляры были в вариантах IV (4 мин., 4,5 %) и V (5 мин., 5,9 %) (табл. 3). В большинстве случаев растения были стерильными и морфогенными (75,0 - 100 %) (рис. 3). Закономерности появления заражённых растений на седьмой день исследования в зависимости от времени выявить не удалось (рис. 3, вариант А).
А Б В
Рис. 2. Почки дуба после стерилизации: А - стерильные здоровые экспланты; Б-заражённые бактериальной микрофлорой экспланты; В - экспланты, заражённые грибной инфекцией
Таблица 3
Влияние режима стерилизации ювенильного материала на состояние и жизнеспособность эксплантов
Варианты стерилизации Показатели, мин. Количество растений (пгг./%) Количество заражённых, % Стерильные растения, %
морфогенные не морфогенные
I 1 21 /100 0 100 0
II 2 20/100 0 75 25
III 3 17/100 0 82,4 17,6
IV 4 22/100 4,5 77,3 18,2
V 5 17/100 5,9 91,4 2,7
VI 6 19/100 0 84 16
А Б
Рис. 3. Растения-регенеранты дуба черешчатого: А — через семь дней после стерилизации; Б — через два месяца после закладки эксперимента
После 60 дней культивирования экс- здоровых эксплантов выявлено при
плантов на питательной среде процент стерилизации в течение 4 минут. Коэффи-
здоровых растений варьировал от циент детерминации составил Я2= 0,57
71,4 до 90,0 %. Максимальное количество (рис. 4).
95
£ 90 § 85
5 80 н
а 70
п 65
о__
а 60
55
м
50
у = -2,3464х2 + 17,411х + 53,1 Я2 = 0,5735
0
8
Время, мин.
Рис. 4. Влияние времени стерилизации на процент здоровых растений
В работе нам не удалось выявить влияние длины экспланта на количество заражённых растений (FpaC4.< F-габ), а влияние этого показателя на длину боковых побегов в культуре in vitro достоверно доказано: FPac4.(99,6) > Fia6.(3,88). Длина экспланта влияет на высоту побега только в 30,4 % случая, а остальные 69,6 % могут быть связаны с индивидуальными особенностями исходных растений дуба черешчатого.
Выводы. Лучшие результаты при стерилизации почек взрослого дерева дуба черешчатого (Quercus robur L.) были вы-
явлены при использовании гипохлорита кальция в концентрации 1,5 % в течение 15 минут и 10,0 % Лизоформина 3000 в течение 10 минут.
При использовании ювенильного материала максимальное количество здоровых эксплантов получено при стерилизации в 3 % растворе Лизоформина 3000 в течение 4 минут. Полученные результаты можно использовать для разработки технологии размножения и выращивания сеянцев дуба черешчатого в культуре in vitro.
Список литературы
1. Зайцева Ю. Г., Новикова Т. И. Клональное микроразмножение Rhododendron dauricum // Вестник НГУ: биология, клиническая медицина. 2014. Вып. 12. С. 26-32.
2. Бутова Г.П., Скробова JI.JI. Морфогенез и регенерация растений дуба черешчатого в культуре in vitro // Физиология растений. 1988. Т. 35. Вып. 5. С. 1023-1030.
3. Бутова Г.П. Экспериментальные предпосылки для клонального микроразмножения дуба черешчатого // Межд. конф. Биология культивируемых клеток и биотехнология: Тез.докл. Новосибирск: ИЦИГ, 1988. С. 366.
4. Белоус В. И. Новый способ прививки дуба и других лиственных пород // Лесохозяйственная информация. 1971. № 4. 14 с.
5. Белоус В. И. Районирование клоновых лесо-семенных плантаций дуба на Украине // Лесохозяйственная информация. 1973. № 20. 8 с.
6. Белоус С.Ю., Коломиец Ю. Биотехнологические аспекты введения в культуру in vitro Дуба Максима Зализняка // Материалы междунар. науч. конференции к 75-летию Национального ботанического сада им. Гришко HAH Украины: Интродукция растений и обогащения биоразнообразия в ботанических садах и дендропарках (Киев, 15-17 сентября 2010). Киев: «Академпериодика» HAH Украины, 2010. С. 583-585.
7. Марчук A.A., КирилюкВ.И. Сохранение и размножение ценных генотипов in vitro // Научные доклады НАУ. 2008. № 4 (12) [Электронный ресурс]. URL: http://www.nbuv.gov.ua/e-journals/nd/2008-4/08moogiv.pdf.
8. Vengadesan G., Pijut P.M. In vitro propagation of northern red oak (Quercus rubra L.) // In Vitro
Cellular & Developmental Biology - Plant. 2009. № 45(4). P. 474-482.
9. Gatti E., Sgarbi E. Micropropagation of Quercus robur: expiant sources and cultural conditions affect in vitro responses differently // Acta Hortic. 2015. Vol. 1083. Pp. 303-310.
10. Civinova D., Sladky Z. A study of the regeneration capacity of oak (Quercus robur L.) // Scr.fac.sci.natur.UJEPbrun. 1987. Vol. 17. №3-4. P. 103-110.
11. Grigorescu A., Jordan M., Enescu V. Aspecte privinda comodarea la condifiiseptice a plantelor de stejar (Quercus robur L.) regenerate princulturi "in vitro" // Rev. padur. Silvicult.Si exploat.padur. 1987. Vol. 102. № 1. P. 19-22.
12. Gatti E., Sgarb E., Aylin E., Lambardi Ozudogru &Maurizio. The effect of PlantformTM bioreactor on micropropagation of Quercus robur in comparison to a conventional in vitro culture system on gelled medium, and assessment of the microenvi-ronment influence on leaf structure // Plant Biosys-tems. 2017. Vol. 151. Iss. 6. P. 1129-1136.
13. Бутенко P.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999. 160 с.
14. Гусева О.Ю., Стародубцева Л.М., Попов В.Н. Получение морфогенных культур in vitro дуба черешчатого с использованием эксплантов из ювенильного и взрослого материала // Труды Санкт-Петербургского научно-исследовательского института лесного хозяйства. 2018. № 2. С. 18-19.
15. Lloyd G.B., McCown В.Н. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot tip culture // Comb. Proc. Int. Plant. Prop. Soc. 1980. Vol. 30. P. 421-426.
Статья поступила в редакцию 17.11.2020 Принята к публикации 05.03.2021
Информация об авторах
КРАСНОВ Виталий Геннадиевич — кандидат сельскохозяйственных наук, доцент кафедры лесных культур, селекции и биотехнологии, Поволжский государственный технологический университет. Область научных интересов — искусственное лесовыращивание, восстановление дубрав, выращивание посадочного материала. Автор 160 научных публикаций, в том числе шести монографий и учебных пособий.
СЕРГЕЕВ Роман Владимирович - кандидат сельскохозяйственных наук, доцент кафедры лесных культур, селекции и биотехнологии, Поволжский государственный технологический университет. Область научных интересов — лесная биотехнология. Автор 50 научных публикаций.
РОМАНОВ Евгений Михайлович - доктор сельскохозяйственных наук, профессор кафедры лесных культур, селекции и биотехнологии, Поволжский государственный технологический университет. Область научных интересов - выращивание лесопосадочного материала, искусственное лесовосстановление, утилизация органических отходов, управление лесным хозяйством. Автор 212 научных публикаций, в том числе девяти монографий и шести учебных пособий.
ТИМАКОВ Алексей Александрович — аспирант кафедры лесных культур, селекции и биотехнологии, Поволжский государственный технологический университет. Область научных интересов — биотехнология растений. Автор пяти научных публикаций.
UDC 57.085
DOI: https://doi.org/10.25686/2306-2827.2021.1.94
ELABORATION OF THE REGIME FOR STERILIZATION OF ADULT AND JUVENILE BIOMATERIAL OF ENGLISH OAK (lQUERCUS ROBUR L.) FOR INTRODUCTION IN VITRO
V. G. Krasnov, R. V. Sergeev, E. M. Romanov, A. A. Timakov Volga State University of Technology, 3, Lenin Sq., Yoshkar-Ola, 424000, Russian Federation E-maill: [email protected]
Keywords: oak in vitro; microclonalpropagation; axenic culture.
ABSTRACT
Introduction. With the Quercus robur L. propagation in vitro, it is possible to obtain healthier seedlings that retain the properties of the mother plus trees. It will facilitate the forest seed plantations establishment and, together with other measures, will ensure the preservation and increase ofproductivity of oak plantations in the European part of the country. The study is aimed at developing of an optimal sterilization regime for obtaining the morphogenic plantations when introducing the different-age English oak seedlings in vitro. The buds of adult and juvenile English oak trees grown in the containers under laboratory conditions are the object of the study. Material and methods. Sterilization of the buds of a 50-year-old tree. The buds cut from the branches were sterilized in the solution of detergent for 10 minutes. Next, the material was immersed in 70 % ethanol for 1 minute, sterilized in a solution of calcium hypochlorite at a concentration of 0.5; 1; 1.5 % (option I) and in a solution of Lysoformin 3000 at a concentration of 5, 10, 15 % for 5, 10, 15 minutes (option II). After sterilization, the explants were cleaned off bud scales and planted into a growing medium. The WPM growing medium was used to introduce the tissue of buds of trees into the culture. Before sterilization, 6-benzylaminopurine and naphthyl acetic acid were added to the medium. Sterilization of juvenile material. Green cuttings of two month seedlings of English oak, grown in laboratory conditions, were used. They were cut into 15-20 mm segments, soaked in Fairy water solution for 20 minutes, and washed in the running water for 30-40 minutes. Then, these segments were placed for 30-40 seconds in 70 % ethanol and transferred to a sterilizing 3 % solution of Lysoformin 3000 in accordance with the experimental options: 1, 2, 3, 4, 5 and 6 min. The explants were washed three times in sterile distilled water, the ends where the plant cells were damaged by the sterilizing agent were removed and placed into the MS nutrient medium. The subsequent development of explants of all variants in the medium occurred at 21-22 oC, 1800 Lux illumination, and photoperiod of 16/8. Results. The use of the solution of calcium hypochlorite showed the best results (76.7 % of sterile explants) at a concentration of 1.5 % for 15 minutes. Lysoformin 3000 showed the best result (86.7 % of sterile and morphogenic explants) at 10 % concentration for 10 minutes. In two months, the percentage of healthy plants varied from 71.4 to 90.0 %. The maximum number of healthy explants was detected during the sterilization for 4 minutes in a 3% solution of Lysoformin 3000. Conclusions. The best results in the sterilization of buds of an adult English oak tree (Quercus robur L.) were found when using the calcium hypochlorite at a concentration of 1.5% for 15 minutes and 10.0 % Lysoformin 3000for 10 minutes. As for the juvenile material, the maximum number of healthy explants was obtained by means of sterilization in a 3% solution of Lysofermin 3000for 4 minutes. The obtained results can be used to develop the technology ofpropagation and growing of English oak seedlings in vitro.
BecmuuKnnV. 2021. № 1 (49)
ISSN 2306-2827
REFERENCES
1.Zaitseva lu. G., Novikova T.I. Klonal'noe mikrorazmnozhenie Rhododendron dauricum [Clonal micropropagation of Rhododendron dauricum]. Vest-nikNGU: biologiya, klinicheskaya meditsina [Bulletin of NSU: Biology, Clinical medicine], 2014. Iss. 12. Pp. 26-32. (In Russ.).
2. Butova G.P., Skrobova L.L. Morfogenez i re-generatsiya rasteniy duba chereshchatogo v kul'ture in vitro [Morphogenesis and recovery of English oak in vitro]. Fiziologiya rasteniy [Russian Journal of Plant Physiology]. 1988. Vol. 35. Iss. 5. Pp. 1023-1030. (In Russ.).
3. Butova G.P. Eksperimental'nye predposylki dlya klonal'nogo mikrorazmnozheniya duba chereshchatogo [Experimental prerequisites for clonal micro-propagation of English oak]. Mezhd. konf. Biologiya kul'tiviruemykh kletok i biotekhnologiya: Tez.dokl. [International conf. Biology of Cultured Cells and Biotechnology: abstracts]. Novosibirsk: ITsIG, 1988. 366 p. (In Russ.).
4. Belous V.l. Novyy sposob privivki duba i dru-gikh listvennykh porod [A new way of oak inoculation and other foliage species], Lesokhozyaystvennaya in-formatsiya [Forestry Information], 1971. № 4. 14 p. (In Russ.).
5. Belous V.l. Rayonirovanie klonovykh lesose-mennykh plantatsiy duba na Ukraine [Zoning of the clonal seed plantations of oak in the Ukraine], Lesokhozyaystvennaya informatsiya [Forestry Information], 1973. № 20. 8 p. (In Russ.).
6. Belous S.Iu., Kolomiets Iu. Biotekhnolog-icheskie aspekty wedeniya v kul'turu in vitro Duba Maksima Zaliznyaka [Biotechnological aspects for introduction in vitro of Maksim Zaliznyak oak], Ma-terialy mezhdunar. nauch. konferentsii k 75-letiyu Natsional'nogo botanicheskogo sada im. Grishko NAN Ukrainy: Introduktsiya rasteniy i obogashcheni-ya bioraznoobraziya v botanicheskikh sadakh i den-droparkakh (Kiev, 15-17 sentyabrya 2010) [Proceeding of International conference dedicated to 75 anniversary of M.M. Gryshko National Botanic Garden of NASU: Introduction of plants and biodiversity enrichment in botanical gardens and dendrological parks (Kyiv, September,15-17 2010)]. Kyiv: "Akademperi-odika" NAN Ukrainy, 2010. Pp. 583-585. (In Russ.).
7. Marchuk A. A., Kiriliuk V.l. Sokhranenie i razmnozhenie tsennykh genotipov in vitro [Preserva-
tion and propagation of valuable genotypes in vitro]. Nauchnye doklady NAU [Scientific Reports of NAU], 2008. № 4 (12). URL: http://www.nbuv.gov.ua/e-journals/nd/2008-4/08moogiv.pdf. (In Russ.).
8. Vengadesan G., Pijut P.M. In vitro propagation of northern red oak (Quercus rubra L.). In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant. 2009. № 45(4). P. 474-482.
9. Gatti E., Sgarbi E. Micropropagation of Quercus robur: expiant sources and cultural conditions affect in vitro responses differently. Acta Hortic. 2015. Vol. 1083. Pp. 303-310.
10. Civinova D., Sladky Z. A study of the regeneration capacity of oak (Quercus robur L.). Scr.fac.sci.na.tur. UJEPbrun. 1987. Vol. 17. №3-4. P. 103-110.
11. Grigorescu A., Jordan M., Enescu V. Aspecte privinda comodarea la condifiiseptice a plantelor de stejar (Quercus robur L.) regenerate princulturi "in vitro". Rev. padur. Silvicult.Si exploat.padur. 1987. Vol. 102. № 1. P. 19-22.
12. Gatti E., Sgarb E., Aylin E., Lambardi Ozudogru &Maurizio. The effect of PlantformTM bioreactor on micropropagation of Quercus robur in comparison to a conventional in vitro culture system on gelled medium, and assessment of the microenvi-ronment influence on leaf structure. Plant Biosystems. 2017. Vol. 151. Iss. 6. P. 1129-1136.
13. Butenko R.G. Biologiya kletok vysshikh rasteniy in vitro i biotekhnologii na ikh osnove [Biology of cells of higher plants in vitro and biotechnologies on their basis]. Moscow: FBK-PRESS, 1999. 160 p. (In Russ.).
14. Guseva O.Iu., Starodubtseva L.M., Popov V.N. Poluchenie morfogennykh kul'tur in vitro duba chereshchatogo s ispol'zovaniem eksplantov iz yuvenil'nogo i vzroslogo materiala [Getting the mor-phogeneous cultures in vitro of English oak using the expiants of juvenile and adult material], Trudy Sankt-Peterburgskogo nauchno-issledovatel'skogo instituta lesnogo khozyaystva [Proceedings of the Saint Petersburg Forestry Research Institute], 2018. № 2. Pp. 18-19. (In Russ.).
15. Lloyd G.B., McCown B.H. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot tip culture. Comb. Proc. Int. Plant. Prop. Soc. 1980. Vol. 30. P. 421-426.
The article was received 17.11.2020 Accepted for publication 05.03.2021
For citation: Krasnov V. G., Sergeev R. V., Romanov E. M., Timakov A. A. Elaboration of the Regime for Sterilization of Adult and Juvenile Biomaterial of English Oak (Quercus Robur L.) for Introduction in vitro. Vestnik of Volga State University of Technology. Ser.: Forest. Ecology. Nature Management. 2021. No 1 (49). Pp. 94-103. DOI: https://doi.Org/10.25686/2306-2827.2021.l.94
Information about authors
Vitalii G. Krasnov - Candidate of Agricultural Sciences, Associate Professor of the Chair of Forest Plantations, Selection and Biotechnology, Volga State University of Technology. Research interests - planted forest growing, oak groves regeneration, growing of seedlings. Author of 160 scientific publications, including six monographs and study guides.
Roman V. Sergeev - Candidate of Agricultural Sciences, Associate Professor of the Chair of Forest Plantations, Selection and Biotechnology, Volga State University of Technology. Research interests - forest biotechnology. Author of 50 scientific publications.
Evgenii M. Romanov - Doctor of Agricultural Sciences, Professor of the Chair of Forest Plantations, Selection and Biotechnology, Volga State University of Technology. Research interests - growing of seedlings, artificially forest regeneration, organic wastes utilization, forest management. Author of 212 scientific publications, including nine monographs and six study guides.
Aleksei A. Timakov - Postgraduate student of the Chair of Forest Plantations, Selection and Biotechnology, Volga State University of Technology. Research interests - biotechnology of plants. Author of five scientific publications.
