CC BY
12оригинальные СТАТЬИ
Б. Экспериментальные исследования
©Коллектив авторов, 2021 Вопросы онкологии, 2021. Том 67, № 1
УДК 616-006.6:612.084:612.089-61
doi: 10.37469/0507-3758-2021-67-1-127-133
А.С. гончарова1, т.П. Протасова1, Е.А. лукбанова1, В.г. Воловик1, М.В. Миндарь1, д.В. Ходакова1, А.В. Волкова1, Е.В. Заикина1, С.В. чапек2, н.С. Карнаухов1, д.С. Потемкин1, н.г. Васильченко1, А.Ю. Максимов1
Разработка метода получения ксеногенной опухолевой модели с использованием пористого металлического скаффолда
'Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии» Министерства здравоохранения Российской Федерации, г. Ростов-на-Дону, Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Донской государственный технический университет» Министерства образования Российской Федерации,
г. Ростов-на-Дону
Цель исследования — разработка метода получения ксеногенной опухолевой модели путем подкожной трансплантации пористого металлического скаффолда, заселенного культуральными клетками карциномы легкого человека.
Материалы и методы. Проведено исследование на 14 бестимусных самцах мышей Balb c/nude в возрасте 8-90 недель, массой 20-24 г. Всем животным подкожно в правую передне-боковую область спины вводили культураль-ные клетки человеческой карциномы легкого А549. В качестве носителей опухолевых клеток у животных основной группы (гр. 1, n=4) служили скаффолды с диаметром пор 0,5 мм, изготовленные из титан-алюминий-ванадиевого сплава при помощи промышленного 3D-принтера. Скаффолды были засеяны 3*106 клеток культуры А549 и после инкубации в течение 7 дней имплантированы животным-реципиентам. В качестве сравнения использовали результаты перевивки опухолевой культуры с матригелем (100 мкл) в двух группах животных с разной дозировкой клеточной суспензии: в максимальной для in vivo прививочной дозе (10*106 клеток на мышь, 2 гр., n=5) и половиной максимальной дозы (5*106 соответственно, 3 гр., n=5). Затем в течение 55 суток отслеживали динамику роста опухолей в группах подопытных мышей: обьемы ксенографтов рассчитывали по формуле Шрека для эллипсоида. По окончании эксперимента животным была выполнена эвтаназия методом цервикальной дислокации.
Результаты. Контроль динамики объемов полученных ксенографтов показал, что наибольшие значения показателя наблюдались у мышей с имплантированными скаффолдами. самый медленный рост ксенографтов был отмечен у животных, получивших максималь-
ную прививочную дозу опухолевых клеток с матригелем. Результат гистологического исследования показал соответствие опухолевого материала, полученного от всех животных, карциноме легкого А549.
Заключение. Использование металлического пористого скаффолда, предварительно инкубированного с клетками культуры А549 и имплантированного подкожно бестимусным мышам Balb c/nude, позволяет получить хорошо растущие ксенографты, гистологически соответствующие моделируемой опухоли.
Ключевые слова: клеточная культура А549; подкожные ксенографты; бестимусные мыши; опухолевая модель; скаффолды; ма-тригель
Введение
Важную роль в экспериментальной онкологии играет выбор адекватной тест-системы, так как от спектра ее свойств и характеристик зависит возможность корректного моделирования изучаемых биологических процессов. В течение долгого времени классическим объектом в таких исследованиях остаются сингенные и ксеноген-ные модели in vivo, создаваемые путем инокуляции или трансплантации опухолевого материала экспериментальным животным. В настоящее время достаточно прочно утвердилось мнение относительно целесообразности проведения доклинических испытаний противоопухолевых средств in vivo с применением ортотопических patient derived xenograft — так называемых PDX-моделей [1, 2]. В многочисленных исследованиях показано, что PDX наиболее полно воспроизводят возможные варианты терапевтического ответа, поскольку они сохраняют клеточную гетерогенность, архитектуру и молекулярные характеристики человеческих опухолей
[2, 3]. Тем не менее, наиболее удобным и распространенным способом моделирования опухолевого процесса по-прежнему остается подкожная ксенотрансплантация линий раковых клеток, позволяющая без больших временных затрат получать хорошо описываемую и легко контролируемую экспериментальную модель [4, 5].
В целях оптимизации процесса приживления культуральных клеток в организме животных-реципиентов применяют носители в виде гидрогелей или трехмерных матриц (скаффолдов) [6]. такие носители позволяют не только уменьшать расход перевиваемого материала, но и получать ксенографты с фенотипическими характеристиками, соответствующими донорским опухолевым тканям [7]. В ряде работ показано, что применение 3D-каркасов, заселенных злокачественными клетками, приближает исследователей к моделированию не только клеточного фенотипа, но и тканевого, включая сложные опухоле-стромаль-ные взаимодействия, ангиогенез, а также эпи-телиально-мезенхимальный переход, инвазию и метастазирование [4, 8, 9, 10].
Скаффолды из натурального материала успешно используются в качестве трехмерных матриц для изучения роста опухолевых клеток in vitro и моделирования микроокружения опухоли in vivo [11]. Однако остаточные антигенные свойства скаффолдов на основе ксеногенного внеклеточного матрикса остается главным препятствием к их широкому использованию [12, 13]. В качестве альтернативы 3D-матрицам естественного происхождения получили распространение биосовместимые неиммуногенные синтетические каркасы [14, 15]. Важными в выборе материала для носителя перевиваемых клеток в исследованиях in vivo являются такие характеристики, как хорошая приживляемость, отсутствие токсичности и туморогенности. Скаффолды из титан-алюминий-ванадиевого сплава отвечают вышеупомянутым требованиям [16, 17, 18], а их физические свойства обеспечивают возможность высокотемпературной стерилизации и повторного использования.
Целью исследования стала разработка и оценка эффективности метода получения ксе-ногенной опухолевой модели путем подкожной трансплантации бестимусным мышам пористого металлического скаффолда, заселенного клетками карциномы легкого человека в культуре А549.
Материалы и методы
Исследование было проведено на 14 самцах бестимус-ных мышей Balb c/nude (рис. 1а) конвенционального содержания в возрасте 8-9 недель, массой 20-24 г. Все манипуляции с животными выполняли согласно правилам гуманного обращения и этики проведения исследований на позвоноч-
ных [19]. В эксперименте использовали минимальное количество особей, соблюдая правило 3R (replacement, reduction and refinement) [20].
Для получения подкожной опухолевой модели были использованы культуральные клетки карциномы легкого человека А549. Определение жизнеспособности и подсчет опухолевых клеток перед перевивкой осуществляли при помощи автоматического счетчика клеток EVE (Корея) по стандартной методике с трипановым синим.
В основной группе животных (1 гр., n=4) в качестве носителя злокачественных клеток были использованы скаффолды размером 8мм*4 мм*2мм с диаметром пор 5 мм (рис. 2), созданные методом лазерного плавления входящих в состав титана (90%), алюминия (6%) и ванадия (4%) (Ti6Al4V). Развитая шероховатая поверхность пор скаффолда создает условия для закрепления и роста клеточных колоний, а его пористопроницаемая структура обеспечивает проникновение питательных веществ из внешней среды (рис. 3).
Клетки культуральной линии рака легкого А549 засевали в количестве 3*106 на каждый скаффолд и инкубировали в питательной среде RPMI в течение 7 суток при 37°С, 98% влажности и 5% содержании CO2 Затем скаффолды, заселенные клетками, имплантировали животным-реципиентам под кожу правой передне-боковой поверхности тела (рис. 1б). Процедура подкожной имплантации скаффолда была проведена с применением анестезии комплексным анестетиком для животных Золетил 100 в сочетании с пре-медикацией препаратом ксилазин.
В качестве сравнения использовали результаты перевивки опухолевой культуры А549 с матригелем (100 мкл на животное) в двух группах мышей (2-я и 3-я гр., по n=5 в каждой) с разными дозировками клеточной суспензии. Животным 2-й группы осуществляли подкожную инокуляцию злокачественных клеток в максимальном для перевивки in vivo количестве (10*106) [21, 22], тогда как в 3-й группе для этого использовали 50% от максимальной дозы (5*106 клеток на мышь соответственно).
Затем в течение 55 суток отслеживали динамику роста опухолей в группах подопытных животных. Объемы ксено-графтов рассчитывали по формуле Шрека для эллипсоида: V=аxвxсxл/6, где V — объем опухоли (мм3), а, в, с — максимальные диаметры эллипсоида в трех плоскостях (мм) [23]. По окончании эксперимента животных подвергли эвтаназии методом дислокации шейных позвонков и выделили опухоли. Фрагменты опухолевых макропрепаратов поместили в 10% формалин на 24 ч, после чего готовили парафиновые блоки. Полученные из них микропрепараты окрашивали гематоксилином-эозином и проводили гистологическое исследование при увеличении х200, х400.
Статистический анализ результатов исследования выполнили с помощью программы STATISTICA 12.0 (StatSoft Inc., СшА). Данные представлены в виде выборочного среднего значения, стандартного отклонения.
Результаты
Контроль динамики объемов полученных ксенографтов на этапах исследования показал различные темпы опухолевого роста у животных изучаемых групп (рис. 4, табл.).
Очевидно, что с 14-х суток после перевивки опухолевого материала и на последующих этапах замеров опухолевых узлов наибольшие значения их объемов наблюдались у мышей с имплантированными скаффолдами (1 гр.). На 48-е сутки эксперимента средний объем опухолей у
животных 3 гр. заметно превысил (почти в 2 раза) значения данного показателя, полученного во 2-й гр., а на 55 сутки со дня перевивки опухолевого материала это соотношение составило уже 2,6 раза. Таким образом, самый медленный рост ксенографтов и наименьшие их объемы на этапах эксперимента (начиная с 41 суток) были отмечены у животных 2 гр., получивших максимальную прививочную дозу опухолевых клеток А549 с матригелем. Среднегрупповые значения объемов опухолей на этапах наблюдения отражены в табл.
Выделенные после эвтаназии подопытных животных макропрепараты опухолей представ-
ляли собой плотные образования с выраженной васкуляризацией, без участков некроза (рис. 5а). В результате проведенного гистологического исследования микропреператы, полученные из ксенографтов мышей всех трех изучаемых групп, были охарактеризованы как низкодиф-ференцированная немелкоклеточная карцинома солидного строения (рис. 6), что соответствует паспортной характеристике использованной для превивки культуральной клеточной линии карциномы легкого человека А549. Отличительной характеристикой микрокартины опухолей, выросших на скаффолдах, являлась инвазия в жировую ткань.
Таблица. Среднегрупповые значения объемов опухолей на этапах наблюдения
Группы животных объем опухолей (мм3) на этапах наблюдения (сутки после перевивки)
14 сут. 28 сут. 41 сут. 48 сут. 55 сут.
I (П=4) 91±17,35 250±51,32 586±60,25 961±83,16 1233±123,87
II (П=5) 45,88±4,86 44,91±5,11 95,95±16,89 168,43±43,03 237,19±57,91
III (П=5) 45,75±3,98 39,81±7,61 126,5±11,08 333,88±31,82 611,64±79,72
рис. 3. Микростуктура пористого скаффолда (электронная микроскопия): а) х10000; б) х500
время после перевивки, сут.
рис. 4. динамика роста ксенографтов в изучаемых группах животных (объемы опухолей на этапах эксперимента)
рис. 5. Подкожный ксенографт рака легкого А549, выросший на титановом скаффолде: а — вид животного основной группы на 55-е
сутки после имплантации скаффолда; б — макропрепарат опухоли
рис. 6. Микропрепараты подкожных ксенографтов карциномы легкого А549, выросших на скаффолдах (окраска гематоксилином-эозином): а — х200; б — х400
обсуждение результатов
Получение животных опухолевых моделей с использованием злокачественных клеток человеческого происхождения является необходимым звеном в обеспечении платформы для экспериментальной онкологии. Разрабатываемые ксено-генные модели in vivo должны отвечать задачам конкретного исследования, обеспечивать решение поставленной проблемы. Помимо адекватного моделирования биологии ксеногенной опухоли, важными аспектами являются стабильность и скорость злокачественного роста, включая время выхода опухолевых узлов. Последнее обстоятельство имеет принципиальное значения в планировании сроков эксперимента, что связано с наличием животных необходимого возраста и веса, а также другими экономическими составляющими процесса научного исследования.
Результаты, полученные в ходе нашего исследования, продемонстрировали эффективность перевивки человеческих опухолевых культураль-ных клеток карциномы легкого на пористом металлическом носителе. Мы полагаем, что предварительная 7-дневная инкубация скаффолда со злокачественными клетками ex vivo способствовала сокращению латентного периода выхода опухоли после трансплантации опухолевого материала под кожу животных-доноров. Использование такого подхода к перевивке клеточного материала может позволить быстрее получать опухоли необходимого размера и сокращать сроки проведения исследований.
Помимо значительного уменьшения расхода культуральных злокачественных клеток для эффективной перевивки животным-реципиентам и получения хорошо растущей опухолевой модели, применение металлического пористого скаф-фолда позволяет обходиться без дорогостоящего, требующего определенных условий использова-
ния матригеля. В свою очередь, механическая прочность и возможность высокотемпературной стерилизации скаффолдов делают возможным их повторное использование, что также способствует снижению расходов на проведение исследований.
Кроме того оказалось, что при подкожной перевивке опухолевых клеток с матригелем в качестве носителя использование их в меньшем от рекомендованной дозы количестве позволяет получить лучший результат. Это выражалось в достижении к 55 дню эксперимента опухолями у животных 3-й группы больших (в 2,5 раза) размеров по сравнению со 2-й группой. Медленный рост ксенографтов во 2 группе животных может быть связан с высокой плотностью злокачественных клеток в ограниченном объеме матригеля [24], следствием которой являлось контактное ингибирование их роста и размножения.
Заключение
Таким образом, использование металлических пористых скаффолдов, предварительно инкубированных с клетками культуры А549 в исходном количестве 3*106 и имплантированных подкожно бестимусным мышам Ва1Ь c/nude, позволяет получать ксеногенную опухолевую модель, ха-растеризующуюся быстрым экспоненциальным ростом и гистологически подтвержденным соответствием моделируемой опухоли. Применение максимальной прививочной дозы клеток А549 для перевивки с матригелем является нецелесообразным ввиду очевидного отставания роста опухолевых узлов от показателей в группах животных не только с трансплантацией опухолевого материала на скаффолдах, но и с инокуляцией клеток в меньшем на 50% количестве в сочетании с аналогичным носителем.
Финансирование исследования. работа выполнена за счет средств ФгБУ «научный медицинский исследовательский центр онкологии» Министерства здравоохранения рФ. Скаффол-ды были предоставлены ФгБоУ Во «донской государственный технический университет» Министерства образования рФ.
Конфликт интересов. Авторы не имеют конфликтов интересов, о которых необходимо сообщить.
ЛИТЕРАТУРА
1. Jung J., Seol H.S., Chang S. The Generation and Application of Patient-Derived Xenograft Model for Cancer Research. Cancer Res Treat. 2018;50(1):1-10. doi:10.4143/crt.2017.307.
2. Кит О.И., Гончарова А.С., Ткачев С.Ю., Протасова Т.П. Методы моделирования увеальной меланомы. Вопросы онкологии. 2019; 65(4): 498-503 [Kit O.I., Goncharova A.S., Tkachev S.Yu., Protasova T.P. Methods of modeling uveal melanoma. Questions of Oncology. 2019; 65(4): 498-503 (In Russ.)].
3. Spaw M., Anant S., Thomas S.M. Stromal contributions to the carcinogenic process. Mol Carcinog. 2017;56(4):1199-1213. doi:10.1002/mc.22583.
4. Ravi M., Ramesh A., Pattabhi A. Contributions of 3D Cell Cultures for Cancer Research. J Cell Physiol. 2017;232(10):2679-2697. doi:10.1002/jcp.25664.
5. Андронова Н.В., Морозова Л.Ф., Сураева Н.М. и др. Способность клеток беспигментной меланомы кожи человека линии mel ibr/braf+ и ее субклона к росту у иммунодефицитных мышей balb/с nude при подкожной имплантации. Российский биотерапевтический журнал. 2017; 16(2): 60-65 [Andronova N.V., Morozova L.F., Suraeva N.M. et al. The Ability of human skin cells of the Mel ibr/braf+ line and its subclone to grow in immunodeficient BALB/C nude mice during subcutaneous implantation. Russian biotherapeutic journal. 2017; 16(2): 60-65. doi: 10.17650/1726-9784-2017-16-2-60-65 (In Russ.)].
6. Трещалина Е.М. Иммунодефицитные мыши balb/c nude и моделирование различных вариантов опухолевого роста для доклинических исследований. Российский биотерапевтический журнал. 2017; 16(2): 6-13 [Treshchalina EM. Immunodeficiency mice balb/ c nude and modeling of various variants of tumor growth for preclinical research. Russian biotherapeutic journal. 2017; 16(2): 6-13 (In Russ.)].
7. Takai A., Fako V., Dang H. et al. Three-dimensional organotypic Culture Models of Human Hepatocellular Carcinoma. Sci Rep. 2016;6:21174. doi:10.1038/ srep21174.
8. Fong E.L., Harrington D.A., Farach-Carson M.C., Yu H. Heralding a new paradigm in 3D tumor modeling. Biomaterials. 2016;108:197-213. doi:10.1016/j. biomaterials.2016.08.052.
9. Gomez-Roman N., Stevenson K., Gilmour L. et al. A novel 3D human glioblastoma cell culture system for modeling drug and radiation responses. Neuro oncol. 2017;19(2):229-241. doi:10.1093/neuonc/now164.
10. Рябая O.O., Прокофьева А.А., Хоченков Д.А. и др. Роль эпителиально-мезенхимального перехода и аутофагии в противоопухолевом ответе клеточных
линий меланомы на таргетное ингибирование MEK и mTOR киназ. Сибирский онкологический журнал. 2019; 18(3): 54-63. [Ryabaya О.О., Prokofieva A.A., Khochenkov D.A. et al. The Role of epithelial-mesenchymal transition and autophagy in the antitumor response of melanoma cell lines to targeted inhibition of MEK and mTOR kinases. Siberian cancer journal. 2019; 18(3): 54-63. doi: 10.21294/1814-4861-2019-18-3-5463 (In Russ.)].
11. Wang R.M., Johnson T.D., He J. et al. Humanized mouse model for assessing the human immune response to xenogeneic and allogeneic decellularized biomaterials. Biomaterials. 2017;129:98-110. doi:10.1016/j. biomaterials.2017.03.016.
12. Lü W.D., Sun R.F., Hu YR. et al. Photooxidatively crosslinked acellular tumor extracellular matrices as potential tumor engineering scaffolds. Acta Biomater. 2018;71:460-473. doi:10.1016/j.actbio.2018.03.020.
13. Dalgliesh A.J., Parvizi M., Lopera-Higuita M. et al. Graft-specific immune tolerance is determined by residual antigenicity of xenogeneic extracellular matrix scaffolds. Acta Biomater. 2018;79:253-264. doi:10.1016/j. actbio.2018.08.016.
14. Karuppaiah K., Sinha J. Scaffolds in the management of massive rotator cuff tears: current concepts and literature review. EFORT Open Rev. 2019;4(9):557-566. doi:10.1302/2058-5241.4.180040.
15. Kuevda E.V., Gubareva E.A., Grigoriev Т.Е. et al. Application of recellularized non-woven materials from collagen-enriched polylactide for creation of tissue-engineered diaphragm constructs. Sovremennye tehnologii v medicine. [Modern technologies in medicine]. 2019; 11(2): 35-43. https://doi.org/10.17691/stm2019.11.2.05.
16. Решетов И.В., Старцева О.И., Истранов А.Л. и др. Разработка трехмерного биосовместимого матрикса для задач реконструктивной хирургии. Анналы пластической, реконструктивной и эстетической хирургии. 2018. (3): 9-23 [Reshetov I.V., Startseva O.I., Istranov A.L. et al. Development of a three-dimensional biocompatible matrix for reconstructive surgery tasks. Annals of plastic, reconstructive and aesthetic surgery. 2018. (3): 9-23 (In Russ.)].
17. Андронова Н.В., Райхлин Н.Т., Трещалина Е.М. и др. Результаты изучения онкогенных потенций медицинских клеточных препаратов на иммунодефицитных мышах. Российский биотерапевтический журнал. 2010; 9(2): 29-33 [Andronova N.V., Raichlin N.T., Treshchalina E.M. et al. Results of studying oncogenic potencies of medical cell preparations on immunodeficient mice. Russian biotherapeutic journal. 2010; 9(2): 29-33 (In Russ.)].
18. Еманов A.A., Стогов М.В., Кузнецов В.П. и др. Оценка приживаемости и безопасности применения оссео-интегрированных чрескожных имплантатов из разных сплавов. Биомедицина. 2017; (4): 77-82 [Emanov A.A., Stogov M.V., Kuznetsov V.P. et al. Evaluation of survival and safety of osseointegrated percutaneous implants from different alloys. Biomedicina. 2017; (4): 77-82 (In Russ.)].
19. Большаков О.П. Дидактические и этические аспекты проведения исследований на биомоделях и на лабораторных животных. ВОЗ, 2000. Рекомендации комитетам по этике, проводящим экспертизу биомедицинских исследований. Качественная клиническая практика. 2002; 9: 1-15 [Bolshakov O.P. Didactic and ethical aspects of research on biomodels and
laboratory animals. WHO, 2000. Recommendations to ethics committees that review biomedical research. Good clinical practice. 2002; 9: 1-15 (In Russ.)].
20. Workman P., Aboagye E.O., Balkwill F. et al. Guidelines for the welfare and use of animals in cancer research. Br J Cancer. 2010;102(11):1555-1577. doi:10.1038/ sj.bjc.6605642.
21. Михайлова Л.М., Меркулова И.Б., Ермакова Н.П. и др. Методические подходы к исследованию тумо-рогенности клеточных линий и биопрепаратов на их основе при доклинической оценке безопасности. Российский биотерапевтический журнал. 2010;9(2):13-18 [Mikhailova L.M., Merkulova I.B., Ermakova N.P. et al. Methodological approaches to the study of tumorogenicity of cell lines and biologics based on them in preclinical safety assessment. Rossijskij bioterapevticheskij zhurnal — Russian biotherapeutic journal. 2010;9(2):13-18 (In Russ.)].
22. Jiang F., Yu Q., Chu Y et al. MicroRNA-98-5p inhibits proliferation and metastasis in non-small cell lung cancer by targeting TGFBR1. Int J Oncol. 2019;54(1):128-138. doi:10.3892/ijo.2018.4610.
23. Юркштович Т.Л., Кладиев A.A., Голуб Н.В. и др. Ги-дрогелевый противоопухолевый препарат. Патент № 2442686. Опубликовано: 20.02.2012. Бюл. № 5. [Yurkshtovich T. L., Kladiev A.A., Golub N.V. et al. Hydrogel antitumor drug. Patent No. 2442686. Published: 20.02.2012. Bull. No. 5 (Russ.)].
24. Lee G.H., Han S-B., Lee J-H. et al. Cancer Mechanobiology: Microenvironmental Sensing and Metastasis. ACS Biomater. Sci. Eng., Just Accepted Manuscript. 14 Jan 2019. doi: 10.1021/acsbiomaterials.8b01230.
A.S. Goncharova1, T.P. Protasova1, E.A. Lukbanova1, V.G. Volovik1, M.V. Mindar1, D.V. Khodakova1, A.V. Volkova1, E.V Zaikina1, S.V Chapek2, N.S. Karnaukhov1, D.S. Potemkin1, N.G. Vasilchenko1, A.Yu. Maksimov1
Development of method for creating tumor xenograft model with porous metal scaffold
'National Medical Research Centre for Oncology, Rostov-on-Don, 2Don State Technical University, Rostov-on-Don
Aim of the study — the development of a method for obtaining a tumor xenograft model by a subcutaneous transplantation of a porous metal scaffold populated with cultured human lung carcinoma cells.
Material and methods. The study included 14 athymic male Balb c/nude mice aged 8-90 weeks, weighing 20-24 g. All animals received injections with cultured human A549 lung carcinoma cells subcutaneously into the right anterolateral area of the back. In animals of the main group (gr.1, n=4), scaffolds with a pore diameter of 0.5 mm made of titanium-aluminum-vanadium alloy using an industrial 3D printer served as carriers of tumor cells. Scaffolds were seeded with 3 million A549 culture cells, and were implanted into the recipient animals after the 7-day incubation. Results were compared with the results of the tumor culture transplantation with Matrigel (100 mcL) in two groups of animals with varying cell suspension dosages: the maximum vaccination dose for in vivo (10*106 cells per mouse, gr.2, n=5) and half the maximum dose (5*106 respectively, gr.3, n=5). Then, the dynamics of tumor growth in the groups of experimental mice was monitored for 55 days: xenograft volumes were calculated using the Shrek's formula for an ellipsoid. At the end of the experiment, the animals were euthanized by cervical dislocation.
Results. Monitoring of the dynamics of xenograft volumes demonstrated the maximal values in mice with implanted scaffolds. The slowest xenograft growth was registered in animals with the maximum vaccination dose of tumor cells with Matrigel. Histological study showed that tumor material obtained from all animals corresponded to A549 lung carcinoma.
Conclusions. Porous metal scaffolds, previously incubated with A549 culture cells and implanted subcutaneously in athymic Balb c/nude mice, allows obtaining rapidly growing xenografts with histologically confirmed correspondence to the original tumor.
Key words: A549 cell culture; subcutaneous xenografts; athymic mice; tumor model; scaffolds; Matrigel
