CC BY
19
БИОЛОГИЯ ПОЧВ
УДК 631.46
ПРИМЕНЕНИЕ СУКЦЕССИОННОГО ПОДХОДА ПРИ ИЗУЧЕНИИ ПРОКАРИОТНОГО СООБЩЕСТВА ПОЧВ ВОСТОЧНОЙ АНТАРКТИКИ*
А.Г. Кудинова, Л.В. Лысак, В.С. Соина, Н.С. Мергелов, А.В. Долгих
Прокариотные сообщества почв оазисов Восточной Антарктики изучали в модельном опыте с применением сукцессионного подхода. Определены показатели общей численности прокариот, фильтрующихся форм прокариот (ФФП), численности и таксономического разнообразия сапротрофного бактериального комплекса в двух образцах почвы, различающихся содержанием органического вещества, при температурах 5° и 20°. Во всех вариантах максимум общей численности бактерий зафиксирован на 14-е сут, минимум — в начале (1-е сут) и в конце (160-е сут) опыта. Численность и доля ФФП максимальны в начале эксперимента, минимальны — на 14-е сут. Предполагается, что «оживление» антарктических почв увлажнением и инкубацией при положительных температурах способствует переходу покоящихся форм клеток в активное, жизнеспособное состояние, а ФФП можно считать тем «пулом» клеток, который дает возможность бактериям сохраняться в условиях экстремально низких температур, отсутствия доступной влаги и питательных веществ.
Применение сукцессионного подхода позволяет более полно охарактеризовать таксономическое разнообразие сапротрофного бактериального комплекса и выделить более широкий спектр родов грамотрицательных бактерий, чем при единичных посевах почвы, хранящейся в замороженном состоянии. Поэтому его можно рекомендовать для изучения прокариотного сообщества антарктических почв в модельных опытах.
Ключевые слова: прокариотные комплексы, антарктические почвы, сукцессия, фильтрующиеся формы прокариот, родовое разнообразие бактерий.
Введение
Интерес к полярным областям планеты со стороны научного и экономического сообществ неуклонно растет, что связано с важным клима-тообразующим значением этого региона, а также с богатством многими полезными ископаемыми. В настоящее время проводятся интенсивные исследования почвообразования в холодных биотопах Арктики и Антарктиды. Сравнительно недавно началось систематическое изучение почв и почво-подобных тел в районе российских антарктических станций, в том числе не исследованных ранее оазисов береговой части Восточной Антарктики [2]. Здесь полностью отсутствуют такие мощные почвенные преобразователи и источники гумуса, как сосудистые растения. Доминирование мхов, лишайников и цианобактерий создает уникальные экологические ниши для развития микроорганизмов. В этих местообитаниях ведущая роль в процессах почвообразования принадлежит почвенным микроорганизмам как наиболее приспособленным к жизни в экстремальных условиях. Микроорганизмы здесь являются основной движущей силой биогео-
химических циклов [19]. Климатические условия оазисов Восточной Антарктики из-за особенностей орографии не слишком суровы по сравнению с большинством районов континентальной Антарктики и не мешают протеканию химико-биологических трансформаций минеральных субстратов [9].
В последнее время проводятся интенсивные исследования микробного разнообразия антарктических почв с использованием как классических методов культивирования бактерий на питательных средах, так и с помощью современных молекулярно-генетических [13, 18, 21]. Традиционные методы выделения на питательных средах продолжают быть актуальными, поскольку позволяют определить численность и таксономическую принадлежность бактерий, которые способны сохранять свою жизнеспособность в суровых для большинства живых организмов условиях Антарктиды. Однако анализ размороженных образцов показывает относительно низкую численность прокариот на традиционно используемых в бактериологии питательных средах при сравнительно высокой численности бактерий, определяемых прямым микроскопическим методом [5].
* Работа выполнена при финансовой поддержке грантов РНФ № 14-27-00133 и № 14-50-00029.
Известно, что одним из способов выживания в суровых условиях, складывающихся в почве, является переход бактерий в некультивируемое жизнеспособное состояние [11]. Вероятно, вследствие этого анализ только что размороженных почвенных образцов выявляет сравнительно невысокую общую численность бактерий при высоком содержании мелких, так называемых фильтрующихся форм прокариот (ФФП) [5], которые многие исследователи рассматривают в качестве особых покоящихся форм, предназначенных для сохранения жизнеспособности бактериальных клеток при наступлении неблагоприятных условий внешней среды [3, 17].
Из-за особенностей, связанных с отбором и транспортировкой почвенных образцов из такого труднодоступного региона, как Антарктида, необходимо найти эффективные приемы и методы, с помощью которых можно было бы получать максимальную информацию о численности, таксономическом разнообразии и жизнеспособности клеток прокариот в антарктических почвах.
Мы полагаем, что применение сукцессионно-го подхода позволит более полно охарактеризовать таксономическое разнообразие культивируемых сапротрофных бактерий, а также проследить динамику численности бактериальных сообществ в условиях, которые могут складываться в теплые периоды года в Антарктиде.
Цель работы — охарактеризовать изменения, происходящие в бактериальном сообществе антарктических почв в ходе сукцессии, инициированной увлажнением, в образцах почв, подвергшихся длительному хранению в условиях низких температур.
Объекты и методы исследования
Объекты изучения — образцы почв, отобранные и описанные участниками 55-й Российской антарктической экспедиции в береговой части Восточной Антарктики, на территории оазиса Холмы Ларсеманн (станция «Прогресс»). Детальное описание районов исследования, условий почвообразования приведены в статьях А.А. Абрамова с соавт. [1] и Н.С. Мергелова [8].
Инициирование сукцессии увлажнением проводили в двух образцах почв, различающихся содержанием органического вещества. Первый образец (НОВ) отобран из профиля почвы с гиполитным горизонтом (разр. 10-15 Р1), заложенного в микроложбине, где отсутствуют видимые признаки мак-робиоты. Он представлен минеральным материалом — ржаво-бурым крупнозернистым песком из гор. В1 (2—10 см) и имеет низкое содержание органического вещества (0,14% углерода и 0,03% азота). Второй образец (ВОВ) отобран из-под мохового покрова Ceratodon рыгрыгеш (разр. №М 10-04)
и представляет собой гор. Ba]gae (1—2 см) с грубым и средним песком и включениями органогенного материала — биопленками одноклеточных водорослей. В данном горизонте более высокое содержание органического вещества (0,41% углерода и 0,05% азота) объясняется присутствием пленок водорослей. С момента отбора и до начала исследований образцы хранились в морозильной камере при температуре —18°.
Сукцессию инициировали дополнительным увлажнением почвы. Образцы почв, массой 50 г, помещали в стерильные чашки Петри, увлажняли стерильной водой (до 20% от полной полевой влагоемкости) и тщательно перемешивали. Закрытые чашки Петри с почвой для поддержания постоянной влажности помещали в эксикаторы. Образцы инкубировали при 5° и 20° в термостатах. Такие температуры в антарктическом регионе могут наблюдаться в летний период.
Пробы отбирали на 1, 4, 7, 14, 30, 60, 160-е сут. Определяли общую численность прокариот (бактерий), численность и долю их фильтрующихся форм, а также численность и таксономический состав сапротрофного бактериального комплекса. Определение общей численности прокариот проводили с помощью окраски препаратов почвенной суспензии красителем акридином оранжевым [10]. Численность прокариотных клеток учитывали с помощью люминесцентного микроскопа Axiosco-pe 2+ (объектив х 100, масляная иммерсия). ФФП выделяли путем фильтрации почвенной суспензии через ядерные мембранные фильтры (GP Mil-lipore Express PLUS Membrane) с размером пор 0,22 мкм [7]. Полученный фильтрат центрифугировали (10 000 об/мин) в течение 10 мин для концентрирования клеток.
Численность и таксономический состав сапро-трофного бактериального комплекса устанавливали с помощью посева почвенной суспензии на глюко-зо-пептонно-дрожжевую (ГПД) питательную среду с нистатином [6]. Бактерии идентифицировали на основании изучения культуральных, микроморфологических и некоторых физиолого-биохимических признаков по [6]. Видовой состав грамотрицатель-ных бактерий определяли методом секвенирова-ния последовательностей гена 16S рРНК. Бактериальную ДНК экстрагировали с помощью Gene JET Genomic DNA Purification Kit (Thermo scientific). Для амплификации фрагментов генов 16S рРНК использовали праймеры: (5'—3' последовательность) 537R—GTATTACCGCGGCTGCTG, 1100R—AGGGTTGCGCTCGTTG [14]. Программа для ПЦР — 95:4'—95:1'—55:1'—72:1'30"—72:5'; 30 циклов.
ПЦР-продукты анализировали при помощи электрофоретического разделения в 0,8—1%-х горизонтальных агарозных гелях, содержащих
1—2 мкг/мл бромистого этидия, в трис-боратном буфере [15]. ДНК секвенировали на приборе Applied Biosystems 3130xl Genetic Analyzer в Научно-производственной компании ЗАО «Синтол» (Москва); праймер 1100R. Анализ нуклеотидных последовательностей выполняли с помощью пакетов программ BLAST [12]. Полученные результаты идентифицировали, используя данные ген-банка NCBI.
Для выявления статистически достоверных различий средних значений численности подсчитывали доверительный интервал с уровнем вероятности 0,95. Статистический анализ полученных результатов проводили с помощью пакета STATISTICA.10 и Excel.
Результаты и их обсуждение
Численность клеток бактерий в обоих образцах изменялась по ходу сукцессии и в целом была ниже, чем обычно регистрируется в почвах умеренного пояса [4]. В образце НОВ (низкое содержание органического вещества) по ходу сукцессии при температуре 5° она варьирует от 0,17 до 3,54 млрд кл/г почвы, при 20° — от 0,17 до 3,27 млрд кл/г почвы (рисунок). В образце ВОВ (высокое содержание органического вещества) этот показатель при температуре 5° изменяется от 0,30 до 4,49 млрд кл/г почвы, при 20° — от 0,30 до 2,74 млрд кл/г почвы (рисунок). В обоих образцах при заданных температурных режимах культивирования максимальные показатели общей численности прокариот
отмечены на 14-е сут, минимальные — в начальной точке сукцессии. К 60-м сут в обоих случаях эти показатели постепенно снижаются и практически достигают значений, отмеченных в начальной точке сукцессии. Для образца ВОВ, в котором визуально обнаруживается присутствие пленок водорослей, на 160-е сут опыта численность прокариот незначительно увеличивается. Для образца НОВ, где зафиксирована более низкая начальная численность прокариот, замечен больший отклик на увлажнение и культивирование при положительных температурах по сравнению с образцом с более высоким содержанием органики.
Как нами показано ранее, в почве Антарктиды присутствует значительное количество мелких клеток бактерий — фильтрующихся форм прокариот [5]. Они обнаружены и в исследуемых образцах. В образце НОВ численность ФФП варьирует от 0,02 до 0,09 млрд кл/г почвы как при 5°, так и при 20°. Максимальная численность ФФП наблюдается в начале эксперимента, далее их численность падает и достигает минимума на 30-е сут эксперимента, где и остается на том же уровне до конца опыта. В образце ВОВ численность ФФП варьирует от 0,01 до 0,08 млрд кл/г почвы и при 5°, и при 20°. Максимальное их число, так же как и для образца НОВ, отмечено в начале эксперимента, а минимальное — на 14-е и 30-е сут.
Доля ФФП по ходу сукцессии варьирует. Для образца НОВ она составляет 2—53, для образца ВОВ —1—29% (рисунок). Максимальная доля ФФП, так же как и численность, наблюдается в начале
общая численность прокариот, млрд кл/г почвы --*-- доля ФФП, % Динамика общей численности прокариот (сплошная линия) и доля ФФП (пунктирная линия) по ходу сукцессии
Таблица 1
Структура сапротрофного бактериального комплекса (на родовом уровне) в образце с низким содержанием органического вещества (НОВ)
Стадия сукцессии Температура инкубации Доминанты Группа среднего обилия Минорные компоненты
0-е сут 5° Arthrobacter Сaulobacter Bacillus Micrococcus
20° Сaulobacter Arthrobacter Beijerinckia Rhodococcus Cellulomonas Cytophaga Micrococcus
14-е сут 5° Arthrobacter Cytophaga Proteobacteria Micrococcus Bacillus Сaulobacter Streptomyces
20° Arthrobacter Proteobacteria Proteobacteria Micrococcus Myxococcus Polyangium Proteobacteria Rhodococcus Myxococcus Strepromyces
60-е сут 5° Arthrobacter Cytophaga Proteobacteria Micrococcus Bacillus Sphingomonas
20° Arthrobacter Bacillus Proteobacteria Micrococcus Myxococcus Polyangium Cellulomonas Cytophaga Ralstonia Rhodococcus
эксперимента, минимальная — на 14-е сут во всех вариантах опыта; общая численность бактерий достигает максимума также в этой точке. На 60-е сут сукцессии доля ФФП несколько увеличивается, причем во всех вариантах при 20° больше, чем при 5°. К 160-м сут эксперимента она вновь снижается.
Сопоставление результатов по численности ФФП и по общей численности бактерий позволяет предположить, что клетки ФФП представляют собой фракцию («пул») покоящихся прокариот, которые при наступлении благоприятных условий переходят в активное состояние.
Важной характеристикой бактериального сообщества почв является численность и таксономическая структура сапротрофного комплекса культивируемых бактерий, вырастающих на ГПД среде [6]. Их численность в образце с низким содержанием органического вещества в начальной точке сукцессии — 35,1 тыс. КОЕ/1 г почвы. Максимальная численность зафиксирована на 7-е и 14-е сут при обоих режимах инкубации — 54,8 и 16,4 млн КОЕ/г почвы соответственно. Следует отметить, что для этого образца температура инкубации незначительно влияет на численность бактерий. На всех стадиях сукцессии доминирует р. Arthro-
bacter. В начальной точке к нему присоединяется р. Сaulobacter, на более поздних стадиях при инкубации почвы при 20° — р. Bacillus. Начиная с 14-х сут опыта и далее по ходу сукцессии, увеличивается разнообразие бактерий в группах среднего обилия и минорных компонентов. Наряду с грамположительными начинают выделяться грамотрицательные бактерии, представленные в основном протеобактериями родов Beijerinckia, Cytophaga, Myxococcus, Polyangium, Сaulobacter, Ralstonia, Sphingomonas. С 60-х сут опыта более активно выделяются актинобактерии родов Cel-lulomonas, Rhodococcus, Micrococcüs, Strepromyces (табл. 1).
Для образца ВОВ отмечена низкая численность сапротрофного бактериального комплекса в начальной точке сукцессии (600 КОЕ/г почвы) и некоторое увеличение этого показателя в ходе сукцессии. Максимальная численность при инкубации при 5° зафиксирована на 14-е и 30-е сут — 67 и 56 млн КОЕ/г почвы соответственно. Более существенно она увеличивается при 20°, достигая максимума на 30-е и 60-е сут — 318 и
Таблица 2
Структура сапротрофного бактериального комплекса (на родовом уровне) в образце с высоким содержанием органического вещества (ВОВ)
Стадия сукцессии Температура инкубации Доминанты Группа среднего обилия Минорные компоненты
0-е сут 5° Cytophaga Proteobacteria Bosea Myxococcus — —
20° Cytophaga Bacillus Myxococcus — —
14-е сут 5° Arthrobacter Ralstonia Streptomyces Polyangium Сaulobacter Myxococcus Spirillum Proteobacteria
20° Arthrobacter Cytophaga Variovorax Brevibacterium Proteobacteria Mucilaginibacter Myxococcus Delftia
60-е сут 5° Arthrobacter Polyangium Cytophaga Proteobacteria Beijerinckia
20° Arthrobacter Proteobacteria Myxococcus Arthrobacter Cellulomonas Cytophaga Ralstonia Polyangium
Примечание: Знак «—» — не обнаружено.
Таблица 3
Таксономическая принадлежность грамотрицательных бактерий, идентифицированных с использованием метода секвенирования последовательностей гена 16S рРНК
Alphaproteobacteria Betaproteobacteria Gammaproteobacteria
Sphingopyxis bauzanensis Ralstonia sp. (3 штамма) Stenotrophomonas sp.
Bosea thiooxidans (3 штамма) Ralstonia picketti (2 штамма) Pseudomonas sp. (2 штамма)
Sphingomonas sp. (8 штаммов) Delftia acidovorans Pseudomonas vancouverensis
Bosea sp. Variovorax sp. (2 штамма) Acinetobacter sp.
Brevundimonas sp.
1020 млн КОЕ/г почвы соответственно. На начальных этапах сукцессии в образце доминируют грамотрицательные бактерии, представленные родами Cytophaga, Bosea, Myxococcus. На поздних стадиях к ним присоединяется р. Arthrobacter. Образец ВОВ по сравнению с НОВ отличается бoль-шим разнообразием среди группы доминантов: помимо р. Arthrobacter в нее вошли р. Cytophaga, Ralstonia, а на поздних стадиях сукцесии — Poly-angium и Myxococcus. Начиная с 14-х сут и далее увеличивается разнообразие бактерий в группе среднего обилия и минорных компонентов за счет грамотрицательных бактерий родов Caulobacter, Cytophaga, Beijerinckia, Delftia, Ralstonia, Mucilagi-nibacter, Myxococcus, Polyangium, Spirillum, Vario-vorax (табл. 2).
Длительная инкубация при постоянных уровнях влажности и температуры, а также высев почвы, отобранной из образцов на разных стадиях сукцессии, позволили выделить представителей более широкого спектра родов грамотрицательных бактерий, чем обычно удается при единичных посевах суспензии почвы, хранившейся в замороженном состоянии. Грамотрицательные бактерии идентифицированы с помощью метода секвенирования последовательностей гена 16SрРНК. Все штаммы отнесены к филуму протеобактерий (табл. 3). Среди них обнаружены известный психрофильный вид Sphingopyxis bauzanensis [16] и олиготрофный вид Ralstonia picketti [20], имеющий мелкие размеры, что дает возможность его клеткам прохо-
дить через фильтры с порами 0,2 мкм. Это позволяет нам предположить, что этот вид бактерий присутствует во фракции фильтрующихся форм прокариот.
Выводы
Применение сукцессионного подхода позволят охарактеризовать изменение показателей общей численности бактерий, содержания ФФП, а также численности и структуры сапротрофно-го бактериального комплекса в антарктических почвах по ходу сукцессии в условиях модельного эксперимента. Определены условия и сроки, когда общая численность бактерий достигает максимального значения, а доля и численность ФФП остается минимальной. Для обоих образцов при двух температурных режимах инкубации максимум общей численности зафиксирован на 14-е сут, причем минимальные показатели отмечены в начале эксперимента. Численность и содержание ФФП максимальны в начале эксперимента, а минимальны — на 14-е сут. Это может означать, что «оживление» антарктических почв увлажнением и инкубацией при положительных температурах способствует переходу покоящихся форм клеток в активное жизнеспособное состояние, а ФФП можно считать тем «пулом» клеток, который позволяет бактериям сохраняться в условиях экстремально низких температур, отсутствия доступной влаги и питательных веществ.
Применение сукцессионного подхода делает возможным более полно оценивать таксономическое разнообразие сапротрофного комплекса бактерий и выделять значительное число штаммов грамотрицательных форм. В некоторых случаях видовая принадлежность выделенных штаммов определена с помощью секвенирования последовательности гена ^ рРНК: все они относены к филуму протеобактерий. При анализе почв, исследуемых сразу после размораживания, такого разнообразия грамотрицательных бактерий не выявлено, подавляющая часть комплекса представлена бациллами и коринеподобными бактериями.
Таким образом, полученные результаты дают право рекомендовать сукцессионный подход при изучении прокариотного сообщества антарктических почв в модельных опытах.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Абрамов А.А., Миронов В.А., Лупачев А.В. и др. Геокриологические условия антарктических оазисов // Полярная криосфера и воды суши. Вклад России в Международный полярный год 2007/2008 / Под ред. В.М.Котлякова. СПб., 2011.
2. Горячкин С.В., Гиличинский Д.А., Мергелов Н.С. и др. Почвы Антарктиды: первые итоги, проблемы и
перспективы исследований // Геохимия ландшафтов и география почв (к 100-летию М.А. Глазовской) / Под ред. Н.С. Касимова, М.И. Герасимовой. М., 2012.
3. Дуда В.И., Сузина Н.Е., Поливцева В.Н., Воронин А.М. Ультрамикробактерии: становление концепции и вклад ультрамикробактерий в биологию // Микробиология. 2012. Т. 81, № 4.
4. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Бабьева И.П., Лысак Л.В. Структурно-функциональная организация микробных сообществ // Экология на рубеже XXI века (наземные экосистемы). М., 1999.
5. Кудинова А.Г., Лысак Л.В., Соина В.С. Бактериальные сообщества в почвах криптогамных пустошей Восточной Антарктиды (оазисы Ларсеманн и Холмы Тала) // Почвоведение. 2015. № 3.
6. Лысак Л.В., Добровольская Т.Г., Скворцова И.Н. Методы оценки бактериального разнообразия почв и идентификации почвенных бактерий. М., 2003.
7. Лысак Л.В., Лапыгина Е.В., Конова И.А., Звягинцев Д.Г. Численность и таксономический состав нано-форм бактерий в некоторых почвах России // Почвоведение. 2010. № 7.
8. Мергелов Н.С. Почвы влажных долин в оазисах Ларсеманн и Вестфолль (Земля принцессы Елизаветы, Восточная Антарктида) // Почвоведение. 2014. № 9.
9. Мергелов Н.С., Горячкин С.В. Почвы и почво-подобные тела Антарктиды (оазис «Холмы Ларсеман-на») // Генезис, география, классификация почв и оценка почвенных ресурсов: Мат-лы науч. конф., посвящ. 150-летию со дня рождения Н.М. Сибирцева. VIII Си-бирцевские чтения. Архангельск, 2010.
10. Методы почвенной биохимии и микробиологии / Под ред. Д.Г. Звягинцева. М., 1991.
11. Эль-Регистан Г.И., Мулюкин А.Л., Николаев Ю.А. и др. Адаптогенные функции внеклеточных ауторегуляторов микроорганизмов // Микробиология. 2006. Т. 75, № 4.
12. Altschul S.F., Gish W, Miller W. et al. Basic local alignment search tool // J. molecul. biol. 1990. Vol.215, N 3.
13. Ganzert L., Lipski A., Hubberten H.W., Wagner D. The impact of different soil parameters on the community structure of dominant bacteria from nine different soils located on Livingston Island, South Shetland Archipelago, Antarctica // FEMS microbial. ecol. 2011. Vol. 76, N 3.
14. Lane D.J. 16S/23S rRNA sequencing // Nucleic acid techniques in bacterial systematics. Chichester, 1991.
15. Maniatis T, Fritsch E.F., Sambrook J. Molecular cloning: a laboratory manual. Vol. 545. N.Y., 1982.
16. Oelschlagel M, Ruckert C, Kalinowski J. et al. Sphingopyxis fribergensis sp. nov., a soil bacterium with the ability to degrade styrene and phenylacetic acid // Intern. J. syst. and evol. microbiol. 2015. Vol. 65 (Pt. 9).
17. Panikov N. Contribution of nanosized bacteria to the total biomass and activity of a soil microbial community // Adv. in Appl. Microbiol. 2005. Vol. 57.
18. Roesch L.F.W., Fulthorpe R.R., Pereira A.B. et al. Soil bacterial community abundance and diversity in icefree areas of Keller Peninsula, Antarctica // Appl. soil ecol. 2012. Vol.61.
19. Wynn-Williams D.D. Response of pioneer soil mic-roalgal colonists to environmental change in Antarctica // Microb. Ecol. 1996. Vol. 31, N 2.
20. Yabuuchi Eiko, Kosako Yoshimasa, Yano Ikuya et al. Transfer of Two Burkholderia and An Alcaligenes Species to Ralstonia Gen. Nov. // Microbiol. and Immunol. 1995. Vol.39.
21. Zdanowski M.K., Zmuda-Baranowska M.J., Bor-suk P. et al. Culturable bacteria community development in postglacial soils of Ecology Glacier, King George Island, Antarctica // Polar Biol. 2013. Vol. 36, N 4.
Поступила в редакцию 15.12.2017
USING OF SECESSION APPROACH IN STUDY
OF PROCARYOTES COMMUNITY OF THE EASTERN ANTARCTIC SOILS
A.G. Kudinova, L.V. Lysak, V.S. Soina, N.S. Mergelov, A.V. Dolgikh
Prokaryotic communities of soils in oases of the East Antarctic have been studied in a model experiment using the succession approach. The parameters of the total number of pro-karyotes, filtering forms of prokaryotes (FFP), abundance and taxonomic diversity of the sa-protrophic bacterial complex in two soil samples differing in organic content at two temperatures (5° and 20°) were determined. In all cases, a maximum of the total number of bacteria was recorded on the 14th day of the experiment, a minimum of abundance — at the beginning (1st day) and end (160th day) of the experiment. The number and percentage of FFP were maximal at the beginning of the experiment, the minimum values of the indicators were fixed on the 14th day. This suggests that the "revival" of Antarctic soils by moistening and incubation at positive temperatures promotes the transition of dormant cell forms to an active, viable state, and FFP allows us to consider that "pool" of cells that allows bacteria to survive in extremely low temperatures, lack of available moisture and nutrients.
The succession approach has made it possible to more fully characterize the taxonomic diversity of the saprotrophic bacterial complex and to isolate a wider range of genera of Gramnegative bacteria than in single plantings of soil samples stored in the frozen state. The results obtained make it possible to recommend a study of the prokaryotic community of Antarctic soils in model experiments with using the succession approach.
Key words: prokaryotic community, Antarctic soils, succession, filtering forms of proka-ryotes, generic variety of bacteria.
Сведения об авторах
Кудинова Алина Гранитовна, канд. биол. наук, мл. науч. сотр. лаборатории биологии РНК и эпигенетики ИМГ РАН. E-mail: alina-kudinova91@mail.ru. Лысак Людмила Вячеславовна, докт. биол. наук, профессор каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ им. М.В.Ломоносова. E-mail: lvlysak@mail.ru. Соина Вера Сергеевна, канд. биол. наук, ст. науч. сотр. каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ им. М.В.Ломоносова. E-mail: soina@yandex.ru. Мергелов Никита Сергеевич, канд. геогр. наук, ст. науч. сотр. отдела географии и эволюции почв Ин-та географии РАН. E-mail: mergelov@igras.ru. Долгих Андрей Владимирович, канд. геогр. наук, науч. сотр. отдела географии и эволюции почв Ин-та географии РАН. E-mail: dolgikh@igras.ru.
