CC BY
23
Материалы X съезда ВНПОЭМП, Москва, 12-13 апреля 2012 г.
Инфекция и иммунитет
Антибиотики для лечения стафилококковых инфекций (вызванных, как St.aureus, так и коагу-лазонегативными стафилококками) являются бета-лактамы — антибактериальные препараты (АБП).
Устойчивость стафилококков к бета-лактамным АПБ связана либо с продукцией бета-лактамаз, либо с наличием дополнительного пенициллино-связывающего белка — ПСБ2а.
Штаммы Staph. aureus, лишенные механизма резистентности, чувствительны ко всем видам бета-лактамным АБП.
Маркером наличия белка — ПСБ2а является устойчивость к оксациллину и метицилли-ну. Такие штаммы исторически получили название метициллин-резистентных стафилококков. Метициллин в настоящее время в клинической практике и в лабораторной диагностике не применяется, его полностью вытеснил оксациллин, соответственно появился термин «оксациллинорезистент-ность», являющийся полным синонимом термина «метициллинрезистентность».
Таким образом, определение чувствительности Staphylococcus spp. к бета-лактамам АБП должно включать выполнение двух тестов определения чувствительности:
— к бензилпенициллину или выделения продукции бета-лактамаз (пенициллиназ);
— к оксациллину или выявления ПСБ2а или кодирующего его гена тесА.
Критерием излечения больных Staphylococcus spp. является важность посевов на чувствительность и назначения антибиотико-терапии с учетом устойчивости возбудителя. Определение чувствительности микроорганизмов — возбудителей инфекционных заболеваний человека к антибактериальным препаратам (АБП) — приобретает все более важное значение, в связи с проявлением и широким распространением антибиотико-резистентности у бактерий.
Обязательному исследованию на чувствительность к АБП подлежат все микроорганизмы, выделенные из первично стерильных жидкостей, органов и тканей человека.
Бактериологические лаборатории Краснодарского края владеют стандартными методами определения чувствительности микроорганизмов к АБП, согласно МУК 4.2.1890-04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам».
ПРИМЕНЕНИЕ МОЛЕКУЛЯРНО-БИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ В ДЕЯТЕЛЬНОСТИ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКОЙ ЛАБОРАТОРИИ В 2011 г.
В.П. Клиндухов1, Т.В. Шевырева1, Г.К. Рафеенко2, Л.И. Щербина2, И.В. Абрамова2
1Управление Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека по Краснодарскому краю г. Краснодар; 2ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Краснодарском крае» г. Краснодар
Возбудители инфекционных заболеваний настолько быстро эволюционируют и легко приспосабливаются к изменяющимся условиям среды, что диагностировать их становится все сложнее. Поэтому наряду с традиционными бактериологическими, вирусологическими, серологическими методами в настоящее время в практике работы для диагностики применяются новые технологии.
Одним из самых современных методов молекулярной биологии является ПЦР диагностики — по-лимеразная цепная реакция. ПЦР применяют для диагностики инфекционных заболеваний бактериальной и вирусной этиологии, а также заболеваний вызываемых простейшими и грибами.
Полимеразная цепная реакция (ПЦР) представляет собой процесс многократного увеличения числа копий (амплификация) фрагмента ДНК-мишени и позволяет обнаружить специфический участок генома биологического агента.
Исследование методом ПЦР имеет ряд преимуществ перед стандартными методами:
— отсутствие предела чувствительности;
— абсолютная специфичность — способность применяемого метода распознавать исключительно целевую последовательность и отличать ее от исходных последовательностей и загрязняющих примесей (не дает ложноположительных результатов);
— специфичное увеличение (амплификация) в сотни раз участка ДНК возбудителя заболевания в исследуемом образце;
— позволяет обнаружить даже единственную копию чужеродной ДНК в образце (качественное определение);
— количественное определение ДНК в исследуемом образце;
— применение тест-систем серии «Мульти-Прайм» позволяет за одно исследование одновременно диагностировать инфекции бактериальной и вирусной этиологии.
Микробиологическая лаборатория ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Краснодарском крае», успешно освоила и использует в практике работы молекулярно-биологические методы.
Метод полимеразной цепной реакции (ПЦР) — инновационный метод с применением современных технологий: амплификатор Rotor Gene 6000, роботизированная станция для выделения НК esyMAG.
Методом полимеразной цепной реакцией (ПЦР) проводятся следующие исследования:
— выявление ГМО в пищевых продуктах и продовольственном сырье (качественный и количественный метод);
— выявление видовой принадлежности тканей животных в пищевых продуктах и продовольственном сырье;
— выявления РНК/ДНК возбудителей бактериальных инфекций в материале от людей и объектов окружающей среды микроорганизмов III—IV групп патогенности: шигелла, сальмонелла, диа-рогенные эшерихии, кампилобактер, легионел-ла, клостридии, дифтерия, менингококк;
— выявления РНК/ДНК возбудителей бактериальных инфекций в материале от людей и объектов окружающей среды особо опасных и природно-очаговых инфекций: холера, псевдотуберкулез и иерсиниоз, листериоз, сибирская язва, клещевой боррелиоз, бруцеллез, лептоспироз;
— выявления РНК/ДНК возбудителей вирусных инфекций в материале от людей и объектов окружающей среды: вирус гриппа А; с последующим определение субтипа; вирус гриппа В; вирус парагриппа (1, 2, 3 тип); короновирус, вызывающий тяжелый респираторный синдром (SARS);
2012, Т. 2, № 1-2
Современное лабораторное обеспечение.
респираторно-синтициального вирус; аденовирусы, энтеровирусы, в том числе полиовирусы; астровирусы; ротавирусы группы А, норовирусы; вирус гепатита А, В, С, D, G; хантавирусы; вирус клещевого энцефалита; вирус крымской геморрагической лихорадки; вирус лихорадки Западного Нила.
К ВОПРОСУГЕНОТИПИРОВАНИЯ БРУЦЕЛЛ НА ОСНОВЕ MLVA
Д.А. Ковалев, E.H. Мисетова, C.B. Писаренко, С.И. Головнева, Л.В. Ляпустина
ФКУЗ Ставропольский противочумный институт Роспотребнадзора, г. Ставрополь
Современная система противоэпидемических мероприятий по контролю и борьбе с бруцеллезом наряду со своевременным выявлением источника инфекции, быстрым выделением, проведением внутривидовой дифференциации возбудителя включает и его штаммовую дифференциацию. Для молекулярно-генетического исследования до штаммового уровня и одновременного установления генетического родства изучаемых штаммов нами был выбран метод MLVA (мультилокусный анализ вариабельного числа тандемных повторов) на основе ПЦР.
В работе были использованы 18 штаммов бру-целл трех основных патогенных видов (B. melitensis, B. abortus, B. suis), представленные 10 известными референтными, 6 полевыми штаммами и двумя изо-лятами, выделенными от мышевидных грызунов Австралии, имеющими неясное таксономическое положение. Референтные штаммы бруцелл с известными генотипами использовали для оценки воспроизводимости результатов MLVA специфических штаммовых генотипов и соответствия схемы MLVA-13 фенотипическим методам анализа.
Схема MLVA-типирования включала анализ известных вариабельных тандемных повторов штаммов бруцелл в ПЦР с праймерами, фланкирующими 13 VNTR-локусов из двух панелей MLVA-15 (P. Le Fleche et.al., 2006). Результаты секвенирования полученных ампликонов использовали для кластерного анализа в программе MEGA 5,03.
Анализ дендрограммы, построенной на основании данных MLVA-13, позволил выявить генетически родственный кластер, составленный из полевых штаммов B. melitensis 565, 548, C-457 вместе с референтным штаммом B. melitensis 63/9 второго биовара, что согласуется с ранее полученными нами данными. Полевые штаммы B. abortus 1552, А-422 группировались в родственный кластер вместе с большинством референтных штаммов вида B. аbortus. Референтные и один полевой штаммы B. suis формировали отдельный кластер. Австралийские штаммы Brucella 83-4, 83-6 вошли в общий, но удаленный от других кластер.
Таким образом, проведенное MLVA-13 геноти-пирование 18 штаммов бруцелл позволило выявить генетическое разнообразие исследуемых штаммов с высоким индексом вариабельности HGDI (0,99). Полученные результаты согласуются с данными традиционных методов дифференциации возбудителя бруцеллеза. Дальнейшие исследования позволят создать каталог MLVA-генотипов для качественного усовершенствования системы эпиднадзора за бруцеллезом в Российской Федерации.
О ЗНАЧЕНИИ НОРОВИРУСОВ В ЗАБОЛЕВАЕМОСТИ НАСЕЛЕНИЯ
И.В. Ковальчук1, А.В. Ермаков1, И.Б. Каширина1, Н.И. Соломащенко2, В.А. Хализева2, А.Р. Эльканова3
1Управление Роспотребнадзора по Ставропольскому краю, г. Ставрополь; 2ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Ставропольском крае», г. Ставрополь; 3ГБОУ ВПО Ставропольская государственная медицинская академия, г. Ставрополь
С внедрением в последние годы в практику тест-систем по определению кишечных вирусов в клиническом материале у больных с симптомами острой кишечной инфекции методом полимеразной цепной реакции изменились представления о роли вирусных патогенов в структуре инфекционной патологии с фекально-оральным механизмом передачи возбудителя. На территории Ставропольского края заболеваемость населения острыми кишечными инфекциями всегда оставалась значимой инфекционной патологией. В этиологической структуре ОКИ ведущее место занимали бактериальные инфекции. Из вирусных патогенов определялись ротавирусы. При этом уровень заболеваемости ОКИ неустановленной этиологии остается высоким.
С 2010 г. в работу лаборатории ПЦР — исследований центра гигиены и эпидемиологии в Ставропольском крае внедрены тест-системы по определению генетического материала рота-, астро- и норовирусов. Исследования проводились при регистрации групповой заболеваемости в организованных коллективах для этиологической расшифровки. В 2010 г. по результатам исследований диагноз норовирусной инфекции установлен 22 больным. Зарегистрировано 2 групповых ситуации норовирусной этиологии в стационаре и детском саду, а также рота-и норовирусной этиологии в детском дошкольном учреждении. Реализовывался контактно-бытовой путь передачи инфекции. В начале июня 2011 г. зарегистрирована вспышка норовирусной инфекции в детском санатории «Сосновая роща» г. Кисловодска с общим числом пострадавших 104 человека, из них 101 дети до 14 лет. Лабораторно диагноз подтвержден у 10 человек, у остальных установлен на основании клинико-эпидемиологических данных. Носительство но-ровируса выявлено у работника пищеблока, который и послужил, по всей вероятности, источником инфекции. Распространение возбудителя произошло пищевым и контактно-бытовым путем. Заболевание протекало в основном в легкой степени тяжести, госпитализированы в инфекционный стационар только первыми заболевшие 6 детей. Доминирующие симптомы заболевания были представлены следующими: недомогание и тошнота отмечены у 100,0% заболевших, рвота у 85%, боли в животе у 44,8%, жидкий стул у 35%, повышение температуры от 37,5°С до 38°С у 25,5%,
Таким образом, внедрение в лабораторную диагностику тест-систем по определению генетического материала кишечных вирусов позволяет изменить соотношение доли расшифрованных диагнозов, особенно это важно при этиологической расшифровке вспышечной заболеваемости и показать значимость этих инфекции в кишечной патологии. Для оценки циркуляции норовирусов среди населения необходимо дальнейшее внедрение их лабораторной диагностики в медицинских организациях.
