CC BY
22УДК: 616-092.9
ПОВЫШЕНИЕ ЭФФЕКТИВНОСТИ ЛИПОФИЛИНГА ПРИ ЛЕЧЕНИИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ РУБЦОВ КОЖИ С ПОМОЩЬЮ D-АСПАРАГИНА
Сергеева Ю. А.1, Каде А. Х. 2, Гайворонская Т. В. 2, Трофименко А. И. 3, Басов А. А. 2, Литвинова М. Г. 2, Мясникова В. В. 2
*ООО ЛДЦ «Клиника Солнечная», г. Краснодар, Российская Федерация
2ФГБОУ ВО «Кубанский государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации, г. Краснодар, Российская Федерация
3ГБУЗ «НИИ-ККБ №1 имени профессора С. В. Очаповского» Министерства здравоохранения Краснодарского края, г. Краснодар, Российская Федерация
Для корреспонденции: Трофименко Артем Иванович, ГБУЗ НИИ - ККБ №1, 350086, г. Краснодар, ул. 1 Мая, 167. e-mail: artemtrofimenko@mail.ru
For correspondence: Artem I. Trofimenko, PhD, Researcher, Krasnodar Regional Hospital #1, 350086, Krasnodar, street of 1st May, 167. e-mail: artemtrofimenko@mail.ru
Information about authors:
Sergeeva Yu. A., https://orcid.org/0000-0001-8452-5936 Kade A. Kh., http://orcid.org/0000-0002-0694-9984 Gaivoronskaya T. V., http://orcid.org/0000-0002-8509-2156 Trofimenko A. I., http://orcid.org/0000-0001-7140-0739 Basov A. A., https://orcid.org/0000-0002-2262-4549 Litvinova M. G., https://orcid.org/0000-0003-1311-4253 Miasnikova V. V., https://orcid.org/0000-0002-8412-9164
РЕЗЮМЕ
Липофилинг является перспективным методом лечения кожных рубцов различного происхождения. В работе приводятся данные о влиянии D-аспарагина в ходе предварительной подготовки реципиентной зоны на эффективность липофилинга при лечении кожных рубцов в эксперименте у крыс. Характеристика групп животных: группа 1 (n=20, контроля) - крысам с моделью кожного рубца проведен липофилинг; группа 2 (n=20, сравнения) - крысам с моделью кожного рубца на 5-е и 12-е сутки эксперимента выполнены 2 инъекции физиологического раствора хлорида натрия, на 42-е сутки проведен липофилинг; группа 3 (n=20, опытная) - крысам с моделью кожного рубца на 5-е и 12-е сутки эксперимента выполнены 2 инъекции 0,5% водного раствора D-аспарагина и на 42-е сутки проведен липофилинг. При анализе результатов морфометрии зоны дермального рубца на 105-е сутки выявлено, что толщина эпидермиса в группе №1 (липофилинг) составляет 7,8±2,1 мкм. В группе №2 (физ. р-р+липофилинг) толщина эпидермиса составляет 9,6±3,2 мкм, что на 28,57% больше, чем в группе №1 (p=0,042). В группе №3 (D-аспарагин+липофилинг) толщина эпидермиса составляет 5,4±1,6 мкм, что на 44,4% меньше, чем в группе №2 (p=0,000017) и на 28,57% меньше, чем в группе №1 (p=0,0032). При анализе результатов морфометрии зоны дермального рубца на 105-е сутки выявлено, что толщина дермы в группе №1 (липофилинг) составляет 143,9±34 мкм. В группе №2 (физ. р-р+липофилинг) толщина дермы составляет 152,4±29,6 мкм, что на 6,3% больше, чем в группе №1 (p=0,4). В группе №3 (D-аспарагин+липофилинг) толщина дермы составляет 117,1±17,1 мкм, что на 23% меньше, чем в группе №2 (p=0,000067) и на 5,9% меньше, чем в группе №1 (p=0,0038). Таким образом, проведенное исследование свидетельствует, что применение D-аспарагина является перспективным способом повышения эффективности липофилинга при лечении кожных рубцов.
Ключевые слова: D-аспарагин, липофилинг, кожный рубец, крыса.
IMPROVEMENT OF LIPOFILLING EFFICACY IN TREATMENT OF EXPERIMENTAL DERMAL SCARS BY USING D-ASPARAGINE
Sergeeva Yu. A.\ Kade A. Kh.2, Gaivoronskaya T. V.2, Trofimenko A. I.3, Basov A. АД Litvinova M. G.2, Miasnikova V. V. 2
*Solnechnaya Clinic, Krasnodar, Russia
2Kuban State Medical University, Krasnodar, Russia
'Krasnodar Regional Hospital #1, Krasnodar, Russia
SUMMARY
Lipofilling is a promising method for treating dermal scars of various origins. The paper presents data on the effect of D-asparagine during preliminary preparation of the recipient zone on the effectiveness of lipofilling in the treatment of dermal scars in an experiment in rats. Characterization of animal groups: group 1 (n=20, control) — rats
крымский журнал экспериментальной и клинической медицины
with a dermal scar model, lipofilling was performed on the 42nd day; group 2 (n=20, comparison) —rats with a dermal scar model, 2 injections of 0.9% sodium chloride solution were performed on the 5th and 12th day of the experiment, lipofilling was performed on the 42nd day; group 3 (n=20, experimental) —rats with a dermal scar model, 2 injections of 0.5% aqueous solution of D-asparagine were performed on the 5th and 12th day of the experiment, lipofilling was performed on the 42nd day. When analyzing the results of morphometry of the dermal scar zone on the 105th day, it was revealed that the thickness of the epidermis in group No. 1 (lipofilling) is 7.8±2.1 |jm. In group No. 2 (0.9% solution NaCE+ lipofilling), the epidermis thickness is 9.6±3.2 jim, which is 28.57% more than in group No. 1 (p = 0.042). In group No. 3 (D-asparagine + lipofilling) the epidermis thickness is 5.4±1.6 jim, which is 44.4% less than in group No. 2 (p = 0.000017) and 28.57% less than in group No. 1 (p = 0.0032). When analyzing the results of morphometry of the dermal scar zone on the 105th day, it was revealed that the thickness of the dermis in group No. 1 (lipofilling) is 143.9±34 jim. In group No. 2 (0.9% solution NaCl + lipofilling), the thickness of the dermis is 152.4±29.6 jim, which is 6.3% more than in group No. 1 (p = 0.4). In group No. 3 (D-asparagine + lipofilling) the dermis thickness is 117.1±17.1 jm, which is 23% less than in group No. 2 (p = 0.000067) and 5.9% less than in group No. 1 (p=0.0038). Therefore, the study shows that using of D-asparagine is a promising way to increase the effectiveness of lipofilling for curing of dermal scars.
Key words: D-asparagine, lipofilling, dermal scar, rat.
Липофилинг является одним из перспективных методов коррекции рубцовых дефектов кожи различного происхождения [1]. Применение липофилинга для лечения кожных рубцов способствует восстановлению структуры дермы и подкожной жировой клетчатки в зоне их локализации [2]. Ключевая роль в позитивном влиянии липофилинга на ремоделирование рубцов принадлежит мезенхимальным стволовым клеткам жировой ткани (МСК ЖТ) [3, 4] и, таким продуктам их секреции как, РСЕ2, 1Ь-10, N0, ИСБ [5]. МСК ЖТ способствуют подавлению продукции ТСБ-1р и 1Ь-13, а также обусловленной ими пролиферации фибробластов и гиперпродукции матрикса соединительной ткани [6]. При этом повышается экспрессия матриксных металлопротеиназ участвующих в ремоделировании межклеточного матрикса [6].
Несмотря на наличие множества работ, подтверждающих позитивное влияние ли-пофилинга при лечении кожных рубцов существуют исследования, в ходе которых не удалось доказать его эффективность [7].
Залогом успешного приживления липо-графта является достаточный уровень кровоснабжения реципиентной зоны [8]. В случае липофилинга на рубцовой ткани, его низкая эффективность лимитирована недостаточным уровнем кровоснабжения, что обусловливает необходимость разработки новых способов подготовки реципиентной зоны [6].
Многообещающим способом подготовки реципиентной зоны для последующего применения липофилинга на рубцах может стать использование препаратов с антипролифера-тивной активностью, например, 5-фторура-цил, митомицин С, блеомицин, метотрексат, глюкокортикоиды, интерфероны [9; 10; 11].
В отличие от вышеуказанных препаратов Б-аспарагин, обладая антипролифе-
ративной активностью, имеет более благоприятный профиль безопасности [12].
Цель исследования - изучить влияние D-аспарагина на эффективность липофилинга при лечении кожных рубцов в эксперименте у крыс.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Характеристика групп лабораторных животных
В работе задействовано 60 самцов белых нелинейных крыс массой 272±15г. Исследование выполнено в соответствии с международными правилами «Guide for the Care and Use of Laboratory Animals - NAP, 2012» и требованиями приказа МЗ РФ от 01.04.2016 года №199н.
Модель кожного рубца, липофилинг и забор кожи проводились под «золетил-ксилазино-вым» наркозом - телазол 20 мг/кг внутримышечно («Zoetis Inc.», США) и ксиланит 6 мг/кг внутримышечно («НИТА-ФАРМ», Россия) [13].
Перед моделированием кожного рубца, выполнением инъекций, липофилинга и забором кожи проводили стрижку, выбривали и обрабатывали задействованную в эксперименте область 70% спиртом, йодопироном и снова 70% спиртом. Перед воспроизведением модели кожного рубца, выполнением липо-филинга и забором кожи проводили анти-биотикотерапию: «Бициллин-3» («Синтез», Россия) в дозировке 300 тыс. ЕД/кг внутримышечно и гентамицина сульфат («Дальхим-фарм», Россия) 0,5 мг/кг внутримышечно.
Моделирование кожного рубца проводилось путем внутрикожного введения в области спины 1 мл водного раствора, содержащего 10% дезоксихолата натрия («Sigma Aldrich», США) и 0,5% ЭДТА («Вектон», Россия). Показателем качества проведенной манипуляции служило формирование отчетли-
вой папулы, на следующие сутки на ее месте появлялась зона асептического некроза кожи.
Разбивку животных на группы выполняли методом случайных чисел, на 5-е сутки эксперимента [14].
Характеристика групп животных: группа 1 (контроль) - крысам с моделью кожного рубца проведен липофилинг; группа 2 (сравнение) - крысам с моделью кожного рубца на 5-е и 12-е сутки эксперимента выполнены 2 подкожные инъекции физиологического раствора хлорида натрия («Борисовский завод», Беларусь), проведен липофилинг; группа 3 (опытная) - крысам с моделью кожного рубца на 5-е и 12-е сутки эксперимента выполнены 2 подкожные инъекции 0,5% водного раствора D-аспарагина и проведен липофилинг.
Приготовление 0,5% раствора D-аспарагина проводили непосредственно перед применением, из расчета 0,5 г. D-аспарагина («Sigma Aldrich», США) на 99,5 г. воды для инъекций («Дальхимфарм», Россия).
Липофилинг проводили на 42-е сутки эксперимента путем подкожного введения 1 мл жировой фракции (липоаспират человека) в зоне кожного рубца [15]. Липоаспират взят у пациентки 40 лет в ходе липоабдоме-нопластики. Получено добровольное согласие пациентки на взятие липоаспирата.
Забор кожи, проводили на 105-е сутки от начала эксперимента, путем иссечения участка кожного рубца с окружающими тканями и прилежащей подкожной жировой клетчаткой, размерами 3,0х3,0 см. Рана ушита ПГА нитью USP 4-0. Проведена обработка послеоперационной раны раствором йодоперона.
Характеристика лабораторного этапа исследования
Биоматериал в расправленном виде фиксировали в цинк-формалиновом фиксаторе с сульфатом цинка, в течение суток при комнатной температуре [16]. Затем из зафиксированной кожи проводили вырезку квадрата размером 1х1 см с рубцом по центру. Далее через поперечник полученного квадрата, и, соответственно, середину рубца, вырезали образец кожи толщиной 3 мм. Изготовление гистологических микропрепаратов проводилось по классической технологии. Полученные парафиновые блоки нарезали на срезы толщиной 3 мкм. Затем проводили окраску микропрепаратов гематоксилином-эозином [16]. Фотографии микропрепаратов сделаны с помощью микроскопа Микмед-5 («Ломо», Россия) и окулярной камеры Levenhuk M300 Base («Levenhuk», США). Фотосъемку эпидермиса выполняли при увеличении объектива микроскопа Х10, а дермы Х4. Для об-
работки полученных фотографий применялась программа Image J 1.51j8 («National Institutes of Health», США), калибровку линейки проводили по объект-микрометру с ценой деления линейки 0,01 мм при увеличении объектива Х4 и Х10. Измерения толщины эпидермиса и дермы проводили с помощью инструмента линейка на полученных фотографиях микропрепаратов.
Статистический анализ
Статистический анализ результатов исследования проводили с помощью программного обеспечения «MS Excel 2010» («Microsoft», США) и «Statistica 13» («StatSoft Inc», США). При использовании критерия Шапиро-Уилка принята нулевая гипотеза о нормальном распределении признаков в исследуемых группах, в связи с чем, далее применяли методы параметрической статистики. Для описания результатов использовали следующие показатели описательной статистики: среднее арифметическое (Mean), доверительные интервалы для среднего арифметического (Confidence±95), стандартное отклонение (SD) и стандартную ошибку среднего (SE). Разница между средними арифметическими показателей выражалась в виде процентного изменения. Двусторонний критерий Стьюдента применяли для проверки нулевой гипотезы об отсутствии статистически значимых различий при парных сравнениях независимых групп, p<0,05 устанавливали как критический уровень значимости. Для оценки влияния проведенного вмешательства на толщину эпидермиса и дермы применяли однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA), при Б>Бкрит с p<0,05 отклоняли нулевую гипотезу об отсутствии эффекта изучаемого вмешательства.
РЕЗУЛЬТАТЫ
При анализе результатов морфометрии зоны дермального рубца выявлено, что толщина эпидермиса в группе №1 (липофилинг) составляет 7,8±2,1 мкм. В группе №2 (физ. р-р+липофилинг) толщина эпидермиса составляет 9,6±3,2 мкм, что на 28,57% больше, чем в группе №1 (p=0,042). В группе №3 (D-аспарагин+липофилинг) толщина эпидермиса составляет 5,4±1,6 мкм, что на 44,4% меньше, чем в группе №2 (p=0,000017) и на 28,57% меньше, чем в группе №1 (p=0,0032) (таб. 1).
При анализе результатов морфометрии зоны дермального рубца выявлено, что толщина дермы в группе №1 (липофилинг) составляет 143,9±34 мкм. В группе №2 (физ. р-р+липофилинг) толщина дермы составляет 152,4±29,6 мкм, что на 6,3% больше, чем в группе №1 (p=0,4). В группе №3 (D-аспарагин+липофилинг) толщина дермы составляет 117,1±17,1 мкм, что на 23%
2019 т 9 № 3 крымскии журнал экспериментальной и клиническои медицины
Таблица 1
Толщина эпидермиса и дермы в области кожного рубца крыс в группах №1-3
Показатель, мкм Группа 1 Группа 2 Группа 3
эпидермис дерма эпидермис дерма эпидермис дерма
Mean 7,8 143,9 9,6 152,4 5,4 117,1
Confidence -95 6,8 127,9 8,1 138,5 4,6 109
Confidence +95 8,8 159,8 11,1 166,3 6,1 125,1
SD 2,1 34 3,2 29,6 1,6 17,1
SE 0,47 7,6 0,7 6,6 0,36 3,8
меньше, чем в группе №2 (р=0,000067) и на 5,9% меньше, чем в группе №1 (р=0,0038) (таб. 1).
При рассмотрении графиков с данными мор-фометрии зоны дермального рубца выявлено, что интервал Меап±8Б в группе №1 (липофилинг) и группе №2 (физ. р-р+липофилинг) полностью перекрывается, что свидетельствует об отсутствии значимых статистических различий между группами, как в толщине эпидермиса, так и дермы (рис. 1, 2), полученные выводы также под-
тверждаются при сопоставлении доверительных интервалов (Confidence±95) (таб. 1). В группе №3 (D-аспарагин+липофилинг) интервал Mean±SD, напротив, в значительной степени не совпадает с данными интервалами групп №1 и №2, что свидетельствует о наличии статистически значимых различий в толщине эпидермиса и дермы между группами (рис. 1, 2), полученные выводы также подтверждаются при сопоставлении доверительных интервалов (Confidence ±95) (таб. 1).
Рис. 1. Толщина эпидермиса в области кожного рубца крысы: Varl - группа №1 (контроль - липофилинг), Var4 - группа №2 (сравнения - физ. р-р+липофилинг), Var7 - группа №3 (опытная -
D-аспарагин+липофилинг). Рис. 2. Толщина дермы в области кожного рубца крысы: Var2 - группа №1 (контроль - липофилинг), Var5 - группа №2 (сравнения - физ. р-р+липофилинг), Var8 - группа №3 (опытная -
D-аспарагин+липофилинг).
При проведении однофакторного дисперсионного анализа для оценки влияния проведенного вмешательства на толщину эпидермиса, показано наличие выраженных межгрупповых различий между группой №3 и группами №1, №2 (Б=15,112, р=0,00001) (рис. 3).
При проведении однофакторного дисперсионного анализа для оценки влияния проведенного вмешательства на толщину дермы, также показано наличие выраженных межгрупповых различий между группой №3 и группами №1, №2 (Б=8,776, р=0,00048) (рис. 4).
Iff I ПЬии С rn'MiAa Pi J- iTrtTTGii р*ййСн й
-|Тй "Li" iSA * 1JU IJll 11й ■tii йй
-
\
\
J •Dm
Рис. 3. Толщина эпидермиса в области кожного рубца крысы: 1 - группа №1 (контроль - ли-пофилинг), 2 - группа №2 (сравнения - физ. р-р+липофилинг), 3 - группа №3 (опытная -
О-аспарагин+липофилинг).
Рис. 4. Толщина дермы в области кожного рубца крысы: 1 - группа №1 (контроль - липофилинг), 2 -группа №2 (сравнения - физ. р-р+липофилинг), 3 - группа №3 (опытная - О-аспарагин+липофилинг).
ОБСУЖДЕНИЕ
Полученные данные убедительно показывают, что при предварительной подготовке реципиентной зоны раствором D-аспарагина увеличивается эффективность липофилинга на рубцах, что проявляется снижением толщины эпидермиса и дермы в зоне кожного рубца на 105-е сутки эксперимента. Известно, что D-аспарагиновая кислота является одним из метаболитов обмена аминокислот у млекопитающих и определяется в коже и ее придатках [17]. При этом постоянство концентрации D-аспарагиновой кислоты поддерживается за счет инактивации ее D-аспартат-оксидазой [18].
В связи с наличием эффективных путей обезвреживания, а также тем фактом, что D-аспарагиновая кислота является нормальным продуктом метаболизма в организме млекопитающих, становится очевидным преимущество ее использования в сравнении с применяемыми для лечения рубцов антипролиферативными средствами [9-12].
Предположительно, антипролиферативные свойства D-аспарагина обусловлены ингиби-рованием специфических трансаминаз, наиболее выражено они проявляются при воздействии на клетки с высокой пролиферативной активностью [19]. Аминоацилирование тРНК D-аспарагиновой кислотой также может служить причиной антипролиферативного эффекта D-аспарагина, в пользу чего свидетельствует значительное угнетение биосинтеза белка при инактивации D-аминоацил-тРНК дезацилазы [20].
Системное применение D-аспарагина на модели спинального инсульта в эксперимен-
те у крыс уменьшает выраженность глиозной трансформации спинного мозга [21; 22]. Известно, что аппликация средства на основе D-аспарагина, полиэтиленгликоля-400 и полиэтиленгликоля-1500 на кожную рану с 3-х по 5-е сутки от ее нанесения к 60-м суткам сопровождается уменьшением площади кожного рубца в среднем в 3,4 раза [12].
Заключение. Таким образом, проведенное исследование свидетельствует, что применение D-аспарагина является перспективным способом повышения эффективности липофилинга при лечении кожных рубцов.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Conflict of interest. The authors have no conflict of interests to declare.
ЛИТЕРАТУРА
1. Conde-Green A., Marano A.A., Lee E.S., Reisler T., Price L.A., Milner S.M., Granick M.S. Fat grafting and adipose-derived regenerative cells in burn wound healing and scarring: a systematic review of the literature. Plastic and reconstructive surgery. 2016;137(1):302-312. doi: 10.1097/PRS.0000000000001918
2. Mojallal A., Lequeux C., Shipkov C., Breton P., Foyatier J. L., Braye F., Damour O. Improvement of skin quality after fat grafting: clinical observation and an animal study. Plastic and reconstructive surgery. 2009; 124(3):765-774. doi: 10.1097/PRS.0b013e3181b17b8f
3. Карпюк В.Б., Лаврешин П.М., Перова М.Д., Бережной Д.В., Понкина О.Н. Оценка эффективности ау-тотрансплантации обогащенной васкулярно-стромаль-но-клеточной фракцией жировой ткани при контурной пластике мягких тканей лица. Кубанский научный медицинский вестник. 2016;(4):57-63.
крымский журнал экспериментальной и клинической медицины
4. Klinger M., Caviggioli F., Klinger F.M. Autologous fat graft in scar treatment. Journal of Craniofacial Surgery. 2013;24(5):1610-1615.
5. Seo B.F., Jung S.N. The immunomodulatory effects of mesenchymal stem cells in prevention or treatment of excessive scars. Stem cells international. 2016. doi: 10.1155/2016/6937976
6. Сергеева Ю.А., Каде А.Х., Богданов С.Б., Тро-фименко А.И. Липофилинг. Обзор методики, современные возможности и перспективы коррекции кожных рубцов. Инновационная медицина Кубани. 2019; 15(3): 62-67. doi: 10.35401/2500-0268-2019-15-3-62-67
7. Gal S., Ramirez J.I., Maguina P. Autologous fat grafting does not improve burn scar appearance: a prospective, randomized, double-blinded, placebo-controlled, pilot study. Burns. 2017;43(3):486-489.
8. Eto H., Kato H., Suga H., Aoi N., Doi K., Kuno S., Yoshimura K. The fate of adipocytes after nonvascularized fat grafting: evidence of early death and replacement of adipocytes. Plastic and Reconstructive surgery. 2012; 129(5):1081-1092.
9. Viera M.H., Amini S., Valins W., Berman B. Innovative therapies in the treatment of keloids and hypertrophic scars. The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 2010; 3(5):20-22.
10. Wang X.Q., Liu Y.K., Wang Z.Y., Jun W., Jiang Y.Z., Chun Q., Lu S.L. Antimitotic drug injections and radiotherapy: a review of the effectiveness of treatment for hypertrophic scars and keloids. The International Journal of Lower Extremity Wounds. 2008;7(3):151-159.
11. Bijlard E., Steltenpool S., Niessen F.B. Intralesional 5-fluorouracil in keloid treatment: a systematic review. Acta dermato-venereologica. 2015; 95(7):778-782.
12. Патент РФ № 2691647. Средство для профилактики образования патологических кожных рубцов / Трофименко А.И., Гилевич И.В., Каде А.Х.; Цуров А.Б. и соавт. - № 2018142203; Заявл. 29.11.2018; Опубл. 17.06.2019, Бюл. № 17.
13. Файн А.М., Петухова М.Н., Мигулёва И.Ю., Савотченко А.М. Сравнительная оценка двух схем внутримышечного наркоза у лабораторных крыс в эксперименте. Вопросы реконструктивной и пластической хирургии. 2019;22(2):53-61.
14. Селезнева А.И., Макарова М.Н., Рыбакова А.В. Методы рандомизации животных в эксперименте. Международный вестник ветеринарии. 2014;2:84-89.
15. Thanik V.D., Chang C.C., Lerman O.Z., Allen R.J., Nguyen P.D., Saadeh P.B., Hazen A. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plastic and reconstructive surgery.2009; 124(1):74-81. DOI: 10.1097/ PRS.0b013e3181a80509
16. Коржевский Д.Э., Гиляров А.В. Основы гистологической техники. СПб.: СпецЛит, 2010.
17. Armstrong D.W. D-amino acid levels in human physiological fluids. Chirality. 1993;5(5):375-378.
18. Wolosker H., D'Aniello A., Snyder S.H. D-aspartate disposition in neuronal and endocrine tissues:
ontogeny, biosynthesis and release. Neuroscience. 2000; 100(1):183-189.
19. D'Aniello A., D'Onofrio G., Pischetola M., D'Aniello G., Vetere A., Petrucelli L., Fisher G.H. Biological role of D-amino acid oxidase and D-aspartate oxidase. Effects of D-amino acids. Journal of Biological Chemistry. 1993; 268(36):26941-26949.
20. Yamane T., Miller D.L., Hopfield J.J. Discrimination between D-and L-tyrosyl transfer ribonucleic acids in peptide chain elongation. Biochemistry. 1981;20(25):7059-7064.
21. Трофименко А.И., Читанава Т.В., Джопуа М.А., Каде А.Х., Егиев И.Х., Чечелян В.Н., Сергеева Ю.А. Влияние D-аспарагина на формирование глиаль-ного рубца при остром повреждении спинного мозга в эксперименте у крыс. Современные проблемы науки и образования. 2017;(3); URL: https://www.science-education.ru/ru/article/view?id=26420.
22. Chitanava T., Trofimenko A. The Influence of D-Asparagine on the Glial Cicatrix Formation in Experimental Spinal Stroke. American Journal of Clinical and Experimental Medicine. 2017;5(3):93-96. doi: 10.11648/j.ajcem.20170503.15).
REFERENCES
1. Conde-Green A., Marano A.A., Lee E.S., Reisler T., Price L.A., Milner S.M., Granick M.S. Fat grafting and adipose-derived regenerative cells in burn wound healing and scarring: a systematic review of the literature. Plastic and reconstructive surgery. 2016;137(1):302-312. doi: 10.1097/PRS.0000000000001918
2. Mojallal A., Lequeux C., Shipkov C., Breton P., Foyatier J. L., Braye F., Damour O. Improvement of skin quality after fat grafting: clinical observation and an animal study. Plastic and reconstructive surgery. 2009;124(3):765-774. doi: 10.1097/PRS.0b013e3181b17b8f
3. Karpyuk V.B., Lavreschin P.M., Perova M.D., Berezhnoj D.V., Ponkina O.N. Evaluation of the efficiency of the autotransplantation of the enriched with vascular stromal cell fraction adipose tissue in contour plastic surgery of the facial soft tissue. Kuban Scientific Medical Bulletin. 2016;(4):57-63.
4. Klinger M., Caviggioli F., Klinger F.M. Autologous fat graft in scar treatment. Journal of Craniofacial Surgery. 2013;24(5):1610-1615.
5. Seo B.F., Jung S.N. The immunomodulatory effects of mesenchymal stem cells in prevention or treatment of excessive scars. Stem cells international. 2016. doi: 10.1155/2016/6937976
6. Sergeeva Yu.A., Kade A.Kh., Bogdanov S.B., Trofimenko A.I. Lipofilling. The review of the technique, modern opportunities and prospects for dermal scar correction. Innovative Medicine of Kuban. 2019;15(3):62-67. doi: 10.35401/2500-0268-2019-15-3-62-67.
7. Gal S., Ramirez J.I., Maguina P. Autologous fat grafting does not improve burn scar appearance:
a prospective, randomized, double-blinded, placebo-controlled, pilot study. Burns. 2017;43(3):486-489.
8. Eto H., Kato H., Suga H., Aoi N., Doi K., Kuno S., Yoshimura K. The fate of adipocytes after nonvascularized fat grafting: evidence of early death and replacement of adipocytes. Plastic and Reconstructive surgery. 2012;129(5):1081-1092.
9. Viera M.H., Amini S., Valins W., Berman B. Innovative therapies in the treatment of keloids and hypertrophic scars. The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 2010; 3(5):20-22.
10. Wang X.Q., Liu Y.K., Wang Z.Y., Jun W., Jiang Y.Z., Chun Q., Lu S.L. Antimitotic drug injections and radiotherapy: a review of the effectiveness of treatment for hypertrophic scars and keloids. The International Journal of Lower Extremity Wounds. 2008;7(3):151-159.
11. Bijlard E., Steltenpool S., Niessen F.B. Intralesional 5-fluorouracil in keloid treatment: a systematic review. Acta dermato-venereologica. 2015;95(7):778-782.
12. Pat. 2691647 RU/ Sredstvo dlya profilaktiki obrazovaniya patologicheskih kozhnyh rubcov / Trofimenko A.I., Gilevich I.V., Kade A.H.; Curov A.B. № 2018142203; zayavl. 29.11.2018; opubl. 17.06.2019, Byul. № 17.
13. Fajn A.M., Petuhova M.N., Migulyova I.YU., Savotchenko A.M. Sravnitel'naya ocenka dvuh skhem vnutrimyshechnogo narkoza u laboratornyh krys v eksperimente. Voprosy rekonstruktivnoj i plasticheskoj hirurgii. 2019;22(2):53-61.
14. Selezneva A.I., Makarova M.N., Rybakova A.V. Metody randomizacii zhivotnyh v eksperimente. Mezhdunarodnyj vestnik veterinarii. 2014; 2:84-89.
15. Thanik V.D., Chang C.C., Lerman O.Z., Allen R.J., Nguyen P.D., Saadeh P.B., Hazen A. A murine model
for studying diffusely injected human fat. Plastic and reconstructive surgery. 2009;124(1):74-81. DOI: 10.1097/ PRS.0b013e3181a80509
16. Korzhevskij D.E., Gilyarov A.V. Osnovy gistologicheskoj tekhniki. SPb.: SpecLit, 2010.
17. Armstrong D.W. D-amino acid levels in human physiological fluids. Chirality. 1993; 5(5):375-378.
18. Wolosker H., D'Aniello A., Snyder S.H. D-aspartate disposition in neuronal and endocrine tissues: ontogeny, biosynthesis and release. Neuroscience. 2000;100(1):183-189.
19. D'Aniello A., D'Onofrio G., Pischetola M., D'Aniello G., Vetere A., Petrucelli L., Fisher G.H. Biological role of D-amino acid oxidase and D-aspartate oxidase. Effects of D-amino acids. Journal of Biological Chemistry. 1993; 268(36):26941-26949.
20. Yamane T., Miller D.L., Hopfield J.J. Discrimination between D-and L-tyrosyl transfer ribonucleic acids in peptide chain elongation. Biochemistry. 1981; 20(25):7059-7064.
21. Trofimenko A.I., Chitanava T.V., Dzhopua M.A., Kade A.H., Egiev I.H., CHechelyan V.N., Sergeeva Yu.A. Vliyanie D-asparagina na formirovanie glial'nogo rubca pri ostrom povrezhdenii spinnogo mozga v eksperimente u krys/ Sovremennye problemy nauki i obrazovaniya. 2017;(3).; URL: https://www.science-education.ru/ru/ article/view?id=26420
22. Chitanava T., Egiev I., Chechelian V., Dzhopua M., Trofimenko A., Zanin S., Turovaya A., Kade A. The Influence of D-Asparagine on the Glial Cicatrix Formation in Experimental Spinal Stroke. American Journal of Clinical and Experimental Medicine. 2017; 5(3):93-96. doi: 10.11648/j.ajcem.20170503.15
