CC BY
37
ДК 616.9-036.3
Е.И. Ермоленко1'2, Л.Б. Захарова1, Е.Н. Парийская1
ПОТЕНЦИАЛЬНОЕ ВЛИЯНИЕ ЭНДОТОКСИНА И МАСЛЯНОЙ КИСЛОТЫ НА СОКРАТИТЕЛЬНУЮ АКТИВНОСТЬ ТОЛСТОЙ КИШКИ ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ ДИСБИОЗЕ
1 Санкт-Петербургский государственный университет; 2ФГБНУ «Институт экспериментальной медицины», [email protected]
Резюме. Метагеномное исследование кишечного микробиоценоза крыс до и после индукции дисбиоза при помощи ампициллина и метронидазола, выявило увеличение популяции протеобактерий, содержащих в клеточной стенке липополисахариды, и уменьшение фекалибактерий, продуцирующих бутират. Обнаружено существенное дозозависимое влияние этих метаболитов на сократительную активность прямой кишки в системе in vitro, что может объяснять изменение моторики кишечника при дисбиотических состояниях. Ключевые слова. Липополисахарид, бутират, Faecalibacterium sp., Enterobacteriaceae, гладкомышечные клетки, сократительная активность, прямая кишка.
Summary.
Ermolenko E.I., Sacharova L.B., Parijskaya E.N. The potential effect of endotoxin and butyric acid on the contractile activity of the colon in experimental dysbiosis. Metagenomic investigation of the intestinal microbiota of rats before and after induction ofdysbiosis by injection of ampicillin and metronidazole revealed an increased population of proteobacteria containing in the cell wall lipopolysaccharides, and reduction of faecalibacteria producing butyrate. A significant dose-dependent effect of these metabolites on the contractile activity of the rectum in vitro system was found, which may explain the change in intestinal motility in dysbiotic conditions.
Keywords. Lipopolysaccharide, butyrate, Faecalibacterium sp., Enterobacteriaceae, Smooth muscle cells, contractile activity, rectum
В настоящее время доказано, что дисбиоз кишечника, возникающий вследствие различных экзогенных и эндогенных причин, затрагивает
практически все системы организма [1, 3, 13]. Наличие дисбиотических состояний в желудочно-кишечном тракте подтверждается:!) изменением состава кишечного микробиоценоза как правило, сопровождающимся «чрезмерным ростом» условно-патогенных бактерий, входящих в состав микробиоценоза 2) нарушением морфофункциональных характеристик пищеварительной системы (прежде всего, эвакуаторные функции, активность метаболических процессов), клинически проявляющиеся диспепсическими симптомами [4].
Рассматриваются следующие гипотетические механизмы влияния микробиоты на сократительную активность кишечника: 1) выработка короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК), метаболитов и компонентов бактерий, 2) продукция медиаторов (серотонин, гистамин, ГАМК), 3) изменение проницаемости слизистой оболочки кишечника, межклеточных контактов, продукции слизи и ее лизиса, 4) воздействие на местный и системный иммунитет, 4) изменение функции и морфологии миоцитов (пейсмекерные клетки), L-клеток (регуляторный пептид PYY), хромоффиноподобных клеток (гистамин), мукоцитов [25]. Практически они основаны на результатах экспериментов в системах in vivo и in vitro.
Так, установлено, что микробиота толстой кишки влияет на сократительную активность ее стенок путем образования КЦЖК. Короткоцепочечные монокарбоновые кислоты, в частности бутираты (масляная кислота) и их соли, продуцируемые анаэробными бактериями, отвечают за энергообеспечение эпителия, поставку субстратов липо- и глюконеогенеза, поддержание ионного обмена, а также оказывают антибактериальный эффект, предотвращая транслокацию бактерий из просвета кишечника в кровеносное русло, активацию местного иммунитета, регуляцию и дифференцировку эпителия [1, 2, 3, 8, 10, 28].
С другой стороны, «чрезмерный рост» грамотрицательных бактерий, особенно в случае увеличения популяции условно-патогенных представителей семейства Enterobacteriaceae сопровождается выделением эндотоксина (липополисахарида, ЛПС). В процессе жизнедеятельности эти бактерии выделяют липополисахаридный комплекс (ЛПС), состоящий из полисахаридов и липида А, являющийся облигатным компонентом клеточной мембраны всех грамотрицательных бактерий. При массовой гибели этих бактерий под воздействием различных факторов, в том числе антибиотикотерапии и иммунной системы организма, создаются условия для высвобождения
1013
значительного количества ЛПС. Таким образом, основным резервуаром эндотоксина, который образуется в результате размножения сапрофитной флоры, является кишечник [3].
В кишечнике ЛПС в высоких концентрациях может оказывать токсическое действие на клетки организма. При более низких концентрациях он способен взаимодействовать с TLR4 рецепторами, запускающими каскад воспалительных реакций или активировать передачу нервного импульса [38].
ЛПС и бутират - являются важными биологически активными соединениями, которые могут оказывать существенное влияние на моторику ЖКТ, однако их действие изучено недостаточно [34, 36, 37].
В настоящее время в отечественной и зарубежной печати появился ряд работ, в которых эвакуаторные функции кишечника, сократительная активность миоцитов его стенки исследуются в экспериментах на животных и на изолированных отрезках разных отделов ЖКТ [18, 24, 26]. От феноменологических исследований локального и системного изменения моторики ЖКТ в ответ на изменение его микроэкологии необходимо перейти к изучению механизмов влияния отдельных факторов микробного происхождения.
Цель работы: выявить особенности состава кишечного микробиоценоза до и после индукции дисбиоза и оценить влияния ЛПС и бутирата на сократительную активность гладкомышечных клеток (ГМК) стенки прямой кишки крысы в системе in vitro.
Материалы и методы Исследования проводили на крысах самцах (n=16) линии Вистар (питомник лабораторных животных «Рапполово», с массой тела 200-250 г, возраст 6-7 недель) до и после индукции дисбиоза внутижелудочным введением ампициллина и метронидазола [6]. Эксперименты проводились в полном соответствии с директивой Европейского Совета по соблюдению этических принципов в работе с лабораторными животными (The European Council Directive (86/609/EEC)). После получения животных из питомника в течение 24 дней они контролировались на наличие патогенных микроорганизмов при помощи высева на селективные и дифференциально-диагностические питательные среды бактериологическим методом [19]. Критерием исключения являлось выявление в фекалиях животных условно-патогенных энтеробактерий, стафилококков, клостридий в количестве более 3 lg КФЕ/г.
С целью изучения метагенома кишечника крыс были проанализированы библиотеки вариабельных участков V3 и V4 гена 16S РНК с использованием прибора MiSeq (Illumina, США). Выделение ДНК из фекалий проводили, используя набор ДНК-ЭКСПРЕСС «Литех» (Москва, Россия). Для приготовления библиотек использовали стандартный, рекомендованный компанией Illumina, метод, основанный на проведении двух раундов ПЦР [20].
Регистрация сократительной активности изолированных фрагментов прямой кишки крысы проводилась на исследовательском комплексе фирмы Biopac Systems, Inc. (США) [7]. Изолированный сегмент стенки прямой кишки помещался в рабочую камеру объемом 10 мл, заполненной раствором Кребса -Хензелейта, следующего состава в миллимолях (мМ): NaCl - 118,2; KCl - 4,7; NaHCOs - 2,5; КН2РО4 - 1,2; MgS04 - 0,9; СаСЬ - 0,2; глюкоза -11,1). Один конец сегмента прямой кишки крысы жестко фиксировался крючком, а другой конец соединялся с тензометрическим датчиком. После регистрации фоновой сократительной активности гладкомышечных клеток стенки прямой кишки, в рабочую камеру добавляли масляную кислоту физиологической концентрации 50 ммоль/л (СН3СН2СН2СООН, молярная масса, г/моль 88,1051; плотность: 0,96г/см3, ЗАО "СоюзХимПром", РФ) или липополисахарид (из клеток Escherichia coli 0113:H10), в концентрациях 10 мкг/мл и 50 мкг/мл (Контрольный стандарт эндотоксина Contro lStandard Endotoxin, Escherichiacoli 0113:H10, 0.5 ug/vial США). Анализировали амплитуду и частоту фазных сокращений ГМК стенки прямой кишки в программе AcqKnowledge 4.1. Для оценки достоверности различий использовали t критерий Стьюдента.
Результаты и обсуждение
Выбор модели для индукции дисбиоза был связан с ранее выявленной особенностью действия ампициллина и метронидазола стимулировать чрезмерный рост грамотрицательных бактерий [5, 6, 25]. Наличие дисбиоза в кишечнике было подтверждено появлением диспепсических симптомов (диарея, маслянистый кашицеобразный стул, реже - запор) и изменением состава кишечного микробоценоза (на уровне родов, семейств и филумов), представленного на рисунке 1. Среди наиболее статистически значимых изменений, способных повлиять на содержание КЦЖК и ЛПС следует отметить увеличение популяции протеобактерий, в частности представителей семейства Enterobacteriaceae (условно-патогенных бактерий, относящихся к родам Proteus, Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter), Bacteroides spp. и снижение доли Faecalibacterium sp.
Рис. 1. Доля в сообществе различных видов маркерных микроорганизмов на уровнях родов (А), семейств (Б) и филумов (В) в микробиоте кишечника крыс до и после индукции дисбиоза.
Указанные изменения предполагают увеличение в содержимом кишечника ЛПС и снижение бутирата. Потенциальная роль данных субстратов
1016
в моторике кишечника исследована в системе in vitro.
Концентрация КЦЖК в толстой кишке градуальна: максимальная 70140 ммоль/л - в проксимальных отделах, где идет наиболее интенсивный их синтез, и снижается до 20-70 ммоль/л к дистальным отделам [9]. Это было учтено нами при подборе концентрации бутирата. Она составила 50 ммоль/л. В ходе эксперимента было установлено, что для фоновых сокращений стенки прямой кишки характерен паттерн, состоящий из чередующихся высоко-(1036,7 ±292,5 мг) и низкоамплитудных (261,9± 77,2 мг) фазных сокращений с частотой 1,1±0,6 и 3,9±2,1 сокращений в минуту, соответственно. При исследовании влияния масляной кислоты отмечена «трансформация» низкоамплитудных сокращений в высокоамплитудные (2000,1±458,5 мг) с частотой 4,3±1,3 сокращений в минуту. Аппликация масляной кислотой приводила к достоверному увеличению амплитуды фазных сокращений (на 48,2%, n=16, р<0.05) стенки прямой кишки крысы без значимого изменения частоты (рис. 2).
При дисбиозе паттерн сократительной активности стенки прямой кишки крысы отличался от контрольного и характеризовался наличием только низкоамплитудных фазных сокращений (212±40,0 мг) с частотой 4,2±0,4 сокращений в минуту (рис.3).
3000 2500 2000 § 1500 1000 500 0
I высокоамплиту дные
сокращения
низкоамплитуд ные
сокращения
мг
1400 1200 1000 800 600 400 200 0
i
контроль дисбиоз
высокоамплиту дные
сокращения
низкоамплитуд ные
сокращения
Рис. 2. Амплитуда фазных спонтанных Рис. 3. Амплитуда фазных спонтанных
сокращений стенки прямой кишки крысы сокращений стенки прямой кишки крысы в
до и после воздействия масляной контрольной группе и в группе с дисбиозом. кислотой.
При введении масляной кислоты в концентрации 50 ммоль/л в камеру с образцом прямой кишки крысы, после индукции дисбиоза отмечалось достоверное увеличение амплитуды фазных сокращений 30% (п=10, р<0.05) без значимого изменения частоты.
В связи с этим можно предположить, что на фоне индукции дисбиоза определенную роль сыграло уменьшение доля К ргашпШи, продуцирующих масляную кислоту. Возможно, это привело к снижению сократительной активности миоцитов стенки кишки.
При увеличении концентрации масляной кислоты, вырабатываемой микробиотой в просвете толстой кишки, она попадает внутрь колоноцитов в обмен на гидрокарбонатные ионы. Там запускается цикл реакций деградации КЦЖК, в результате которого синтезируется АТФ, необходимая для обеспечения работы натрий-калиевой помпы. В результате происходит активация натрий-калиевого насоса базолатеральной мембраны колоноцитов. Это увеличивает выход ионов натрия из клеток и приводит к уменьшению их концентрации в цитоплазме. Впоследствии инициируется вход ионов натрия совместно с молекулой глюкозы из просвета кишки внутрь колоноцитов [8, 11].
Установлено, что КЦЖК модулируют двигательную активность желудочно-кишечного тракта, оказывая заметный локальный и отдаленный эффекты путем ингибирования и/или стимулирования активности гладкой мускулатуры. Масляная кислота, связываясь с рецепторами GPR41, GPR43, 5-КГ-4на мембранах эндокриноцитов слизистой толстой кишки стимулирует выброс ацетилхолина и гистамина, участвующих в регуляции сокращения стенок толстой кишки. Гистамин приводит к усилению сокращения толстой кишки и, как следствие, к рефлекторному ускорению ее моторики. L-эндокринные клетки слизистой кишечника в присутствии бутирата увеличивают секрецию и выброс в кровоток пептида YY, окситомодулина, глюкагоноподобного пептида. Таким образом, локальные и отдаленные эффекты КЦЖК опосредованы их воздействием на нейрогормональные рецепторы, локализованные в слизистой толстой кишки [17, 21, 22, 23, 27, 29, 31, 32, 33, 35].
При исследовании действия ЛПС использовались его концентрации в нетоксических дозах (10 мкг/мл и 50 мкг/мл). Показано, что амплитуда фазных сокращений стенки прямой кишки достоверно увеличилась при действии обеих концентраций, а частота сокращений только при добавлении ЛПС в концентрации 50 мкг/мл (рис. 4-5).
ОППП
7ППП
finnn
ЦППП ▼
Н 1
ЗППП ■ 1
9ППП 1 1
1ППП 1 1
л ■ 1
фон LPS(10 мкг/ мл) LPS(50 мкг/ мл)
Рис. 4. Изменение амплитуды спонтанных сокращений стенки прямой кишки крысы до и после воздействии липополисахаридов.
ф - достоверная разница по
Рис. 5. Изменение частоты спонтанных сокращений стенки прямой кишки крысы при воздействии липополисахаридов разной концентрации. сравнению с фоном (р<0,05).
Увеличение количества грамотрицательных энтеробактерий и бактероидов, максимальное количество которых сосредоточено в толстой кишке, предполагает массивное воздействие ЛПС на сократительную активность кишечника. Моделирование этого процесса в системе in vitro при водило к резкому увеличение перистальтики. Механизм данного явления не известен, и был для нас неожиданным. Ранее было обнаружено, что ЛПС ингибирует сократительную активность фрагмента кишечника морской свинки при исследовании в системе in vitro [24] и снижает перистальтику и эвакуаторную способность крыс при динамическом наблюдении в системе in vivo [26].
В то же время другими исследователями было показано, что применение ЛПС с апикальной стороны эпителия тощей кишки не вызывало изменения трансэпителиального сопротивления и проницаемости для флуоресцеина натрия. ЛПС не приводил к деструктивным изменениям плотных контактов энтероцитов [12].
Индукция дисбиоза с чрезмерным ростом энтеробактерий, проявлялась клинически, главным образом, диарейным синдромом, что в системе in vitro подкреплялось увеличением сократительной активности ГМК стенки прямой кишки крыс при действии ЛПС в нетоксических дозах. Усиление моторики может быть связано с повышением проницаемости мембраны гладкомышечных
клеток стенки кишки для ионов кальция [14, 16, 30].
В данной работе мы наблюдали действие двух значимых метаболитов бактерий, заселяющих кишечник млекопитающих, бутирата и ЛПС, играющих существенную роль при рассматриваемом варианте дисбиотических нарушений. Было установлено стимулирующее действие как масляной кислоты в концентрации 50 ммоль/л, так и ЛПС в концентрациях 10 мкг/мл и 50 мкг/мл. Целесообразность исследования влияния указанных факторов подтверждена характером изменений микробиоценоза. Есть много других факторов, влияющих на моторику кишечника, но именно КЦЖК и ЛПС должны учитываться в первую очередь, тем более, что сейчас можно не только оценивать состав микробиоценоза, но и уровень ЛПС при помощи ЛАЛ теста, также анализировать метаболом (состав метаболитов размером до 20- 40 Кда), и содержание летучих ненасыщенных жирных кислот при помощи масс-спектрометрии и газожидкостной хроматографии.
Таким образом, предложена модель для изучения различных естественных метаболитов бактерий на сократительную активность фрагментов кишки в системе in vitro. Она позволяет изучать механизмы влияния различных эндогенных и экзогенных факторов на частоту и амплитуду сокращения миоцитов в составе целостного фрагмента кишечника.
Данный подход можно использовать для разработки концепции «управления микробиотой» и вслед за этим многими функциями организма. Восстановление состава кишечного микробиоценоза и его метаболических, рецепторных и сигнальных функций неминуемо должно приводить к восстановлению морфофункциональных характеристик ЖКТ в целом и кишечной перистальтики в частности.
Работа выполнена в рамках государственного задания ФГБНУ "ИЭМ" по теме 0557-2016-0014.
Литература
1. Ардатская, М. Д., Бельмер, С. В., Добрица, и др. Дисбиоз (дисбактериоз) кишечника: современное состояние проблемы, комплексная диагностика и лечебная коррекция// Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология. -2015, Т. 117, № 5: С. 13-50.
2. Бельмер С. В., Акопян, А. Н., Ардатская, М. Д. и др. Особенности кишечной моторики и кишечной микрофлоры у детей с синдромом раздраженного кишечника с запором// Вопросы детской диетологии.. - 2014, Т.
1020
5, № 12: 19-27.
3. Бондаренко В.М., Рябиченко Е.В. Роль транслокации кишечной бактериальной аутофлоры и ее токсических биомолекул в патологии человека // Эксперим. клин. гастроэнтерол.2007. №5, - с.86-92
4. Дисбиоз кишечника. Руководство по диагностике и лечению под ред. Е.И. Ткаченко, А.Н. Суворова. - СПб: ИнформМед, — 276 с. 2009
5. Ермоленко Е.И., Свиридо Д.А., Котылева М.П., Карасева А.Б., Ермоленко К.Д., Соловьева О.И., Симаненков В.И., Суворов А.Н. Коррекция дисбиоза кишечника крыс индигенными рекомбинантными штаммами энтерококков и длительность их персистирования в составе кишечного микробиоценоза // Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология.2016, №12: С. 65-69.
6. Ермоленко Е.И., Донец В.Н., Дмитриева Ю.В., Ильясов Ю.Ю., Суворова М.А., Громова Л.В. Влияние пробиотических энтерококков на функциональные характеристики кишечника крыс при дисбиозе, индуцированном антибиотиками // Вестн.С.-Петерб. ун-та. Сер.11, Медицина. - 2009. Вып. 1. : 157-167.
7. Ермоленко Е.И., Ерофеев Н.П., Парийская Е.Н., Котылева М.П., Крамская Т.А., Карасева А.Б., Суворов А.Н. Особенности состава микробиоты и моторики кишечника после коррекции экспериментального дисбиоза пробиотическими и аутопробиотическими энетерококками // Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология. 2017. № 7 (143). С. 8996.
8. Ерофеев Н. П., Радченко В. Г., Селиверстов П. В. Клиническая физиология толстой кишки. Механизмы действия короткоцепочечных жирных кислот в норме и при патологии // СПб: Форте Принт. - 2012. - с. 56.
9. Лычкова А.Э. Взаимодействие электромоторной активности гладких мышц и микрофлоры кишечника. // Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология. 2012 №11. С 84-90
10. Малкоч А. В., Бельмер С. В., Ардатская М. Д. Функциональные нарушения моторики желудочно-кишечного тракта и кишечная микрофлора //Педиатрическая фармакология. - 2009, Т. 6, №. 5:70-75.
11. Масляная кислота и инулин в клинической практике: теорет. аспекты и возможности клинич. применения/ [Ардатская М.Д.]; под. ред. М.Д. Ардатской. - М.: Прима Принт, 2016. - 72 с.
12. Рыбальченко О.В., Орлова О.Г., Захарова Л.Б., Вишневская О.Н., Марков А.Г. Влияние пробиотических бактерий и липополисахаридов на плотные
1021
контакты эпителиоцитов тощей кишки крыс // Ж. микробиол. эпидемиол. иммунобиол.- 2017.- № 6.- С. 80-87
13. Шульпекова Ю.О. Кисломолочные бактерии: роль в регуляции кишечной перистальтики// Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии. 2010; Т XX, №3: С 68-73.
14. Alpizar YA, Boonen B, Sanchez A, Jung C, Lopez-Requena A, et al. TRPV4 activation triggers protective responses to bacterial lipopolysaccharides in airway epithelial cells. //Nat Commun. 2017 Oct 20;8(1):1059. doi: 10.1038/s41467-017-01201-3.
15. Barbara, G., Stanghellini, V., Brandi, G. et al. Interactions between commensal bacteria and gut sensorimotor function in health and disease.// Am J Gastroenterol. -2005, Vol. 100, №. 11:2560-2568.
16. Chen XX, Zhang JH, Pan BH, Ren HL, Feng XL, et al. TRPC3-mediated Ca(2+) entry contributes to mouse airway smooth muscle cell proliferation induced by lipopolysaccharide // Cell Calcium. 2016 0ct;60(4):273-81. doi: 10.1016/j.ceca.2016.06.005. Epub 2016 Jun 23.
17. Cherbut C., Ferrier L., Roze C. et al. Short-chain fatty acids modify colonic motility through nerves and polypeptide YY release in the rat // Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. — 1998. —V. 275, № 6. — P. G1415-G1422.
18. Choi C. H., Chang S. K. Alteration of gut microbiota and efficacy of probiotics in functional constipation //Journal of neurogastroenterology and motility. - 2015, Т. 21, №. 1: 4-14.
19. Ermolenko E, Gromova L, Borshev Y, Voeikova A, Karaseva A, Ermolenko K, Gruzdkov A, Suvorov A. Influence of different probiotic lactic acid bacteria on microbiota and metabolism of rats with dysbiosis // Bioscience of Microbiota, Food and Health, 2013; 32(2): 41-49.
20. Ermolenko E., Rybalchenko O., Borshev Y., Tarasova E., Kramskaya T., Leontieva G., Kotyleva M., Orlova O., Abdurasulova I., Suvorov A. Influence of monostrain and multistrain probiotics on immunity, intestinal ultrastructure and microbiota in experimental dysbiosis // Beneficial Microbes, August 2018, Wageningen Academic Publishers / DOI: 10.3920/bm2017.0117
21. Fukumoto S., Tatewaki M., Yamada T. et al. Short-chain fatty acids stimulate colonic transit via intraluminal 5-HT release in rats // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. — 2003. —V. 284, № 5. — P. R1269-R1276.
22. Inagaki A, Hayashi M, Andharia N, Matsuda H.Involvement of butyrate in
electrogenic K+ secretion in rat rectal colon // Pflugers Arch. 2018 Sep 25. doi:
1022
10.1007/s00424-018-2208-y.
23. Jo^t P., Moussata D, Duboc et al. Effect of short-chain fatty acids and acidification on the phasic and tonic motor activity of the human colon // Neurogastroenterol Motil. - 2013; 25(12):943-949.
24. Massi, M., loan, P., Budriesi, R., Chiarini, A., Vitali, B., Brigidi, P., Lembo, A.Effects of probiotic bacteria on gastrointestinal motility in guinea-pig isolated tissue // World J Gastroenterol. - 2006, 12, №37: 5987-5994.
25. McFarland, L.V., 2014. Use of probiotics to correct dysbiosis of normal microbiota following disease or disruptive events: a systematic review. BMJ Open 4(8): e005047.
26. Mikawa S, Ohta Y, Kaji N , Islam Md S, Murata N, Ozaki H and Hori M. Time-dependent changes in inhibitory action of lipopolysaccharide on intestinal motility in rat // J. Vet. Med. Sci.2015. 77(11): 1443-1449.
27. Mitsui R, Ono S, Karaki S, Kuwahara A.Neural and non-neural mediation of propionate-induced contractile responses in the rat distal colon // Neurogastroenterol Motil. 2005 Aug;17(4):585-94.
28. Quigley, E. Микробиота и моторика кишечника // Клиническая фармакология и терапия. - 2013,22, №1: 16-22.
29. Priyadarshini M, Kotlo KU, Dudeja PK, Layden BT. Role of Short Chain Fatty Acid Receptors in Intestinal Physiology and Pathophysiology // Compr Physiol. 2018 Jun 18;8(3): 1091-1115. doi: 10.1002/cphy.c170050.
30. Ross RG, Sathishkumar K, Naik AK, Bawankule DU, Sarkar SN, et al. Mechanisms of lipopolysaccharide-induced changes in effects of contractile agonists on pregnant rat myometrium // Am J Obstet Gynecol.2004 Feb;190(2):532-40.
31. Squires PE, Rumsey RD, Edwards CA, Read NW. Effect of short-chain fatty acids on contractile activity and fluid flow in rat colon in vitro. // The American journal of physiology. 1992 May 5; 262(5 Pt 1):G813-7.
32. Segers A, Desmet L, Thijs T, Verbeke K, Tack J, Depoortere I.The circadian clock regulates the diurnal levels of microbial short-chain fatty acids and their rhythmic effects on colon contractility in mice // Acta Physiol (Oxf). 2018 Sep 30:e13193. doi: 10.1111/apha.13193.
33. Tazoe H, Otomo Y, Kaji I, Tanaka R, Karaki SI, Kuwahara A. Roles of short-chain fatty acids receptors, GPR41 and GPR43 on colonic functions // J Physiol Pharmacol. 2008 Aug; 59 Suppl 2:251-62.
34. Topping D. I., Clifton P. M. Short-Chain Fatty Acids and Human Colonic Function: Roles of Resistant Starch and Nonstarch Polysaccharides // Physiological
1023
Reviews. — 2001. — V. 81, № 3. — P. 1031-1064.
35. Vincent AD, Wang XY, Parsons SP, Khan WI, Huizinga JD. Abnormal absorptive colonic motor activity in germ free mice is rectified by butyrate, an effect possibly mediated by mucosal serotonin // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2018 Aug 10. doi: 10.1152/ajpgi.00237.2017.
36. Wu W. C., Zhao, W., & Li, S. Small intestinal bacteria overgrowth decreases small intestinal motility in the NASH rats // World journal of gastroenterology. -2008, 14, №2: 313 -317.
37. Wu R. Y., Pasyk M., Wang B., Forsythe, P., Bienenstock, J., Mao, Y. K., Kunze, W. A. Spatiotemporal maps reveal regional differences in the effects on gut motility for Lactobacillus reuteri and rhamnosus strains // Neurogastroenterology & Motil^ - 2013, 25, №3: 205-214.
38. Yang H, Wang B, Wang T, Xu L, He C, Wen H, YanJ, Su H, Zhu X. Toll-Like receptor 4 prompts human breast cancer cells invasiveness via Lipopolysaccharide stimulation and is overexpressed in patients with lymph node metastasis // PLOS ONE.2014. e109980.
УДК 575.21
Медведева А.В.1, Никитина Е.А.1'2, Токмачева Е.В.1, ЗахаровГ.А.1, Васильева С.А.\ Журавлев А.В.\ Ермилова А.А.2, Савватеева-Попова Е.В.1
АПРОБИРОВАНИЕ МЕТОДОВ ЭКСПРЕСС-ДИАГНОСТИКИ ГЕНОМНЫХ БОЛЕЗНЕЙ НА МОДЕЛИ СИНДРОМА УИЛЬЯМСА У ДРОЗОФИЛЫ
1 Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН, Санкт-Петербург 2Российский государственный педагогический университет им. А.И. Герцена, Санкт-Петербург [email protected]
Резюме. В целях разработки методов ранней диагностики геномных заболеваний, в частности обусловленных вариациями генетического материала (genomic copy number variants (CNVs)), было проведено 4Cseq исследование пространственной организации ядер нервного ганглия в области локализации гена limk1. Ген limk1, кодирует LIM kinase 1 - регулятор динамики актина. Каскад ремоделирования актина является связующим звеном мультифакторных синдромов и ответственен за нейрокогнитивное фенотипическое проявление.
1024
