CC BY
48
В ПОМОЩЬ ПРАКТИКУЮЩЕМУ ВРАЧУ
Перспективы профилактики сапа и мелиоидоза (обзор)
Топорков A.B., Викторов Д.В., Лебедева И. А., Жукова С.И.
ФКУЗ «Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт» Роспотребнадзора
В обзоре изложены основные направления по созданию эффективной вакцины против инфекций, вызываемых патогенными буркхольдериями - возбудителями сапа и мелиоидоза. Отмечено, что на сегодняшний день из всех вакцин-кандидатов наиболее иммуногенными являются живые ослабленные сапные и мелиоидозные штаммы. Однако остается потенциальная опасность реверсии их вирулентных свойств, что является пока непреодолимым препятствием для внедрения живых вакцин в медицинскую практику. Описаны подходы к созданию эффективных субъединичных вакцин на основе полученных в чистом виде факторов патогенности возбудителей сапа и мелиоидоза. На этот предмет изучены экспериментальные препараты липополисахарида, капсульного полисахарида, белков транспортных систем ABC, T3SS, T6SS. Существенными преимуществами этих препаратов являются гарантированная безопасность и низкая ре-актогенность.
В обзоре уделено внимание альтернативным подходам к конструированию вакцин против патогенных буркхольдерий (ДНК-вакцины, дендритные вакцины).
Ключевые слова:
сап, мелиоидоз, профилактика, вакцины
Инфекционные болезни: новости, мнения, обучение. 2017. № 3. С. 131-138.
Статья поступила в редакцию: 31.01.2017. Принята в печать: 06.04.2017.
Prospects for the prevention of glanders and melioidosis (review)
ToporkovA.V., Viktorov D.V., Volgograd Research Institute for Plague Control, Leading Researcher
Lebedeva I.A., Zhukova S.I.
The review sets out the main directions for the creation of an effective vaccine against infections caused by pathogenic Burkholderia - agents of glanders and melioidosis. It was noted that to date, from all of the candidate vaccine against glanders and melioidosis live attenuated strains are more effective. However, there is a potential danger of the reversion of their virulence properties, that is until an insurmountable obstacle for the introduction of live vaccines in medical practice. The approaches to the creation of effective subunit vaccines on the basis of the pure factors of pathogenicity of causative agents of glanders and melioidosis. On the subject studied experimental drugs LPS, CPS, proteins of ABC transport system, T3SS, T6SS. A significant advantage of these drugs is guaranteed security and low reactogenicity. The review is given to alternative approaches to designing vaccines against pathogenic Burkholderia (DNA vaccine, dendritic vaccine).
Keywords:
glanders, melioidosis, prophylaxis, vaccines
Infectious Diseases: News, Opinions, Training. 2017; (3): 131-8.
Received: 31.01.2017. Accepted: 06.04.2017.
С момента открытия возбудителей сапа (Burkholderia mallei) и мелиоидоза (Burkholderia pseudomaäei) прошло уже более 100 лет, однако до настоящего времени практическая медицина не располагает средствами специ-
фической профилактики данных инфекций. В значительной мере это связано с недостаточной изученностью механизмов иммунитета при сапе и мелиоидозе, хотя в этом направлении выполнено немало работ отечественными и зарубежными
учеными. По мнению большинства исследователей, в защите от инфекций, обусловленных патогенными буркхольдерия-ми, доминирующая роль принадлежит Т-клеточному звену иммунитета. Ввиду выраженной родовой и антигенной близости B. mallei и B. pseudomallei многими исследователями отмечаются сходство или идентичность вызываемых ими процессов в иммунной системе, а также способность экспериментальных вакцинных препаратов обусловливать перекрестный иммунитет против обоих возбудителей.
Работы по созданию препаратов для специфической профилактики сапа и мелиоидза начались в начале прошлого столетия. Предложенные разными авторами убитые мелиоидозные и сапные вакцины оказались малоэффективными [1]. Тем не менее ученые и в наши дни продолжают исследования по созданию иммуногенных убитых вакцин против патогенных буркхольдерий. Привлекательной стороной получения инактивированных вакцин являются сравнительная легкость и дешевизна их изготовления. Потенциальным преимуществом таких вакцин является их способность представлять широкий спектр антигенов в иммунную систему. Это может быть важно при рассмотрении генетического и иммунологического разнообразия патогенных буркхольдерий. A. Puangpetch и соавт. сравнивали иммунологическую эффективность B. pseudomallei, убитых нагреванием и параформальдегидом [2]. Было показано, что экспериментальная инактивированная формальдегидом вакцина защищала 60% мышей BALB/c от 5 LD50 вирулентного штамма В. pseudomallei, в то время как вакцина, убитая нагреванием, протективными свойствами не обладала. В сыворотках крови выживших мышей были определены значительно повышенные по сравнению с контрольной группой уровни защитного ИФНу. По мнению ряда авторов, инактивированные мелиоидозные вакцины способны индуцировать защитный иммунитет [2-5]. Вакцины на основе убитых разными способами бактерий B. mallei, по данным K. Amemiya и соавт., были слабоиммуногенными [6]. Однако в опытах G.C. WhitLock и соавт. мыши, иммунизированные вакциной из убитых нагреванием B. mallei, оказались защищенными от сапной инфекции [7].
Применение адъювантов вместе с убитыми вакцинами способствует повышению их протективности. Ин-траназальная вакцинация мышей убитыми нагреванием B. pseudomallei вместе с адъювантом CLDC (липосомальный катионный комплекс ДНК) защищала животных от легочного мелиоидоза [8]. При сравнении способности убитых тепловых вакцин на основе бактерий B. thailandensis, В. mallei или B. pseudomallei индуцировать защитный иммунитет против мелиоидоза было показано, что инактивированные вакцины из В. mallei или B. pseudomallei обеспечивали значительную защиту против мелиоидоза, в то время как вакцина из В. thailandensis не вызывала протективного иммунитета [5, 7, 8]. Основным недостатком инактивированных вакцин является их способность вызывать нежелательные побочные эффекты, поэтому снижение реактогенности представляется важной практической задачей.
По сравнению с убитыми вакцины из живых ослабленных возбудителей сапа и мелиоидоза создают более высокий уровень защиты. Показано, что некоторые мелиоидоз-
ные температурорезистентные и триметоприм-устойчивые клоны позволяли защитить от инфекции 30-50% животных. Учитывая потенциальную опасность реверсии мутантов в исходную вирулентную форму, предпринимались попытки создания безопасных двумаркерных мелиоидозных мутантов, но полученные двумаркерные штаммы (пуринзависимые и температурорезистентные) практически утрачивали имму-ногенность [1]. В настоящее время зарегистрирован широкий спектр ослабленных мутантов B. pseudomallei, а иммунизация мышей некоторыми из них способствует индукции защитного иммунитета [9-11].
Ряд различных стратегий ослабления исходных мелиоидозных штаммов был исследован для получения живых вакцин-кандидатов. В частности достаточно высокую степень защиты от внутрибрюшинного заражения вирулентным штаммом обеспечивал ауксотрофный для аминокислот с разветвленной цепью мутант B. pseudomallei 2D2 при вну-трибрюшинной иммунизации мышей BALB/с [12]. Было показано, что протективная активность мутанта 2D2 была связана с активацией CD4+ Т-клеток, а истощение CD4+ Т-клеток устраняло защитные эффекты вакцинации данным мутантом [10]. Тестирование на протективность капсульного мели-оидозного мутанта (В. pseudomallei 1E10) при внутрибрю-шинном способе иммунизации не выявило у него защитных свойств в опытах на мышах [13]. В противоположность этим данным в экспериментах A.E. Scott и соавт. [14] капсуль-ный мутант B. thailandensis (В. thailandensis E555), близкий родственник B. pseudomallei, индуцировал существенную защиту против смертельной дозы вирулентного штамма В. pseudomallei на мышиной модели инфекции. При изучении механизмов этого эффекта авторы отметили, что в сыворотках крови мышей, иммунизированных мутантом E555, определялись более высокие уровни специфических IgG, чем у животных, иммунизированных бескапсульным вариантом В. thailandensis, и реакции этих антител в основном были направлены против капсулы.
В качестве возможных кандидатов живых мелиоидозных вакцин были оценены различные мутанты в нескольких ключевых точках биосинтеза буркхольдерий (purN, purM, hisF и pabB) [9, 15]. Все эти штаммы проявляли некоторую степень защиты против вирулентной мелиоидозной культуры у восприимчивых мышей линии BALB/c. Так, мыши, иммунизированные интраназально и внутрибрюшинно мелиои-дозным мутантом purN, были частично защищены от острой инфекции после интраназального заражения [9], причем способ иммунизации существенно не влиял на защитную эффективность purN-мутанта. Было высказано предположение, что более высокая иммуногенность мелиоидозного purN-мутанта по сравнению с purM-мутантом связана с его более продолжительной персистенцией в макроорганизме после вакцинации. Тем не менее вакцинированные purN-мутантом мыши не были защищены от развития хронической формы мелиоидозной инфекции.
По данным E. Silva и соавт., иммуногенность purM-мутанта B. pseudomallei Bp82 также достаточно высокая, при подкожном применении он оказался способным защитить мышей BALB/c и C57BL/6 от интраназального заражения вирулентным штаммом B. pseudomallei 1026b [16]. Защита
была связана с существенным сокращением бактериальной нагрузки в легких, печени и селезенке животных и носила Thl-обусловленный характер, зависящий от активации CD4+ и CD8+ Т-клеток. Существенным достоинством purM-мутанта В. pseudomaiiei Bp82 является его чрезвычайная безопасность, подтвержденная в опытах на иммунодефицитных животных, что позволяет рассматривать его как один из наиболее вероятных кандидатов на мелиоидозную аттену-ированную вакцину [17]. В этом же качестве оценивается и испытанный J. Cuccui и соавт. мелиоидозный ауксотроф-ный мутант 13B11 aroB, который был авирулентным для мышей даже при использовании высоких иммунизирующих доз (105-106 микробных клеток), элиминировался из легких и селезенки в течение 3 дней и увеличивал продолжительность жизни зараженных интраназально животных [18].
В опытах T. SriLunchang и соавт. другой ауксотрофный мутант B. pseudomaiiei AroC (А2) обеспечивал значительную защиту мышей C57BL/6 против вирулентного мелиоидоз-ного штамма и был слабоиммуногенным для мышей линии BALB/с [11]. Штамм В. pseudomaiiei bipD, имеющий мутацию в аппарате секреции типа III (T3SS), также был оценен как возможная живая вакцина. Мыши, иммунизированные этим штаммом, были частично защищены от последующего внутрибрюшинного заражения вирулентной культурой В. pseudomaiiei. В противоположность этому иммунизация мышей рекомбинантным белком BipD не защищала их от инфекции [19, 20].
Живые ослабленные культуры B.maiiei также были оценены с позиций возможного применения в качестве вакцин против сапа. В опытах на мышах R.L. Ulrich и соавт. сравнивали эффективность двух живых ослабленных штаммов B. maiiei - капсульного мутанта (DD3008) и ауксотрофного для аминокислот с разветвленной цепью (ILV1) при аэрогенной иммунизации [21]. После контрольного аэрозольного заражения животных 300 LD50 В. maiiei АТСС 23344 выжило 25% мышей, вакцинированных ауксотрофным мутантом, в то время как капсульный мутант не проявил заметной защиты. При снижении в 5 раз заражающей дозы разница в протек-тивной активности двух мутантов становилась еще более очевидной (50 и 0% выживших мышей соответственно). Исследование сывороток крови иммунизированных мышей в данном эксперименте показало, что у животных, вакцинированных ауксотрофным мутантом, сероконверсия проходила по Т1п1-типу, вызывая преимущественное накопление ^2а-антител, а у привитых капсульным мутантом мышей в основном повышался уровень ^1-антител. Таким образом, было высказано предположение, что в защите против B.maiiei более эффективными являются ауксотрофные сапные мутанты, а не капсульные [21].
В целом многочисленными исследованиями было установлено, что живые ослабленные вакцины против патогенных буркхольдерий обеспечивают достаточно высокий уровень защитного иммунитета, превосходя по эффективности все другие экспериментальные вакцины. Тем не менее проблема лицензирования живого ослабленного мутанта в качестве вакцины для людей в эндемичных районах имеет место и является на сегодняшний день непреодолимой. Это связано с тем, что патогенные буркхольдерии вызывают по-
тенциально опасные для жизни заболевания, трудно поддающиеся лечению. В связи с этим необходима абсолютная уверенность в невозможности реверсии вирулентности у ослабленного мутанта. Настороженность по поводу использования живой ослабленной вакцины против мелио-доза усугубляется сведениями о том, что случаи заболевания встречаются у людей, чаще всего имеющих некоторую степень иммунной дисфункции. Однако, как уже было отмечено, одномаркерные мутанты не являются гарантированно безопасными. Это обстоятельство и побуждает исследователей к разработке безопасных субъединичных вакцин против возбудителей сапа и мелиоидоза.
Теоретической предпосылкой для конструирования субъединичных вакцин является изучение факторов вирулентности и патогенности бактерий и получение их в чистом виде. С этих позиций достаточно большой диапазон белков и полисахаридов был идентифицирован и протестирован на способность вызывать различные степени защиты при экспериментальной сапной и мелиоидозной инфекции [19, 22-24].
Из числа опубликованных работ немало посвящено изучению иммуногенных свойств липополисахарида (LPS) и капсульного полисахарида (CPS) - основным поверхностным антигенам В. mallei и В. pseudomaiiei [13, 25-29]. Ряд авторов указывают на примерно одинаковую протективную активность LPS и CPS [23, 30]. При использовании для иммунизации животных сочетания этих двух антигенов была продемонстрирована лучшая защита даже при введении их в низких дозах [30-33]. Следует отметить, что при иммунизации двумя антигенами (LPS и CPS) формировалась частичная защита даже от легочного мелиоидоза [34, 35]. Тем не менее даже комбинация двух антигенов не обеспечивала стерильного иммунитета при мелиоидозе, хотя и существенно снижала уровень бактериальной обсемененности в селезенке мышей [34]. В стремлении повысить иммуноген-ность поверхностных антигенов буркхольдерий некоторые авторы соединяли их с различными носителями, чаще всего белковыми.
Так, в опытах на мышах A.E. Scott и соавт. при изучении защитных свойств конъюгата полисахарид-белок, состоящего из LPS В. pseudomaiiei и Hc-фрагмента столбнячного токсина, была продемонстрирована значительная защита против летальной мелиоидозной инфекции [36]. Кроме того, иммунизация животных данным конъюгатом также показала уклон в сторону иммунного ответа типа Th1, о чем свидетельствовали высокие уровни IgG2a, в отличие от иммунизации с неконъюгированным LPS, вызывавшем преимущественно иммунный ответ ^2-типа. В другом исследовании авторы конъюгировали LPS В. thailandensis с белком Hcpl системы секреции типа VI (T6SS) и наночастицами золота (AuNPs). Полученная композиция значительно повышала уровень защиты экспериментальных мышей от легочного сапа по сравнению с исходным LPS [37].
Таким образом, оба поверхностных антигена (LPS и CPS) являются важными потенциальными компонентами химической вакцины против сапа и мелиоидоза. Оба они обеспечивали, по крайней мере, частичную защиту от парентерального заражения патогенными буркхольдериями,
однако были малоэффективны в защите от легочной формы инфекции. Кроме того, иммунизация животных как LPS, так и CPS не защищала их от развития хронического инфекционного процесса.
Большой интерес в плане получения протективных антигенов - прототипов химических вакцин против сапа и мелио-идоза представляют мембранные белки обоих возбудителей. По данным М.В. Супотницкого и соавт. [38], иммунизация мембранным пориновым белком защищала до 83% золотистых хомячков, зараженных 20-50 DCL возбудителя сапа. Полученные Д.В. Викторовым препараты наружной и цито-плазматической мембран возбудителя мелиоидоза обладали умеренными защитными свойствами, защищая до 40% мышей от вирулентного штамма, причем сочетанное введение мембранных белков с иммуномодулятором бромантаном заметно увеличивало их протективность [39]. В опытах на мышах BALB/с белок наружной мембраны возбудителя мелиоидоза (Omp85), введенный с полным адъювантом Фрейнда, обеспечивал выживаемость 70% животных на 15-й день после заражения вирулентным штаммом B. pseudomaiiei [22, 24]. Тем не менее авторам не удалось с помощью белка Omp85 добиться стерильного иммунитета, и у вакцинированных мышей развилась хроническая инфекция [24].
В качестве возможных кандидатов вакцин были оценены три белка (LoLC, PotF и OPPA), относящихся к транспортной системе АВС (система секреции типа I), белки которой содержат консервативные АТФ-связывающие кассеты, отвечающие за генерацию энергии для транспорта широкого спектра различных молекул через клеточные мембраны [40, 41]. Было показано, что иммунизация каждым из этих белков стимулирует антиген-специфический гуморальный и клеточный иммунный ответ [40]. Рекомбинантные белки LoLC и PotF генеририровали существенную защиту против вирулентного штамма В. pseudomaLLei, обеспечивая выживаемость более 50% мышей. В противоположность этому протективность рекомбинантного белка OPPA была низкой [40]. В исследованиях G.C. WhitLock и соавт. белок LoLC был получен из возбудителя сапа и обеспечивал частичную перекрестную защиту против В. pseudomaLLei и В. mallei после ин-траназальной вакцинации [42, 43].
Рядом авторов в качестве субъединичных экспериментальных вакцин изучены признаваемые в настоящее время факторами патогенности белки транспортных систем бактерий типа III (T3SS) и VI (T6SS). Один из компонентов T3SS -системы, ответственной за одноэтапный транспорт эффектор-ных молекул патогенности из цитоплазмы бактерий в эука-риотические клетки макроорганизма, белок BipD в опытах на мышах показал способность увеличивать продолжительность жизни зараженных животных и снижать уровень бактериальной обсемененности [20]. Другие белки из системы T3SS (Bip B, Bip C) протективными свойствами не обладали [19].
Белки системы T6SS, которая необходима для внутриклеточного образа жизни бактерий, также признаются факторами вирулентности и привлекают внимание исследователей как возможные иммуногены. Выделенные из В. pseudomaLLei и В. mallei белки системы T6SS Hcpl, Hcp2, Hcp3, Hcp4, Hcp5 и Hcp6 не смогли обеспечить полную защиту в мышиных моделях мелиоидозной инфекции [44].
В целом субъединичные вакцины против сапа и мелиоидоза вполне перспективны для дальнейшей разработки и применения у людей в эндемичных регионах. Важными преимуществами таких вакцин являются полная безопасность и способность формировать иммунный ответ только на протективный антиген, что существенно снижает реактоген-ность вакцинных препаратов.
Кроме описанных выше традиционных подходов при разработке вакцин, в настоящее время все большее внимание исследователей привлекают альтернативные подходы к конструированию препаратов для специфической профилактики сапа и мелиоидоза. К ним относятся так называемые ДНК-вакцины. Плазмидная ДНК возбудителя мелиоидоза, кодирующая флагеллярный протеин, при введении белым мышам вызывала выраженный гуморальный и клеточный иммунный ответ и обеспечивала 83% выживаемость мышей от вирулентного штамма B. pseudomaííei в течение 7 дней [45-47]. Кроме повышенной выживаемости, у вакцинированных мышей регистрировали более высокий уровень фла-геллин-специфических антител и повышенную секрецию ИФНу клетками селезенки. Авторами констатировано, что механизм защиты мышей был обусловлен формированием иммунного ответа Т1г1-типа в связи с увеличением производства ИФНу и продукции антител с высоким коэффициентом соотношения ^2а/^1 [45].
Другим нестандартным и оригинальным подходом к решению проблемы специфической профилактики буркхоль-дериозов является разработка дендритных вакцин [48, 49]. Была апробирована методика использования дендритных клеток в качестве вектора доставки вакцины из клеток B. pseudomaiiei. Дендритные клетки получали путем культивирования мышиных клеток-предшественников костного мозга в среде, содержащей гранулоцитарный макрофа-гальный колониестимулирующий фактор и фактор некроза опухоли альфа. Очищенные дендритные клетки вместе с убитыми нагреванием целыми клетками В. pseudomaiiei использовали для иммунизации сингенных мышей. После иммунизации авторы регистрировали выраженный клеточный иммунный ответ и существенную защиту от заражения вирулентным штаммом возбудителя мелиоидоза. Несмотря на несомненный интерес, который вызывают эксперименты с дендритными вакцинами, сама идея использования дендритных клеток в качестве вектора доставки вакцины против инфекционных заболеваний пока еще остается достаточно сомнительной и спорной [50].
Резюмируя вышеприведенные данные, следует отметить, что по проблеме вакцинопрофилактики сапной и ме-лиоидозной инфекций за последние 20-30 лет достигнут значительный прогресс. Однако остается достаточно много существенных препятствий на пути конструирования протек-тивного вакцинного препарата. Представляется сомнительной перспектива применения в практике здравоохранения небезопасных живых вакцин, несмотря на их значительную протективную активность. Убитые вакцины также вряд ли отвечают современным требованиям к безопасности вакцинных препаратов из-за своей выраженной реактогенно-сти. Альтернативные подходы к вакцинопрофилактике сапа и мелиоидоза в виде ДНК- и дендритных вакцин в насто-
ящее время имеют весьма недостаточную доказательную базу, чтобы представлять серьезный практический интерес. В наибольшей степени перспективным направлением в создании эффективной вакцины против патогенных буркхольдерий следует признать разработку субъединичных вакцин. На сегодняшний день остается неясным, будут ли определены и выделены новые и более иммуногенные антигены возбудителей, насколько они окажутся способными защищать от острой и хронической инфекции. Ско-
рее всего, будут предприняты усилия по конструированию поливалентных препаратов, состоящих из нескольких про-тективных субъединиц. Представляется перспективным и сочетанное применение с вакцинными препаратами им-муномодуляторов различной природы, преимущественно стимулирующих клеточные иммунные реакции, тем более что целесообразность такого подхода к специфической профилактике буркхольдериозов показана многими авторами [51-53].
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ
ФКУЗ «Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт»: Топорков Андрей Владимирович - доктор медицинских наук, директор
Викторов Дмитрий Викторович - доктор биологических наук, заместитель директора по научно-экспериментальной работе Лебедева Ирина Андреевна - научный сотрудник
Жукова Светлана Ивановна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник E-mail: svetLana25.01@yandex.ru
ЛИТЕРАТУРА
1. Тихонов Н.Г., Рыбкин В.С., Жукова С.И. и др. Иммунология мелио-идоза // Мелиоидоз. 1995. С. 119-142.
2. Puangpetch A., Anderson R. et al. Comparison of the protective effects of killed Burkholdena pseudomallei and Cp-Goligodeoxynucleotide against live challenge // Vaccine. 2013. Vol. 32, N 45. P. 5983-5988.
3. Barnes J.L, Ketheesan N. Development of protective immunity in a murine model of melioidosis is influenced by the source of Burkholderia pseudomallei antigens // Immunol. Cell Biol. 2007. Vol. 85. P. 551557.
4. Razak C.E., Ismail G., Embim N., Omar O. Protection studies using whole cells and partially purified toxic material (PPTM) of Pseudomonas pseudomallei // Malays. Appl. Biol. 1986. Vol. 15. P. 105-111.
5. Sarkar-Tyson M., Smither S.J., Harding S.V., Atkins T.P. et al. Protective efficacy of heat-inactivated B. thailandensis, B. mallei or B. pseudomallei against experimental melioidosis and glanders // Vaccine. 2009. Vol. 27. P. 4447-4451.
6. Amemiya K., Bush G.V. et al. Nonviable Burkholdena mallei induces a mixed Th1- and Th2-1ike cytokine response in BALB/c mice // Infect. Immun. 2002. Vol. 70, N 5. P. 2319-2325.
7. Whitlock G.C., Lukaszewski R.A., Judy B.M., Paessler S. et al. Host immunity in the protective response to vaccination with heat-killed Burkholderia mallei // BMC Immunol. 2008. Vol. 9. P. 55.
8. Henderson A., Propst K., Kedl R., Dow S. Mucosal immunization with liposome-nucleic acid adjuvants generates effective humoral and cellular immunity // Vaccine. 2011. Vol. 29. P. 5304-5312.
9. Breitbach K., Kohler J., Steinmetz I. Induction of protective immunity against Burkholderia pseudomallei using attenuated mutants with defects in the intracellular life cycle // Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2008. Vol. 102, suppl. 1. P. S89-S94.
10. Haque A., Chu K., Easton A., Stevens M. P. et al. A live experimental vaccine against Burkholdena pseudomallei elicits CD4+ T cell-mediated immunity, priming T cells specific for 2 type III secretion system proteins // J. Infect. Dis. 2006a. Vol. 194. P. 1241-1248.
11. Srilunchang T., Proungvitaya T., Wongratanacheewin S., Strugnell R. et al. Construction and characterization of an unmarked aroC deletion
mutant of Burkholdena pseudomallei strain A2 // Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2009. Vol. 40. P. 123-130.
12. Atkins T., Prior R. G., Mack K., Russell P. et al. A mutant of Burkholdena pseudomallei, auxotrophic in the branched chain amino acid biosynthetic pathway, is attenuated and protective in a murine model of melioidosis // Infect. Immun. 2002b. Vol. 70. P. 5290-5294.
13. Atkins T., Prior R., Mack K., Russell P. et al. Characterisation of an acapsular mutant of Burkholdena pseudomallei identified by signature tagged mutagenesis // J. Med. Microbiol. 2002a. Vol. 51. P. 539-547.
14. Scott A.E., Laws T.R. et al. Protection against experimental melioidosis following immunization with live Burkholdena thailandensis expressing a manno-heptose capsule // Clin Vaccine Immunol. 2013. Vol. 20, N 7. P. 1041-1047.
15. Pilatz S., Breitbach K., Hein N., Fehlhaber B. et al. Identification of Burkholdena pseudomallei genes required for the intracellular life cycle and in vivo virulence // Infect. Immun. 2006. Vol. 74. P. 35763586.
16. Silva E.B., Goodyear A. et al. Correlates of immune protection following cutaneous immunization with an attenuated Burkholdena pseudomallei vaccine // Infect . Immun. 2013. Vol. 81, N 12. P. 46264634.
17. Propst K.L., Mima T., Choi K.H., Dow S.W. et al. A Burkholdena pseudomallei deltapur M mutant is avirulent in immunocompetent and immunodeficient animals: candidate strain for exclusion from select-agent lists // Infect. Immun. 2010. Vol. 78. P. 3136-3143.
18. Cuccui J., Easton A., Chu K.K., Bancroft G.J. et al. Development of signature-tagged mutagenesis in Burkholdena pseudomallei to identify genes important in survival and pathogenesis // Infect. Immun. 2007. Vol. 75. P. 1186-1195.
19. Druar C., Yu F., Barnes J.L., Okinaka R.T., Chantratita N. et al. Evaluating Burkholdena pseudomallei Bip proteins as vaccines and Bip antibodies as detection agents // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2008. Vol. 52. P. 78-87.
20. Stevens M.P., Haque A., Atkins T., Hill J. et al. Attenuated virulence and protective efficacy of a Burkholdena pseudomallei bsa type III
secretion mutant in murine models of melioidosis // Microbiology. 2004. Vol. 150. P. 2669-2676.
21. Ulrich R.L., Amemiya K. et al. Aerogenic vaccination with a Burkholdena mallei auxotroph protects against aerosol-initiated glanders in mice // Vaccine. 2005. Vol. 23, N 16. P. 1986-1992.
22. Hara Y., Mohamed R., Nathan S. Immunogenic Burkholderia pseudomallei outer membrane proteins as potential candidate vaccine targets // PLoS One. 2009. Vol. 4. Article ID e6496.
23. Ngugi S.A., Ventura V.V., Qazi O., Harding S.V. et al. LipopoLysaccha-ride from Burkholdena thailandensis E264 provides protection in a murine model of melioidosis // Vaccine. 2010. Vol. 28. P. 7551-7555.
24. Su Y.C., Wan K.L., Mohamed R., Nathan S. Immunization with the recombinant Burkholdena pseudomallei outer membrane protein Omp85 induces protective immunity in mice // Vaccine. 2010. Vol. 28. P. 50055011.
25. Deshazer D., Brett P.J., Woods D.E. The type II O-antigenic polysaccharide moiety of Burkholdena pseudomallei LipopoLysaccharide is required for serum resistance and virulence // Mol. Microbiol. 1998. Vol. 30. P. 1081-1100.
26. Perry M.B., Maclean L.L., SchoLLaardt T., Bryan L.E. et al. Structural characterization of the LipopoLysaccharide O antigens of Burkholdena pseudomallei // Infect. Immun. 1995. Vol. 63. P. 3348-3352.
27. ReckseidLer S.L., Deshazer D., SokoL P.A., Woods D.E. Detection of bacterial virulence genes by subtractive hybridization: identification of capsular polysaccharide of Burkholdena pseudomallei as a major virulence determinant // Infect. Immun. 2001. Vol. 69. P. 34-44.
28. Sarkar-Tyson M., Thwaite J.E., Harding S.V., Smither S.J. et al. Polysaccharides and virulence of Burkholdena pseudomallei // J. Med. Microbiol. 2007. Vol. 56. P. 1005-1010.
29. Tuanyok A., Stone J.K., Mayo M., KaestLi M. et al. The genetic and molecular basis of O-antigenic diversity in Burkholdena pseudomallei LipopoLysaccharide // PLoS NegL. Trop. Dis. 2012. Vol. 6. Article ID e1453.
30. Nelson M., Prior J.L., Lever M.S., Jones H.E. et al. Evaluation of LipopoLysaccharide and capsular polysaccharide as subunit vaccines against experimental melioidosis // J. Med. Microbiol. 2004. Vol. 53. P. 11771182.
31. Charuchaimontri C., SuputtamongkoL Y., NiLakuL C., ChaowaguL W. et aL. AntiLipopoLysaccharide II: an antibody protective against fatal melioidosis // CLin. Infect. Dis. 1999. VoL. 29. P. 813-818.
32. Jones S.M., ELLis J.F., RusseLL P., Griffin K.F. et aL. Passive protection against Burkholdena pseudomallei infection in mice by monocLonaL antibodies against capsuLar poLysaccharide, LipopoLysaccharide or proteins // J. Med. MicrobioL. 2002. VoL. 51. P. 1055-1062.
33. Zhang S., Feng S.H., Li B., Kim H.Y. et aL. In vitro and In vivo studies of monocLonaL antibodies with prominent bactericidaL activity against Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei // CLin. Vaccine ImmunoL. 2011. VoL. 18. P. 825-834.
34. Aucoin D.P., Reed D.E., MarLenee N.L., Bowen R.A. et aL. PoLysac-charide specific monocLonaL antibodies provide passive protection against intranasaL chaLLenge with Burkholdena pseudomallei // PLoS One. 2012. VoL. 7. ArticLe ID e 35386 .
35. Trevino S.R., Permenter A.R., EngLand M.J., Parthasarathy N. et aL. MonocLonaL antibodies passiveLy protect BALB/c mice against Burkholdena mallei aerosoL chaLLenge // Infect. Immun. 2006. VoL. 74. P. 1958-1961.
36. Scott A.E., Ngugi S.A. et aL. Protection against experimentaL meLioidosis foLLowing immunisation with a LipopoLysaccharide-protein conjugate // J. ImmunoL. Res. 2014. ArticLe ID 392170.
37. Gregory A.E., Judy B.M. et aL. A gold nanoparticLe-LinkegLycocon-jugate vaccine against Burkholdena mallei// Nanomedicine. 2015. Vol. 11, N 2. P. 447-456.
38. Супотницкий М.В., Кравец И.Д., Новикова О.Д. Специфическая профилактика экспериментального сапа порином из Pseudomonas mallei // Ветеринария. 1995. № 3. С. 24-27.
39. Викторов Д.В. Анализ белкового и антигенного состава штаммов Pseudomonas pseudomallei различной вирулентности : автореф. дис. ... канд. биол. наук. Саратов, 1997. 20 с.
40. HarLand D.N., Chu K., Haque A., Nelson M. et aL. Identification of a LoLC homoLogue in Burkholdena pseudomallei, a novel protective antigen for melioidosis // Infect. Immun. 2007. Vol. 75. P. 4173-4180.
41. Shah P., SwiatLo E. Immunization with poLyamine transport protein PotD protects mice against systemic infection with Streptococcus pneumonia // Infect. Immun. 2006. Vol. 74. P. 5888-5892.
42. WhitLock G.C., Deeraksa A., Qazi O., Judy B.M. et aL. Protective response to subunit vaccination against intranasal Burkholdena mallei and B.pseudomallei challenge // Procedia Vaccinol. 2010. Vol. 2. P. 73-77.
43. WhitLock G.C., Robida M.D., Judy B.M., Qazi 0. et aL. Protective antigens against glanders identified by expression Library immunization // Front. MicrobioL. 2011. VoL. 2. P. 227.
44. Burtnick M.N., Brett P.J., Harding S.V., Ngugi S.A. et aL. The cluster 1 type VI secretion system is a major virulence determinant in Burkholdena pseudomallei // Infect. Immun. 2011. VoL. 79. P. 1512-1525.
45. Chen Y.S., Hsiao Y.S., Lin H.H. et aL. CpG-modified pLasmid DNA encoding fLageLLin improves immunogenicity and provides protection against Burkholdena pseudomallei infection in BALB/c mice // Infect. Immun. 2006a. VoL. 74, N 3. P. 1699-1705.
46. Chen Y.S., Hsiao Y.S., Lin H.H. et aL. Immunogenicity and anti-Burkholdena pseudomallei activity in BALB/c mice immunized with pLasmid DNA encoding flageLLin // Vaccine. 2006b. VoL. 24, N 6. P. 750-758.
47. Ye Z., Lee C.M., Sun G.W. et aL. Burkholdena pseudomallei in reinfection of T ceLLs Leads to T ceLLs costimuLation partiaLLy provided by fLageLLin // Infect. Immun. 2008. VoL. 76, N 6. P. 2541-2550.
48. ELvin S.J., HeaLey G.D., Westwood A., Knight S.C. et aL. Protection against heteroLogous Burkholdena pseudomallei strains by dendritic ceLL immunization // Infect. Immun. 2006. VoL. 74. P. 1706-1711.
49. HeaLey G.D., ELvin S.J., Morton M., WiLLiamson E.D. HumoraL and ceLL-mediated adaptive immune responses are required for protection against Burkholderia pseudomallei chaLLenge and bacteriaL cLearance postinfection // Infect. Immun. 2005. VoL. 73. P. 5945-5951.
50. Garcia F., Routy J.P. ChaLLenges in dendritic ceLLs-based therapeutic vaccination in HIV-1 infection Workshop in dendritic ceLL-based vaccine cLinicaL triaLs in HIV-1 // Vaccine. 2011. VoL. 29. P. 6454-6463.
51. Жемчугов В.Е., Жукова С.И., Дятлов И.А. и др. Использование метаболических иммунокорректоров для стимуляции иммунитета при некоторых особо опасных инфекциях // Вестн. Волгоград. гос. мед. ун-иа. 2004. № 12. С. 29-31.
52. Жукова С.И., Авророва И.В., Демьянова О.Б. и др. Стимуляция иммунного ответа к мелиоидозу препаратами рекомбинантных цито-кинов // Цитокины и воспаление. 2009. № 1. С. 32-35.
53. Щуковская Т.Н. Новые подходы к повышению эффективности экстренной и специфической профилактики особо опасных инфекций // Современные технологии в реализации глобальной стратегии борьбы с инфекционными болезнями на территории государств-участников СНГ : материалы IX Межгосуд. науч.-практ. конф. государств-участников СНГ. Волгоград, 2008. С. 314-315.
REFERENCES
1. Tikhonov N.G., Rybkin V.S., Zhukova S.I., et al. Melioidosis immunology. Melioidosis; 1995: 119-42. (in Russian)
2. Puangpetch A., Anderson R., et al. Comparison of the protective effects of killed Burkholderia pseudomallei and Cp-Goligodeoxynucleotide against live challenge. Vaccine. 2013; 32 (45): 5983-8.
3. Barnes J.L, Ketheesan N. Development of protective immunity in a murine model of melioidosis is influenced by the source of Burkholderia pseudomallei antigens. Immunol Cell Biol. 2007; 85: 551-7.
4. Razak C.E., Ismail G., Embim N., Omar O. Protection studies using whole cells and partially purified toxic material (PPTM) of Pseudomonas pseudomallei. Malays Appl Biol. 1986; 15: 105-11.
5. Sarkar-Tyson M., Smither S.J., Harding S.V., Atkins T.P., et al. Protective efficacy of heat-inactivated B. thailandensis, B. mallei or B. pseudomallei against experimental melioidosis and glanders. Vaccine. 2009; 27: 4447-51.
6. Amemiya K., Bush G.V., et al. Nonviable Burkholderia mallei induces a mixed Th1- and Th2-like cytokine response in BALB/c mice. Infect Immun. 2002; 70 (5): 2319-25.
7. Whitlock G.C., Lukaszewski R.A., Judy B.M., Paessler S., et al. Host immunity in the protective response to vaccination with heat-killed Burkholderia mallei. BMC Immunol. 2008; 9: 55.
8. Henderson A., Propst K., Kedl R., Dow S. Mucosal immunization with liposome-nucleic acid adjuvants generates effective humoral and cellular immunity. Vaccine. 2011; 29: 5304-12.
9. Breitbach K., Kohler J., Steinmetz I. Induction of protective immunity against Burkholderia pseudomallei using attenuated mutants with defects in the intracellular life cycle. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2008; 102 (suppl. 1): S89-94.
10. Haque A., Chu K., Easton A., Stevens M.P., et al. A live experimental vaccine against Burkholderia pseudomallei elicits CD4+ T cell-mediated immunity, priming T cells specific for 2 type III secretion system proteins. J Infect Dis. 2006a; 194; 1241-8.
11. Srilunchang T., Proungvitaya T., Wongratanacheewin S., Strugnell R., et al. Construction and characterization of an unmarked aroC deletion mutant of Burkholderia pseudomallei strain A2. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 2009; 40: 123-30.
12. Atkins T., Prior R. G., Mack K., Russell P., et al. A mutant of Burkholderia pseudomallei, auxotrophic in the branched chain amino acid biosynthetic pathway, is attenuated and protective in a murine model of melioidosis. Infect Immun. 2002b; 70: 5290-4.
13. Atkins T., Prior R., Mack K., Russell P., et al. Characterisation of an acapsular mutant of Burkholderia pseudomallei identified by signature tagged mutagenesis. J Med Microbiol. 2002a; 51: 539-47.
14. Scott A.E., Laws T.R., et al. Protection against experimental melioidosis following immunization with live Burkholderia thailandensis expressing a manno-heptose capsule. Clin Vaccine Immunol. 2013; 20 (7): 1041-7.
15. Pilatz S., Breitbach K., Hein N., Fehlhaber B., et al. Identification of Burkholderia pseudomallei genes required for the intracellular life cycle and in vivo virulence. Infect Immun. 2006; 74: 3576-86.
16. Silva E.B., Goodyear A., et al. Correlates of immune protection following cutaneous immunization with an attenuated Burkholderia pseudomallei vaccine. Infect Immun. 2013; 81 (12): 4626-34.
17. Propst K.L., Mima T., Choi K.H., Dow S.W., et al. A Burkholderia pseudomallei deltapur M mutant is avirulent in immunocompetent and immu-nodeficient animals: candidate strain for exclusion from select-agent lists. Infect Immun. 2010; 78: 3136-43.
18. Cuccui J., Easton A., Chu K.K., Bancroft G.J., et al. Development of signature-tagged mutagenesis in Burkholderia pseudomallei to identify genes important in survival and pathogenesis. Infect Immun. 2007; 75: 1186-95.
19. Druar C., Yu F., Barnes J.L., Okinaka R.T., Chantratita N., et al. Evaluating Burkholderia pseudomallei Bip proteins as vaccines and Bip antibodies as detection agents. FEMS Immunol Med Microbiol. 2008; 52: 78-87.
20. Stevens M.P., Haque A., Atkins T., Hill J., et al. Attenuated virulence and protective efficacy of a Burkholderia pseudomallei bsa type III secretion mutant in murine models of melioidosis. Microbiology. 2004; 150: 2669-76.
21. Ulrich R.L., Amemiya K., et al. Aerogenic vaccination with a Burkholderia mallei auxotroph protects against aerosol-initiated glanders in mice. Vaccine. 2005; 23 (16): 1986-92.
22. Hara Y., Mohamed R., Nathan S. Immunogenic Burkholderia pseudomallei outer membrane proteins as potential candidate vaccine targets. PLoS One. 2009; 4: Article ID e6496.
23. Ngugi S.A., Ventura V.V., Qazi O., Harding S.V., et al. Lipopolysac-charide from Burkholderia thailandensis E264 provides protection in a murine model of melioidosis. Vaccine. 2010; 28: 7551-5.
24. Su Y.C., Wan K.L., Mohamed R., Nathan S. Immunization with the recombinant Burkholderia pseudomallei outer membrane protein Omp85 induces protective immunity in mice. Vaccine. 2010; 28: 5005-11.
25. Deshazer D., Brett P.J., Woods D.E. The type II O-antigenic polysaccharide moiety of Burkholderia pseudomallei lipopolysaccharide is required for serum resistance and virulence. Mol Microbiol. 1998; 30: 1081-100.
26. Perry M.B., Maclean L.L., Schollaardt T., Bryan L.E., et al. Structural characterization of the lipopolysaccharide O antigens of Burkholderia pseudomallei. Infect Immun. 1995; 63: 3348-52.
27. Reckseidler S.L., Deshazer D., Sokol P.A., Woods D.E. Detection of bacterial virulence genes by subtractive hybridization: identification of capsular polysaccharide of Burkholderia pseudomallei as a major virulence determinant. Infect Immun. 2001; 69: 34-44.
28. Sarkar-Tyson M., Thwaite J.E., Harding S.V., Smither S.J., et al. Polysaccharides and virulence of Burkholderia pseudomallei. J Med Microbiol. 2007; 56: 1005-10.
29. Tuanyok A., Stone J.K., Mayo M., Kaestli M., et al. The genetic and molecular basis of O-antigenic diversity in Burkholderia pseudomallei lipopolysaccharide. PLoS Negl Trop Dis. 2012; 6: Article ID e1453.
30. Nelson M., Prior J.L., Lever M.S., Jones H.E., et al. Evaluation of lipopolysaccharide and capsular polysaccharide as subunit vaccines against experimental melioidosis. J Med Microbiol. 2004; 53: 1177-82.
31. Charuchaimontri C., Suputtamongkol Y., Nilakul C., Chaowagul W., et al. Antilipopolysaccharide II: an antibody protective against fatal melioidosis. Clin Infect Dis. 1999; 29: 813-18.
32. Jones S.M., Ellis J.F., Russell P., Griffin K.F., et al. Passive protection against Burkholderia pseudomallei infection in mice by monoclonal antibodies against capsular polysaccharide, lipopolysaccharide or proteins. J Med Microbiol. 2002; 51: 1055-62.
33. Zhang S., Feng S.H., Li B., Kim H.Y., et al. In vitro and In vivo studies of monoclonal antibodies with prominent bactericidal activity against Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei. Clin Vaccine Immunol. 2011; 18: 825-34.
34. Aucoin D.P., Reed D.E., Marlenee N.L., Bowen R.A., et al. Polysaccharide specific monoclonal antibodies provide passive protection against
intranasaL chaLLenge with Burkholderia pseudomallei. PLoS One. 2012; 7: ArticLe ID e 35386.
35. Trevino S.R., Permenter A.R., EngLand M.J., Parthasarathy N,. et aL. MonocLonaL antibodies passiveLy protect BALB/c mice against Burkholderia mallei aerosoL chaLLenge. Infect Immun. 2006; 74: 1958-61.
36. Scott A.E., Ngugi S.A., et aL. Protection against experimentaL meLi-oidosis foLLowing immunisation with a LipopoLysaccharide-protein conjugate. J ImmunoL Res. 2014: ArticLe ID 392170.
37. Gregory A.E., Judy B.M., et aL. A goLd nanoparticLe-LinkegLycoconjugate vaccine against Burkholderia mallei. Nanomedicine. 2015; 11 (2): 447-56.
38. Supotnitskiy M.V., Kravets I.D., Novikova O.D. Specific prophyLaxis of experimentaL equinia with porin of Pseudomonas mallei. Veterinariya [Veterinary Medicine]. 1995; (3): 24-7. (in Russian)
39. Viktorov D.V. AnaLysis of protein and antigenic composition of Pseudomonas pseudomallei strains of various viruLence: Abstrakt of Diss. Saratov; 1997: 20 p. (in Russian)
40. HarLand D.N., Chu K., Haque A., NeLson M., et aL. Identification of a LoLC homoLogue in Burkholderia pseudomallei, a noveL protective antigen for meLioidosis. Infect Immun. 2007; 75: 4173-80.
41. Shah P., SwiatLo E. Immunization with poLyamine transport protein PotD protects mice against systemic infection with Streptococcus pneumonia. Infect Immun. 2006; 74: 5888-92.
42. WhitLock G.C., Deeraksa A., Qazi O., Judy B.M. et aL. Protective response to subunit vaccination against intranasaL Burkholderia mallei and B.pseudomallei chaLLenge. Procedia VaccinoL. 2010; 2: 73-7.
43. WhitLock G.C., Robida M.D., Judy B.M., Qazi O., et aL. Protective antigens against gLanders identified by expression Library immunization. Front MicrobioL. 2011; 2: 227.
44. Burtnick M.N., Brett P.J., Harding S.V., Ngugi S.A., et aL. The cLuster 1 type VI secretion system is a major viruLence determinant in Burkholderia pseudomallei. Infect Immun. 2011; 79: 1512-25.
45. Chen Y.S., Hsiao Y.S., Lin H.H., et aL. CpG-modified pLasmid DNA encoding flageLLin improves immunogenicity and provides protection against
Burkholderia pseudomallei infection in BALB/c mice. Infect Immun. 2006a; 74 (3): 1699-705.
46. Chen Y.S., Hsiao Y.S., Lin H.H., et aL Immunogenicity and anti-Burkholderia pseudomallei activity in BALB/c mice immunized with plasmid DNA encoding flageLLin. Vaccine. 2006b; 24 (6): 750-8.
47. Ye Z., Lee C.M., Sun G.W., et al. Burkholderia pseudomallei in reinfection of T cells leads to T cells costimulation partially provided by flageLLin. Infect Immun. 2008; 76 (6): 2541-50.
48. Elvin S.J., Healey G.D., Westwood A., Knight S.C., et al. Protection against heterologous Burkholderia pseudomallei strains by dendritic cell immunization. Infect Immun. 2006; 74: 1706-11.
49. Healey G.D., Elvin S.J., Morton M., Williamson E.D. Humoral and cell-mediated adaptive immune responses are required for protection against Burkholderia pseudomallei challenge and bacterial clearance postinfection. Infect Immun. 2005; 73: 5945-51.
50. Garcia F., Routy J.P. Challenges in dendritic cells-based therapeutic vaccination in HIV-1 infection Workshop in dendritic cell-based vaccine clinical trials in HIV-1. Vaccine. 2011; 29: 6454-63.
51. Zhemchugov V.E., Zhukova S.I., Dyatlov I.A., et al. Immunocor-rectors usage for immunity stimulation in case of some highly infectious diseases. Vestnik Volgogradskogo gosudarstvennogo universiteta [Science Journal of Volgograd State University]. 2004; (12): 29-31. (in Russian)
52. Zhukova S.I., Avrorova I.V., Dem'yanova O.B., et al. Immune response to melioidosis stimulation with recombinant cytokines drugs. Tsitokiny i vospalenie [Cytokines and Inflammation]. 2009; (1): 32-5. (in Russian)
53. Shchukovskaya T.N. New approaches to increasing effectiveness of emergency and specific prevention of highly infectious diseases. In: Modern technologies in implementation of global strategy for combating infectious diseases in member states of the CIS territory: materials of IX Interstate. scientific-practical. conf. in member states of the CIS territory. Volgograd; 2008: 314-5.
