CC BY
1510. Овнанян К.О. Ультраструктурная архитектоника межклеточных контактов в биопленках бактерий in vitro и in vivo. Доклады Национальной академии наук Армении им. А.А. Трчунян. 2009, 1 (109): 78-85.
11. Романова Ю. М., Алексеева Н. В., Смирнова Т. А. и др. Способность к формированию биопленок в искусственных системах у различных штаммов Salmonella typhimurium. Журн. микробиол. 2006, 4: 38-42.
12. Сергиев В.П. Болезни человека как отражение внутривидовой борьбы. Журн. микро-биол. 2007, 3: 97-102.
13. Смирнова Н.И., Кутырев В.В. Эволюция генома возбудителя холеры. Молекул. генетика. 2004, 4: 3-13.
14. Черкасский Б.Л. Глобальная эпидемиология. М., Практическая медицина, 2008.
15. Bomchil N., Watnick P., Kolter R. Identification and characterization of a Vibrio cholerae gene, mbaA, involved in maintenance of biofilm architecture. J. Bacteriol. 2003, 185 (4): 1384-1390.
16. Costerton J. W, Lewandowski Z., DeBeer D. et al. Biofilms, the customized microniche. J. Bacteriol. 1994, 176 (8): 2137-2142.
17. Donlan R.M., Costerton J.W. Biofilms: survival mechanisms ofclinically relevant microorganisms. Clin. Microbiol. Rev. 2002, 15: 167-193.
18. Dutta N.K., Habbu M.K. Experimental cholera in infant rabbits: a method for chemothera-peutic investigation. Brit. J. Pharmacol. 1955, 10: 153-159.
19. Huq A., Whitehouse C.A., Grim C.J. et al. Biofilms in water, its role and impact in human disease transmission. Curr. Opin. Biotechnol. 2008, 19 (3): 244-247.
20. Meibom K.L., Blokesch M., Dolganov N.A. Chitin induces natural competence in Vibrio cholerae. Science. 2005, 310 (5755): 1824-1827.
21. Moorthy S., Watnick P.J. Identification of novel stage-specific genetic reguirements through whole genome transcription profiling ofVibrio cholerae biofilm development. Mol. Microb^l. 2005, 57 (6): 1623-1635.
22. Toma G., Kuroki Н., Nakasone N. et al. Minor pilin subunits are conserved in Vibrio cholerae type IV pili. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2002, 23: 35-40.
23. Wai S.N., Mizunoe Y, Yoshida S.-I. How Vibrio cholerae survive during starvation. FEMS Microbiology. 1999, 180: 123-131.
24. Watnick P.I., Kolter R. Steps in the development of a Vibrio cholerae El Tor biofilm. Mol. Mkrobiol. 1999, 34: 586-595.
25. Yildiz F.H., Dolganov N.A., Schoolnik G.K. VpsR, a member of the response regulators of the two-component regulatory systems, is required for expression of vps biosynthesis genes and EPSETr-associated phenotypes in Vibrio cholerae O1 El Tor. J. Bacteriol. 2001, 183: 17161726.
Поступила 20.05.14
Контактная информация: Куликалова Елена Станиславовна,
664047, Иркутск, ул. Трилиссера, 78, р.т. (3952)23-99-85
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
И.С.Мещерякова1, Д.В.Транквилевский2, Д.А.Квасов3, Т.В.Михайлова1, М.И.Кормилицына1, Т.Н.Демидова1, Ю.И.Степкин3, В.И.Жуков2
ОЦЕНКА СОВРЕМЕННОЙ ЭПИЗООТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ ПРИРОДНЫХ ОЧАГОВ ТУЛЯРЕМИИ В ВОРОНЕЖСКОЙ ОБЛАСТИ С ПОМОЩЬЮ ИММУНО-СЕРОЛОГИЧЕСКОГО И МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ОСНОВНЫХ НОСИТЕЛЕЙ ВОЗБУДИТЕЛЯ
Федеральный центр эпидемиологии и микробиологии им. Н.Ф.Гамалеи, 2Федеральный центр гигиены и эпидемиологии, Москва; 3Центр гигиены и эпидемиологии в Воронежской области, Воронеж
Цель. Совершенствование мониторинга и прогноза эпидемического проявления природных очагов туляремии на территории Воронежской области с помощью иммуно-серологического и молекулярно-генетического исследования основных носителей воз-
будителя. Материалы и методы. Исследовано 539 мелких млекопитающих, отловленных в летний период 2011 года в четырех районах северо-восточной части Воронежской области. Органы животных подвергали исследованию с помощью серологического (поиски антигена Francisella tularensis) и молекулярно-биологического (выявление ДНК F.tularen-sis) методов. Туляремийный антиген выявляли с помощью реакции пассивной гемаг-глютинации (РПГА) с эритроцитарным туляремийным иммуноглобулиновым диагности-кумом. Для выявления ДНК возбудителя туляремии применяли метод полимеразной цепной реакции в реальном времени (ПЦР-РВ). Результаты. Комплексное исследование выявило эпизоотическую активность природных очагов туляремии на обследуемой территории. В 82 объектах (15,2%) были обнаружены антиген и/или ДНК F.tularensis. Использование ПЦР-РВ позволило дополнительно выявить образцы с относительно малым содержанием субстрата ДНК F.tularensis, когда антиген в пробах обнаружен не был. Высокую чувствительность и специфичность метода ПЦР-РВ обеспечило включение в реакцию специфических зондов (tul4-PR2 и ISFTu2P). Заключение. Полученные результаты свидетельствуют о функционировании и эпизоотической активности природных очагов туляремии в Воронежской области, что требует постоянного мониторинга территории и профилактических мероприятий, в первую очередь, вакцинации групп риска живой туляремийной вакциной.
Журн. микробиол., 2015, № 1, С. 11—17
Ключевые слова: природные очаги туляремии, мелкие млекопитающие, реакция пассивной гемагглютинации, полимеразная цепная реакция в реальном времени, эпизоотологи-ческий мониторинг, профилактика
I.S.Mescheryakova1, D.V.Trankvilevsky2, D.A.Kvasov3, T.V.Mikhailova1, M.I.Kormilitsyna1, T.N.Demidova1, Yu.I.Stepkin3, V.I.Zhukov2
EVALUATION OF MODERN EPIZOOTIC ACTIVITY OF NATURAL TULAREMIA FOCI IN VORONEZH REGION USING IMMUNE-SEROLOGICAL AND MOLECULAR-GENETIC STUDY OF MAIN CARRIERS OF THE DISEASE
1Gamaleya Federal Research Centre of Epidemiology and Microbiology, Moscow; 2Federal Centre of Hygiene and Epidemiology, Moscow; 3Centre of Hygiene and Epidemiology in Voronezh region, Voronezh, Russia
Aim. Improvement of monitoring and prognosis of epidemic manifestations of natural foci of tularemia on the territory of Voronezh region using immune-serological and molecular-genetic study of main carriers of the disease. Materials and methods. 539 small mammals captured during summer period of 2011 in 4 districts ofNorth-Eastern part ofVoronezh region were studied. Animal organs were studied by serologic (search for Francisella tularensis antigens) and molecular-biologic (detection of F. tularensis DNA) methods. Tularemia antigen was detected using passive hemagglutination reaction (PHAR) with erythrocytic tularemia immunoglobulin diagnosticum. Real-time polymerase chain reaction (RT-PCR) was applied for detection of tularemia causative agent DNA. Results. Complex study revealed epizootic activity of natural foci of tularemia in the examined territory. F. tularensis antigen and/or DNA were detected in 82 objects (15.2%). Use of RT-PCR allowed to additionally detect samples with relatively low content of F. tularensis DNA substrate, when antigen was not detected in samples. High sensitivity and specificity of the RT-PCR was ensured by inclusion of specific probes (tul4-PR2 and ISFTu2P). Conclusion. The results obtained give evidence on functioning and epizootic activity of natural foci of tularemia in Voronezh region that requires constant monitoring of the territory and prophylaxis measures, first of all vaccination of risk groups by live tularemia vaccine.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2015, No. 1, P. 11—17
Key words: natural foci oftularemia, small mammals, passive hemagglutination reaction, real-time polymerase chain reaction, epizootologic monitoring, prophylaxis
ВВЕДЕНИЕ
Природные очаги туляремии широко распространены на территории Российской Федерации и имеются практически во всех 83 субъектах страны. Наиболее эпидемически активные природные очаги расположены в Центральной европейской части РФ, Западной Сибири и приурочены к водным экосистемам [Мещерякова И.С., 2010]. На территории Воронежской области основными источниками и носителями туляремии в природных очагах являются различные виды грызунов, а переносчиками — кровососущие двукрылые и клещи. Впервые трансмиссивную эпидемическую вспышку туляремии 1925 года в Воронежской области, описал М.Д.Дедерер [3]. В дальнейшем с 1934 по 40-е годы прошлого века эпидемические вспышки туляремии промыслового и водного типов постоянно регистрировали в различных районах области и Воронеже, они были приурочены к поймам рек Дон, Хопер и их притокам и связаны с промыслом водяной полевки [5]. Начиная со второй половины сороковых годов в стране, в том числе в Воронежской области, начинается массовая вакцинация населения живой ту-ляремийной вакциной [9], что приводит к резкому снижению заболеваемости этой инфекцией и доведению ее до спорадических случаев. Так, за период с 1970 по 2013 годы в области было зарегистрировано всего 78 случаев туляремии. Между тем, природные очаги туляремии в Воронежской области втечение длительного времени проявляют свою эпизоотическую и эпидемическую активность — из 32 муниципальных районов 26, а также город Воронеж являются энзоотичными по туляремии.
Для оценки эпизоотической активности очагов туляремии в настоящее время и выявления вероятного инфицирования биологических объектов (мелкие млекопитающие, насекомые, клещи и др.) возбудителем используют бактериологический, а когда это невозможно, иммуно-серологические и молекулярно-биологические методы исследования, направленные на обнаружение антигена или ДНК возбудителя туляремии [1, 4, 7, 11 — 16].
В 2010 году выявлен антиген возбудителя туляремии у мелких млекопитающих (ММ) и клещей, добытых в 10 районах области, в 2012 году инфицированные возбудителем туляремии ММ были обнаружены в 12 районах области. В 2013 году антиген К1и1агеш18 обнаружен в 9 районах области в пробах грызунов, погадок хищных птиц, клещей, мошек.
Цель исследования — совершенствование мониторинга и прогноза эпидемического проявления природных очагов энзоотичной по туляремии Воронежской области на основе современных биотехнологичных методов одновременной комплексной лабораторной диагностики.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Сбор материала проводили в летний период 2011 года в четырех энзоотичных по туляремии районах северо-восточной части Воронежской области: Аннинском, Верхнехавском, Панинском и Эртильском, расположенных в лесостепной зоне на юге Окско-Донской равнины. На территории районов хорошо развита разветвленная речная система. В результате учетов было отловлено 539 особей мелких млекопитающих. Грызунов собирали из ловушек в утренние часы в первой половине дня, замораживали (-20°С), транспортировали в лабораторию с соблюдением холодовой цепи. Перед вскрытием размораживали. Далее материал транспортировали с соблюдением холодовой цепи.
Для выявления инфицированных ММ возбудителем туляремии у отловленных животных отбирали паренхиматозные органы: селезенку и(или) печень. Собранный материал помещали индивидуально в пробирки и хранили при -20°С. Видовой состав ММ представлен в табл.
Результаты комплексного исследования мелких млекопитающих
Вид млекопитающего n Выявлен антиген, ДНК F.tularensis Всего выявлено:
антиген (РПГА) ДНК (ПЦР-РВ) антиген + ДНК Ftularensis
n % титры в РПГА n % n %
Обыкновенная полевка 235 16 6,8 1:08—1:240 35 14,9 42 17,9+4,90
Восточноевропейская полевка
Рыжая полевка 25 0 0 0 3 12 3 12+12,74
Водяная полевка 2 0 0 0 0 0 0 0
Полевая мышь 71 5 7 1:10—1:120 13 18,3 15 21,1+9,49
Малая лесная мышь 75 3 4 1:15—1:40 9 12 11 14,7+8,01
Желтогорлая мышь 86 2 2,3 1:16—1:20 7 8,1 7 8,1+5,77
Домовая мышь 20 1 5 1:32 1 5 2 10+13,15
Серый хомячок 11 0 0 0 0 0 0 0
Лесная соня 2 0 0 0 0 0 0 0
Бурозубки разных видов 12 0 0 0 2 16,7 2 16,7+21,10
Итого 539 27 5+1,84 1:08—1:240 70 13+2,84 82 15,2+3,03
Органы животных подвергали комплексному исследованию с помощью иммуно-серологического (поиски антигена F.tularensis) и молекулярно-биологического (выявление ДНК F.tularensis) методов.
Туляремийный антиген у ММ выявляли с помощью РПГА. Для выявления ДНК возбудителя туляремии применяли метод ПЦР-РВ. Исследуемые паренхиматозные органы ММ гомогенизировали в фарфоровых ступках с использованием раствора 0,9% хлорида натрия, содержащего мертиолят натрия в конечной концентрации 0,01% (1:10000). Соотношение гомогенизируемого органа и указанного раствора было в зависимости от веса органа от 1:3 до 1:15. Гомогенизат для иммунологической реакции прогревали при температуре 56°С в течение 30 мин, далее определяли туляремийный антиген с помощью РПГА с эритроцитар-ным туляремийным иммуноглобулиновым диагностикумом (набор «РНГА-Тул-СтавНИПЧИ», Россия). Чувствительность набора РПГА (сер. 6-11 ЭКСП-ПР) составляла ~106 м.к./мл. Для определения ДНК 100 мкл гомогенизата переносили в готовый реагент набора «Проба Рапид» (окончательное разведение — 1:6), далее — по инструкции производителя (ДНК-Технология, Россия). ДНК-мишенями служили: участок ISFtu2 — элементно-подобный вставки в геноме F.tularensis и ген tul4 (lpnA), кодирующий иммуногенный эпитоп белка м.м. 17 кД наружной мембраны. В состав амплификационных смесей включены видоспеци-фические праймеры и зонды: ISFTU2F/R и ISFTu2P [14]; Tul4GF/R [2]; зонд tul4-PR2 (FAM) ctccagaaggttctaagtgccatgat-(RTQ1) подобран совместно с сотрудниками НПФ «Синтол». ПЦР проводили в 25 мкл реакционной смеси, содержащей 5 мкл ДНК образца [2]. Концентрация каждого праймера была 12 pM, флуоресцентной пробы — 6 pM.
ПЦР-РВ проводили в приборе Rotor-Gene Q (QIAGEN, Германия): I цикл — 94° — 5 мин, II — (94° — 30 сек, 60° — 60 сек) х 45 циклов. После амплификации проводили плавление в диапазоне между 68 и 95°С с повышением температуры в 1°С и удержанием на каждом шаге 5 сек. Детекцию полученных фрагментов ДНК осуществляли гибридизационно-флуоресцентным методом по каналу Green. Результаты анализировали, используя программу Rotor-Gene 6000 (версия 1.8.17.5), специфичность амплификационного продукта определяли по кинетическим кривым плавления.
Отрицательным контролем служили: пробы без ДНК-матрицы — дистиллированная вода и раствор 0,9% хлорида натрия с мертиолятом натрия (0,01%). Положительным контролем были пробы, содержащие ДНК-матрицу F.tularensis (штамм 503). Предварительно была установлена чувствительность ПЦР-РВ по
ДНК-копиям, эквивалентным 3,9х102 КОЕ/мл. Выявление ДНК ЕШ1агет515 в исследуемых образцах осуществляли по Ш14 мишени, а затем по ISFTu2 мишени для подтверждения первичных результатов. Для статистической обработки результатов использовали пакет прикладных программ STATISTICA 6.0 и общепринятые биометрические методы. Данные считали достоверными при превышении 95% уровня значимости (р<0,05).
РЕЗУЛЬТАТЫ
Комплексное иммуно-серологическое и молекулярно-биологическое исследование позволило выявить эпизоотическую активность природных очагов туляремии на обследуемой территории. В 82 ММ (15,2%) были обнаружены антиген и/или ДНК ЕШкгеш^ (табл.). Антиген возбудителя туляремии выявлен в 27 (5,0%) образцах, а специфические фрагменты ДНК обнаружены у 70 (13,3%) ММ. Одновременно в обеих реакциях возбудитель туляремии установлен у 15 (2,7%) ММ. Использование ПЦР-РВ позволило дополнительно выявить 55 (10,2%) проб с относительно малым содержанием субстрата ДНК К1и1агеш18 в тех случаях, когда антиген в пробах обнаружен не был. Высокую чувствительность и специфичность метода ПЦР-РВ обеспечило включение в реакцию специфических зондов (Ш14-РК2 и КПи2Р).
Полученные данные позволяют оценить эффективность сочетанного применения различных методов выявления К1и1агеш18 и диагностическую ценность каждого метода. Так, иммуно-серологический метод РПГА, отличаясь простотой исполнения и скоростью получения ответа, позволяет выявить антиген при концентрации не менее 1х105 КОЕ/мл [4], тогда как ПЦР-РВ дает возможность выявить единичные копии ДНК, что особенно важно при малых концентрациях возбудителя в материале. Использование меченных флуоресцентными агентами олигонуклеотидных проб (или зондов), комплементарных участку PCR-продукта, позволяет увеличить специфичность реакции. Вместе с тем, известно, что антиген Кш1агеп818 длительно сохраняется в биологических объектах, что облегчает их доставку и хранение, тогда как ДНК подвержена разложению или деградации при несоблюдении температурного режима транспортировки и хранения. С учетом вероятности деградации ДНК и малого количества субстрата в пробах возникает необходимость подбора праймеров к ДНК-мишени и соответствующих комплиментарных зондов, увеличивающих чувствительность и специфичность ПЦР-РВ. В этой связи, наиболее оптимальным и эффективным для анализа биологических объектов является комплексное исследование, направленное на поиск как антигена, так и ДНК Е^агеш^.
ОБСУЖДЕНИЕ
Полученные результаты свидетельствуют о функционировании и эпизоотической активности природных очагов туляремии на анализируемой территории в настоящее время. Это подтверждают последние данные других авторов [10], обнаруживших инфицированных возбудителем туляремии ММ в 12 районах области, в том числе и в четырех обследуемых нами районах Воронежской области. При этом заболеваемость туляремией остается на спорадическом уровне (исключение 2005 год, когда была зарегистрирована трансмиссивная эпидемическая вспышка туляремии в Центральном Федеральном округе РФ, охватившая более 700 человек, из которых 35 случаев были зарегистрированы в Воронежской области [Никифоров В.В., Кареткина Г.Н., 2007; Мещерякова И.С., 2010]. Заболевания были связаны с укусами слепней и комаров в августе и сентябре — период активизации природных очагов туляремии пойменно-болотного типа. Последний случай туляремии в Воронежской области зарегистрирован в 2011 году, заражение произо-
шло в результате укуса слепня, а клинико-эпидемиологический диагноз подтвержден лабораторными методами. Относительно спокойная эпидемическая ситуация поддерживается своевременными мерами профилактики, в первую очередь, вакцинацией населения высокоэффективной туляремийной вакциной. В настоящее время иммунизация остается самым надежным способом профилактики туляремии, однако в последние годы наметилась тенденция сокращения числа вакцинированных и ревакцинированных лиц против туляремийной инфекции.
Использование биотехнологичных методов лабораторного анализа материала при мониторинге природных очагов, а также методов диагностики и профилактики туляремии обеспечат своевременное выявление угрозы эпидемической опасности, а адекватные меры профилактики позволят избежать эпидемических осложнений. В целях повышения качества и эффективности эпизоотологическо-го и эпидемиологического мониторинга природных очагов, в том числе выявления возбудителя туляремии как во время эпизоотии, так и в межэпизоотический период, рекомендуется использование наиболее эффективного метода выявления возбудителя туляремии — ПЦР-РВ.
Для предотвращения эпидемических вспышек туляремии необходимо осуществлять плановую вакцинацию населения, проживающего на территории природного очага туляремии, и контроль за состоянием иммунного статуса населения в соответствии с [8]: уровень иммунной прослойки в очагах туляремии луго-полевого типа должен быть не ниже 70%, а в пойменно-болотных очагах — не ниже 90%.
Необходимо проводить ежегодный посезонный эпизоотологический мониторинг территории природных очагов туляремии с учетом их типологии и активности паразитарной системы с прогнозом эпизоотической и эпидемиологической ситуации по туляремии в соответствии с [4] и [6].
ЛИТЕРАТУРА
1. Батюк Л.Л., Бурый В.Л. Применение ПЦР как экспресс-метода индикации возбудителя туляремии. Здоровье населения и среда обитания. 2003, 6 (123): 22-25.
2. Кормилицына М.И., Мещерякова И.С., Михайлова Т.В. Молекулярно-генетическая характеристика штаммов Francisella tularensis, различающихся по таксономической принадлежности и вирулентности. Мол. генетика, микробиол. и вирусол. 2013, 3: 2225.
3. Максимов А.А. К истории заболеваемости туляремией в СССР. Журн. микробиол. 1948, 1: 6-10.
4. Методические указания (МУ 3.1.2007-05). Эпидемиологический надзор за туляремией. М., 2005.
5. Некипелов Н.В. Вспышки туляремии в СССР. Известия Иркутского государственного научно-исследовательского противочумного института Сибири и Дальнего Востока. 1959, ХХ: 133-146.
6. Приказ Роспотребнадзора № 6 от 14.01.2013 г. «Об утверждении Инструкции по оформлению обзора и прогноза численности мелких млекопитающих и членистоногих».
7. Романова Л.В. Francisella tularensis: некоторые аспекты экологии и диагностики. Дисс. докт. биол. наук. Ростов-на Дону, 2008.
8. Санитарно-эпидемиологические правила (СП 3.1.7.2642-10). Профилактика туляремии. М., 2010.
9. Сильченко В.С. Тридцать лет изучения туляремии в Советском Союзе. Журн. микро-биол. 1957, 10: 35-41.
10. Транквилевский Д.В., Дзагурова Т.К., Ткаченко Е.А. Болезни с природной очаговостью Медико-географический атлас Воронежской области. Воронеж, 2010.
11. Broman T., Thelaus J., Andersson A.-C. et.al. Molecular detection of persistent Francisella
tularensis subspecies holarctica in natural waters. Intern. J. Microbiol. 2011, Article ID 851946, 10 p. doi:10.1155/2011/851946.
12. Christova I., Gladnishka T. Prevalence of infection with Francisella tularensis, Borrelia burgdorferi sensu lato and Anaplasma phagocytophilum in rodents from an endemic focus of tularemia in Bulgaria. Ann. Agric. Environ. Med. 2005, 12 (1): 149-152.
13. Gyuranecz M., Rigo K., Dan A. et.al. Investigation of the ecology of Francisella tularensis during an inter-epizootic period. Vfector-Borne and Zoonotic Diseases. 2011, 11 (8): 10311035.
14. Kaysser P., Seibold E., Mätz-Rensing K. et.al. Re-emergence oftularemia in Germany: Presence of Francisella tularensis in different rodent species in endemic areas. BMC Infectious Diseases. 2008, 8 (157): 1-6.
15. Versage J.L., Severin D.D.M., Chu M.C., Petersen J.M. Development of a multitarget realtime taqman PCR assay for enhanced detection of Francisella tularensis in complex specimens. J. Clin. Microbiology. 2003, 41 (12): 5492-5499.
16. Zhang F., Liu W., Chu M.C. et al. Francisella tularensis in rodents, China. Emerg. Infect. Dis. 2006, 12 (6): 994-996.
Поступила 27.06.14
Контактная информация: Мещерякова Ирина Сергеевна, д.б.н.,
123098, Москва, ул.Гамалеи, 18, р.т. (499)193-63-65
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
И.А.Баркова, А.В.Новоженина, А.М.Барков, С.В.Порохня, Г.А. Ткаченко, А.В.Липницкий
ХАРАКТЕРИСТИКА ИЗОГЕННЫХ ВАРИАНТОВ BACILLUS ANTHRACIS С РАЗЛИЧНЫМ СОДЕРЖАНИЕМ ПЛАЗМИД ВИРУЛЕНТНОСТИ
Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт
Цель. Получение и характеристика по основным культурально-морфологическим и антигенным свойствам изогенных вариантов штаммов Bacillus anthracis, отличающихся по наличию плазмид вирулентности. Материалы и методы. В работе использованы вирулентные штаммы B.anthracis 81/1, 575/122 и вакцинные — B.anthracis СТИ, 55, Sterne. Изогенные варианты, отличающиеся по наличию плазмид вирулентности, получали путем температурной элиминации плазмид, а также при выращивании сибиреязвенных штаммов на среде с канамицином. Штаммы охарактеризованы по культурально- морфологическим, биохимическим свойствам. Методом полимеразной цепной реакции определено наличие плазмид вирулентности. Антигенные свойства изучены в реакции иммунодиффузии с растущими культурами с сыворотками к протективному антигену и белкам S-слоя, электрофорезе, иммуноблоттинге. Результаты. Из вирулентных штаммов B.anthracis 81/1, 575/122 и вакцинных СТИ, 55, Sterne получены изогенные варианты: моноплазмидные токсинпродуцирующие (81/1 R01, 575/122 R01) и капсулосодержащие (81/1 R02, 575/122 R02), и бестлазмидные (81/1 R00, 575/122 R00, СТИ R00, 55 R00, Sterne R00), отличающиеся по наличию плазмид вирулентности. Штаммы обладали типичными культурально-морфологическими свойствами, отличались по биохимическим и антигенным свойствам. Культуральные фильтраты токсинпродуцирующих штаммов содержали белки сибиреязвенного токсина, безплазмидных штаммов — содержали белки, молекулярные массы которых соответствуют молекулярным массам белков S-слоя ЕА1 и Sap. Заключение. Данные штаммы могут быть использованы для изучения изменчивости и протеомного анализа возбудителя сибирской язвы, а также выделения антигенов с целью оценки их иммунодиагностического значения.
Журн. микробиол., 2015, № 1, С. 17—22
Ключевые слова: Bacillus anthracis, плазмиды вирулентности, изогенные варианты
2. ЖМЭИ 1 № 11 17
