CC BY
7
Экология
УДК 57.049 Б01: 10.24412/1728-323Х-2024-5-5-13
ОЦЕНКА ЛЕТУЧИХ СОЕДИНЕНИЙ ЦВЕТКОВ РАЗЛИЧНЫХ ВИДОВ КАШТАНА
Л. Р. Шугаипова, преподаватель кафедры экологии, географии и природопользования Башкирского государственного педагогического университета им. М. Акмуллы, [email protected], г. Уфа, Россия,
Р. А. Ильясов, доктор биол. наук, ведущий научный сотрудник лаборатории нейробиологии развития Института биологии развития им. Н. К. Кольцова, [email protected], г. Москва, Россия,
В. Н. Саттаров, доктор биол. наук, профессор, и.о. зав. кафедрой экологии, географии и природопользования Башкирского государственного педагогического университета им. М. Акмуллы, [email protected], г. Уфа, Россия,
А. А. Атнагулова, лаборант лаборатории нейробиологии развития, Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН, [email protected], г. Москва, Россия,
Е. Д. Давыдова, аспирант лаборатории нейробиологии развития, Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН, [email protected], г. Москва, Россия,
А. Ю. Ильясова, научный сотрудник лаборатории нейробиологии развития Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН, [email protected], г. Москва, Россия,
A. Г. Маннапов, доктор биол. наук, профессор, заведующий кафедрой аквакультуры и пчеловодства Российского государственного аграрного университета — МСХА имени К. А. Тимирязева, [email protected], г. Москва, Россия,
B. Н. Даниленко, доктор биол. наук, профессор, заведующий лабораторией генетики микроорганизмов Института общей генетики им. Вавилова РАН, [email protected],
г. Москва, Россия,
Н. Кван Рэ, аспирант, Инчхонский национальный университет, [email protected], г. Инчхон, Южная Корея,
Х. У. Квон, профессор, заведующий лабораторией сенсорной нейробиологии, Инчхонский национальный университет, [email protected], г. Инчхон, Южная Корея
Аннотация. Проведена сравнительная оценка летучих соединений, выделяемых цветками различных видов каштана на различных стадиях цветения. Объект исследований — летучие соединения цветков четырех видов каштана: Castanea crenata, C. mollissima, C. dentata и C. crenata var. kusakuli. Образцы получены из Центра сохранения сортов каштана Национального института лесной науки (Южная Корея). Сбор проведен в июне 2018 году. Исследовано 84 образца: 37 — американского каштана, 11 — китайского, 16 — японского, 20 — корейского. Полученные результаты продемонстрировали значительные различия в составе летучих соединений между разными видами и стадиями цветения. Идентифицировано 19 летучих соединений у C. crenata var. kusakuli, 17 у C. crenata, 11 у C. mollissima и 37 у C. dentata. Примечательно, что толуолдиизоцианат (TDI) был преобладающим соединением на первой стадии цветения. Учитывая, что TDI является токсичным веществом, его высокая концентрация на данной стадии может указывать на защитный механизм, используемый цветками для отпугивания вредителей до пика цветения. По мере того, как цветение переходило на вторую и третью стадии, состав соединений менялся. Такие соединения, как бензиловый спирт, 1-фенилэтанол, ацетофе-нон и бензилэтанол, становились более распространенными. Данные соединения известны как аттрактанты для медоносных пчел, что соответствует повышенной активности опылителей, наблюдаемой на более поздних стадиях. Этот переход от репеллентов к аттрактантам подчеркивает сложную химическую экологию цветков каштана, которые эффективно сочетают защитные стратегии с необходимостью привлечения опылителей на протяжении всего периода цветения.
Abstract. A comparative analysis of volatile compounds emitted by flowers of different chestnut species at different flowering stages was performed. The object of the study was volatile compounds of flowers of four chestnut species: Castanea crenata, C. mollissima, C. dentata and C. crenata var. kusakuli. The samples were obtained from the Chestnut Cultivar Conservation Center of the National Institute of Forest Science (South Korea). The collection was carried out in June 2018. A total of 84 samples were studied: 37 American, 11 Chinese, 16 Japanese and 20 Korean chestnuts. The results demonstrated significant differences in the composition of volatile compounds between different species and flowering stages. Nineteen volatile compounds were identified in C. crenata var. kusakuli, 17 in C. crenata, 11 in C. mollissima and 37 in C. dentata. Notably, toluene diisocyanate (TDI) was the predominant compound in the first anthesis stage. Given that TDI is a toxic substance, its high concentration at this stage may indicate a defense mechanism used by the flowers to repel pests before the peak of anthesis. As anthesis progressed into the second and third stages, the composition of compounds changed. Compounds such as benzyl alco-
hol, 1-phenylethanol, acetophenone, and benzylethanol became more abundant. These compounds are known to be attractants for honeybees, consistent with the increased pollinator activity observed in later stages. This shift from repellents to attractants highlights the complex chemical ecology of chestnut flowers, which effectively combine defense strategies with the need to attract pollinators throughout the anthesis period.
Ключевые слова: Castanea crenata Sieb. et Zucc., Castanea dentata (Marshall) Borkh., Castanea sativa Mill., Castanea mollissima Blume, каштан, летучие соединения, стадии цветения, цветки, опылители, защитные химические вещества, экологические взаимодействия, антиоксидантная активность.
Keywords: Castanea crenata Sieb. et Zucc., Castanea dentata (Marshall) Borkh., Castanea sativa Mill., Castanea mollissima Blume, chestnut, volatile compounds, flowering stages, flowers, pollinators, defensive chemicals, ecological interactions, antioxidant activity.
Введение. Род Castanea (каштан) из семейства Fagaceae включает более 10 видов растений, встречающихся в умеренных регионах Азии, Европы и Северной Америки. К основным видам каштана, имеющим сельскохозяйственное значение, относятся: каштан городчатый или японский (Castanea crenata Sieb. et Zucc., C. japonica Blume), каштан зубчатый или американский (Castanea dentata (Marshall) Borkh.), каштан посевной, европейский, настоящий или съедобный (Castanea sativa Mill.), каштан китайский или мягчайший (Castanea mollissima Blume).
В Южной Корее отрасль, связанная с производством каштана, столкнулась с серьезными проблемами в 1958 году, когда каштановая орехотворка (Dryocosmus kuriphilus) уничтожила большие площади каштановых деревьев. С целью улучшения устойчивости к вредителям и повышения урожайности плодов, а также для восстановления площадей каштана в 1965 году были интродуцированы различные виды каштана из Японии, Китая, Северной Америки и Европы. В настоящее время площади каштана составляют более 77 тыс. га в Южной Корее [1, 2]. Известно, что из 100 каштановых деревьев можно получить до 27,2 кг меда [3]. При этом производство каштанового меда в стране составляет только 8 % от общего объема, занимая второе место после акациевого (65 %) и других видов (27 %) меда, соответственно [4]. Каштановый мед известен противовоспалительными и антиоксидантными свойствами, превосходя показатели акациевого меда и знаменитого меда мануки [4, 5]. Также летучие органические соединения (ЛОС) — 1-фенилэта-нол и 2-аминоацетофенон — идентифицированы как маркеры каштанового меда [2].
ЛОС играют ключевую роль в регулировании взаимодействий между растениями и опылителями [6]. Хотя нектар является основным аттрак-тантом для опылителей, таких как медоносные пчелы, специфические ЛОС, выделяемые цветками, также играют значительную роль в привлечении насекомых. Несмотря на экологическое и экономическое значение данных соединений, знания об их специфических группах у основных видов каштана не д остаточны и требуют дальнейшего изучения [2].
Целью настоящих исследований являлось проведение анализа летучих соединений, выделяемых различными видами каштана во время цветения.
Материал и методы. Объект исследований — летучие соединения цветков четырех видов каштана: Castanea crenata, C. mollissima, C. dentata и C. crenata var. kusakuli. Образцы получены из Центра сохранения сортов каштана Национального института лесной науки (Южная Корея, провинция Кенгидо). Сбор проведен в июне 2018 года. Были выбраны каштановые деревья со средней высотой около 3 м и диаметром ствола не менее 30 см. Возраст деревьев колебался от 15 до 20 лет. Исследовано 84 образца: 37 — американского каштана, 11 — китайского, 16 — японского, 20 — корейского.
Отбор проб проведен с 14 июня (начало развития цветочных почек) до 5 июля (завершение фазы цветения). После сбора цветки отделялись от стеблей и исследовались методом газовой хроматографии (GC) без дополнительной обработки для сохранения летучего профиля в неизменном виде. Выделение летучих соединений из цветков проведено на базе Инчхонского национального университета (Южная Корея) с использованием твердофазной микроэкстракции (SPME). Для эффективности адсорбции соединений использовали полидиметилсилоксановые (PDMS) волокна (толщина покрытия 100 мкм), закрепленные на держателе для SPME (Supelco™ Solid Phase Microextraction Fiber Holder, Supelco, PA, USA).
Для подготовки образцов 1,8 г цветков помещали во флаконы объемом 20 мл (Crimp, Agilent) и нагревали на горячей пластине при 50 °C около 30 мин. Затем флаконы герметично закрывали алюминиевыми колпачками диаметром 20 мм (HS AL Crimp, Agilent) с помощью кримпера (Agilent). Перед воздействием на летучие соединения волокна SPME активировали нагреванием в инжекторном порте газового хроматографа (GC) при 250 °C в течение 10 мин. После активации волокно вводили в газовую фазу флакона и воздействовали летучими соединениями в течение 60 мин. Далее волокна переносили в инжектор GC-MS для десорбции в течение 10 мин. Разделение летучих соединений проводили газовым
хроматографом 7890B (Agilent Technologies Inc.). Газоносителем был выбран гелий. В качестве неподвижной фазы использовали колонку HP-5MS. Первоначальная температура колонки была 40 °C в течение 5 мин, затем повышали до 250 °C. Скорость потока поддерживалась на уровне 1 мл/мин.
Анализ с использованием GC-MS был оптимизирован с установкой температуры инжектора GC на уровне 250 °C, диапазоном масс от 50 до 550 m/z и линейной скоростью 36,262 см/с. Напряжение ионизации откалибровано на уровне 90,6 эВ. Идентификация летучих компонентов проводилась с использованием программного обеспечения Agilent ChemStation (Agilent Technologies, Inc.). Качественный анализ был выполнен путем корреляции времени удерживания с эталонными материалами.
Результаты и обсуждения. В образцах цветков C. crenata было обнаружено 19 летучих компонентов, которые в совокупности составили 96,92 % от общего содержания летучих веществ (рис. 1). Значительная доля соединений принадлежала бензольной серии, известной своей ролью в привлечении опылителей, что соответствует установленным стратегиям взаимодействия растений и опылителей [7].
В первой стадии цветения, характеризующейся ранним развитием бутонов и тычинок, было
обнаружено пять летучих компонентов, составлявших 90,77 % от общего профиля летучих веществ. Примечательно, что толуилендиизоцианат (TDI) был идентифицирован как основной компонент, составлявший 79,17 % от общего содержания летучих веществ. TDI — это соединение, характеризуется токсичностью для человека и насекомых. Его преобладание на ранней стадии может свидетельствовать о защитной функции, направленной на отпугивание опылителей или вредителей до полного созревания цветков. TDI обычно ассоциируется с полиуретановыми продуктами, и его присутствие в ц ветах каштана м о-жет указывать на загрязнение окружающей среды. Отсутствие TDI на последующих стадиях связано с уменьшением концентрации со временем, т. к. данное соединение рассеивается [8].
На второй стадии цветения идентифицировано 10 летучих компонентов. Максимально встречался ацетофенон — 42,86 % от общего состава, далее бензиловый спирт — 13,75 % и 1-фенилэта-нол — 12,91 %. Концентрация TDI, значительная на первой стадии, снизилась до 6,28 %. Стоит отметить, что ацетофенон, соединение, встречающееся в различных фруктах и цветках, таких как миндаль (Prunus dulcis), вишня (Prunus spp.) и жасмин (Jasminum spp.) (Burdock & George, 2005). Также данное соединение примечательно тем,
Летучие соединения цветов корейского каштана C. crenata var. kusakuli □ Стадия 1 □ Стадия 2 □ Стадия 3
9080-г£70-
аТ 60' S
к 50-
cS
Щ 40-
а
§30-
¿3 2010' 0-
5
42,5
21,7
12,5 0 13,8 11,8
001,3 002,3 02,71,3 03,20 001,3 05;°2,60 -■-■ -д -ГТ-Ж -Ffl=—=1 Ii- -.-. =ГЕЭ- 0 I1,6 000,8 !=00 °1,°° 00 |J1,°00 гр00 1,300 4f^00
# р
£ «У
-V
Jf
/ -/
77
ß
/ -
tí" ^tí
f /
Г7 i
/
■V ¿
V /
f7 L
¡7 >
д> JZj JZ) zj
^ #
-é> J> f /
f7 L
У
s?
íí1
V
í»
V
4
/V vO
& rf> гу сч* # / /
у /V * //
Г *
а?
ТУ
te' V
Летучие соединения Рис. 1. Летучие соединения цветков C. crenata
Летучие соединения цветов японского каштана C. crenata □ Стадия 1 □ Стадия 2 □ Стадия 3
70-2R 60-<и 50Ц 40-& 30-
О
g 20° 10-
0-
61
40
31,4 30,8
22 18 8 22 19
11,1 " С 7-7 ПМГ i г 1 п
¿0 0 0 2 ^] 0j= 0 _Я1 0 ¿0 0 2 0 0 Mid 10 0 0 0,5 0 0 0,5 0 0j,14 0 1 0 0¿4| 0 [0
!7 i
/ /
Í»
$ Ч
Г
V /
Л
Í»
о5>
п-р
V
У
/ & Р
СГ
-г
< £ & У
§
Г
у
if'
=0
/ / / /
V'
Ч"
с?
'р
f
/ #
V
f7 i
(о V
'V
л
ч^ -о"
Ч У
с7>
f
f -i
r
SO
°r>
Летучие соединения Рис. 2. Летучие соединения цветков C. crenata
что привлекает медоносных пчел (Apis mellifera). Бензиловый спирт ассоциируется с ароматом роз (Rosa spp.), гвоздик (Dianthus caryophyllus), гиацинтов и цветков апельсина (Citrus sinensis). Кроме того, он идентифицирован как маркерное соединение для каштанового меда [9]. Аналогичным образом, 1-фенил этанол является важным летучим соединением в различных видах меда, что дополнительно подчеркивает его значимость в характеристике каштанового меда [10].
Интересно, что бензиловый спирт также выполняет дополнительную защитную функцию. Он выделяется личинками медоносной пчелы, зараженными известковым расплодом, и способствует удалению пораженных личинок из улья рабочими пчелами [11]. Этот факт предполагает, что биосинтетический путь образования бензи-лового спирта присутствует не только в цветках, но и у личинок пчел. Также известна роль бензи-лового спирта в усилении активности рабочих пчел — фуражиров. Увеличивая активность пчел, данное соединение, вероятно, играет ключевую роль в обеспечении эффективного опыления, что подчеркивает важность летучих органических соединений в симбиотических взаимоотношениях.
На третьей стадии выявлено 10 летучих компонентов, представляющих 100 % от общего содержания летучих веществ. Ацетофенон оказался
доминирующим соединением (55,38 %), за ним следовали 1-фенилэтанол — 21,67 % и а-фар-незен — 11,84 %. Концентрации ацетофенона и 1-фенил этанола увеличились по сравнению со второй стадией, в то время как а-фарнезен, который не был обнаружен на более ранних стадиях, впервые появился на данной стадии. а-Фар-незен является сесквитерпеном с двойной ролью во взаимодействиях между цветками и насекомыми. В цветках рапса (Brassica napus) а-фарнезен служит аттрактантом для пчел, а в картофеле выполняет защитную функцию [12, 13]. Появление а-фарнезена на третьей стадии, наряду с увеличением концентраций ацетофенона и 1-фенил-этанола, указывает на то, что цветки выделяют эти вещества на более поздних стадиях цветения для привлечения опылителей. Эта смена состава летучих веществ, вероятно, отражает адаптацию, направленную на оптимизацию посещений опылителями цветков, тем самым способствуя репродуктивному успеху.
В ходе анализа летучих соединений, выделяемых цветками C. crenata, идентифицировано 17 летучих компонентов — 76,29 % от общего содержания летучих веществ (рис. 2). На первой стадии цветения выявлено ш есть летучих компонентов — 60,61 % от общего содержания летучих веществ. Среди них доминирующим был толуилендиизо-
цианат (ТБ1) — 37,15 %, далее представлен 4-ами-нолуол-2-изоцианат — 13,10 %. Последнее, хоть и было идентифицировано в цветках, но является синтетическим веществом [14]. Отсутствие данных об экологической роли указывает на то, что его присутствие связано с антропогенным загрязнением окружающей среды.
На второй стадии цветения обнаружено 13 летучих компонентов — 81,21 % от общего содержания веществ. Ацетофенон был преобладающим соединением — 25,01 %, за ним следовали ТБ1 — 13,75 % и бисфенол А — 12,91 %. Снижение концентрации ТБ1 с первой до второй стадии отражает уменьшение его относительной доли. Бисфенол А — соединение, не встречающееся в природе и широко используется в производстве пластика [15], что дополнительно подчеркивает наличие загрязнений в окружающей среде.
Сравнительный анализ с результатами предыдущих исследований [16] показывает стабильное присутствие ароматических бензоидных соединений. Однако в данных по исследованиям нет информации о присутствии ТБ1 и бисфенол А, что позволяет предположить влияние локальных экологических условий, связанных с присутствием некоторых экотоксикантов.
На третьей стадии выявлено семь компонентов — 89,40 % от общего числа летучих веществ. Бензоэтанол был основным компонентом — 55,38 % от общего количества соединений, за ним следовали 1-фенилэтанол — 28,09 % и бензило-вый спирт — 9,89 %. Несмотря на присутствие некоторых токсичных веществ на второй стадии,
преобладающие летучие компоненты на второй и третьей стадиях, совпадают с соединениями, играющими роль в привлечении опылителей. Это указывает на то, что, в целом, выделяемые цветками летучие вещества служат для привлечения опылителей. Наличие загрязняющих веществ на ранних стадиях подчеркивает необходимость постоянного мониторинга для выявления факторов, влияющих на состав летучих веществ цветков.
В процессе изысканий было идентифицировано 11 летучих компонентов цветков Castanea mollissima, составляющих 100 % от общего содержания летучих веществ (рис. 3).
В цветках китайского каштана доминировали ароматические бензеноидные соединения. На первой стадии цветения было обнаружено три летучих компонента, составляющих весь объем летучих веществ. Преобладающим соединением был (Е)-4,8-Диметилнона-1,3,7-триен — 56,32 % от общего летучего профиля, далее следовали то-луилендиизоцианат (TDI) — 37,15 % и 4-амино-луол-2-изоцианат — 16,86 %. В отличие от местных и японских видов каштана, у которых на первой стадии наблюдалось минимальное присутствие терпеновых соединений, китайский каштан характеризовался высоким уровнем (Е)-4,8-Диметилнона-1,3,7-триена. Это соединение обычно обнаруживается в цветках буддлея (Buddleja davidii), картофеля (Solanum tuberosum) и представителей семейства мальвовые (Malvaceae). Соединение известно своей способностью привлекать травоядных насекомых [17]. Одновременное присутствие TDI, токсичного вещества, предполагает
Летучие соединения цветов китайского каштана C. moШssma □ Стадия 1 □ Стадия 2 □ Стадия 3
Летучие соединения Рис. 3. Летучие соединения цветков C. mollissima
Летучие соединения цветов американского каштана C. dentata □ Стадия 1 □ Стадия 2 □ Стадия 3
60-^ 50"
5 -,8
42 ,1
32 ,4
22 " 4 19,4
16,9 15,9 П П 10 10,9 Г I
0,5 2 2 1,9 3,4 3,51 ""1 "n"ri"""fi0^l "'ftl II 2,9 3,1",8",52 III 2,2 2,4 , 1,4 Щ9 , ,5,? 3,61,81,41,4 \12'|1,3\06; 1,81 4,3 . 1,41,43,6 ",6 .......1
§ 40'
cS
g 20-
О
S- «ъ >
■чГ "О- '
/// ^ ^ //////// /'//# У
1 Ф"
# ^ ^ у у
^ 5? -У d?/
"> "> у
& jf У #
£ cf" >'
/ *
у
# .с
У
у v
/
IN*
..CP
у
3? ^ У #
A? f ,
У ^ ^ & /
/ /
V
Л?
ч"
Летучие соединения
лУ
гу
£
-У
Рис. 4. Летучие соединения цветков C. dentata
двойную стратегию, при которой (Е)-4,8-Диме-тилнона-1,3,7-триен привлекает вредителей, однако токсическое воздействие ТБ1 отпугивает или уничтожает их.
На второй стадии цветения выявлено семь летучих компонентов, составляющих 100 % от общего содержания веществ. Наиболее распространенным был ацетофенон — 41,72 %, за ним следовали 1-фенилэтанол (24,08 %) и а-фарнезен (18,93 %). Обнаружение а-фарнезена на второй стадии, в отличие от третьей стадии у местных каштанов, указывает на более раннюю эмиссию этого соединения у китайского каштана.
На третьей стадии обнаружено два летучих компонента, составляющих 100 % от общего содержания веществ. Основные соединения — 1-фе-нилэтанол (28,09 %) и (Е)-2-гексеналь (40,30 %). (Е)-2-Гексеналь встречается в цветках яблок и вишни, выполняет функцию привлечения хищных насекомых [18]. Присутствие (Е)-2-гексена-ля на третьей стадии предполагает стратегическое изменение в выделении летучих веществ, направленное на усиление защиты и отпугивание травоядных насекомых на поздних стадиях цветения до развития плодов.
Состав летучих соединений цветков китайского каштана отражает сложное взаимодействие привлекающих и отпугивающих факторов, кото-
рые служат для привлечения полезных опылителей и для защиты от вредителей.
В летучих соединениях цветков C. dentata выявлено 37 различных компонентов — 86 % от общего содержания летучих веществ (рис. 4).
На первой стадии цветения было обнаружено 14 компонентов, которые составили 79,16 % от общего содержания летучих веществ. Доминирующим компонентом был кариофиллен — 33,31 %, который встречается в стеблях и цветках гвоздики (Syzygium aromaticum), каннабиса (Cannabis sativa) и розмарина (Rosmarinus officinalis) [19, 20]. Его присутствие в цветках C. dentata, в отличие от других видов, подчеркивает возможное различие в химическом составе этих растений. Данное соединение часто ассоциируется с разнообразными экологическими функциями, включая роль в привлечении опылителей и участие в защитных механизмах растений [20].
Кроме того, значимыми, хотя и в меньших концентрациях, являются 4-аминолуол-2-изо-цианат (15,39 %) и толуилендиизоцианат (TDI) (8,59 %). Несмотря на токсичность TDI, его концентрация в цветах C. dentata относительно низкая по сравнению с другими видами каштана, что может свидетельствовать о различной роли TDI в цветах C. dentata, возможно, ограничивающей его воздействие на опылителей и вредителей.
Вторая стадия характеризовалась наличием более широкого спектра компонентов. Обнаружено 21 соединение, составляющее 80,55 % от общего содержания веществ. Ацетофенон оказался основным компонентом — 18,08 %, что указывает на критический период для оптимизации привлечения опылителей во второй стадии цветения.
Кроме того, значимыми были 3-гексен-1-ол, (2)- и 3-гексен-1-ол, ацетат, (Е), с концентрациями 13,59 и 18,93 %. 3-гексен-1-ол, (2)- ранее наблюдался в меньших концентрациях у других видов каштана, тогда как в цветах С dentata он присутствовал в значительных количествах на второй стадии. Это соединение, типичное для растений рода Buddleja и рода Protea, известно своим свойством привлекать хищных насекомых ^еепЬ^еп е! а1., 2010). Аналогично 3-гексен-1-ол, ацетат, (Е)- уникально ассоциируется с С dentata и также встречается в цветках банановой пассифлоры и Bulbine frutescens [20]. Высокие уровни этих соединений на второй стадии могут указывать на стратегию усиления защиты растений или привлечения специфических опылителей и хищников.
На третьей стадии идентифицировано 12 летучих компонентов — 98,29 % от общего содержания летучих веществ. Основными соединениями были ацетофенон (51,88 %) и 1-фенилэтанол (31,86 %). Примечательно, что ацетофенон был обнаружен исключительно на второй стадии среди исследуемых видов, в то время как 1-фенил-этанол присутствовал в значительно больших количествах на третьей стадии. Увеличение присутствия этих соединений на третьей стадии может свидетельствовать об адаптации летучего профиля для поддержания привлечения опылителей и, возможно, отпугивания вредителей позднего сезона.
Летучие профили цветков С dentata по сравнению с другими видами каштана демонстрируют уникальную закономерность с более высокими уровнями соединений на основе эфиров и спиртов и относительно низким содержанием терпенов. В отличие от большинства цветущих растений, в которых наблюдаются высокие уровни терпенов, таких как р-оцимен, цветки каштана имеют низкий уровень этих соединений и высокую концентрацию бензоидов, ассоциирующихся с цветочным ароматом.
Присутствие ключевых летучих соединений (бензиловый спирт, 1-фенилэтанол, ацетофенон и бензоэтанол) на второй и третьей стадиях коррелирует с поведением медоносных пчел, которые известны своей реакцией на эти соединения [21—23]. Последние играют важную роль в привлечении опылителей, что позволяет предположить, что период цветения, отмеченный на второй стадии, соответствует оптимальному времени активности опылителей. Открытые нектарные железы в этот период цветения дополнительно подтверждают этот вывод, позволяя медоносным пчелам эффективно собирать нектар.
Заключение. Исследования выявили существенные различия в составе летучих соединений цветков различных видов каштана, что отражает их сложный химический состав. При этом ацетофенон, бензиловый спирт и 1-фенилэтанол играют важную роль в привлечении опылителей каштана. Данные соединения м аксимально регистрировались на поздних стадиях цветения. Регистрация толуилендиизоцианата и бисфенола связана с воздействием экотоксикантов, что подчеркивает изменения окружающей среды.
Обнаруженные различия в составе и встречаемости летучих соединений на разных стадиях цветения каштанов подчеркивают необходимость дальнейших исследований, как видов, уже изученных, так и других видов (Castanea sativa и Castanea bungeana), произрастающих в Южной Корее. У медоносных пчел ингибиторная пластичность в антеннальных дольках мозга может предложить сложный вычислительный подход к обучению и дифференциации сложных запахов, особенно в отношении трех стадий цветения каштанов и изменений окружающей среды. Дальнейшие исследования также должны охватывать летучие соединения этих видов и их связь с поведением медоносных пчел, учитывая значимость каштанового меда в корейском пчеловодстве.
Благодарности. Работа выполнена при поддержке государственной программы фундаментальных исследований ИБР РАН по госзаданию № 00882024-0009 «Формирование и реализация программ адаптации: медиаторные, мембранные и внутриклеточные сигнальные факторы».
Библиографический список
1. Lee D. S., Kim N. S. Identification of fragrances from chestnut blossom by gas chromatography-ion trap mass spectrometry // Bulletin of the Korean Chemical Society. - 2002. - № 23 (11). - P. 1647-1650. doi: 10.5012/bkcs.2002.23.11.1647
2. Kim Y. K., Lee S., Song J. H., Kim M. J., Yunusbaev U., Lee M. L., Kwon, H. W. Comparison of biochemical constituents and contents in floral nectar of Castanea spp. // Molecules. — 2020. — № 25 (18). — P. 4225. doi: 10.3390/molecules25184225
3. Farkas Â., Zajacz E. Nectar production for the Hungarian honey industry // European Journal of Plant Science and Biotechnology. - 2007. - № 1 (2), P. 125-151.
4. Kang D. Y., Seol A., Oh J. C., Jung Y. K., Han H., Chung J. S. Analysis of management characteristics of beekeeping farms according to beekeeping type // Korean Society of Beekeeping. — 2017. — № 32 (1). — P. 1—9. doi: 10.17519/apicul-ture.2017.04.32.1.1
5. Martinello M., Mutinelli F. Antioxidant activity in bee products: A review // Antioxidants. — 2021. — № 10 (1). — P. 71. doi: 10.3390/antiox10010071
6. Dudareva N., Pichersky E. Biochemical and molecular genetic aspects of floral scents // Plant physiology. — 2000. — № 122
(3). — P. 627—633. doi: 10.1104/pp.122.3.627
7. McMurry J. E. Organic Chemistry: Thomson Books. — 2007.
8. Mihara S., Shibamoto T. The role of flavor and fragrance chemicals in TRPA1 (transient receptor potential cation channel, member A1) activity associated with allergies // Allergy, Asthma & Clinical Immunology. — 2015. — № 11 (1). — 11 p. doi: 10.1186/s13223-015-0074-0
9. Radovic B. S., Careri M., Mangia A., Musci M., Gerboles M., Anklam E. Contribution of dynamic headspace GC/MS analysis of aroma compounds to authenticity testing of honey // Food Chemistry. — 2001. — № 72 (4). — P. 511—520. doi: 10.1016/S0308-8146(00)00263-6
10. Wolski T., Tambor K., Rybak-Chmielewska H., Kedzia B. Identification of honey volatile components by solid phase microextraction (SPME) and gas chromatography/mass spectrometry (GC/MS) // Journal of Apicultural Science. — 2006. — № 50 (2). — P. 115—126.
11. Swanson J. A., Baldwyn T., Kells S. A., Mesce K. A., Tumlinson J. H., Spivak M. Odorants that induce hygienic behavior in honeybees: Identification of volatile compounds of chalkbrood-infected honeybee larvae // Journal of Chemical Ecology. — 2009. — № 35 (9). — P. 1108—1116. doi: 10.1007/s10886-009-9683-8
12. Blight M. M., Le Metayer M., Pham Delegue M. H., Pickett J. A., Marion-Poll F., Wadhams L. J. Identification of floral volatiles involved in recognition of oilseed rape flowers, Brassica napus, by honeybees, Apis mellifera // Journal of Chemical Ecology. 1997. — № 23 (7). — P. 1715—1727. doi: 10.1023/B:J0EC.0000006446.21160.c1
13. Akbar M. U., Aqeel M., Shah M. S., Jeelani G., Iqbal N., Latif A., Noman A. Molecular regulation of antioxidants and secondary metabolites act in conjunction to defend plants against pathogenic infection // South African Journal of Botany. — 2023. — № 161. — P. 247—257. doi: 10.1016/j.sajb.2023.08.028
14. Zhang N., Zhou X., Quan H., & Sekiya A. Study on the synthesis of toluene-2,4-diisocyanate via amine and carbonyl fluoride // Journal of Fluorine Chemistry. — 2015. — № 178. — P. 208—213. doi: 10.1016/j.jfluchem.2015.07.025
15. Davidsen C., Liu S., Mo X., Holm P. E., Trapp S., Rosbjerg, D., & Bauer-Gottwein P. Hydroeconomic optimization of reservoir management under downstream water quality constraints // Journal of Hydrology. — 2015. — № 529. — P. 1679—1689. doi: 10.1016/j.jhydrol.2015.08.018
16. Kim Y. S., Park E. R., & Kim G. S. Characteristics of volatile compounds of chestnut flowers // Korean Journal of Food and Nutrition Science. — 2003. — № 32 (6). — P. 801—805. doi: 10.3746/jkfn.2003.32.6.801
17. Zhang J., Lin K., Huang X., Geng T., Wei H., & Zhang Y. EAG responses and taxis selection of green plant bug Apolygus lucorum to volatiles from seven species of Malvaceae plants // Chinese Journal of Biological Control. — 2016. — № 32 (2). — P. 135—141.
18. Allmann S., Baldwin I. T. Insects betray themselves in nature to predators by rapid isomerization of green leaf volatiles // Science. — 2010. — № 329 (5995). — P. 1075—1078. doi: 10.1126/science.1191634
19. Ormeno E., Baldy V., Ballini C., Fernandez C. Production and diversity of volatile terpenes from plants on calcareous and siliceous soils: Effect of soil nutrients // Journal of Chemical Ecology. — 2008. — № 34 (9). — P. 1219—1229. doi: 10.1007/ s10886-008-9515-2
20. She J., Mohottige C. U. G., King M., Jiang Y., Mlsna M., Clark S., Mlsna T. Estimation of Total Phenolic Compounds and Non-Targeted Volatile Metabolomics in Leaf Tissues of American Chestnut (Castanea dentata), Chinese Chestnut (Castanea mollissima) and the Backcross Breeding Generations // Journal of Agricultural Chemistry and Environment. — 2021. — № 10 (2). — P. 222—256. doi: 10.4236/jacen.2021.102015
21. Steenhuisen S. L., Raguso R. A., Jürgens A., Johnson S. D. Variation in scent emission among floral parts and inflorescence developmental stages in beetle-pollinated Protea species (Proteaceae) // South African Journal of Botany. — 2010. — № 76
(4). — P. 779—787. doi: 10.1016/j.sajb.2010.08.008
22. Paoli M., & Galizia G. C. Olfactory coding in honeybees // Cell and Tissue Research. — 2021. — № 383 (1). P. 35—58. doi: 10.1007/s00441-020-03385-5
23. Joshi S., Haney S., Wang Z., Locatelli F., Cao Y., Smith B., & Bazhenov M. Plasticity in inhibitory networks improves pattern separation in early olfactory processing // bioRxiv. — 2024. — № 1 (1). — P. 1—25. doi: 10.1101/2024.01.24.576675
EVALUATION OF VOLATILE COMPOUNDS OF FLOWERS OF DIFFERENT CHESTNUT SPECIES
L. R. Shugaipova, Lecturer, Department of Ecology, Geography and Nature Management, M. Akmulla Bashkir State Pedagogical University, [email protected], Ufa, Russia,
R. A. Ilyasov, Ph. D. (Biology), Dr. Habil., Leading Researcher, Laboratory of Developmental Neurobiology, Koltsov Institute of Developmental Biology, [email protected], Moscow, Russia,
V. N. Sattarov, Ph. D. (Biology), Dr. Habil., Professor, Acting Head of the Department of Ecology, Geography and Nature Management, M. Akmulla Bashkir State Pedagogical University, [email protected], Ufa, Russia, A. A. Atnagulova, Undergraduate, Laboratory of Developmental Neurobiology, Koltsov Institute of Developmental Biology of the Russian Academy of Sciences, [email protected], Moscow, Russia,
E. D. Davydova, Postgraduate, Laboratory of Developmental Neurobiology, Koltsov Institute of Developmental Biology of the Russian Academy of Sciences, [email protected], Moscow, Russia,
A. Yu. Ilyasova, Researcher, Laboratory of Developmental Neurobiology, Koltsov Institute of Developmental Biology of the Russian Academy of Sciences, [email protected], Moscow, Russia,
A. G. Mannapov, Ph. D. (Biology), Dr. Habil., Professor, Head of the Department of Aquaculture and Beekeeping, Timiryazev Russian State Agrarian University — Moscow Agricultural Academy, [email protected], Moscow, Russia, V. N. Danilenko, Ph. D. (Biology), Dr. Habil., Professor, Head of the Laboratory of Microorganism Genetics, Vavilov Institute of General Genetics, Russian Academy of Sciences, [email protected], Moscow, Russia,
N. Kwang Rae, Postgraduate, Sensory Neurobiology and Brain-Science Laboratory, Incheon National University, [email protected], Incheon, South Korea,
H. W. Kwon, Ph. D. (Biology), Dr. Habil., Professor, Head of the Sensory Neurobiology and Brain-Science Laboratory, Incheon National University, [email protected], Incheon, South Korea
References
1. Lee D. S., Kim N. S. Identification of fragrances from chestnut blossom by gas chromatography-ion trap mass spectrometry. Bulletin of the Korean Chemical Society. 2002. No. 23 (11). P. 1647—1650. doi: 10.5012/bkcs.2002.23.11.1647
2. Kim Y. K., Lee S., Song J. H., Kim M. J., Yunusbaev U., Lee M. L., Kwon, H. W. Comparison of biochemical constituents and contents in floral nectar of Castanea spp.. Molecules. 2020. No. 25 (18). P. 4225. doi: 10.3390/molecules25184225
3. Farkas Ä., Zajacz E. Nectar production for the Hungarian honey industry. European Journal of Plant Science and Biotechnology. 2007. No. 1 (2). P. 125—151.
4. Kang D. Y., Seol A., Oh J. C., Jung Y. K., Han H., Chung J. S. Analysis of management characteristics of beekeeping farms according to beekeeping type. Korean Society of Beekeeping. 2017. No. 32 (1). P. 1—9. doi: 10.17519/apiculture.2017.04.32.1.1
5. Martinello M., Mutinelli F. Antioxidant activity in bee products: A review. Antioxidants. 2021. No. 10 (1). P. 71. doi: 10.3390/ antiox10010071
6. Dudareva N., Pichersky E. Biochemical and molecular genetic aspects of floral scents. PLANT PHYSIOLOGY. 2000. No. 122 (3). P. 627—633. doi: 10.1104/pp.122.3.627
7. McMurry J. E. Organic Chemistry. Thomson Books. 2007.
8. Mihara S., Shibamoto T. The role of flavor and fragrance chemicals in TRPA1 (transient receptor potential cation channel, member A1) activity associated with allergies. Allergy, Asthma & Clinical Immunology. 2015. No. 11 (1). 11 p. doi: 10.1186/ s13223-015-0074-0
9. Radovic B. S., Careri M., Mangia A., Musci M., Gerboles M., Anklam E. Contribution of dynamic headspace GC/MS analysis of aroma compounds to authenticity testing of honey. Food Chemistry. 2001. No. 72 (4). P. 511—520. doi: 10.1016/S0308-8146(00)00263-6
10. Wolski T., Tambor K., Rybak-Chmielewska H., Kedzia B. Identification of honey volatile components by solid phase microextraction (SPME) and gas chromatography/mass spectrometry (GC/MS). Journal of Apicultural Science. 2006. No. 50 (2). P. 115—126.
11. Swanson J. A., Baldwyn T., Kells S. A., Mesce K. A., Tumlinson J. H., Spivak M. Odorants that induce hygienic behavior in honeybees: Identification of volatile compounds of chalkbrood-infected honeybee larvae. Journal of Chemical Ecology. 2009. No. 35 (9). P. 1108—1116. doi: 10.1007/s10886-009-9683-8
12. Blight M. M., Le Metayer M., Pham Delegue M. H., Pickett J. A., Marion-Poll F., Wadhams L. J. Identification of floral volatiles involved in recognition of oilseed rape flowers, Brassica napus, by honeybees, Apis mellifera. Journal of Chemical Ecology. 1997. No. 23 (7). P. 1715—1727. doi: 10.1023/B:JOEC.0000006446.21160.c1
13. Akbar M. U., Aqeel M., Shah M. S., Jeelani G., Iqbal N., Latif A., Noman A. Molecular regulation of antioxidants and secondary metabolites act in conjunction to defend plants against pathogenic infection. South African Journal of Botany. 2023. No. 161. P. 247—257. doi: 10.1016/j.sajb.2023.08.028
14. Zhang N., Zhou X., Quan H., & Sekiya A. Study on the synthesis of toluene-2,4-diisocyanate via amine and carbonyl fluoride. Journal of Fluorine Chemistry. 2015. No. 178. P. 208—213. doi: 10.1016/j.jfluchem.2015.07.025
15. Davidsen C., Liu S., Mo X., Holm P. E., Trapp S., Rosbjerg, D., & Bauer-Gottwein P. Hydroeconomic optimization of reservoir management under downstream water quality constraints. Journal of Hydrology. 2015. No. 529. P. 1679—1689. doi: 10.1016/j.jhydrol.2015.08.018
16. Kim Y. S., Park E. R., & Kim G. S. Characteristics of volatile compounds of chestnut flowers. Korean Journal of Food and Nutrition Science. 2003. No. 32 (6). P. 801—805. doi: 10.3746/jkfn.2003.32.6.801
17. Zhang J., Lin K., Huang X., Geng T., Wei H., & Zhang Y. EAG responses and taxis selection of green plant bug Apolygus lucorum to volatiles from seven species of Malvaceae plants. Chinese Journal of Biological Control. 2016. No. 32 (2). P. 135—141.
18. Allmann S., Baldwin I. T. Insects betray themselves in nature to predators by rapid isomerization of green leaf volatiles. Science. 2010. No. 329 (5995). P. 1075—1078. doi: 10.1126/science.1191634
19. Ormeno E., Baldy V., Ballini C., Fernandez C. Production and diversity of volatile terpenes from plants on calcareous and siliceous soils: Effect of soil nutrients. Journal of Chemical Ecology. 2008. No. 34 (9). P. 1219—1229. doi: 10.1007/s10886-008-9515-2
20. She J., Mohottige C. U. G., King M., Jiang Y., Mlsna M., Clark S., Mlsna T. Estimation of Total Phenolic Compounds and Non-Targeted Volatile Metabolomics in Leaf Tissues of American Chestnut (Castanea dentata), Chinese Chestnut (Castanea mollissima) and the Backcross Breeding Generations. Journal of Agricultural Chemistry and Environment. 2021. No. 10 (2). P. 222—256. doi: 10.4236/jacen.2021.102015
21. Steenhuisen S. L., Raguso R. A., Jürgens A., Johnson S. D. Variation in scent emission among floral parts and inflorescence developmental stages in beetle-pollinated Protea species (Proteaceae). South African Journal of Botany. 2010. No. 76 (4). P. 779—787. doi: 10.1016/j.sajb.2010.08.008
22. Paoli M., Galizia G. C. Olfactory coding in honeybees. Cell and Tissue Research. 2021. No. 383 (1). P. 35—58. doi: 10.1007/ s00441-020-03385-5
23. Joshi S., Haney S., Wang Z., Locatelli F., Cao Y., Smith B., Bazhenov M. Plasticity in inhibitory networks improves pattern separation in early olfactory processing. bioRxiv. 2024. No. 1 (1). P. 1—25. doi: 10.1101/2024.01.24.576675
