CC BY
176
УДК 504.06
Е.В. Иванова, А.В. Гузева, А.Е. Лапенков, Ш.Р. Поздняков, Л.Л. Капустина, Г.Г. Митрукова, Д.А. Тихонова
Институт озероведения РАН, spb.spt@mail.ru
ОСОБЕННОСТИ ПРИМЕНЕНИЯ КРАСИТЕЛЯ НИЛЬСКИЙ КРАСНЫЙ ДЛЯ ИДЕНТИФИКАЦИИ ЧАСТИЦ ПЛАСТИКА В ПРИРОДНЫХ ОБЪЕКТАХ
В настоящее время фрагменты искусственных полимеров встречаются во всех средах: в водной толще, донных отложениях, почвах, льдах. Проблема загрязнения окружающей среды частицами пластика стала исследоваться сравнительно недавно, поэтому в настоящий момент не существует стандартизированных методик для анализа данного типа частиц в природных объектах. При качественном и количественном исследовании микропластика возникает ряд сложностей. Зачастую встает вопрос о необходимости применения трудоемких методов и дорогостоящего оборудования для точной идентификации пластиковых фрагментов. Использование различных красителей в сочетании с флуоресцентной микроскопией является более доступным методом в сравнении со спектральным анализом. В данной работе рассмотрены особенности применения липофильного красителя Нильский красный для упрощения процесса идентификации частиц наиболее распространенных типов пластика. Сделаны выводы о применимости красителя для каждого из проанализированных полимеров на определенных длинах волн (330-385 нм и 510-560 нм). Кроме этого, Нильский красный использовался для анализа частиц микропластика, выделенных из вод притока Ладожского озера (р. Морье). Результаты показали, что данный метод хорошо подходит для визуального отделения пластика от биологических остатков, в частности, хитиновых фрагментов, которые зачастую могут быть ошибочно приняты за частицы искусственных полимеров.
Ключевые слова: микропластик; Нильский красный; флуоресцентная микроскопия.
DOI: 10.24411/2411-7374-2020-10032
Введение
Под пластиком в широком смысле исследователи понимают искусственно синтезированные высокомолекулярные соединения (полимеры), получаемые с помощью реакции полимеризации и поликонденсации из низкомолекулярных веществ, выделяемых из природных углеводородов. К этому перечню относятся различные виды пластмасс, резин, синтетических тканей.
В настоящее время частицы пластика встречаются во всех природных средах: в водной среде, донных отложениях, почвах, льдах (Browne, Galloway, 2010; Cincinelli et al., 2017; Corradini et al., 2019; Cozar et al., 2017). Частицы размером менее 5 мм называются микропластиком, их крайне сложно изъять из окружающей среды (Andrady, 2011).
Одним из базовых методов, применяемых для визуальной идентификации частиц пластика, является световая микроскопия. Однако, при анализе мелких частиц пластика в пробах, отобранных из природных сред, исследователи сталкиваются со сложностями в идентификации. Зачастую
встречаются фрагменты, которые не относятся к пластикам, но могут быть приняты за синтетические нити при их визуальном анализе, например, такие как хлопковые нити (целлюлоза), фрагменты водорослей и другие биологические остатки (Поздняков и др., 2020). Поэтому необходимо применение более точных методов анализа химического состава частиц - ИК и Рамановская спектроскопия. Но данные методы являются дорогостоящими, трудоемкими и имеют свои ограничения, связанные с размерностью частиц, а также требованиями к «чистоте» проб и изменениям поверхности частиц пластика под воздействием факторов окружающей среды.
В настоящее время в мировой практике используется ряд альтернативных методов идентификации микропластика с использованием липофиль-ных красителей, в частности, Нильского красного (9-(диэтиламино)-5Н-бензо[а]феноксазин-5-он) и дальнейшим анализом при помощи флуоресцентной микроскопии. Краситель Нильский красный (Nile Red) ранее применялся только в области микробиологии для обнаружения внутриклеточных
липидных капель, а также проточной цитофлуоро-метрии (Greenspan et al., 1985). Впервые для целей анализа частиц микропластика он был адаптирован в 2010 г. (Andrady, 2010), и сейчас широко используется исследователями разных стран (Erni-Cassola et al., 2017; Maes et al., 2017; Shim et al., 2016; Tamminga et al., 2017).
Данный подход не дает информации о молекулярной структуре и химическом составе частиц, однако он позволяет разрешить некоторые спорные моменты визуальной идентификации микропластика, возникающие при использовании световой микроскопии. Липофильный краситель Нильский красный имеет способность связываться с гидрофобными соединениями, в частности, с некоторыми видами пластика. В то же время, он не реагирует с минеральными частицами и хитиновыми фрагментами, что позволяет визуально их разделить.
Целью данного исследования является изучение характера химического связывания разных типов наиболее распространенных искусственных полимеров (пластиков) и красителя Нильский красный, а также интенсивность флуоресценции окрашенных частиц на разных длинах волн.
Материалы и методы исследования
Подготовка образцов искусственных полимеров
Для эксперимента были взяты образцы пластиков с известным химическим составом, широко применяемые в производственных и хозяйственных целях. Из каждого полимера готовилось по 2 образца (фрагменты размером 1-5 мм) - контрольный и окрашенный. При работе с красителем Нильским красным необходимо учитывать, что характер его связывания с синтетическими полимерами зависит как от применяемого растворителя, так и от химического состава (гидрофобности) окрашиваемых частиц пластика.
Для эксперимента использовались следующие виды пластика:
PVC (поливинилхлорид)
Плотность 1.35-1.43 г/см3. Применяется для изготовления изоляторов, сантехнических труб, строительных материалов. Растворим в циклогек-сане и других неполярных органических растворителях. Не растворим в воде, спиртах и углеводородах. Устойчив к действию кислот, щелочей и растворов солей.
PE (полиэтилен)
Полиэтилен является термопластичным полимером этилена и относится к наиболее распространенным видам пластика. Различные типы полиэтилена используются в качестве упаковочной
пленки, при изготовлении тары (бутылки, банки, ящики, канистры, садовые лейки, горшки), полимерных труб и в качестве электроизоляционного материала.
Полиэтилен высокой плотности (HDPE) представляет собой твердый материал, обладает высокой вязкостью, гибкостью, растяжимостью и эластичностью. Плотность 0.95-0.96 г/см3. Устойчив к щелочам, растворам минеральных кислот и солей. Разрушается в 50% азотной кислоте, а при повышенных температурах растворим в цикло-гексане. Полиэтилен низкой плотности (LDPE) - плотность 0.92-0.94 г/см3, используется при изготовлении тонких фасовочных пакетов и упаковочного материала.
PP (полипропилен)
Термопластичный полимер пропилена. Плотность 0.91 г/см3. Используется для производства упаковочного материала, тары, труб, деталей технической аппаратуры, пластиковых стаканчиков, нетканых материалов, электроизоляционных материалов. Полипропилен - химически стойкий материал. Заметное воздействие на него оказывают сильные окислители - хлорсульфоновая кислота, концентрированная азотная кислота. Концентрированная 58%-я серная кислота и 30%-й пероксид водорода при комнатной температуре действуют незначительно. Продолжительный контакт с этими реагентами при 60 °С и выше приводит к деструкции полипропилена.
PC/ABS (поликарбонат/акрилонитрил-бутади-ен-стирол)
Плотность 1.20-1.22 г/см3. PC/ABS представляет собой смесь PC и ABS. PC используется для изготовления ряда изделий: от стёкол кабин истребителей до посуды. Поликарбонат устойчив к минеральным кислотам и спиртам, однако частично растворяется в ароматических углеводородах.
BFNylon (нейлон)
Плотность 1.15-1.52 г/см3. Нейлон - прочный материал, стойкий к истиранию. Он используется для изготовления ряда изделий: прокладок, демпферов, колес, шестеренок, подшипников, проволок. Нейлон зачастую используется для покрытия трущихся деталей, что повышает их эксплуатационные качества. При нагревании нейлона возможно выделение токсичных паров. Нейлон нерастворим в большинстве органических растворителей, устойчив к действию слабых растворов кислот, щелочей и соленой воды.
PETG (полиэтилентерефталат, модифицированный гликолем)
Плотность 1.27 г/см3. PETG - это износостойкий сополиэфир. Полиэтилентерефталат используется для изготовления пластиковых бутылок и
другой пищевой и медицинской тары. Материал имеет высокую химическую устойчивость к кислотам, щелочам и органическим растворителям.
PLA (полилактид)
Плотность 1.24 г/см3. PLA биоразлагаем в специальных условиях. Полилактид производится из растительного сырья (кукуруза и сахарный тростник), является полимером молочной кислоты, легко впитывает воду и относительно мягок. В промышленности используется для изготовления хирургических нитей, упаковки пищевых продуктов и лекарственных препаратов.
Watson (SBS стиролбутадиен стирол)
Плотность 0.90-1.25 г/см3. Благодаря прочности, пластичности и термостойкости материала он широко используется в инженерных целях. Представляет собой сополимер, который широко применяется в производстве адгезивов, клеев и резин.
ABS (акрилонитрилбутадиенстирол)
Плотность 1.00-1.05 г/см3. ABS - ударопрочная техническая термопластическая смола, получаемая из нефтепродуктов. В промышленности ABS-пластик находит широкое применение: производство деталей автомобилей, контейнеров, сувениров, корпусов бытовой техники. ABS-пластик устойчив к влаге, кислотам и маслам. При нагревании пластика выделяются пары акрилонитрила - ядовитого соединения, способного вызвать раздражение слизистых оболочек и отравление.
ASA (акрилонитрилстиролакрилатовый пластик)
Плотность 1.05-1.07 г/см3. Агмосферостойкий аналог ABS-пластика. ASA-пластик предназначен для изготовления плафонов ламп, наружных деталей автомобилей, светотехнических изделий. Обладает высокой жесткостью, устойчив к разбавленным кислотам, минеральным смазочным маслам, дизельному топливу. В отличие от АБС-пластика, АСА-пластик стоек к действию УФ-излуче-ния.
HIPS (высокопрочный полистирол) Плотность 1.08-1.03 г/см3. HIPS - термопластичный нефтехимический полимер, получаемый при полимеризации полибутадиена и полистирола, в результате приобретает эластичность, прочность и упругость. HIPS отлично подходит для изготовления разнообразных предметов быта и стройматериалов.
Подготовка пробы воды из р. Морье
В рамках данной работы краситель был также применен для анализа проб воды притока Ладожского озера (р. Морье). В данном случае оценивалось также взаимодействие красителя с другими компонентами природных сред, которые часто являются мешающими факторами при спектраль-
Рис. 1. Строение молекулы 9-(диэтиламино)-5Н-бензо[а]феноксазин-5-он (Нильский красный) Fig. 1. Chemical structure of 9-diethylamino-5-benzo[a]phenoxazinone (Nile Red)
ном и оптическом анализе (минеральные частицы, фрагменты водорослей и известковых раковин, хитин).
Пробы воды отбирались в марте 2019 г. при помощи фильтровальной установки, разработанной сотрудниками ИНОЗ РАН. Через железную сетку с ячейкой 100 мкм было профильтровано 323 л воды. Осадок на сетке смывается дистиллированной водой в стеклянную колбу и далее подвергается мокрому перекисному окислению для растворения лабильного органического вещества. В соответствии с методикой (Zobkov, Esiukova, 2017), проба заливается 30% раствором H2O2 и в присутствии катализатора Fe(II) 0.05М нагревается на водяной бане до 75°С, а далее кипятится до растворения биологического материала. После растворения органического вещества проба фильтруется в стеклянный стакан через фильтр (металлическую сетку) с ячейкой 100 мкм. Для дополнительного отделения частиц микропластика от оставшихся минеральных и биологических частиц проба центрифугируется в 55% растворе ZnCl2. Супернатант перемещается в чашку Петри и высушивается при комнатной температуре.
Приготовление раствора красителя «Нильский красный» для окрашивания образцов
Липофильный краситель «Нильский красный» (9-(диэтиламино)-5Н-бензо[а]феноксазин-5-он) (рис. 1) является сольватохромным, поэтому его спектр флуоресцентного излучения смещается в зависимости от полярности среды.
Длина волны максимального излучения и интенсивность флуоресценции сильно зависят от используемого растворителя. В исследованиях, посвященных проблеме микропластика, обычно в качестве растворителей применяют н-гексан или ацетон. При использовании н-гексана окрашивается большее количество разных типов пластика,
Рис. 2. Флуоресценция частиц, окрашенных Нильским красным, и контрольных образцов различных типов полимеров на двух длинах волн Fig. 2. Fluorescence of polymer particles dyed by Nile red and control samples of various types of polymers at two wavelengths
чем при растворении красителя ацетоном (Tamminga et al., 2017).
В рамках данной работы был приготовлен раствор Нильского красного (10 мг/л) в н-гексане. Образцы пластика (после предварительного спиртового обезжиривания) и частицы из пробы воды р. Морье помещались в стеклянные чашки Петри, заливались раствором красителя и выдерживались в затемненном вытяжном шкафу до полного испарения влаги. Далее образцы анализировались с помощью флуоресцентного микроскопа. Флуоресцентная микроскопия Исследование выполнялось при помощи флуоресцентного микроскопа МИКМЕД-2 ЛОМО с цифровой камерой МС-6.3. Эксперимент проводился на следующих длинах электромагнитных
волн: 330 - 385 нм (ультрафиолетовое излучение) и 510 - 560 нм (зеленая часть видимого спектра).
Результаты и их обсуждение
В процессе проведения экспериментов два образца (окрашенный и неокрашенный) каждого типа полимера помещались рядом на предметное стекло. Образцы анализировались на двух длинах волн: 510-560 нм (зеленая часть видимого спектра) и 330-385 нм (ультрафиолетовый спектр). В результате исследования были получены данные о наличии и интенсивности флуоресценции окрашенных частиц разных типов пластиков на этих длинах волн (рис. 2).
Было установлено, что при окрашивании красителем Нильский красный для большинства пластиков (ABS, ASA, Bflex, Nylon, PC, PETG, HDPE, LDPE, PVC, PP) длина волны зеленой части видимого спектра (510-560 нм) является наиболее показательной при визуальном анализе - частицы флуоресцируют красно-оранжевым цветом, отличимым от контрольного (неокрашенного) образца. Исключение составляют полимеры HIPS, PLA, Watson - окрашенный образец визуально неотличим от контрольного.
В ультрафиолетовом спектре (330-385 нм) значимое отличие окрашенного образца от контрольного продемонстрировали ASA, HIPS, Watson, PVC, LDPE, HDPE. Остальные из исследованных типов полимеров не показали достоверного различия между окрашенными и неокрашенными образцами на данной длине волны.
Среди проанализированных образцов можно выделить полилактид (PLA), который не светится ни на одной из использованных длин волн. Вероятнее всего, для исследования данного типа полимера необходимо применять другие методы идентификации.
При исследовании проб из естественных водных объектов среди нитеобразных частиц встречаются хлопковые нити. Окрашивание красителем Нильским красным хлопковых нитей также продемонстрировало различие контрольного и окрашенного образца на двух длинах волн. Этот факт необходимо принимать во внимание при использовании данного метода для анализа образцов из природных сред. Стоит также отметить, что при изготовлении изделий из хлопка в большинстве случаев используются специальные пропитывающие составы, которые могут влиять на характер окрашивания хлопковых частиц липофильными красителями и их флуоресценции.
Кроме того, были окрашены некоторые частицы из пробы воды притока Ладожского озера - р. Морье (рис. 3). Окрашивание пробы красителем
Рис. 3. Окрашенные красителем Нильский красный частицы из водной пробы р. Морье: а - хитиновый фрагмент, b и c - частицы микропластика Fig. 3. Particles from the water sample from the Morye river dyed by Nile Red: a - a chitin fragment, b and
c - microplastic particles.
Нильский красный показало, что данный метод хорошо подходит для визуального отделения пластика от биологических остатков, в частности, хитиновых фрагментов, которые зачастую могут быть ошибочно приняты за частицы искусственных полимеров.
Заключение
В данной работе была изучена применимость липофильного красителя Нильский красный для анализа наиболее распространённых типов пластика. В результате выполненных экспериментов подтверждена эффективность его использования для обеспечения идентификации микрочастиц большинства синтетических полимеров, в том числе в пробах из природных сред. Полученные результаты имеют научно-методическую и практическую значимость для целей оптимизации оценки количественных и качественных характеристик микропластических частиц в водных объектах и разработки универсальной системы их мониторинга.
Работа выполнена в рамках государственного задания ИНОЗ РАН - СПб ФИЦ РАН на 2019-2023 гг. по теме № 0154-2019-0003 «Разработка комплексных методов исследования и оценки характеристик твердых частиц в наномасштабном диапазоне размеров в водных объектах с различной степенью антропогенной нагрузки», № госрегистрации AAAA-A19-119031890107.
Список литературы
1. Andrady A.L. Measurement and occurrence of microplastics in the environment. Presentation at the 2nd Research workshop on microplastic debris. Tacoma, 2010.
2. Andrady A.L. Microplastics in the marine environment II Marine pollution bulletin. 2011. V. 62. P. 1596-1605. doi:
10.1016/j.marpolbul.2011.05.030.
3. Browne M.A., Galloway T.S. Spatial Patterns of plastic debris along estuarine shorelines // Environmental science & technology. 2010. V. 44(9). P. 3404-9. doi: 10.1021/es903784e.
4. Cincinelli A., Scopetani C., Chelazzi D., Lombardini E., Martellini T., Katsoyiannis A., Fossi M.C., Corsolini S. Microplastic in the surface waters of the Ross Sea (Antarctica): Occurrence, distribution and characterization by FTIR // Chemosphere. 2017. V. 175. P. 391-400. doi: 10.1016/j. chemosphere.2017.02.024.
5. Corradini F., Meza P., Eguiluz R., Casado F., Huerta-Lwanga E., Geissen V. Evidence of microplastic accumulation in agricultural soils from sewage sludge disposal // Science of the total environment. 2019. V. 671. P. 411-420. doi: 10.1016/j. scitotenv.2019.03.368.
6. Cózar A., Martí E., Duarte C.M., Garcia-de-Lomas J., van Sebille E., Ballatore T.J., Eguiluz V.M., González-Gordillo J.I., Pedrotti M.L., Echevarría F., Troublé F., Irigoien X. The Arctic Ocean as a dead end for floating plastics in the North Atlantic branch of the thermohaline circulation // Science advances. 2017. V. 3(4). doi: 10.1126/sciadv. 1600582.
7. Erni-Cassola G., Gibson M.I., Thompson R.C., Christie-Oleza J.A. Lost, but found with Nile red; a novel method to detect and quantify small microplastics (20 ^m-l mm) in environmental samples // Environmental science and technology. 2017. V. 51(23). P. 13641-13648. doi: 10.1021/acs.est.7b04512.
8. Greenspan P., Mayer E.P, Fowler S.D. Nile red: a selective fluorescent stain for intracellular lipid droplets // Journal of cell biology. 1985. V. 100(3). P. 965-973. doi: 10.1083/ jcb.100.3.965.
9. Maes T., Jessop R., Wellner N, Haupt K., Mayes A.G. A rapid-screening approach to detect and quantify microplastics based on fluorescent tagging with Nile red // Scientific reports. 2017. V. 7(1). doi: 10.1038/srep44501.
10. Pozdnyakov Sh.R., Ivanova E.V., Guzeva A.V., Shalunova E.P, Martinson K.D., Tikhonova D.A. Studying the concentration of microplastic particles in water, bottom sediments and subsoils in the coastal area of the Neva bay, the Gulf of Finland // Water resources. 2020. V. 47, No 4. P. 599-607. doi: 10.1134/S0097807820040132.
11. Shim W. J., Song Y.K., Hong S.H., Jang M. Identification and quantification of microplastics using Nile Red staining // Marine pollution bulletin. 2016. Vol. 113(1-2). P. 469-476. doi: 10.1016/j.marpolbul.2016.10.049.
12. Tamminga M., Hengstmann E., Fischer E.K. Nile Red staining as a subsidiary method for microplastic quantification: a comparison of three solvents and factors influencing application reliability // Journal of Earth sciences & environmental studies. 2017. V. 2(2). P. 165-172. doi: 10.15436/JESES.2.2.1.
13. Zobkov M., Esiukova E. Microplastics in Baltic bottom sediments: Quantification procedures and first results // Marine pollution bulletin. 2017. V. 114. P. 724-732. doi: 10.1016/j. marpolbul.2016.10.060.
References
1. Andrady A.L. Measurement and occurrence of microplastics in the environment. Presentation at the 2nd Research workshop on microplastic debris. Tacoma, 2010.
2. Andrady A.L. Microplastics in the marine environment II Marine pollution bulletin. 2011. Vol. 62. P. 1596-1605. doi: 10.1016/j.marpolbul.2011.05.030.
3. Browne M.A., Galloway T.S. Spatial Patterns of plastic debris along estuarine shorelines II Environmental science & technology. 2010. Vol. 44(9). P. 3404-9. doi: 10.1021/es903784e.
4. Cincinelli A., Scopetani C., Chelazzi D., Lombardini E., Martellini T., Katsoyiannis A., Fossi M.C., Corsolini S. Microplastic in the surface waters of the Ross Sea (Antarctica): Occurrence, distribution and characterization by FTIR II Chemosphere. 2017. Vol. 175. P. 391-400. doi: 10.1016/j. chemosphere.2017.02.024.
5. Corradini F., Meza P., Eguiluz R., Casado F., Huerta-Lwanga E., Geissen V. Evidence of microplastic accumulation in agricultural soils from sewage sludge disposal II Science of the total environment. 2019. Vol. 671. P. 411-420. doi: 10.1016/j. scitotenv.2019.03.368.
6. Cózar A., Marti E., Duarte C.M., Garcia-de-Lomas J., van Sebille E., Ballatore T.J., Eguiluz V.M., González-Gordillo J.I., Pedrotti M.L., Echevarría F., Troublé F., Irigoien X. The Arctic Ocean as a dead end for floating plastics in the North Atlantic branch of the thermohaline circulation II Science advances. 2017. Vol. 3(4). doi: 10.1126/sciadv.l600582.
7. Erni-Cassola G., Gibson M.I., Thompson R.C., Christie-Oleza J.A. Lost, but found with Nile red; a novel method to detect and quantify small microplastics (20 |im-l mm) in environmental samples II Environmental science and technology. 2017. Vol. 51(23). P. 13641-13648. doi: 10.1021/acs.est.7b04512.
8. Greenspan P., Mayer E.P., Fowler S.D. Nile red: a selective fluorescent stain for intracellular lipid droplets II Journal of cell biology. 1985. Vol. 100(3). P. 965-973. doi: 10.1083/ jcb.100.3.965.
9. Maes T., Jessop R., Wellner N., Haupt K., Mayes A.G. A rapid-screening approach to detect and quantify microplastics based on fluorescent tagging with Nile red II Scientific reports. 2017. Vol. 7(1). doi: 10.1038/srep44501.
10. Pozdnyakov Sh.R., Ivanova E.V., Guzeva A.V., Shalunova E.P., Martinson K.D., Tikhonova D.A. Studying the concentration of microplastic particles in water, bottom sediments and subsoils in the coastal area of the Neva bay, the Gulf of Finland II Water resources. 2020. Vol. 47, No 4. P. 599-607. doi: 10.1134/S0097807820040132.
11. Shim W. J., Song Y.K., Hong S.H., Jang M. Identification
and quantification of microplastics using Nile red staining // Marine pollution bulletin. 2016. Vol. 113(1-2). P. 469-476. doi: 10.1016/j.marpolbul.2016.10.049.
12. Tamminga M., Hengstmann E., Fischer E.K. Nile Red staining as a subsidiary method for microplastic quantification: a comparison of three solvents and factors influencing application reliability // Journal of Earth sciences & environmental studies. 2017. Vol. 2(2). P. 165-172. doi: 10.15436/JESES.2.2.1.
13. Zobkov M., Esiukova E. Microplastics in Baltic bottom sediments: Quantification procedures and first results // Marine pollution bulletin. 2017. Vol. 114. P. 724-732. doi: 10.1016/j.mar-polbul.2016.10.060.
Ivanova E.V., Guzeva A.V., Lapenkov A.E., Pozdnyakov Sh.R., Kapustina L.L., Mitrukova G.G., Tikhonova D.A. The aspects of using Nile red for the detection of plastic particles in environment.
Nowadays, fragments of synthetic polymers are found in all the components of environment: water column, bottom sediments, soils and ice. The contamination of the environment with plastic particles is a relatively new research topic, therefore currently there are no standardized methods for analysis of these particles in the environmental matrices. Several difficulties arise during qualitative and quantitative study of microplastics. There is a question whether it is necessary to use time-consuming methods and expensive equipment for accurate identification of plastic fragments. Using of different stains in conjunction with fluorescence microscopy is a more affordable method than spectral analysis. In this research work we considered the aspects of using a lipophilic stain Nile red to facilitate the process of identification of the most common types of plastic. We came to the conclusions on the applicability of the stain for every type of analyzed polymers at a specific wavelength (330-385 nm and 510-560 nm). Furthermore, Nile red was used to analyze microplastic particles extracted from the water of the Morye river, which is the tributary of the Lake Ladoga. The results showed that this method worked well for visual distinguishing between plastics and biological matter, for instance, chitin fragments, which can frequently be mistaken for particles of synthetic polymers.
Keywords: microplastics; Nile red; fluorescence microscopy.
Сведения об авторах
Иванова Екатерина Викторовна, кандидат географических наук, научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: spb.spt@mail.ru.
Гузева Алина Валерьевна, младший научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: olina2108@mail.ru.
Лапенков Артем Евгеньевич, младший научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкг-Петер-бург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: lapal3art@gmail.com.
Поздняков Шамиль Рауфович, доктор географических наук, и.о. директора, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: tbgmaster@mail.ru.
Капустина Лариса Леонидовна, кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: larisa.kapustina@mail.ru.
Митрукова Галина Геннадьевна, кандидат биологических наук, научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: galya-21@mail.ru.
Тихонова Дарья Алексеевна, младший научный сотрудник, Институт озероведения РАН, 196105, Россия, г. Санкт-Петербург, ул. Севастьянова, 9, E-mail: tdasha94@mail.ru.
Information about the authors
Ekaterina V. Ivanova, Ph.D. in Geography, Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences, 9, Sev-ast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: spb.spt@mail.ru.
Alina V. Guzeva, Junior Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences, 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: olina2108@mail.ru.
Artem E. Lapenkov, Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences, 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: lapal3art@gmail.com.
Shamil R. Pozdnyakov, D.Sci. in Geography, Director, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences, 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: tgmaster@mail.ru.
Larisa L. Kapustina, PhD in Biology, Senior Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: larisa.kapustina@mail.ru.
Galina G. Mitrukova, Ph.D. in Biology, Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: galya-21@mail.ru.
Daria A. Tikhonova, Junior Researcher, Institute of Limnology of the Russian Academy of Sciences, 9, Sevast'yanova st., St. Petersburg, 196105, Russia, E-mail: tdasha94@mail.ru.
