CC BY
97
МЕДИКО-БИОЛОГИЧЕСКИЕ НАУКИ
УДК 612.018.2: 612.43
ОСОБЕННОСТИ ЛИПИДНОГО И ГЛЮКОЗНОГО ОБМЕНА ГИПЕРТЕНЗИВНОЙ ЛИНИИ КРЫС НИСАГ
Геннадий Геннадьевич КОВШИК1, Марина Валерьевна ХРАПОВА1,2, Михаил Иванович ДУШКИН12
1 ФГБУ НИИ физиологии СО РАМН 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 4
2 ФГБУ НИИ терапии СО РАМН
630089, г. Новосибирск, ул. Бориса Богаткова, 175/1
Работа посвящена сравнительному исследованию липидного состава, концентрации глюкозы, кортикостерона, фактора некроза опухоли а, ИЛ-6 крови, ДНК-связывающей активности рецепторов, активируемых пролифера-торами пероксисом, класса а и артериального давления у шестимесячных крыс гипертензивной линии НИСАГ и нормотензивной линии WAG в условиях нормы, содержания на жировой диете, при введении липополисаха-рида E. coli (ЛПС) и безафибрата, а также в условиях постоянного освещения. Обнаружено, что величина большинства исследуемых показателей у крыс НИСАГ и WAG значительно различается. В отличие от крыс WAG, жировая диета не вызывала развития признаков метаболического синдрома у крыс НИСАГ, которые проявляли высокую чувствительность к влиянию ЛПС и безафибрата, но в меньшей степени реагировали на воздействие постоянного освещения. Таким образом, крысы линии НИСАГ могут быть генетической моделью изучения новых механизмов резистентности к метаболическому синдрому, гиперчувствительности к воспалительным стимулам и адаптационных резервов организма.
Ключевые слова: гипертензивная линия крыс НИСАГ, метаболизм липидов и глюкозы, жировая диета, бактериальный эндотоксин, десинхроноз, PPAR, кортикостерон.
Гипертензивная линия крыс НИСАГ получена при селекции повышенного ответа артериального давления (АД) при действии стресса на организм аутбредной популяции крыс Вистар [6]. Показано, что функция основных нейрогуморальных эффекторных систем стресса - гипоталамо-ги-пофизарно-адренокортикальной [6] и симпато-адреналовой [1-3] у крыс НИСАГ усилена. Животные этой линии характеризуются базальным и стресс-индуцированным повышением экспрессии мРНК кортикотропин-рилизинг-фактора и тирозингидроксилазы в гипоталамусе и гипофизе, увеличенным уровнем адренокортикотропно-го гормона, норадреналина и адреналина в крови и адреналина в надпочечниках [11]. Известно, что генетически детерминированная реактивность гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы оказывает значительное влияние на деятельность различных функциональных систем в организме и может вызывать существенные изменения в регуляции липидного и углеводного обмена [12]. Однако, несмотря на многочисленные
работы, посвященные механизмам развития артериальной гипертонии [1-3, 6, 11], метаболические особенности крыс НИСАГ изучены слабо [4].
Цель исследования - сравнительное изучение показателей липидного и глюкозного обмена у крыс гипертензивной линии НИСАГ и нормо-тензивной линии WAG в нормальных условиях, при содержании животных на жировой диете, экспериментальном десинхронозе и при остром воспалительном ответе на фоне введения гиполи-пидемического препарата безафибрата.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
В экспериментах использовали 6-месячных крыс-самцов линий НИСАГ и WAG (виварий ФГУН Институт цитологии и генетики СО РАН). Животных содержали в клетках по 2-3 особи при естественном освещении и свободном доступе к воде и пищи (брикетированный корм 120-1 «Ла-бораторснаб» Москва). Эксперименты выполнены с соблюдением принципов гуманности, изло-
Ковшик Г.Г. - аспирант, e-mail: midushkin@soramn.ru
Храпова М.В. - к.б.н., старший научный сотрудник, e-mail: marina.chrapova@gmail.com
Душкин М.И. - д.м.н., проф., зав. лабораторией молекулярно-клеточныхмеханизмов терапевтических
заболеваний, е-mail: midushkin@soramn.ru
женных в директивах Европейского сообщества (86/609/ЕЕС) и Хельсинкской декларации.
Содержание животных на жировой диете. Крыс разделяли на 4 группы по 12 животных в каждой: крысы 1-й и 2-й групп (линий WAG и НИСАГ соответственно) содержалась на стандартной лабораторной диете (322 ккал/100 г, белки 19 %, углеводы 60 %, жиры 6 %), крысы 3-й и 4-й групп (линий WAG и НИСАГ соответственно) получали высококалорийную жировую диету (443 ккал/100 г, белки 17 %, углеводы 60 %, жиры 16 %) в течение 8 недель.
Острый воспалительный ответ при введении ЛПС на фоне безафибрата. Крыс линии НИСАГ и WAG разделяли на 7 групп по 10 животных в каждой: 1-я группа составляла интактный контроль, животным остальных групп внутри-брюшинно вводили: физиологический раствор (2 мл/кг массы тела, 2-я группа); двукратно с интервалом в 24 часа персиковое масло (2 мл/кг, 3-я группа); растворенный в физиологическом растворе ЛПС E. coli (LPS 0111В:4, «Sigma-Aldrich», США) в дозе 500 мкг/кг (4-я группа); двукратно с интервалом в 24 часа растворенный в персиковом масле безафибрат («Sigma-Aldrich») в дозе 50 мг/кг (5-я группа); двукратно персиковое масло (2 мл/кг), через 1 час после второй инъекции масла - ЛПС в дозе 500 мкг/кг (6-я группа); двукратно безафибрат с интервалом в 24 часа в дозе 50 мг/кг, через 1 час после второй инъекции масла безафибрата - ЛПС в дозе 500 мкг/кг (7-я группа).
Модель десинхроноза. Крыс линии НИСАГ и WAG разделяли на две группы по 10 особей в каждой. Контрольные группы содержались при естественном освещении, экспериментальные группы подвергались круглосуточному освещению в течение 14 дней.
Массу животных определяли взвешиванием. Систолическое и диастолическое АД измеряли неинвазивным методом с помощью рекордера CODA 2 (Kent Scientific Corporation, США) без использования наркоза, помещая крыс в термостатированные камеры. Базальный уровень определяли натощак (после отъема корма на 14 часов) электрохимическим способом с использованием глюкометра OneTouch Horizon (LifeScan, США). Тест толерантности к глюкозе также проводили натощак с использованием глюкометра OneTouch Horizon. В тесте толерантности к глюкозе животным вводили внутрибрюшинно раствор глюкозы из расчета 0,5 г/1 мл/100 г живого веса. Концентрацию глюкозы в крови измеряли непосредственно перед введением раствора глюкозы, а затем через 60, 120 и 180 минут после введения.
Животных забивали быстрой декапитацией. При забое забирали кровь животных и образцы
ткани печени. Кровь центрифугировали 15 минут при 3000 об/мин, полученную сыворотку крови аликвотировали и хранили при -20 оС. Из образцов тканей печени получали экстракт ядерных белков и цитозольный экстракт с помощью набора Nuclear Extraction Kit (Cayman Chemical, США). В сыворотке крови определяли концентрацию общего холестерина, холестерина липопротеинов высокой плотности (ХС ЛВП) и триглицеридов (ТГ) энзиматическим колориметрическим способом с использованием наборов Biocon (ФРГ). Концентрацию свободных жирных кислот (СЖК) измеряли ферментативным методом с помощью набора реактивов (NEFA FS, DiaSys, Германия). Содержание фактора некроза опухоли a (TNF-a) и ИЛ-6 в сыворотке крови определяли имунно-ферментным методом, используя коммерческие наборы ELISA для крыс (eBioscience, Inc., США), концентрацию кортикостерона - методом конкурентного белкового связывания [5].
Цитозольный экстракт ткани печени использовали для проведения иммуноблоттинга: белки разделяли в полиакриламидном геле, после чего полусухим методом переносили на нитроцел-люлозную мембрану (Whatman, Великобритания), после забивки мембрану инкубировали с кроличьими антикрысиными первичными антителами к PPAR-a, к PPAR-g (Abcam, Великобритания) или к бета-актину (BioVision, США), а затем - со вторичными ослиными антикроличьими антителами, меченными щелочной фосфатазой (Abcam). Визуализацию иммуноблота проводили с помощью таблетированного субстрата к щелочной фосфатазе SigmaFast (Sigma-Aldrich, США) с последующим компьютерным анализом полос при помощи программы TotalLab. Результаты определения PPAR выражали в единицах поглощения при 450 нм на 1 мг белка.
Статистический анализ. Данные представлены в виде M ± m, где M - среднее арифметическое, m - стандартная ошибка среднего. Статистическую значимость различий средних величин определяли с помощью критерия Стъю-дента с поправкой Бонферрони после проверки на нормальность распределения.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
В условиях стандартного содержания у крыс линии НИСАГ систолическое АД (на 36 %), диастолическое АД (на 12 %), а также масса тела (на 12 %) были достоверно выше, в то время как масса эпидидимального жира - в 1,8 раза ниже, чем у крыс линии WAG (табл. 1). Анализ биохимических показателей сыворотки крови показал, что крысы НИСАГ характеризуются повышенным
Примечание. Знаком # обозначены статистически значимые отличия от величин соответствующих показателей животных, содержащихся на стандартной диете (# - прир < 0,05, ## - прир < 0,01); здесь, в табл. 2, 3 и на рисунке знаком * обозначены статистически значимые отличия от величин соответствующих показателей крыс линии WAG (* - при р < 0,05, ** - прир < 0,01).
Таблица 2
Влияние ЛПС и безафибрата на ДНК-связывающую активность PPAR-a и PPAR-y ядерного экстракта
печени крыс линий НИСАГ и WAG
Таблица 1
Влияние жировой диеты на показатели развития метаболического синдрома у крыс
линий НИСАГ и WAG
Показатель Крысы линии WAG (n = 12) Крысы линии НИСАГ (n = 12)
Стандартная диета Жировая диета Стандартная диета Жировая диета
Масса тела, г 323 ± 16 330 ± 35 362±21* 402 ± 42*
Масса эпидидимального жира, г 2,9 ± 0,1 3,6 ± 0,2## 1,6 ± 0,2** 1,9 ± 0,3**
Систолическое АД, мм рт. ст. 124 ± 11 130 ± 15 169±24* 186±35*
Диастолическое АД, мм рт. ст. 99 ± 10 85 ± 12 118 ± 22 146 ± 28*
Содержание глюкозы, ммоль/л 4,4 ± 0,1 5,1 ± 0,2# 5,2 ± 0,2* 4,7 ± 0,2*
Содержание общего ХС, мг/дл 66,6 ± 2,1 78,4 ± 3,8# 52,7 ± 1,2** 54,2 ± 3,2**
Содержание ХС ЛПВП, мг/дл 42,4 ± 2,2 36,8 ± 1,5# 32,1 ± 3,2** 33,6 ± 2,8*
Содержание ТГ, мг/дл 75,2 ± 4,8 130,8 ± 14,5# 83,6 ± 4,1 112,3 ± 12,7#
Содержание СЖК, мг/дл 12,1 ± 1,4 24,4 ± 3,2## 26,2 ± 2,5** 23,1 ± 1,6
Содержание ТОТ-а, пг/мл 7,9 ± 0,9 19,7 ± 2,6# 14,3 ± 1,6** 18,2 ± 2,7
Содержание ИЛ-6, пг/мл 36,1 ± 3,5 115,8 ± 22,8# 35,9 ± 2,7 60,6 ± 12,3#**
Содержание кортикостерона, нмоль/л 151,9 ± 35,2 256,9 ± 46,9 174,4 ± 52,8 124,4 ± 63*
ДНК-связывающая активность PPAR-a, отн. ед. 1,00 ± 0,08 0,86 ± 0,09# 0,81 ± 0,06* 1,14 ± 0,10#*
Группа животных и условия эксперимента ДНК-связывающая активность, ЕД/мг белка
PPAR-a PPAR-y
WAG НИСАГ WAG НИСАГ
Интактные 0,306 ± 0,015 0,234 ± 0,02* 0,089 ± 0,003 0,067 ± 0,004*
Введение физиологического раствора 0,322 ± 0,032 0,254 ± 0,038 0,092 ± 0,002 0,072 ± 0,003
Введение ЛПС 0,194 ± 0,025# 0.217 ± 0,023 0,065 ± 0,005# 0,049 ± 0,003#
Введение масла 0,309 ± 0,038 0,245 ± 0,025 0,090 ± 0,001 0,055± 0,004*
Введение безафибрата 0,423± 0,036 0,314 ± 0,046* 0,085 ± 0,006 0,058 ± 0,005*
Введение ЛПС и масла 0,231 ± 0,022 0,169 ± 0,044* 0,068 ± 0,002 0,045 ± 0,004*
Введение ЛПС и безафибрата 0,296 ± 0,035 0,315 ± 0,034 0,074 ± 0,008 0,058 ± 0,004*
Примечание. Знаком # обозначены статистически значимые (р < 0,05) отличия от величин соответствующих показателей животных, которым вводился физиологический раствор.
содержанием глюкозы (на 16 %), СЖК (на 116 %), провоспалительного цитокина TNF-a (на 81 %). Уровень общего ХС и ХС ЛПВП у крыс НИСАГ был статистически значимо снижен на 26 и 32 % соответственно в сравнении с крысами WAG (см. табл. 1). Вместе с тем по содержанию кор-тикостерона, ТГ и ИЛ-6 линии животных достоверно не различались. При исследовании ДНК-связывающей активности PPAR-a и -у в ядерном экстракте печени крыс обнаружено (табл. 1, 2), что у крыс НИСАГ она соответственно на 25 и 30 % меньше, чем у крыс линии WAG.
Содержание на жировой диете приводило к развитию метаболических нарушений, характерных для метаболического синдрома, у крыс линии WAG, но не НИСАГ (см. табл. 1). У крыс линии WAG наблюдалось достоверное повышение массы эпидидимального жира, базального уровня глюкозы (на 16 %), общего ХС (на 18 %), ТГ (на 74 %), СЖК (на 90 %) и снижение уровня ХС ЛПВП на 15 % в сыворотке крови. Известно, что жировая диета индуцирует продукцию воспалительных цитокинов. У крыс WAG она стимулировала повышение концентрации TNF-a и ИЛ-6 в
& g
и
45-, 4035302520151050
60 120 Время, мин
180
ч 35п I 30-
25-
20-
15-
10-
&
g 5-
U
60 120 Время, мин
180
Рис. Влияние жировой диеты на толерантность к глюкозе крыс линии WAG (а) и НИСАГ (б). 1 - стандартная диета, 2 - жировая диета
сыворотке крови (в 2,5 и 3 раза соответственно), в то время как у крыс НИСАГ - менее значительно, при этом не оказывая существенного влияния на базальный уровень глюкозы, общего ХС, ХС ЛПВП и СЖК. Важно отметить, что, если крысы WAG отвечали на жировую диету почти двукратным повышением уровня кортикостерона в крови, то у крыс НИСАГ он достоверно не изменялся (см. табл. 1). При использовании теста на толерантность к глюкозе было обнаружено, что у крыс WAG жировая диета вызывает значительное повышение уровня глюкозы во все исследуемые временные интервалы (60, 120, 180 мин) (см. рисунок, а), в то время как у крыс НИСАГ достоверных изменений уровня глюкозы не наблюдалось (см. рисунок, б). Влияние жировой диеты на ДНК-связывающую активность PPAR-a у крыс WAG и НИСАГ носило реципрокный характер: в печени крыс WAG оно уменьшалось на 15 %, а в печени крыс НИСАГ повышалось на 29,5 % (см. табл. 1).
Некоторые схожие с выявленными у крыс линии НИСАГ метаболические отклонения наблюдали ранее у спонтанно гипертензивных крыс линии SHR, которые также более резистентны к развитию метаболических нарушений при содержании на жировой диете, чем крысы Wistar [13]. Базовый уровень общего ХС и ХС ЛПВП и антиоксидантный статус у крыс НИСАГ и SHR [9] ниже, чем у животных их генезисных линий. У крыс SHR уменьшение содержания ХС является следствием низкой активности скваленсинта-зы, но высокой активности ключевых ферментов мевалонатного пути, что приводит к увеличению синтеза изопреноидов, усиливающих различные провоспалительные сигналы через пренилирова-ние малых ГТФаз [7]. Устойчивость к висцеральному ожирению, индуцированному жировой диетой, проявляется также у крыс линии SPORTS
с высоким уровнем адреналина, что свидетельствует о вовлечении в этот процесс бета-адренер-гических путей [8].
Обнаруженный нами повышенный уровень TNF-a у крыс НИСАГ свидетельствует о возможном провоспалительном статусе у этой линии животных. Поэтому мы исследовали влияние введения ЛПС E. coli и активатора PPAR-a беза-фибрата, обладающего гиполипидемическими и противовоспалительными свойствами, на ли-пидный спектр и ДНК-связывающую активность PPAR-a и -у.
Через 24 ч после введения бактериального ЛПС ДНК-связывающая активность PPAR-a в печени крыс WAG снижалась приблизительно на 40 %, в то время как у крыс НИСАГ достоверно не изменялась, активность PPAR-у у крыс обеих линий уменьшалась на 31 и 32 % соответственно (см. табл. 2). Введение ЛПС не приводило к достоверным изменениям АД и уровня липидов крыс изучаемых линий (табл. 3). Введение безафибра-та стимулировало повышение ДНК-связывающей активности PPAR-a в печени у крыс линии WAG (приблизительно на 40 %), но не оказывало достоверного влияния на активность этого транскрипционного фактора у крыс линии НИСАГ по сравнению с контролем (введение персикового масла) (см. табл. 2). При этом активность PPAR-a у крыс НИСАГ оставалась на 34,7 % меньше, чем у крыс WAG. Как и ожидалось, безафибрат снижал уровень ТГ в плазме крови приблизительно на 60 % у обеих линий (см. табл. 3). Однако одновременно наблюдалось уменьшение содержания ХС ЛПВП в 2 раза, более выраженное у крыс НИСАГ, чем у крыс WAG. Введение ЛПС на фоне предварительных инъекций безафибрата приводило к гибели 50 % животных линии НИСАГ, но не WAG, с признаками кровотечений в носовой и брюшной полости, характерных для тромбогеморрагиче-
Таблица 4
Влияние постоянного освещения на содержание липидов, глюкозы и кортикостерона крови и белка PPAR-a в печени крыс линии НИСАГ и WAG
Таблица 3
Влияние ЛПС и безафибрата на содержание липидов в сыворотке крови крыс
линий WAG и НИСАГ, мг/дл
Группа животных и условия эксперимента Триглицериды Общий холестерин Холестерин ЛПВП
WAG НИСАГ WAG НИСАГ WAG НИСАГ
Интактные 111,0 ± 9,5 123,0 ± 11,2 79,5 ± 3,8 62,2 ± 5,4** 50,5 ± 2,3 37,5 ± 2,2**
Введение физиологического раствора 105 ± 8,1 115 ± 10,2 74,4 ± 4,1 59,5 ± 3,2** 47,1 ± 4,1 36,2 ± 2,4**
Введение ЛПС 125,0 ± 9,6 134,0 ± 11,2 84,1 ± 4,5 57,4 ± 5,8** 54,6 ± 5,1 35,3 ±3,1**
Введение масла 87,9 ± 9,1 83,7 ± 8,4 86,6 ± 5,7 81,5 ± 8,3 52,2 ± 2,5 45,6 ± 2,8
Введение безафибрата 76,5 ± 7,2 75,4 ± 6, 9 67,8 ± 6,2 57,0 ± 4,2* 39,1 ± 3,1 23,2 ± 1,8*
Введение ЛПС и масла 112,8 ± 10,6 95,9 ± 9,3 80,4 ± 7,2 67,32 ± 5,2 46,2 ± 3,9 46,78 ± 4,4
Введение ЛПС и безафибрата 81,4 ± 7,4 126,6 ± 10,5* 70,2 ± 6,3 65,5 ± 5,8 42,4 ± 4,9 32,2 ± 3,1*
Показатель Крысы линии WAG (n = 10) Крысы линии НИСАГ (n = 10)
Нормальный световой режим Постоянное освещение Нормальный световой режим Постоянное освещение
Масса тела, г 363 ± 18 327 ± 35# 348 ± 22 341 ± 42
Содержание глюкозы, ммоль/л 4,5 ± 0,1 3,4 ± 0,2# 5,3 ± 0,3* 4,32 ± 0,3#-*
Содержание общего ХС, мг/дл 78,8 ± 3,2 68,9 ± 2,6# 62,1 ± 3,5** 49,1 ± 2,3#-**
Содержание ХС ЛПВП, мг/дл 49,5 ± 1,2 35,2 ± 2,3## 37,1 ± 2,9** 28,2 ± 2,3##-*
Содержание ТГ, мг/дл 118,0 ± 6,6 74,4 ± 3,7## 116,0 ± 6,9 76,8 ± 2,8##
Содержание кортикостерона, нмоль/л 148,2 ± 56,7 501,9 ± 137,8# 134,8 ± 50,6 390,9 ± 113,0#*
Белковая экспрессия РРАЯ-а в печени, отн. ед. 1,00 ± 0,05 0,91 ± 0,06 1,12 ± 0,04* 1,38 ± 0,07#-*
Примечание. Знаком # обозначены статистически значимые отличия от величин соответствующих показателей животных, содержащихся при нормальном освещении (# - прир < 0,05, ## - прир < 0,01).
ского синдрома. Токсическое воздействие ЛПС, выявленное на фоне безафибрата у крыс НИСАГ, ассоциировалось с уменьшением концентрации ХС ЛПВП и повышением содержания ТГ (соответственно на 42 и 68 % в сравнении с введением только ЛПС). Результаты свидетельствуют, что крысы линии НИСАГ, имеющие низкий уровень ЛПВП, более чувствительны к эндотоксину при действии безафибрата, который может индуцировать врожденные реакции иммунного ответа за счет уменьшения защитной функции ЛПВП [10] и оказывать депрессивное влияние на формирование клеток, участвующих в реакциях адаптивного иммунитета.
Содержание крыс при постоянном освещении (табл. 4) привело к достоверному снижению массы тела у крыс WAG, не вызвав изменения этого показателя у крыс НИСАГ, и в результате межлинейные различия нивелировались. Воздействие постоянного освещения на показатели углеводно-
го обмена проявилось в уменьшении базального уровня глюкозы в сыворотке крови у животных обеих исследованных линий, причем крысы нор-мотензивной линии WAG проявили более значительное снижение показателя (на 25 %) по сравнению с гипертензивными животными линии НИСАГ (на 20 %).
Постоянное освещение приводило к росту содержания кортикостерона в сыворотке крови крыс, в большей степени выраженному у животных линии WAG, чем у крыс НИСАГ (в 3,4 и 2,9 раза соответственно по сравнению с базальным уровнем). При этом наблюдалось снижение всех исследованных показателей липидного обмена в крови, более выраженное у крыс линии WAG (см. табл. 4). Относительное содержание белка PPAR-a в печени крыс НИСАГ было на 12 % выше, чем у крыс линии WAG при нормальном световом режиме. Постоянное освещение привело к выраженному увеличению содержания белка
PPAR-a в печени крыс линии НИСАГ (на 23 %), но не у крыс линии WAG, у которых оно, напротив, несколько снижалось (на 9 %). В тесте на толерантность к глюкозе было выявлено, что постоянное освещение вызывало значительный рост и последующее замедленное снижение содержания углевода в крови в ответ на инъекцию глюкозы у животных обеих линий по сравнению с содержанием при нормальном световом режиме. Влияние постоянного освещения на утилизацию глюкозы в данном тесте оказалось более выраженным у крыс линии НИСАГ.
ВЫВОДЫ
1. Крысы линии НИСАГ в сравнении с крысами WAG характеризуются сниженным содержанием общего ХС, ХС ЛПВП, но повышенным уровнем СЖК и TNF-a в крови, а также сниже-ной ДНК-связывающей активности PPAR-a и g в печени.
2. Крысы линии НИСАГ в сравнении с крысами WAG более устойчивы к развитию признаков метаболического синдрома при их содержании на жировой диете.
3. Крысы линии НИСАГ, имеющие низкий уровень ЛПВП, более чувствительны к эндотоксину при действии безафибрата, который может индуцировать врожденные реакции иммунного ответа за счет снижения защитной функции ЛПВП.
4. Уровень кортикостерона в крови у крыс линии НИСАГ повышается в значительно меньшей степени, чем у крыс WAG, в ответ на такие виды стресса, как десинхроноз и жировая диета.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Бузуева И.И., Филюшина Е.Е., ШмерлингМ.Д. и др. Структурная характеристика коры надпочечников крыс с наследственной индуцированной стрессом артериальной гипертензией в позднем периоде постнатального развития // Бюл. эксперим. биол. мед. 2012. 153. (9). 380-383.
2. Маркель А.Л., КалашниковаЕ.В., Горякин С.В. и др. Характеристика функциональной активности симпатоадреналовой системы у гипертензивных крыс линии НИСАГ // Бюл. эксперим. биол. мед. 2006. 141. (3). 244-247.
3. Маркель А.Л., Шишкина Г.Т. Генетические корреляции между ответом артериального давле-
ния на эмоциональный стресс и концентрацией a1-рецепторов в различных отделах мозга // Генетика. 1992. 28. (11). 130-133.
4. Пивоварова Е.Н., Душкин М.И., Перепечае-ва М.Л., Кобзев В.А., Труфакин В.А., Маркель А.Л. Признаки метаболического синдрома у гипертензивной линии крыс НИСАГ ассоциируются с ростом активности транскрипционных факторов PPAR, LXR, PXR и CAR в печени // Биомедицинская химия. 2011. 57. (4). С. 480-489.
5. Тинников А.А., БажанН.М. Определение глю-кокортикоидов в плазме крови и инкубатах надпочечников методом конкурентного белкового связывания // Лаб. дело. 1984. 12. (7). С. 709-713.
6. ХворостоваЮ.В., Горякин С.В., ПетроваГ.В. и др. Характеристика функций гипотоламо-гипофи-зарно-адренокортикальной системы у гипертензив-ных крыс линии НИСАГ // Рос. физиол. журн. 2002. 92. (11). 1423-1432.
7. Han J., Jiang D-M., Du C-Q. Alteration of enzyme expressions in mevalonate pathway: possible role for cardiovascular remodeling in spontaneously hypertensive rats // Circ. J. 2011. 75. (6). 1409-1417.
8. Hattori A., Mawatari K., Tsuzuki S. et al. Beta-adrenergic-AMPK pathway phosphorylates acetyl-CoA carboxylase in a high-epinephrine rat model, SPORTS // Obesity (Silver Spring). 2010. 18. (1). 48-54.
9. Kitts D.D., Yuan Y. V., Godin D.V. Plasma and lipoprotein lipid composition and hepatic antioxidant status in spontaneously hypertensive (SHR) and normotensive (WKY) rats // Can. J. Pharmacol. 1998. 76. (2). 202-209.
10. Liu D., Ji L., Zhang D. et al. Nonenzymatic glycation of high-density lipoprotein impairs its anti-inflammatory effects in innate immunity // Diabetes Metab. Res. Rev. 2012. 28. (2). 186-195.
11. Markel A.L., Redina O.E., Gelinsky M.A. et al. Neuroendocrine profiling in inherited stress-induced arterial hypertension rat strain with stress-sensitive arterial hypertension // J. Endodocrinol. 2007. 195. (3). 439-450.
12. Mormede P., Foury A., Barat P. et al. Molecular genetics of hypothalamic-pituitary-adrenal axis activity and function // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2011. 1220. 127136.
13. Van den Brandt J., Kovacs P., Kloting I. Metabolic features in disease-resistant as well as in spontaneously hypertensive rats and newly established obese Wistar Ottawa Karlsburg inbred rats // Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2000. 24. (12). 1618-1622.
PECULIARITIES OF LIPID AND GLUCOSE METABOLISM IN HYPERTENSIVE RATS OF STRAIN ISIAH
Gennagy Gennadevich KOVSHIK1, Marina Valerevna KHRAPOVA12, Mikhail Ivanovich DUSHKINU
1 Institute of Physiology SB RAMS 630117, Novosibirsk, Timakov str., 4
2 Institute of Internal Medicine SB RAMS 630089, Novosibirsk, Boris Bogatkov str., 175/1
The work was aimed at the comparative study of serum lipid profile, glucose, corticosterone, TNF-a, IL6, liver PPAR-a and -g DNA-binding activity and blood pressure levels in six-monthly hypertensive rats of ISIAH strain and normotensive rats of WAG strain under normal conditions and by high-fat diet, injection of E. coli lipopolysaccharide (LPS), bezafibrate, and constant light have been studied. It was found that most studied indices in intact ISIAN rats are distinguished from WAG rats significantly. In contrast to WAG rats, high-fat diet did not lead to sign development of metabolic syndrome in ISIAH rats which however were more sensitive to LPS and bezafibrate exposure and less responsive to constant light. Thus, the ISIAH rats may be a genetic model to uncover novel mechanisms of resistance to metabolic syndrome, hypersensitivity to inflammatory stimuli and adaptation resources of organism.
Key words: hypertensive ISIAN rats, lipid and glucose metabolism, high-fad diet, bacterial endotoxin, desynchro-nosis, PPAR, corticosterone.
Kovshik G.G. - postgraduate student, e-mail: midushkin@soramn.ru
Khrapova M.V. - candidate of biological sciences, senior researcher, e-mail: marina.chrapova@gmail.com Dushkin M.I. - doctor of medical sciences, professor, head of laboratory for molecular and cellular mechanisms, e-mail: midushkin@soramn.ru
