CC BY
63
CASE REPORT
Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky Olomouc. Czech. Repub. 2013; 157 (4): 363—6.
62. Gagliano N., Carinci F., Moscheni C. et al. New insights in collagen turnover in orofacial cleft patients. Cleft Palate Craniofac. J. 2010; 47 (4): 393—9.
63. Nikopensius T., Kempa I., Ambrozaityte L. et al. Variation in FGF1, FOXE1, and TIMP2 genes is associated with nonsyndromic cleft lip with or without cleft palate. Birth. Defects. Res. A. Clin. Mol. Teratol. 2011; 91 (4): 218—25.
64. Pelikan R.C., Iwata J., Suzuki A., Chai Y., Hacia J.G. Identification of candidate downstream targets of TGF|3 signaling during palate development by genome-wide transcript profiling. J. Cell. Biochem. 2013; 114 (4): 796—807.
65. Baliver L., Lazaryev A., Groffen J., Heisterkamp N., Decler Y., Kaartinen V. TGF|-inducted palatogenesis requires matrix metalloproteinases. Mol. Biol. 2001; 12 (5): 1457—66.
66. Blavier L., Lazaryev A., Groffen J., Heisterkamp N., DeClerck Y.A., Kaartinen V. TGF-beta3-induced palatogenesis requires matrix metalloproteinases. Mol. Biol. Cell. 2001; 12 (5): 1457—66.
67. Miettinen P.J., Chin J.R., Shum L., Slavkin H.C., Shuler C.F., Derynck R., Werb Z. Epidermal growth factor receptor function is necessary for normal craniofacial development and palate closure. Nature Genet. 1999; 22 (1): 69—73.
68. Okano J., Suzuki S., Shiota K. Involvement of apoptotic cell death and cell cycle perturbation in retinoic acid-induced cleft palate in mice. Toxicol. Appl. Pharmacol. 2007; 221 (1): 42—56.
69. Nawshad A., LaGamba D., Hay E.D. Transforming growth factor beta (TGFbeta) signalling in palatal growth, apoptosis and epithelial mesenchymal transformation (EMT). Arch. Oral. Biol. 2004; 49 (9): 675—89.
70. Ke C.Y., Xiao W.L., Chen C.M., Lo L.J., Wong F.H. IRF6 is the mediator of TGFß3 during regulation of the epithelial mesenchymal transition and palatal fusion. Sci. Rep. 2015; 5: 12791. doi: 10.1038/ srep12791.
71. Greene RM., Pisano M.M. Perspectives on growth factors and orofacial development. Curr. Pharm. Des. 2004; 10 (22): 2701—17.
72. Mamedov А.А., Frolova L.E. Atlas of Surgical Treatment of Children with Congenital Cleft Lip and Palate. [Atlas khirurgicheskikh sposobov lecheniya detey s vrozhdennoy rasshchelinoy guby I neba]. Moscow; 1985. (in Russian)
73. Artyushkevich A.S., Ruman G.M. Early Surgical Treatment Wrong Cleft Lip and Palate: Textbook. [Rannee khirurgicheskoe lechenie vrozhdennykh rasshchelin verkhney guby i neba] Minsk, 2002. (in Russian)
Поступила 18.12.16
Сведения об авторах:
Смирное Иван Евгеньевич, доктор мед. наук, проф., гл. науч. сотр. НИИ педиатрии ФГАУ НЦЗД Минздрава России, e-mail-smirnov@nczd.ru; Мамедое Адиль Аскероеич, доктор мед. наук, проф. зав. каф. стоматологии детского возраста и ортодонтии «Первого МГМУ им. И.М. Сеченова», e-mail- mmachildstom@mail.ru
инический случай
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2016 УДК 616.24-004--06:616.24-002-022.7]-085
Симонова О.И.1, Воронина О.Л.2, Гориноеа Ю.В.1, Амелина Е.Л.4, Буркина Н.И.1, Лазарева А.В.1, Кунда М.С.2, Рыжова Н.Н.2, Черневич В.П.1
ОСОБЕННОСТИ ЛЕЧЕНИИ ПАЦИЕНТА С МУКОВИСЦИДОЗОМ ПРИ СМЕШАННОМ МИКРОБНОМ ИНФИЦИРОВАНИИ ОРГАНОВ ДЫХАНИЯ, В ТОМ ЧИСЛЕ PANDORAEA PNOMENUSA
1Научный центр здоровья детей Минздрава России, 119991, г. Москва, Ломоносовский просп., д. 2, стр. 1; 2Федеральный научно-исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии им. почетного академика Н.Ф. Гамалеи Минздрава России, 123098, г Москва ул. Гамалеи, д. 18; 'Научно-исследовательский институт пульмонологии ФМБА России, 105077, г. Москва, 11 Парковая ул., д. 32, корп. 4
Инфекция дыхательных путей — главная причина осложнений и смерти больных муковисцидозом (МВ). Особые опасения вызывают трансмиссивные штаммы грамотрицательных неферментирующих бактерий порядка Burkholderiales: Burkholderia cepacia complex, Achromobacter spp., Pandoraea spp. В статье впервые представлен клинический случай смешанного микробного инфицирования пациента с МВ с участием Pandoraea pnomenusa. Изложены особенности диагностики и лечения больного на протяжении 20 лет, описаны данные обследования пациента и микробиоты его дыхательных путей. Показано, что своевременная идентификация P. pnomenusa с помощью масс-спектрометрии MALDI-TOF и молекулярно-генетических методов способствовала изоляции пациента в стационаре, переводу его на стационарозамещающую терапию, что предотвратило кросс-инфицирование других больных МВ. Постоянный микробиологический контроль выявил нарастание антибиотикорезистентности P. pnomenusa. Согласование антибиотикотерапии с резистомом всех выявленных микроорганизмов позволило разработать эффективную схему лечения, способствовавшую сокращению P. aeruginosa и P. pnomenusa в мокроте пациента с МВ до минорных количеств и сохранению такого баланса микроорганизмов в течение полугода.
Для корреспонденции: Симонова Ольга Игоревна, доктор мед. наук, зав. отд-нием пульмонологии и аллергологии ФГАУ НЦЗД Минздрава России, e-mail: oisimonova@mail.ru
КЛИНИЧЕСКИЙ СЛУЧАЙ
Ключевые слова: муковисцидоз; смешанное инфицирование Pandoraea pnomenusa; микробиота дыхательных путей; рентгеновская компьютерная томография; масс-спектрометрия MALDI-TOF; молекулярно-генетические методы.
Для цитирования: Симонова О.И., Воронина О.Л., Горинова Ю.В., Амелина Е.Л., Буркина Н.И., Лазарева А.В., Кунда М.С., Рыжова Н.Н., Черневич В.П. Особенности лечения пациента с муковисцидозом при смешанном микробном инфицировании органов дыхания, в том числе Pandoraea pnomenusa. Российский педиатрический журнал. 2016; 19 (2): 113-122. DOI 10.18821/1560-9561-2016-19(2)-113-122
Simonova O.I.1, Voronina O.L.2, Gorinova Yu.V.1, Amelina E.L.4, Burkina N.I.1, Lazareva A.V.1, Kunda M.S.2, Ryzhova N.N.2, Chernevich V.P.1
FEATURES OF THE TREATMENT OF THE CYSTIC FIBROSIS PATIENT WITH MIXED MICROBIAL RESPIRATORY INFECTION, INCLUDING PANDORAEA PNOMENUSA.
1 Scientific Centre of Children Health, 2, bld. 2, Lomonosov avenue, Moscow, 119991, Russian Federation; Federal Centre of Epidemiology and Microbiology, named after N.F. Gamaley, 16, Gamalei Str., Russian Federation, Moscow, 123098; 3 Research Institute of Pulmonology 32/61, bld. 4, 11-Parkovaya str., Moscow, 105077, Russian Federation
Respiratory tract infection is a major cause of complications and death in patients with cystic fibrosis (CF). Transmissible strains of Gram-negative non-fermenting Burkholderiales bacteria: Burkholderia cepacia complex, Achromobacter spp, Pandoraea spp. are quite alarming. In the paperfirstly there is presented a clinical case with mixed microbial infection of the CF patient with involvement of Pandoraea pnomenusa. There are reportedfeatures of diagnosis and treatment of a patient throughout 20 years, described the data of the examination of the patient and his airway microbiota. Timely identification of P. pnomenusa with the use of mass spectrometry MALDI-TOF and the molecular genetic techniques was shown to contribute to the isolation of the patient in the hospital, his transfer to the inpatient substitution therapy, that prevented the cross-infection of other CF patients. Permanent microbiological control revealed an increase of the antibiotic resistance of P. pnomenusa. The congruence of the antibiotic therapy with resistome of all identified microorganisms has allowed to develop an effective treatment schedule, which promoted to the elimination of P. aeruginosa and P. pnomenusa in the sputum of CF patients to minor amounts and preservation of this balance of microorganisms in the next six months.
Keywords: cystic fibrosis; mixed infection with Pandoraea pnomenusa; microbiota of the respiratory tract; the X-ray computed tomography; mass spectrometry MALDI-TOF; molecular genetic techniques.
For citation: Simonova O.I., Voronina O.L., Gorinova Yu.V., Amelina E.L., Burkina N.I., Lazareva A.V., Kunda M.S., Ryzhova N.N., Chernevich V.P. Features of the treatment of the cystic fibrosis patient with mixed microbial respiratory infection, including Pandoraea Pnomenusa. Rossiiskii Pediatricheskii Zhurnal (Russian Pediatric Journal) 2016; 19 (2): 113-122. (In Russ.) DOI: 10.18821/1560-9561-2016-19(2)-113-122
For correspondence: OlgaI. Simonova, M.D., Ph.D., D.Sci., Head of the Department of pulmonology and allergology, E-mail: oisimonova@mail.ru Information about authors:
Simonova O.I., http://orcid.org/0000-0002-3236-6942
Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.
Funding. The study had no sponsorship.
Received 11.01.16 Accepted 20.01.16
уковисцидоз (МВ) (Е84.0-84.9 по МКБ-10) — моногенное заболевание с аутосомно-рецессивным типом наследования, характеризующееся поражением всех экзокринных желез. Ранняя его диагностика, всесторонние лечебно-реабилитационные подходы, стационарозамещаю-щие технологии привели к увеличению продолжительности и качества жизни пациентов с МВ (медиана выживаемости — 39,5 лет) в нашей стране [1—2], что отражает публикуемый с 2014 r. регистр больных МВ [4]. Однако смешанная инфекция дыхательных путей остается главной причиной осложнений и смерти больных МВ во всем мире [5, 6].
Мукоцилиарный транспорт, являющийся проти-вомикробной защитой, при МВ практически не работает. Условия для размножения бактерий в бронхиальной системе формируются у детей уже на первом году жизни [7—9]. Первыми микроорганизмами, которые инфицируют дыхательные пути, являются Staphylococcus aureus и Haemophilus influenzae, далее присоединяется Pseudomonas aeruginosa [9—12].
Особого внимания заслуживают так называемые появляющиеся (emerging) микроорганизмы, к которым относят Burkholderia cepacia complex (Bcc), Ach-
romobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia, Ralsto-nia spp, Pandoraea spp. [12].
Род Pandoraea (Kingdom: Bacteria; Phylum: Pro-teobacteria; Class: Beta Proteobacteria; Order: Burkholderiales; Family: Burkholderiaceae; Genus: Pandoraea), являющийся одним из самых молодых в порядке Burkholderiales в настоящее время насчитывает 9 видов: P. apista, P. faecigallinarum, P. norimbergensis, P. oxa-lativorans, P. pnomenusa, P. pulmonicola, P. sputorum, P. thiooxydans, P. vervacti [12, 14].
Установлено, что представители P. apista, P. pnomenusa, P. pulmonicola, P. sputorum могут вызывать хронические инфекции у больных МВ и быть трансмиссивными [13—14]. P. apista была выявлена у кросс-инфицированных МВ пациентов в Дании [15] и двух МВ больных в США [16], P. pnomenusa — у МВ пациентов Германии и Великобритании [17] и у не-МВ больного в США после трансплантации легких [18], P. sputorum колонизировала легкие МВ пациентов в Австралии [19], Испании [20, 21], Франции [22], P. pulmonicola — МВ больных Ирландии [23] и Франции [24, 25]. Во всех указанных случаях у пациентов с МВ инфицированию Pandoraea spp. предшествовала колонизация легких P. aeruginosa.
CASE REPORT
P. aeruginosa, заселяя дыхательные пути, стимулирует синтез провоспалительных цитокинов, который повышен в эпителии дыхательных путей больных МВ [26]. Pandoraea spp., в свою очередь, стимулирует секрецию интерлейкина (ИЛ) 6 и в еще большей степени ИЛ8 [27]. Причем уровень секреции цитокинов сопоставим с данными, полученными для P. aeruginosa и Bcc. В таких условиях возникает угроза токсического септического шока.
В отличие от Всс инвазивные свойства отмечены не у всех штаммов Pandoraea: изоляты P. pulmonicola и P. pnomenusa продемонстрировали высокую вирулентность, как на клетках эпителия, так и на личинках Galleria mellonella в работах [23, 27].
Природная множественная лекарственная устойчивость характерна для представителей всех видов Pandoraea. Известная с 2006 г. триада антибиотиков, способных подавлять рост Pandoraea spp. в культуре: тетрациклин, имипенем, бисептол (триметоприм-сульфометоксазол) [17], для ряда штаммов уже не является актуальной в отношении последних двух препаратов [24, 25]. Поэтому своевременное выявление инфекции Pandoraea spp. важно для эффективного лечения МВ.
Однако идентификация Pandoraea spp. осложнена их высоким сходством с другими представителями порядка Burkholderiales. В настоящее время в типировании штаммов Pandoraea spp. используют следующий алгоритм: масс-спектрометрия по технологии время-пролетной регистрации масс-спектров — MALDI-ТоР, амплификация 16S rDNA с родо- и видоспецифическими праймерами [28] или секвени-рование фрагмента 16S rDNA. Поскольку не все базы данных приборов MALDI-ТоР содержат перечень видов Pandoraea, а последовательности генов 16S rDNA имеют высокую степень сходства между видами [29], для видовой идентификации необходимо дополнительно использовать гены белков основного метаболизма, например, ген gyrB, апробированный Coenye Т. и LiPuma J.J. на группе ß-Proteobacteria [29].
Описанию терапии пациента и состояния микробного сообщества его дыхательных путей посвящено настоящее исследование.
Материалы и методы
Пациент С. с детства наблюдался в отделении пульмонологии и аллергологии НЦЗД Минздрава России, после 18 лет — в НИИ пульмонологии ФМБА России. Определение мутаций в гене МВ выполняли в Медико-генетическом научном центре РАМН (Москва) и Laboratoire de Génétique Moléculaire et d'Histocompatibilité, CHU de Brest (Brest, France).
Спирометрию проводили на аппарате Master Screen (Cardinal Health) по общим принципам определения функциональных показателей легких и стандартизации спирометрии [30, 31].
Потовый тест проводили методом пилокарпино-вого электрофореза по Гибсону-Куку (1959).
Компьютерную томографию (КТ) органов грудной клетки проводили на мультиспиральном компьютерном томографе Discovery CT750 HD (GE).
Выделение и идентификацию культур микроорганизмов проводили классическими микробиологическими методами, а также с помощью коммерческих диагностических систем API 20 NE, API 20C AUX (bioMerieux, Франция), AUX COLORTM2 (Bio-Rad, Франция) и анализатора VITEK 2 Compact (bioMerieux, Франция), а также масс-спектрометра MicroFlex (Bruker, Германия).
Масс-спектрометрию выполняли по технологии MALDI-ToF. Каждый образец тестировали в двукратной повторности, снимая спектры в автоматическом режиме (режим детекции — MBT-FC) в диапазоне 2—20 kDa. Для каждого образца получали 240 спектров. Степень достоверности идентификации оценивали по полученным значениям Score. Случаи со Score < 1,7 рассматривали как недостоверные и не учитывали.
Чувствительность к антибиотикам у выделенных микроорганизмов определяли на анализаторе VITEK 2 Compact (bioMerieux, Франция) и диско-диффузионным методом на среде Мюллера— Хинтона. МПК меропенема и имипенема определяли с помощью Е-тестов (BioMerieux). Результаты интерпретировали согласно стандартам МУК 4.2 1890— 04 [31], а также по критериям EUCAST 2014 (The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing) [32].
Выделение ДНК. Лизис клеток культур микроорганизмов проводили, как описано ранее [34]. ДНК из образцов мокроты и аспирата больных МВ выделяли согласно инструкции к набору реактивов «The Maxwell 16 Tissue DNA Purification Kit» на приборе «Maxwell MDX Instrument» («Promega», США).
Идентификацию микроорганизмов в биологическом образце проводили на основе амплификации и секвенирования фрагментов генов 16S rDNA [35]. Для идентификации представителей порядка Burk-holderiales использовали гены gltB, gyrB, recA, проводя амплификацию и секвенирование ДНК с прай-мерами, предложенными для мультилокусного секвенирования (Multi Locus Sequence Typing, MLST) Burkholderia cepacia complex (Bcc) [36] по методике с нашими модификациями [34]. Наиболее вариабельные мишени для Е. coli и P. aeruginosa типировали, согласно схемам MLST [37, 38]
Секвенирование ПЦР продуктов выполняли согласно протоколу к набору BigDye Terminator 3.1 Cycle Sequencing kit на геномном анализаторе Genetic Analyzer 3130 («Applied Biosystems /Hitachi», США). Электрофоретическое разделение продуктов реакции проводили в капиллярах длиной 50 см с использованием полимера POP7.
Анализ последовательностей и выравнивание выполняли с помощью программы CLUSTALW2 [39]. Идентификацию последовательностей генов микроорганизмов проводили с применением BLAST NCBI.
Результаты
Анамнез: Пациент С. 1996 года рождения (мутация F508del/2184insA) в возрасте 7 мес перенес двустороннюю пневмонию (рентгенологически под-
КЛИНИЧЕСКИМ СЛУЧАИ
Таблица 1
Функциональные показатели пациента С.
Дата 12.09.2007 09.12.2008 04.12.2009 19.04.2010 09.12.2011 21.03.2012 15.04.2013 24.03.2014 27.06.2014 14.08.2015 31.08.2015
ФЖЕЛ, л 2,18 2,13 2,18 1,99 2,28 2,15 2,31 2,88 3,49 2,97 3,33
ФЖЕЛ, % 84 75 64 58 59 55 55 64 71 60,4 67
ОФВ1, л 1,86 1,86 1,86 1,55 1,65 1,68 1,77 2,22 2,05 1,73 2,05
ОФВ1, % 85 75 66 55 52 51 51 60 49 41,5 49
ИМТ кг/м2 18,1 18,4 18,0 18,4 18,0 18,5 17,3 20,8 21,3 21,3 21,0
твержденную), тогда впервые был заподозрен «му-ковисцидоз», но расширенного обследования проведено не было. На 1-м году жизни неоднократно отмечали выпадение прямой кишки. Болел острыми бронхитами 2—3 раза в год, требовавшими антибактериальной терапии. Были жалобы на постоянную заложенность носа со слизисто-гнойным вязким отделяемым.
В возрасте 5 лет (май 2001 г.) на рентгенограмме грудной клетки были обнаружены признаки обострения бронхолегочного процесса, на рентгенограмме гайморовых пазух — тотальное затемнение с двух сторон. Для уточнения диагноза ребенок госпитализирован в пульмонологическое отделение НЦЗД РАМН. Диагноз МВ был подтвержден положительным результатом потового теста: хлориды пота = 63,5 ммоль/л. На фоне проведения базисной терапии (ферменты, муколитики, в том числе дорназа-альфа, урсодезоксихолевая кислота, кинезитерапия) была отмечена быстрая положительная клинико-функциональная динамика.
В дальнейшем пациент, находясь под постоянным наблюдением врачей, получал базисную терапию и госпитализировался в период обострения. Показатели функции внешнего дыхания — форсированная жизненная емкость легких (ФЖЕЛ) и объем форсированного выдоха за первую секунду (ОФВ1), а также индекс массы тела (ИМТ) представлены в таблице 1.
С 2009 г. (12 лет) была отмечена неуклонная де-
градация легочной функции: у больного отмечали частые кровохарканья, которые купировали препаратами этамзилата, транексамовой кислоты, ами-нокапроновой кислоты, витамина К. Для уточнения этиологии кровохарканья неоднократно проводили бронхоскопию. В апреле 2009 г. был проведен один курс ингаляционной терапии раствором тобрами-цина в связи с хроническим высевом P. aeruginosa. В дальнейшем пациент получал раствор колистиме-тата натрия в ингаляциях.
В 2010 г наблюдали дальнейшее снижение ОФВ1, значение которого было стабильно в течение последующих полутора лет (табл. 1). По данным КТ (см. рис. а) были выявлены распространенные цилиндрические и мешотчатые бронхоэктазы в обоих легких, подтвержден хронический обструктивный бронхит.
В течение 2011 г. пациент постоянно принимал пероральные антибактериальные препараты (ципро-флоксацин), нестероидные противовоспалительные препараты, трижды был проведен курс внутривенной антибактериальной терапии (меропенем + амикацин — в марте, сентябре и декабре 2011 г.). Однако состояние ребенка было нестабильным. Периодически отмечали примесь крови в мокроте, в период между приемами антибактериальных препаратов — постоянные подъемы температуры до фебрильных значений.
В декабре 2011 г. (в 15 лет) при плановой госпитализации было отмечено ухудшение состояния: вы-
Компьютерная томография органов грудной клетки пациента в динамике: а - до высева РаМогаеа рпотепша (апрель 2010 г.), б - в момент первичного высева Р. рпотепша (декабрь 2011 г.) буллезная полость с размерами 30 х 26 мм в субплевральных отделах С2 верхней доли правого легкого: б - поперечный срез; в - продольный срез.
CASE REPORT
Таблица 2
Спектр высеваемой микрофлоры в биологических образцах пациента
Раздел классифи-кациии Состав микробиоты
Phylum: Firmicutes Proteobacteria
Class: Cocci Gammaproteobacteria Betaproteobacteria
Order: Bacillales Lactobacillales Pseudomonadales Enterobacteriales Pasteurellales Burkholderiales
Family: Staphyloco-ccaceae Entero-coccaceae Pseudo-monadaceae Moraxellaceae Enterobacteriaceae Pasteurel-laceae Burkholderiaceae
Genus: Staphylococcus Enherococcus Pseudomonas Acmetobacteh Klebsiella Escherichia Haemophilus Pycdoryey
Species: S. aureus (1) E. faecalis (2) P. aeruginosa (3) A. bau-mannii (4) A. ca^oa-uehiuus (5) K. pneumoniae (6) E. coli (7) H. influenzae (8) P. pnomenusa (9)
Годы выявления в микробиологическом анализе 2001, 2003— 2013, 2015 2003,2012 2001—2015 2002 2003, 2004 2003, 2004 2011, 2012 2011 13.12.2011— 2015
Примечание Многократно Однократно в течение указанных лет наблюдений Многократно, но отсутствовал при высеве 2, 4, 5, 6 Однократно Однократно в течение указанных лет наблюдений Однократно Многократно
раженная одышка в покое, снижение сатурации гемоглобина кислородом до 88%, влажный кашель, обилие гнойной, трудноотделяемой мокроты, периодически с алым окрашиванием. По данным КТ впервые была выявлена буллезная полость в субплевральных отделах С2 верхней доли правого легкого (см. рис. б, в), что свидетельствовало о возможном риске спонтанного пневмоторакса. На томограмме отмечали также кистовидные бронхоэктазы верхней доли правого легкого, цилиндрические и мешотчатые бронхоэктазы средней и нижней доли правого легкого и С 4, 5, 6, 8 левого легкого; пневмофиброз С4,5 обоих легких. В это же время в мокроте пациента впервые была идентифицирована Pandoraea рпотепша, поэтому содержание и лечение больного в стационаре в дальнейшем проходило в условиях строгой изоляции.
Объем проведенной терапии в стационаре составил: меропенем 2 г дважды в день внутривенно ка-пельно, амикацин 750 мг 1 раз в день внутривенно, дорназа-альфа 2,5 мг 1 раз в день, ипратропия бромид + фенотерол, панкреатин 25 000 и 10 000 ЕД, урсоде-зоксихолевая кислота. На фоне терапии в состоянии подростка была отмечена положительная динамика: самочувствие улучшилось, одышки в покое нет, кашель несколько меньше, мокрота желто-зеленая, без примеси крови, сатурация кислородом 96—97%.
Далее в домашних условиях на фоне двух длительных курсов (21 день) антибактериальной терапии ко-тримоксазолом в состоянии пациента наблюдали положительную динамику: самочувствие улучшилось, одышка менее выражена, температура тела в норме.
Через четыре месяца (март 2012 г.) проведено кон-
трольное КТ органов грудной полости, которое показало, что размеры буллезной полости в С-2 верхней доли правого легкого уменьшились до 23 х 19 мм, стенки стали более плотными, перибронхиальная инфильтрация легочной ткани менее выражена. Выявлено также дальнейшее снижение ОФВ1, сохранившее значение в течение следующего года.
Для стабилизации состояния пациента при госпитализации в апреле 2012 г. (15 лет) проведен курс антибиотикотерапии в соответствии с чувствительностью выделенных штаммов микроорганизмов: цефтазидим 4 г дважды в день внутривенно капель-но, колистиметат натрия 2 млн дважды в день в растворе. В результате проведенной терапии наблюдали снижение количества микроорганизмов в посеве мокроты до единичных колоний.
Госпитализации пациента в возрасте 16 и 17 лет были вызваны обострением бронхолегочного процесса с повышением температуры тела до фебрильных значений, усилением кашля, увеличением мокроты, с прожилками крови, нарастанием аускультативной картины в легких в виде ослабления дыхания с обеих сторон, больше в верхних отделах легких. Анти-биотикотерапия включала: цефепим, цефоперазон + сульбактам, имипенем + циластатин, ко-тримоксазол внутривенно.
В домашних условиях постоянно проводили ингаляции раствора колистиметата натрия и сульперазо-на. Периодически пациент принимал ко-тримоксазол перорально. Состояние пациента удалось стабилизировать. Был отмечен рост ОФВ1 (табл. 1).
После 18 лет пациент наблюдался в Центре муко-
КЛИНИЧЕСКИМ СЛУЧАИ
висцидоза для взрослых НИИ пульмонологии ФМБА России. В июне 2014 г. при спирометрии была определена выраженная бронхиальная обструкция, ИМТ отражал нормальный нутритивный статус (критерии ВОЗ Reportofa WHO Expert Committee, 1995). Была продолжена базисная терапия: проведены плановые курсы антибактериального лечения — препараты ко-тримоксазола и левофлоксацина в течение 14 дней дважды, однократно — препараты цефепима и котри-моксазола внутривенно в течение 14 дней. С 14.08.15 г. отмечали обострение хронического гнойного бронхита, сопровождавшееся подъемом температуры тела до 38,0°С, усилением кашля, увеличением количества мокроты. При исследовании респираторной функции наблюдали снижение ОФВ1 и ФЖЕЛ на 15% от исходного. Пациенту была проведена внутривенная антибактериальная терапия препаратами меропенема и левофлоксацина в течение 21 дня. На фоне проведенного лечения нормализовалась температура тела, уменьшился кашель, снизилось количество мокроты, по данным спирометрии, произошло восстановление респираторной функции (табл. 2).
Анализ микробиоты дыхательных путей. Высев микроорганизмов и определение антибиотикорези-стентности проводили регулярно с момента первой госпитализации больного. В мокроте пациента были представлены фирмикуты и протеобактерии, а также грибы рода Candida. Эпизодически высевали Aspergillus spp. Разнообразие выявленных бактерий представлено в табл. 3. Как показано, у больного во время всего срока наблюдения выделяли S. aureus и P. aeruginosa — самые характерные бактерии, инфицирующие дыхательные пути при МВ.
При ретроспективном анализе данных посевов микроорганизмов обратил на себя внимание факт регистрации в 2001 г. неидентифицированной грам-отрицательной палочки, неферментирующей углеводы. Возможно, это и был первый высев Pandoraea spp., однако образцы не сохранились, что исключило возможность повторных исследований.
Эпизодически высевали Е. faecalis, A. baumannii, A. calcoaceticus, K. pneumoniae, H. influenza, Е. coli. Следует отметить, что при выделении первых четырех бактерий в образцах не обнаруживали P. aerugi-nosa.
С декабря 2011 г. в образцах мокроты стабильно присутствовала P. pnomenusa. Идентификация этого микроорганизма стала возможна благодаря применению MALDI-TOF масс-спектрометрии. Видовая идентификация штамма была проведена, благодаря наличию в приборе обновленной базы данных, содержащей сведения о следующих видах Pandoraea: P. apista, P. norimberqensis, P. pnomenusa, P. pulmoni-ca, Pandorea spp., P. sputorum.
Дополнительно для характеристики микробного сообщества с ноября 2013 г. были использованы молекулярно-генетические методы. В анализе были 4 образца мокроты: 27.11.2013, 21.03.2014, 04.08.2015 и 03.02.2016. Если в образцах 2013 и 2014 гг. преобладала ДНК P. pnomenusa, которую можно было выявить уже по мишени 16S rDNA, то в мокроте 2015 и 2016 гг. изобиловала ДНК Е. coli. Для дальнейшей
характеристики P. pnomenusa использовали мишени MLST Bcc: gltB — ген глутамат синтазы и recA — ген рекомбиназы RecA. Последовательности зарегистрировали в GenBank: Accession Number KM410934 и KM410935, соответственно. По фрагменту гена recA P. pnomenusa пациента С. была сходна на 100% с представленными в GenBank штаммами P. pnomenu-sa DSM 16536 (CP009553.2) и 3kgm (CP006900.2) и на 99% со штаммом RB38 (CP007506.2). По гену gltB отличалась от указанных штаммов четырьмя заменами в нуклеотидной последовательности, лишь одна из которых приводила к замене аминокислотного остатка. Эти данные свидетельствуют об отличии P. pnomenusa пациента С. от штаммов, зарегистрированных в GenBank.
Секвенирование наиболее вариабельных мишеней Е. coli: adk:92; fumC:538, icd:96, также показало наличие нового генотипа. Оба штамма P. aeruginosa, отличавшиеся по антибиотикорезистентности, не различались по наиболее вариабельным мишеням MLST.
В течение всего наблюдения у выявленных штаммов определяли чувтвительность к антибиотикам. Для S. aureus антибиотикограмма не претерпела существенных изменений, тогда как для P. pnomenusa изменения затронули целый ряд позиций (табл. 3). Прежде всего, следует отметить, что уже в 2011 г. штамм отличала устойчивость к аминогликозидам, фторхинолонам, антимикробным пептидам, амфе-николам. В группе цефалоспоринов наблюдалась избирательная чувствительность к цефипиму и комбинированному препарату сульперазон (цефоперазон/ сульбактам). В группе карбапенемов первоначально была чувствительность к имипенему, в группе пе-нициллинов наблюдалась чувствительность только к препаратам в сочетании с ингибиторами карба-пенемаз: пиперацилин/тазобактам и тикарциллин/ клавуланат (Тиментин). Из сульфаниламидов ко-тримоксазол (бисептол) был способен подавлять рост P. pnomenusa. Однако в 2015 г. перечень препаратов, ингибирующих рост P. pnomenusa, сократился до сульперазона, что подтверждает высокую скорость адаптации к антимикробным препаратам у представителей порядка Burkholderiales. Следует отметить, что наблюдения 2012 и 2013 гг. выявили чувствительность P. pnomenusa к тетрациклину и левомицетину, но далее эти препараты в проверке антибиотикорези-стентности задействованы не были.
P. aeruginosa заслуживает отдельного внимания, поскольку с середины 2012 г. в высевах, как правило, присутствовали штаммы, различающиеся по фенотипу и антибиотикорезистентности. Один из штаммов к 2016 г. приобрел устойчивость к цефалоспоринам, аминогликозидам (кроме тобрамицина), карбапене-мам, фторхинолонам, пенициллинам, сохранив чувствительность только к колистину и азтреонаму.
Таким образом, для двух представителей микро-биома дыхательных путей существенно сократился перечень актуальных в терапии препаратов.
Следует обратить внимание также на порядок забора мокроты для анализа на микроорганизмы. По результатам исследования порций мокроты, взятых
CASE REPORT
a s
4 IQ Й H
ffl u и s s и В w 5 £ К a K
Bis
5 s i
^ В о H
S и
II
С
ü
u s И H и
о С a
я
о -ö е
я я
я а ¡3
а
& В fe" S Ü '
и В " Я Я
3 R м га В
¡5 В а « н
в £ и Я
5 и в « в &
к ¡3 ю н
¿ ¡5 t^ и К & в к
« а в §
¿H"! в
и о, S в
В R
Я Е S В ®
Ó 3 о Я о Ä & и 8" я 2 «
яя л В
Я я
К " К
Я 3 5
К га В 1С S
§ з 1 ёя
I в а« s § з ü & g ¡s § к § & | 4
Я В ч
<N<N<N<N<N<N<N<N<N<N
CT
у пациента последовательно в течение короткого промежутка времени, мы наглядно показали отличия между образцом № 1, в котором была примесь микроорганизмов из верхних дыхательных путей, и № 2, содержащим микроорганизмы из нижних дыхательных путей. Если в первом образце преобладал S. aureus, присутствовали в умеренном количестве С. albicans, P. aeruginosa, Е. coli и отсутствовала P. pnomenusa, то во втором преобладала Е. coli, присутствовала в умеренном количестве P. pnomenusa, в небольшом количестве P. aeruginosa, в следовых
— S. aureus, С. albicans отсутсвовала. Таким образом, при контроле эффективности антибиотикотерапии для получения достоверных результатов необходимо по возможности получать образцы из более глубоких отделов дыхательных путей пациента.
О бсуждение
Впервые представлен анамнез болезни пациента с МВ, инфицированного P. pnomenusa. Анамнез прослежен с рождения до 20-летнего возраста больного. Комплекс микроорганизмов, отягчающих течение заболевания, наряду с хронической инфекцией S. aureus и P. aeruginosa включал P. pnomenusa, предположительно, колонизировавшей дыхательные пути больного еще в 5 лет, но достоверно идентифицированной в 15-летнем возрасте пациента. Транзиторными следует признать Е. faecalis, A. bauman-nii, A. calcoaceticus, K. pneumoniae, H. influenza. Е. coli, преобладающая в образцах мокроты в последние полгода, требует дальнейшего наблюдения для доказательства хронизации инфекции. С моментом идентификации P. pnomenusa совпадает ухудшение состояния пациента и выявление морфологических изменений в легких. Тем не менее, состояние пациента удалось стабилизировать и к августу 2015 г. сократить количество P. aeruginosa и P. pnomenusa, выявленных в мокроте, до минорных количеств. Последующая терапия в течение полугода способствовала сохранению такого баланса микроорганизмов.
В России это первый случай выявления Pandoraea spp. у больного МВ. В зарубежной литературе мы нашли 16 анамнезов пациентов с МВ, инфицированных Pandoraea spp. 4 случая
— P. sputorum: пациенты 13—32 лет
КЛИНИЧЕСКИМ СЛУЧАИ
со сроком наблюдения после инфицирования от нескольких месяцев до 5 лет. Во всех случаях отмечали ухудшение функции легких. Несмотря на интенсивность предпринятой терапии, эрадикации P. sputorum не удалось достичь ни у одного пациента [19—22].
6 случаев — P. apista, как результат кросс-инфицирования в центре МВ в Копенгагене (Дания) [15]. Пациенты 20—24 лет, инфицированные P. apista в течение 6—7 лет. Во всех случаях наблюдали ухудшение функции легких, одной пациентке провели двухстороннюю трансплантацию легких, другая находилась в листе ожидания трансплантации. В 4-х случаях комплексная терапия помогла стабилизировать состояние пациентов, но не способствовала элиминации P. apista. У одной пациентки через год после инфицирования В. multivorans перестали высевать P. aeruginosa, а через 1,5 года — P apista, что авторы трактуют, как вытеснение одним патогенным микроорганизмом других. У пациентки, перенесшей трансплантацию, более P apista не обнаружена.
7 случаев P. pulmonicola, 6 из них — пример эпидемического распространения штамма в центре МВ в Нице (Франция). Пациенты 18—64 лет. Самый старший был инфицирован P. pulmonicola в течение 8 лет до смертельного исхода. Еще двое умерли после трансплантации легких. Троих удалось стабилизировать, но после значительного ухудшения функции легких [25]. Случай, описанный Kokcha S. и соавт. [24], также является примером неудачной трансплантации легких пациенту, инфицированному P. pulmonicola, по крайней мере, в течение года. На 19-й день после трансплантации в бронхоальвеолярном лаваже была обнаружена P. pulmonicola, через 3 нед пациент скончался.
Описание анамнеза пациентов с МВ, инфицированных P. pnomenusa, в зарубежной литературе также отсутствует. Stryjewski M.E. и соавт. опубликовали сведения о пациенте с саркоидозом легких, который был заражен P. pnomenusa после или во время операции по трансплантации легких. P. pnomenusa была обнаружена в крови больного на 8-й день после операции. Сепсис стал причиной смерти пациента [18]. В работе Schneider I. и соавт. описаны только штаммы P. pnomenusa, выделенные от больных МВ, в связи с анализом оксациллиназы [17].
Как показано, комплексная терапия ни в одном из примеров не способствовала элиминации Pandoraea. Трансплантация легких, привела к улучшению состояния больного и освобождению дыхательных путей от Pandoraea только при инфекции P. apista. У пациентов, инфицированных P. pulmonicola, наблюдали наиболее тяжелое течение заболевания. Во всех описанных случаях трансплантации легких у пациентов с инфекцией P. pulmonicola отмечен смертельный исход.
Проблемы эрадикации Pandoraea, прежде всего, связаны с множественной антибиотикорезистент-ностью штаммов. В нашем случае еще и с быстрым приобретением устойчивости. За 5 лет наблюдений штамм P. pnomenusa пациента стал устойчив in vitro к цефепиму, имипенему, пиперациллину, пипераци-лину/тазобактаму, тикарциллину/клавуланату, би-
септолу. Антибиотикограмма штамма пришла в соответствие со штаммами P. pulmonicola [24, 25]. В тоже время эти штаммы так же как и штамм нашего пациента чувствительны к тетрациклину и его производным. Препарат сульперазон (цефоперазон/суль-бактам), подавляющий рост штамма у нашего больного, не был использован ни в одном из приведенных случаев терапии.
Трансмиссивность штаммов Pandoraea создает дополнительные проблемы при лечении пациентов, инфицированных этой бактерией. Два примера кросс-контаминации штаммами P apista [15] в Дании и P pulmonicola во Франции [25] упомянуты выше. Наш пациент после выявления P. pnomenusa был изолирован от других больных в стационаре, а далее в основном проходил лечение на дому под наблюдением врача. Регулярный контроль не выявил других случаев инфицирования P. pnomenusa. Указанные меры позволили избежать кросс-контаминации.
Таким образом, приведенный пример наблюдения больного с МВ с первых лет жизни показал эффективность взаимодействия специалистов центров муковисцидоза. Комплексный анализ микробиоты дыхательных путей пациента и определение в ее составе P. pnomenusa современными методами выявили микроорганизмы, вызывающие хронические и тран-зиторные инфекции. Своевременная изоляция пациента, инфицированного P.pnomenusa и его лечение с использованием стационарозамещающих технологий предотвратили кросс-контаминацию других больных в отделении. Применение технологий и лекарственных препаратов, апробированных и обоснованных в рамках научного направления «Совершенствование программ диагностики, лечения, научной и медико-социальной адаптации больных муковисцидозом» позволило стабилизировать состояние больного, несмотря на смешанную инфекцию дыхательных путей, множественную лекарственную устойчивость возбудителей и физиологические проблемы подросткового возраста.
Благодарности. Авторы выражают благодарность Н.В. Петровой, О.ВКустовой, О.А. Крыжанов-ской, Marie Pierre Audrézet, Claude Férec (Laboratoire de Génétique Moléculaire et d'Histocompatibilité, CHU de Brest, Brest, France) за помощь в обследовании больного.
Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.
Конфликт интересов. Авторы статьи подтвердили отсутствие финансовой поддержки/конфликта интересов, о которых необходимо сообщить
ЛИТЕРАТУРА
1. Муковисцидоз. Под ред. Н.И. Капранова, Н.Ю. Каширской. М.: Медпрактика, 2014.
2. Каширская Н.Ю., Красовский С.А., Черняк А.В., Шерман В.Д., Воронкова А.Ю., Шабалова Л.А., Никонова В.С., Горинова Ю.В., Симонова О.И. Динамика продолжительности жизни больных муковисцидозом, проживающих в Москве, и ее связь с получаемой терапией: ретроспективный анализ за 1993—2013 гг. Вопросы современной педиатрии. 2015; 14 (4): 503—8.
3. Смирнов И.Е., Тарасова О.В., Лукина О.Ф., Кустова О.В., Сорокина Т.Е., Симонова О.И. Структурно-функциональное состоя-
CASE REPORT
ние легких при муковисцидозе у детей. Российский педиатрический журнал. 2015; 18 (2): 11—7.
4. Горинова Ю.В., Самсонова М.С., Симонова О.И., Винярская И.В. Измерение качества жизни при муковисцидозе: достижения и ограничения. Российский педиатрический журнал. 2013, (5): 40—5.
5. Регистр больных муковисцидозом в Российской Федерации. 2011 год. Пульмонология. 2014. Приложение. 46.
6. LiPuma J.J. The changing microbial epidemiology in cystic fibrosis. Clin Microbiol Rev. Apr. 2010; 23 (2): 299—323.
7. Kerem E., Conway S., Elborn S., Heijerman H. Standards of care for patients with cystic fibrosis: A European consensus. J. Cyst. Fibrosis. 2005; 4: 7—26.
8. Armstrong D.S., Grimwood K., Carlin J.B., Carzino R., Gutierrez J.P., Hull J. Lower airway inflammation in infants and young children with cystic fibrosis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1997; 156: 1197—204.
9. Rosenfeld M., Ramsey B.W., Gibson R.L. Pseudomonas acquisition in young patients with cystic fibrosis: pathophysiology, diagnosis, and management. Curr. Opin. Pulm. Med. 2003; 9 (6): 492—7.
10. Горинова Ю.В., Симонова О.И., Лазарева А.В., Черневич В.П., Смирнов И.Е. Опыт длительного применения ингаляций раствора тобрамицина при хронической синегнойной инфекции у детей с муковисцидозом. Российский педиатрический журнал. 2015; 18 (3): 50—3.
11. Благовидов Д.А., Симонова О.И., Костинов М.П., Смирнов И.Е. Синегнойная инфекция у больных с хроническими неспецифическими заболеваниями легких и проблемы ее вакцинопрофилакти-ки. Российский педиатрический журнал. 2015; 18 (6): 54—60.
12. LiPuma J.J. Burkholderia and emerging pathogens in cystic fibrosis. Semin. Respir. Crit. Care. Med. 2003; 24 (6): 681—92.
13. Coenye T., Falsen E., Hoste B., Ohlén M., Goris J., Govan J.R.W. Description of Pandoraea gen. nov. with Pandoraea apista sp. nov., Pandoraea pulmonicola sp. nov., Pandoraea pnomenusa sp. nov., Pandoraea sputorum sp. nov. and Pandoraea norimbergensis comb. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000; 50: 887—99.
14. The List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature. Site founded by: J.P. Euzéby. URL: http://www.bacterio.net/.
15. J0rgensen I.M., Johansen H.K., Frederiksen B., Pressler T., Hansen
A., Vandamme P., H0iby N., Koch C. Epidemic spread of Pandoraea apista, a new pathogen causing severe lung disease in cystic fibrosis patients. Pediatr. Pulmonol. 2003; 36 (5): 439—46.
16. Atkinson R.M., LiPuma J.J., Rosenbluth D.B., W.M. Dunne, Jr. Chronic colonization with Pandoraea apista in cystic fibrosis patients determined by repetitive-element-sequence PCR. J. Clin. Microbiol. 2006; 44: 833—6.
17. Schneider I., Queenan A.M., Bauernfeind A. Novel carbapenem-hydrolyzing oxacillinase OXA-62 from Pandoraea pnomenusa. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50 (4): 1330—5.
18. Stryjewski M.E., LiPuma J.J., Messier Jr.R.H., Reller L.B., Alexander
B.D. Sepsis, multiple organ failure, and death due to Pandoraea pnomenusa infection after lung transplantation. J. Clin. Microbiol. 2003; 41: 2255—7.
19. Pimentel J.D., MacLeod C. Misidentification of Pandoraea sputorum isolated from sputum of a patient with cystic fibrosis and review of Pandoraea species infections in transplant patients. J. Clin. Microbiol. 2008; 46 (9): 3165—8. doi: 10.1128/JCM.00855-08.
20. Martínez-Lamas L., Rabade Castedo C., Martín Romero Domínguez M., Barbeito Castiñeiras G., Palacios Bartolomé A., Pérez Del Molino Bernal M.L. Pandoraea sputorum colonization in a patient with cystic fibrosis. ArchBronconeumol. 2011; 47 (11): 571—4. doi: 10.1016/j.arbres.2011.06.015.
21. Fernández-Olmos A., Morosini M.I., Lamas A., García-Castillo M., García-García L., Cantón R., Máizb L. Clinical and Microbiological Features of a Cystic Fibrosis Patient Chronically Colonized with Pandoraea sputorum Identified by Combining 16S rRNA Sequencing nd Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization—Time of Flight Mass Spectrometry. J. Clin. Microbiol. 2012; 50: 1096—8.
22. Puges M., Debelleix S., Fayon M., Mégraud F., Lehours P. Persistent Infection Because of Pandoraea sputorum in a Young Cystic Fibrosis Patient Resistant to Antimicrobial Treatment. Pediatr. Infect. Dis J. 2015; 34 (10): 1135-7. doi: 10.1097/INF.0000000000000843
23. Costello A., Herbert G., Fabunmi L., Schaffer K., Kavanagh K.A., Caraher E.M., Callaghan M., McClean S. Virulence of an emerging respiratory pathogen, genus Pandoraea, in vivo and its interactions with lung epithelial cells. J. Med. Microbiol. 2011; 60 (Pt. 3): 289— 99. doi: 10.1099/jmm.0.022657-0.
24. Kokcha S., Bittar F., Reynaud-Gaubert M., Mely L., Gomez C., Gaubert J.Y., Thomas P., Rolain J.M. Pandoraea pulmonicola chronic colonization in a cystic fibrosis patient, France. New Microbes New Infect. 2013; 1 (2): 27—9. doi: 10.1002/2052-2975.16.
25. Degand N., Lotte R., Deconde Le Butor C., Segonds C., Thouverez M., Ferroni A., Vallier C., Mely L., Carrere J. Epidemic spread of Pandoraea pulmonicola in a cystic fibrosis center. BMC Infect. Dis. 2015; 15 (1): 583. doi: 10.1186/s12879-015-1327-8.
26. Berube J., Roussel L., Nattagh L., Rousseau S. Loss of cystic fibrosis transmembrane conductance regulator function enhances activation of p38 and ERK MAPKs, increasing interleukin-6 synthesis in airway epithelial cells exposed to Pseudomonas aeruginosa. J. Biol. Chem. 2010; 285 (29): 22299—307. doi: 10.1074/jbc.M109.098566.
27. Caraher E., Collins J., Herbert G., Murphy P.G., Gallagher C.G., Crowe M.J., Callaghan M., McClean S. Evaluation of in vitro virulence characteristics of the genus Pandoraea in lung epithelial cells. J. Med Microbiol. 2008; 57 (Pt. 1): 15—20. DOI 10.1099/ jmm.0.47544-0
28. Coenye T., Liu L., Vandamme P., LiPuma J.J. Identification of pandoraea species by 16S ribosomal DNA-based PCR assays. J. Clin. Microbiol. 2001; 39: 4452—5.
29. Coenye T., LiPuma J.J. Use of the gyrB gene for the identification of Pandoraea species. FEMSMicrobiol. Lett. 2002; 208 (1): 15—9.
30. Quanjer P.H., Stanojevic S., Cole T.J., Baur X., Hall G.L., Culver B.H., Enright P.L., Hankinson J.L., Ip M.S.M., Zheng J., Stocks J. and the ERS Global Lung Function Initiative. ERS TASK FORCE REPORT. Multi-ethnic reference values for spirometry for the 3—95-yr age range: the global lung function 2012 equations. Eur. Respir. J. 2012; 40: 1324—43.
31. Quanjer P.H., Stanojevic S., Cole T.J., Stocks J. Implementing GLI-2012 regression equations. Version 19 July 2015. http://www.ers-education.org/guidelines/global-lung-function-initiative/gli-2012-explained.aspx.
32. Методические указания МУК 4.2.1890—04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам» (утв. Главным государственным санитарным врачом РФ 4 марта 2004 г.).
33. The Main Site EUCAST (http://www.eucast.org/).
34. Воронина О.Л., Чернуха М.Ю., Шагинян И.А., Кунда М.С., Аветисян Л.Р., Орлова А.А., Лунин В.Г., Авакян Л.В., Капранов Н.И., Амелина Е.Л., Чучалин А.Г., Гинцбург А.Л. Характеристика генотипов штаммов Burkholderia cepacia complex, выделенных от больных в стационарах российской федерации. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2013; 28 (2): 64—73.
35. Voronina O.L., Kunda M.S., Ryzhova N.N., Aksenova E.I., Se-menov A.N., Lasareva A.V., Amelina E.L., Chuchalin A.G., Lunin V.G., Gintsburg A.L. The Variability of the Order Burkholderiales Representatives in the Healthcare Units. BioMed. Res. Int. 2015; 2015:680210. doi:10.1155/2015/68021.
36. Spilker T., Baldwin A., Bumford A., Dowson C.G., Mahenthiralingam E., LiPuma J.J. Expanded multilocus sequence typing for Burkholderia species. J. Clin. Microbiol. 2009; 47 (8): 2607—10. doi: 10.1128/ JCM.00770-09.
37. Wirth T.I., Falush D., Lan R., Colles F., Mensa P., Wieler L.H., Karch H., Reeves P.R., Maiden M.C., Ochman H., Achtman M. Sex and virulence in Escherichia coli: an evolutionary perspective. Mol. Microbiol. 2006; 60 (5): 1136—51.
38. Curran B.I., Jonas D., Grundmann H., Pitt T., Dowson C.G. Development of a multilocus sequence typing scheme for the opportunistic pathogen Pseudomonas aeruginosa. J. Clin. Microbiol. 2004; 42 (12): 5644—9.
39. The Main Site EMBL-EBI, European Bioinformatics Institute (http:// www.ebi.ac.uk).
REFERENCES
1. The cystic fibrosis. [Mukovistsidoz] / Eds. of N.I. Kapranov, N.Yu. Kashirskaya. M.: Medpractika, 2014; 672 / pod. red. N.I. Kapranov, N.Yu. Kashirskaya. M.: Medpractika. 2014.
2. Kashirskaya N.Yu., Krasovskiy S.A.,Chernyak A.V., Scherman V.D., Voronkova A.Yu., Schabalova L.A., Nikonova V.S., Gorinova Yu.V., Simonova O.I. Dynamics of life expectancy with cystic fibrosis living in Moscow, and its relationship with received therapy: a retrospective analysis for 1993—2013 Voprosy sovremennoy pediatrii. 2015; 14 (4): 503—8.
3. Smirnov I.E., Tarasova O.V., Lukina O.F., Kustova O.V., Sorokina T.E., Simonova O.I. Structural and functional state of the lungs in
122
КЛИНИЧЕСКИМ СЛУЧАИ
cystic fibrosis in children. Rossiyskiypediatricheskiy zhurnal. 2015; 18 (1): 14—20. (in Russian)
4. Gorinova Yu.V., Samsonova M.S., Simonova O.I.,Vinyarskaya I.V. Measurement of quality of life in cystic fibrosis: achievements and limitations. Rossiyskiy pediatricheskiy zhurnal. 2013; 5: 40—5. (in Russian)
5. Register patients with cystic fibrosis in Russian Federation. 2011. Pulmonology. 2014. App. 46.
6. LiPuma J.J. The changing microbial epidemiology in cystic fibrosis. Clin. Microbiol. Rev. 2010; 23 (2): 299—323.
7. Kerem E., Conway S., Elborn S., Heijerman H. Standards of care for patients with cystic fibrosis: A European consensus. J. Cyst. Fibrosis. 2005; 4: 7—26.
8. Armstrong D.S., Grimwood K., Carlin J.B., Carzino R., Gutierrez J.P., Hull J. Lower airway inflammation in infants and young children with cystic fibrosis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1997; 156: 1197—204.
9. Rosenfeld M., Ramsey B.W., Gibson R.L. Pseudomonas acquisition in young patients with cystic fibrosis: pathophysiology, diagnosis, and management. Curr. Opin. Pulm. Med. 2003; 9 (6): 492—7.
10. Gorinova Yu.V., Simonova O.I., Lazareva A.V., Chernevich V.P., Smirnov I.E. The experience of prolonged use of the inhalation solution of tobramycin in chronic Pseudomonas aeruginosa infection in children with cystic fibrosis. Rossiyskiy pediatricheskiy zhurnal. 2015; 18 (3): 50—53. (in Russian)
11. Blagovidov D.A., Simonova O.I., Kostinov M.P., Smirnov I.E. Pseudomonas aeruginosa infection in patients with chronic nonspecific lung diseases and its vaccination. Rossiyskiy pediatricheskiy zhurnal. 2015; 18 (6): 54—60. (in Russian)
12. LiPuma J.J. Burkholderia and emerging pathogens in cystic fibrosis. Semin. Respir. Crit. Care. Med. 2003; 24 (6): 681—92.
13. Coenye T., Falsen E., Hoste B., Ohlén M., Goris J., Govan J.R.W. Description of Pandoraea gen. nov. with Pandoraea apista sp. nov., Pandoraea pulmonicola sp. nov., Pandoraea pnomenusa sp. nov., Pandoraea sputorum sp. nov. and Pandoraea norimbergensis comb. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000; 50: 887—99.
14. The List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature. Site founded by: J.P. Euzéby. URL: http://www.bacterio.net/.
15. J0rgensen I.M., Johansen H.K., Frederiksen B., Pressler T., Hansen A., Vandamme P., H0iby N., Koch C. Epidemic spread of Pandoraea apista, a new pathogen causing severe lung disease in cystic fibrosis patients. Pediatr. Pulmonol. 2003; 36 (5): 439—46.
16. Atkinson R.M., LiPuma J.J, Rosenbluth D.B., W.M. Dunne, Jr. Chronic colonization with Pandoraea apista in cystic fibrosis patients determined by repetitive-element-sequence PCR. J. Clin. Microbiol. 2006; 44: 833—6.
17. Schneider I., Queenan A.M., Bauernfeind A. Novel carbapenem-hydrolyzing oxacillinase OXA-62 from Pandoraea pnomenusa. Anti-microb. Agents. Chemother. 2006; 50 (4): 1330—5.
18. Stryjewski M.E., LiPuma J.J., Messier Jr.R.H., Reller L.B., Alexander B.D. Sepsis, multiple organ failure, and death due to Pandoraea pnomenusa infection after lung transplantation. J. Clin. Microbiol. 2003; 41: 2255—7.
19. Pimentel J.D., MacLeod C. Misidentification of Pandoraea sputorum isolated from sputum of a patient with cystic fibrosis and review of Pandoraea species infections in transplant patients. J. Clin. Microbiol. 2008; 46 (9): 3165—8. doi: 10.1128/JCM.00855-08.
20. Martínez-Lamas L., Rabade Castedo C., Martín Romero Domínguez M., Barbeito Castiñeiras G., Palacios Bartolomé A., Pérez Del Molino Bernal M.L. Pandoraea sputorum colonization in a patient with cystic fibrosis. Arch. Bronconeumol. 2011; 47 (11): 571—4. doi: 10.1016/j.arbres.2011.06.015.
21. Fernández-Olmos A., Morosini M.I., Lamas A., García-Castillo M., García-García L., Cantón R., Máizb L. Clinical and Microbiological Features of a Cystic Fibrosis Patient Chronically Colonized with Pandoraea sputorum Identified by Combining 16S rRNA Sequencing nd Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization—Time of Flight Mass Spectrometry. J. Clin. Microbiol. 2012; 50: 1096—8.
22. Puges M., Debelleix S., Fayon M., Mégraud F., Lehours P. Persistent Infection Because of Pandoraea sputorum in a Young Cystic Fibrosis Patient Resistant to Antimicrobial Treatment. Pediatr. Infect. Dis. J. 2015; 34 (10): 1135—7. doi: 10.1097/INF.0000000000000843
23. Costello A., Herbert G., Fabunmi L., Schaffer K., Kavanagh K.A., Caraher E.M., Callaghan M., McClean S. Virulence of an emerging respiratory pathogen, genus Pandoraea, in vivo and its interactions with lung epithelial cells. J. Med. Microbiol. 2011; 60 (Pt. 3): 289—99. doi: 10.1099/jmm.0.022657-0.
24. Kokcha S., Bittar F., Reynaud-Gaubert M., Mely L., Gomez C., Gaubert J.Y., Thomas P., Rolain J.M. Pandoraea pulmonicola chronic colonization in a cystic fibrosis patient, France. New Microbes New Infect. 2013; 1 (2): 27—9. doi: 10.1002/2052-2975.16.
25. Degand N., Lotte R., Decondé Le Butor C., Segonds C., Thouverez
M., Ferroni A., Vallier C., Mely L., Carrere J. Epidemic spread of Pandoraea pulmonicola in a cystic fibrosis center. BMC Infect. Dis. 2015; 15 (1): 583. doi: 10.1186/s12879-015-1327-8.
26. Berube J., Roussel L., Nattagh L., Rousseau S. Loss of cystic fibrosis transmembrane conductance regulator function enhances activation of p38 and ERK MAPKs, increasing interleukin-6 synthesis in airway epithelial cells exposed to Pseudomonas aeruginosa. J. Biol. Chem. 2010; 285 (29): 22299—307. doi: 10.1074/jbc.M109.098566.
27. Caraher E., Collins J., Herbert G., Murphy P.G., Gallagher C.G., Crowe M.J., Callaghan M., McClean S. Evaluation of in vitro virulence characteristics of the genus Pandoraea in lung epithelial cells. J. Med. Microbiol. 2008; 57 (Pt. 1): 15—20. DOI 10.1099/ jmm.0.47544-0
28. Coenye T., Liu L., Vandamme P., LiPuma J.J. Identification of pandoraea species by 16S ribosomal DNA-based PCR assays. J. Clin. Microbiol. 2001; 39: 4452—5.
29. Coenye T., LiPuma J.J. Use of the gyrB gene for the identification of Pandoraea species. FEMSMicrobiol. Lett. 2002; 208 (1): 15—9.
30. Quanjer P.H., Stanojevic S., Cole T.J., Baur X., Hall G.L., Culver B.H., Enright P.L., Hankinson J.L., Ip M.S.M., Zheng J., Stocks J. and the ERS Global Lung Function Initiative. ERS TASK FORCE REPORT. Multi-ethnic reference values for spirometry for the 3—95-yr age range: the global lung function 2012 equations. Eur. Respir. J. 2012; 40: 1324—43.
31. Quanjer P.H., Stanojevic S., Cole T.J., Stocks J. Implementing GLI-2012 regression equations. Version 19 July 2015. http://www.ers-education.org/guidelines/global-lung-function-initiative/gli-2012-explained.aspx.
32. Methodological instructions MUK 4.2.1890—04 «determination of the sensitivity of microorganisms to antibiotics» (appr. Chief state sanitary doctor of the Russian Federation on March 4, 2004).
33. The Main Site EUCAST (http://www.eucast.org/).
34. Voronina O.L., Chernukha M.Yu., Shaginyan I.A., Kunda M.S., Avetisyan L.R., Orlova A.A., Lunin V.G., Avakyan L.V., Kapranov N.I., Amelina E.L., Chuchalin A.G., Gintsburg A.L. Characterization of genotypes for Burkholderia cepacia complex strains isolated from patients in hospitals of the Russian Federation. Molekulyarnaya Ge-netika, Microbiologiya, Virusologiya. 2013; 28 (2): 64—73.
35. Voronina O.L., Kunda M.S., Ryzhova N.N., Aksenova E.I., Semen-ov A.N., Lasareva A.V., Amelina E.L., Chuchalin A.G., Lunin V.G., Gintsburg A.L. The Variability of the Order Burkholderiales Representatives in the Healthcare Units. BioMed. Res. Int. 2015; 2015: 680210. doi:10.1155/2015/68021.
36. Spilker T., Baldwin A., Bumford A., Dowson C.G., Mahenthiral-ingam E., LiPuma J.J. Expanded multilocus sequence typing for Burkholderia species. J. Clin. Microbiol. 2009; 47 (8): 2607—2610. doi: 10.1128/JCM.00770-09.
37. Wirth T.I., Falush D., Lan R., Colles F., Mensa P., Wieler L.H., Karch H., Reeves P.R., Maiden M.C., Ochman H., Achtman M. Sex and virulence in Escherichia coli: an evolutionary perspective. Mol. Microbiol. 2006; 60 (5): 1136—51.
38. Curran B.I., Jonas D., Grundmann H., Pitt T., Dowson C.G. Development of a multilocus sequence typing scheme for the opportunistic pathogen Pseudomonas aeruginosa. J. Clin. Microbiol. 2004; 42 (12): 5644—9.
39. The Main Site EMBL-EBI, European Bioinformatics Institute (http:// www.ebi.ac.uk).
Поступила 11.01.16
Сведения об авторах:
Воронина Ольга Львовна, канд. биол. наук, доц., зав. лаб. анализа геномов ФГБУ ФНИЦЭМ им. Н. Ф. Гамалеи Минздрава России; e-mail: olv550@gmail.com; http://orcid.org/0000-0001-7206-3594; Горинова Юлия Викторовна, канд. мед. наук, ст. науч. сотр. отд-ния пульмонологии и аллергологии ФГАУ НЦЗД Минздрава России, e-mail: ygorinova@yandex.ru; Амелина Елена Львовна, канд. мед. наук, зав. лаб. муковисцидоза ФГБУ НИИ пульмонологии ФМБА России; e-mail: eamelina@mail.ru; Буркина Нина Игоревна, врач-педиатр отд-ния пульмонологии и аллергологии ФГАУ НЦЗД Минздрава России; e-mail: ninaraccoon@mail.ru; Лазарева Анна Валерьевна, канд. мед. наук, зав. лаб. микробиологии ФГАУ НЦЗД Минздрава России, e-mail: lazarevaav@nczd.ru; Кунда Марина Сергеевна, канд. биол. наук, ст. науч. сотр. лаб. анализа геномов ФГБУ ФНИЦЭМ им. Н. Ф. Гамалеи Минздрава России; e-mail: markunda99@gmail.com; http://orcid.org/0000-0003-1945-0397; Рыжова Наталья Николаевна, канд. биол. наук, ст. науч. сотр. лаб. анализа геномов ФГБУ ФНИЦЭМ им. Н. Ф. Гамалеи Минздрава России; e-mail: rynatalia@yandex.ru; http://orcid.org/0000-0001-5361-870X; Черневич Вера Петровна, мл. науч. сотр. отд-ния пульмонологии и аллергологии ФГАУ НЦЗД, e-mail: verikin@yandex.ru
