CC BY
12
[гиена и санитария 5/20x1
8. A/anasieva K., Zazhyiska M., Sivolob A. // Electrophoresis. — 2010. - Vol. 31. N 3. - P. 512-519.
9. Albertini R. J., Anderson D., Douglas G. R. et al. // Mutât. Res.
- 2000. - Vol. 463. - P. 111-172.
10. Anderson D., Yu T. W., McGregor D. B. // Mutagenesis. — 1998.
- Vol. 13, N 6. - P. 539-555.
11. Blakely D., Galloway S., Kirkland D., MacGregor J. // Mutat. Res. - 2008. - Vol. 657. - P. 84-90.
12. Collins A. R., Duihie S. J., Dobson V. L. // Carcinogenesis. — 1993. - Vol. 14. - P. 1733-1735.
13. Collins A. R., Dusinska M., Horska A. // Acta Biochim. Polon.
- 2001. - Vol. 48. - P. 611-614.
14. Collins A. R., OscozA. A., Brunborg G. et al. // Mutagenesis. — 2008. - Vol. 23. N 3. - P. 143-151.
15. David-Cordonnier M. H., Laval J., O'Neill P. // Biochemistry.
- 2001. - Vol. 40. - P. 5738-5746.
16. Dusinska M., Collins A. // Altern. Lab. Anim. - 1996. — Vol. 24. - P. 405-411.
17. Dusinska M„ Collins A. R. // Mutagenesis. — 2008. — Vol. 23, N 3. - P. 191-205.
18. Duihie S. J., McMillan P. // Carcinogenesis. - 1997. - Vol. 18.
- P. 1709-1714.
19. Eastmond D. A., Hartwig A., Anderson D. et al. // Mutagenesis.
- 2009. - Vol. 24, N 4. - P. 341-349.
20. Escobar P. A., Smith M. T., Vasishta A. et al. // Mutagenesis.
- 2007. - Vol. 22. - P. 321-327.
21. Fellows M., O 'Donovan M., Lorge E., Kirkland D. // Mutat. Res.
- 2008. - Vol. 655. - P. 4-21.
22. Harréus U. A., Kleinsasser N. H., Zieger S. et al. // Mutat. Res.
- 2004. - Vol. 563, N 2. - P. 131-138.
23. Hartley J. M., Spanswick V. J., Gander M. et al. // Clin. Cancer Res. - 1999. - Vol. 5. - P. 507-512.
24. Hartmann A., Kiskinis E., Fjallman A., Suter W. // Mutat. Res.
- 2001. - Vol. 497. - P. 199-212.
25. Hartmann A., Agurell E., Beevers C. et al. // Mutagenesis. — 2003. - Vol. 18, N 1. - P. 45-51.
26. Hwang E. S., Kim G. H. // Toxicology. - 2007. - Vol. 229, N 1-2. - P. 1-10.
27. Kirkland D., Aardema M., Henderson L., Muller L. // Mutat. Res. - 2005. - Vol. 584. - P. 1-256.
28. Kirkland D., Pfuhler S., Tweats D. et al. // Mutat. Res. — 2007.
- Vol. 628. - P. 31-55.
29. Lewis S. E., Agbaje I. M. // Mutagenesis. - 2008. — Vol. 23, N 3. - P. 163-170.
30. Lewis S. E., Simon L. // Hum. Fertil. (Camb.). - 2010. — Vol. 13, N 4. - P. 201-207.
31. McKenna D. J., McKeown S. R„ McKelvey-Martin V. J. // Mutagenesis. - 2008. - Vol. 23, N 3. - P. 183-190.
32. Merk O., Speit G. // Environ. Mol. Mutagen. — 1999. — Vol. 33, N 2. - P. 167-172.
33. Migliore L., Fontana I., Colognato R. et al. // Neurobiol. Aging.
- 2005. - Vol. 26, N 5. - P. 587-595.
34. Olive P. L„ Banath J. P. // Exp. Cell Res. - 1995. - Vol. 221, N 1. - P. 19-26.
35. Olive P. L., Durand R. E. // Cytometry A. - 2005. — Vol. 66, N 1. - P. 1-8.
36. Ostling O., Johanson K. J. // Biochem. Biophys. Res. Commun.
- 1984. - Vol. 123, N 1. - P. 291-298.
37. Pfuhler S., Albertini S„ Fautz R. et al. // Toxicol. Sei. - 2007.
- Vol. 97, N 2. - P. 237-240.
38. Sasaki Y. F., Sekihashi K, Izumiyama F. et al. // Crit. Rev. Toxicol. - 2000. - Vol. 30, N 6. - P. 629-799.
39. Shamsi M. B., Venkatesh S., Tanwar M. et al. // Indian Jour. Med. Res. - 2010. - Vol. 131. - P. 675-681.
40. Singh N. P., McCoy M. T., Tice R. R., Schneider E. L. // Exp. Cell Res. - 1988. - Vol. 175. - P. 184-191.
41. Smith C. C., O'Donovan M. R., Martin E. A. // Mutagenesis. — 2006. - Vol. 21. - P. 185-190.
42. Spanswick V J., Hartley J. M., Hartley J. A. // Meth. Mol. Biol.
- 2010. - Vol. 613. - P. 267-282.
43. Speit G„ Hartmann A. // Meth. Mol Biol. - 2005. - Vol. 291.
- P. 85-95.
44. Spivak G. // Meth. Mol. Biol. - 2010. - Vol. 659. - P. 129-145.
45. Su T. T. U Annu. Rev. Genet. - 2006. - Vol. 40. - P. 187— 208.
46. Valverde M., Rojas E. // Mutat. Res. - 2009. - Vol. 681, N 1.
- P. 93-109.
47. Wentzel J. F., Gouws C., Huysamen C. et al. // Anal. Biochem.
- 2010. - Vol. 400, N 2. - P. 190-194.
48. IVine I.. Plappert U„ de Wall H„ Hartmann A. // Toxicol. Sei.
- 2007. - Vol. 97, N 1. - P. 21-26.
49. Yasuhara S., Zhu Y., Matsui T. et al. // J. Histochem. Cyto-chem. - 2003. - Vol. 51, N 7. - P. 873-885.
[Iocry 1111:1:1 25.02.11
С КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 2011 УДК 614.7:575.224.4.086
И. Ю. Юров'-2, С. Г. ВорсановаИ. В. Соловьев', Ю. Б. Юров'-2-3
ОРИГИНАЛЬНЫЙ МОЛЕКУЛЯРНО-ЦИТОГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОДХОД К ОПРЕДЕЛЕНИЮ СПОНТАННЫХ ХРОМОСОМНЫХ МУТАЦИЙ В ИНТЕРФАЗНЫХ КЛЕТКАХ ДЛЯ ОЦЕНКИ МУТАГЕННОЙ АКТИВНОСТИ ФАКТОРОВ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ
'Учреждение РАМН Научный центр психического здоровья РАМН; 'ФГУ МНИИ педиатрии и детской хирургии Минадравсоцразвития, Москва; ^Московский психолого-педагогический университет
В настоящее время дм ансыиза хромосомных аномалий в соматических метках человека с целью оценки мутагенной активности факторов окружающей среды используют стандартные цитогенетические методы. Их применение связано с невозможностью анализа некультивируемых клеток. В связи с этим имеется острая необходимость разработки и внедрения методов исследования числа и структуры интерфазных хромосом. В работе представлен молекулярно-цитогенетический подход к определению спонтанных хромосомных мутаций в интерфазных клетках для оценки мутагенной активности факторов окружающей среды, основанный на оригинальных методах интерфазной флюоресцентной гибридизации in situ (FISH) и многоцветового окрашивания хромосом, а также количественной FISH и иммуно- FISH. Тестирование предлагаемого комплекса методов проводили с помощью исследования 400 ООО, 200 ООО, 1 600 ООО клеток эмбриональных, экстраэмбриональных и постнатальных тканей соответственно. Получены данные относительно спорадических хромосомных мутаций, а также показано, что предлагаемый комплекс методов может быть с успехом использован djW оценки мутагенной активности факторов окружающей среды, приводящих к спорадическим хромосомным мутациям.
Ключевые слова: молекулярная цитогенетика; хромосомные аномалии, флюоресцентная гибридизация in situ, многоцветовое окрашивание хромосом, факторы окружающей среды
I. Yu. Yurov, S. G. Vonanova, I. V. Solovyev, Yu. B. Yurov. - ORIGINAL MOLECULAR CYTOGENETIC APPROACH TO DETERMINING SPONTANEOUS CHROMOSOMAL MUTATIONS IN THE INTERPHASE CELLS TO EVALUATE THE MUTAGENIC ACTIVITY OF ENVIRONMENTAL FACTORS
Standard cytogenetic methods are presently used to analyze chromosome anomalies in human somatic cells in order to evaluate the mutagenic activity of environmental factors. Their application is associated with the fact that uncultured cells cannot be analyzed. In this connection there is an urgent need to devise and introduce studies of the number and structure of interphase chromosomes. The paper describes the molecular cytogenetic approach to determining spontaneous chromosomal mutations in the interphase cells to evaluate the mutagenic activity of environmental factors, which is based on the original methods of interphase fluorescence in situ hybridization (FISH) and multicolor chromosome staining and on quantitative FISH and immune FISH. The proposed set of the methods has been tested examining 400000, 200000, and 1600000 embryonic, extraembryonic, and postnatal tissue cells, respectively. The analysis has yielded data on sporadic chromosomal mutations and shown that the proposed complex of the methods can be successfully used to evaluate the mutagenic activity of environmental factors leading to sporadic chromosomal mutations.
Key words: molecular cytogenetics; chromosome anomalies; fluorescence in situ hybridization; multicolor chromosome staining; environmental factors
Нарушение числа и структуры хромосом — одна из наиболее частых форм генетических аномалий в соматических клетках, вызванных мутагенным воздействием факторов окружающей среды [1, 2,4, 7, 11, 16]. В настоящее время оценка мутагенной активности факторов окружающей среды, приводящих к спорадическим хромосомным мутациям, проводится в основном стандартными цитогенетическими методами. Эти методы включают процесс культивирования митотически активных клеток с последующим анализом дифференциально окрашенных хромосом под световым микроскопом [1—5, 11, 13,
16—18]. Методы классической цитогенетики имеют ряд ограничений, не позволяющих в полной мере охарактеризовать эффект рахчичного воздействия окружающей среды на геном клеток соматических тканей человека. В частности, необходимость культивирования приводит к тому, что цитогенетический анализ не может быть использован для определения хромосомных аномалий в не-делящихся или интерфазных клетках, из которых преимущественно состоит большинство тканей организма человека. Помимо этого, при использовании стандартных цитогенетических методов анализ больших клеточных популяций практически невозможен |4—6, 11, 13,
17—20]. В связи с этим на современном этапе развития биомедицины возникает потребность в разработке инновационных молекулярно-цитогенетических технологий, позволяющих проводить высокоразрешающий анализ хромосом в интерфазных клетках [6, 11, 16, 17]. В работе представлен подход к определению спонтанных хромосомных мутаций в интерфазных клетках, основанный на оригинальных методах флюоресцентной гибридизации in situ (FISH) и многоцветового окрашивания хромосом, для оценки мутагенной активности факторов окружающей среды. Тестирование предлагаемого комплекса молекулярно-цитогенетических методов проведено с помощью анализа клеток эмбриональных, экстраэмбриональных и постнатальных тканей. Оценен эффект активного курения в период беременности на частоту хромосомных аномалий клеток тканей плода и уровень спонтанных хромосомных мутаций при заболевании, связанном с нарушениями репарации ДНК и регуляции клеточного цикла (синдром атаксии-телеангиэктазии), приводящими к повышенной чувствительности соматических клеток пациентов к мутагенным факторам окружающей среды.
Юров И. Ю. — канд. биол. наук, проф. РАЕ, вед. науч. сотр. лаб. молекулярной генетики мозга (¡Уэп_юигоУ@уа-hoo.com); Ворсанова С. Г. — д-р биол. наук, проф., зав. лаб. молекулярной цитогенетики нервно-психических заболеваний (svorsanova@mail.ru); Соловьев И. В. — науч. сотр. лаб. цитогенетики; Юров Ю. Б. — д-р биол. наук, проф., зав. лаб. цитогенетики (y_yurov@yahoo.com)
Материалы и методы
Молекулярно-цитогенетические исследования проводили с использованием образцов эмбриональных (12 образцов эмбрионального мозга), экстраэмбриональных (ворсины хориона; 12 и 100 образцов медицинских и спонтанных абортусов первого триместра беременности соответственно) и постнатальных клеток (50 образцов лимфоцитов периферической крови; 14 образцов коры большого мозга и мозжечка). Культивирование лимфоцитов периферической крови с последующей обработкой препаратов для проведения молекулярно-цитогене-тического анализа производили согласно протоколам [2, 4, 20]. Клеточные суспензии эмбриональных, экстраэмбриональных и постнатальных тканей для интерфазной FISH и многоцветового окрашивания хромосом готовили по методике, представленной в работах Ворсанова и др. [2, 4] и Iourov и соавт. [10]. В совокупности был проведен молекулярно-цитогенетический анализ 400 ООО эмбриональных, 200 ООО экстраэмбриональных и 1600000 постнатальных клеток тканей.
Многоцветовую FISH (FISH), представляющую одновременное использование 3—5 проб, меченных различными флюорофорами, проводили согласно протоколам гибридизации и детекции [2, 4, 6, 9, 14, 15, 17, 19, 20]. Использовали ДНК пробы на хромосомы 1,9, 13/21, 14/22, 15, 16, 18, X и Y из оригинальной коллекции ДНК проб лаборатории цитогенетики УРАМН НЦПЗ [1—6, 8, 11, 13—15, 17—20]. Для наиболее точного определения численных хромосомных аномалий в виде анеуплоидии (потеря или наличие дополнительных хромосом в клетке) применяли оригинальный метод количественной FISH (QFISH), основанный на цифровом анализе интенсивности FISH-сигналов для дифференциальной диагностики ассоциации хромосомных участков и анеуплоидии [8].
С целью исследования не только отдельных хромосомных участков, маркированных ДНК-пробами, но и целых хромосом разработан уникальный метод интерфазного хромосомоспецифичного окрашивания (1CS-МСВ) [9, 12]. Эта молекулярно-цитогенетическая технология основана на применении проб, полученных с помощью микродиссекции: микроманипуляции хромосомными препаратами in situ с последующим выделением и мечением последовательностей ДНК, соответствующих определенным участкам хромосом. Далее с набором мик-родиссектированных проб, меченных различными флюорофорами, проводили FISH и с помощью цифрового анализа воспроизводили структуру интерфазных хромосом в отдельно взятой клетке с разрешением 2000000-3 ООО ООО п.н. [6, 9, 12, 14, 15]. ICS-MCB использовали с ДНК-пробами на хромосомы 1, 7, 9, 14, 16, 18, 21 и X (см. рисунок). В настоящее время аналогов данной методики, позволяющих визуализацию всей интерфазной хромосомы с разрешением до нескольких миллионов пар нуклеотидов, не описано [6, 17, 18].
Гигиена и санитария 5/2011
Молекулярно-цитогенетический анализ эмбриональных тканей методом ¡СБ-МСВ: (по .1. Уигоу и соавт., [19]).
а — моносомия (потеря) хромосомы 9; б — дисомня (нормальный хромосомный набор) хромосомы 9; в — трисомня хромосомы 9 (наличие дополнительной хромосомы); г — моносомия (потеря) хромосомы 16; д — дисомия хромосомы 16 (нормальный хромосомный набор); е — трисомия хромосомы 16 (наличие дополнительной хромосомы); ж — моносомия (потеря) хромосомы 18; з — дисомия хромосомы 18 (нормальный хромосомный набор); и — трисомия хромосомы 18 (наличие дополнительной хромосомы).
При исследовании спонтанных хромосомных мутаций в клетках головного мозга также применяли метод иммуно-Р15Н, который представлял совместное имму-нотипирование клеток с помощью антител (спе-
цифичных для нейронов головного мозга человека) и МР18Н с ДНК-пробами на хромосомы 1,9, 18, 21, X и У [14, 15].
Результаты и обсуждение
Отсутствие знаний о фоновых или непатогенных уровнях хромосомных мутаций в различных соматических тканях организма человека значительно затрудняет генотоксикологические исследования мутагенной активности факторов окружающей среды. В связи с этим был проведен соответствующий молекулярно-цитогенетический анализ эмбриональных, экстраэмбриональных и постнатальных клеток тканей. Использование методов \1FISH, 0Р1БН (МРЮН + 0Р15Н) и 1С8-МСВ позволило определить спонтанный уровень хромосомных мутаций во всех исследованных образцах (табл. 1). Эффективность метода составила 99,7% (99,7% клеток были информативными для анализа). В эмбриональных тканях (эмбриональный мозг) количество аномальных клеток варьировало от 0,4 до 2,3% в расчете на каждую хромо-
сому, в совокупности составляя 30%. В экстраэмбриональных тканях количество аномальных клеток было от 0,3 до 1,2% в расчете на каждую хромосому (общее число аномальных клеток 24%) в материалах медицинских абортов и от 0,3 до 2,1% (общее число аномальных клеток 30%) в материалах спонтанных абортов. В постнатальных тканях количество аномальных клеток варьировало от 0,2 до 1,3% в расчете на каждую хромосому (общее число аномальных клеток 16,8%) в образцах лимфоцитов периферической крови и от 0,2 до 0,7% в расчете на каждую хромосому (общее число аномальных клеток 10%) в образцах головного мозга. Хромосомные аномалии в подавляющем большинстве клеток (более 99,6%) представляли анеуплоидию. Уровень полиплоидии (наличие дополнительного гаплоидного набора хромосом в клетке), превышавший 0,2%, выявили только в материалах спонтанных абортов. Регулярные формы численных хромосомных аномалий среди образцов спонтанных абортов, которые наблюдали в 48% случаев, не учитывали, поскольку их влияние на уровень спорадических хромосомных мутаций в соматических тканях считается минимальным [7, 16]. Следует отметить, что при использовании стандартного цитогенетического анализа образцов лимфоцитов периферической крови спонтанных хромосомных мутаций обнаружено не было. Тем не менее ме-
Таблица 1
Результаты исследований эмбриональных, экстраэмбриональных и постнатальных тканей человека с использованием комплекса молекулярно-цитогенетических технологий
Ткань Минимальное—максимальное количество аномальных клеток в расчете на хромосому Общее число аномальных клеток % Общее количество исследованных клеток
Эмбриональные ткани:
эмбриональный мозг 133-7659 ~ 120 000
(0,4-2.3%) (30%) 400 000
Экстраэмбриональные
ткани:
ворсины хориона (ме- 25-100 ~ 24 000
дицинские аборты) (0,3-1.2%) (24%) 100 000
ворсины хориона 6-42 ~ 30 000
(спонтанные аборты) (0,3-2,1%) (30%) 100 000
Постнатальныс ткани:
лимфоциты перифе- 20-130 - 84 000
рической крови (0,2-1.3%) (16,8%) 500 000
головной мозг 157-550 ~ НО 000
(0,2-0,7%) (10%) 1 100 000
тоды классической цитогенетики следует по возможности применять при генотоксикологических исследованиях, так как они позволяют выявить регулярные хромосомные аномалии и могут способствовать обнаружению хромосомного мозаицизма [1—6, 11, 17, 18].
Определение уровней спорадических хромосомных мутаций, проделанное в настоящей работе, позволяет сделать вывод о том, что предлагаемый комплекс молекулярно-цитогенетических методов является в значительной степени эффективным для изучения изменения числа и структуры хромосом в интерфазных клетках. Особо следует отметить, что совместное использование МР1БН, С^БН (МР1БН + 0Р18Н) и ЮБ-МСВ позволил обнаружить хромосомные аберрации в менее чем 0,2% клеток, что ранее не представлялось возможным [1—6, П, 17].
Оценивали возможный эффект активного курения во время беременности на уровень спорадических хромосомных мутаций в тканях плода. Установлено, что в материалах спонтанных абортов некурящих женщин количество аномальных (анеуплоидных) клеток, выявленное с использованием ДНК-пробы на одну пару гомологичных хромосом, в пределах от 0,3 до 1,2%, а в материалах спонтанных абортов курящих женщин — от 1,4 до 2,1%. Клеток с сочетанными численными хромосомными аномалиями обнаружено не было, поэтому экстраполяция данных, полученных при анализе каждой пары гомологичных хромосом, на весь хромосомный набор являлось правомочным [14, 15, 17—20]. Следовательно, количество аномальных клеток в материалах спонтанных абортов некурящих женщин составило 7,2—28,8%, а в материалах спонтанных абортов курящих женщин 33,6—50.4%. С учетом полученных данных сделан вывод о том, что активное курение приводит к хромосомной нестабильности в тканях плода в первом триместре беременности, обладая ярко выраженным мутагенным или анеугенным (вызывающим анеуплоидию) эффектом.
Синдром атаксии-телеангиэктазии (основные клинические признаки: атаксия, вызванная селективной ней-родегенерацией мозжечка; повышенная радиочувствительность; иммунодефицит; склонность к онкологическим заболеваниям) связан с генетическим дефектом (мутации гена АТМ), который вызывает повышенную чувствительность соматических клеток к мутагенным факторам окружающей среды за счет нарушения репара-
ции ДНК и регуляции клеточного цикла. Как следствие у индивидуумов с данным заболеванием наблюдается хромосомная нестабильность, являющаяся одним из наиболее известных генотоксикологических маркеров [2, 4, 14, 15]. Большинство предыдущих исследований нестабильности хромосом при атаксии-телеангиэктазии проводилось только с использованием стандартных ци-тогенетических методов [2, 4]. Изучение интерфазных клеток головного мозга (кора и мозжечок) при этом заболевании методами \1FISH, С^БН и 1С5-МСВ показало, что средний уровень спонтанных хромосомных мутаций достигает 50—70%, тогда как в норме он не превышает 10%. Примечательно, что при атаксии-телеангиэктазии наблюдались как анеуплоидия, так и структурные аномалии хромосом, которые можно обнаружить только с помошью ЮБ-МСВ. Иммуно-Р15Н показала, что хромосомная нестабильность наблюдается преимущественно в "ненейрональных" клетках (80% — "неней-рональные" клетки; 20% — нейроны). Таким образом, обоснован вывод о том, что последовательное применение методов МР15Н (1), МР1БН + ОРЮН и ЮБ-МСВ (2); иммуно-Р15Н (3) (табл. 2) может с успехом использоваться при выявлении спонтанных хромосомных мутаций в неделящихся клетках для оценки влияния эндогенных и экзогенных факторов.
На основе полученных и ранее опубликованных данных [4, 6, 9, 11, 13—15, 18-20] предложены последовательность описываемых молекулярно-цитогенетических методов и рекомендации по количеству анализируемых клеток для каждого из них, позволяющие с наибольшей эффективностью определить спонтанный уровень хромосомных мутаций как в делящихся, так и в неделящихся клетках (см. табл. 2). Следует отметить, что предложенный комплекс методов сегодня является единственным. С его помощью можно выявить не только численные аномалии (анеуплоидию или полиплоидию) в интерфазных клетках, но и изменения структуры хромосом, которые, как свидетельствуют предыдущие исследования, также часто являются следствием мутагенного воздействия факторов окружающей среды [7, 13, 14, 17]. Более того, метод можно использовать для анализа хромосомных аномалий в определенных типах клеток в случае применения иммуно-Р15Н. В совокупности разработанный комплекс молекулярно-цитогенетических методов позволяет выявлять аберрации хромосом менее чем в 0,1% клеток благодаря сочетанному применению методов МР15Н, 0Р1БН и 1С5-МСВ. Следовательно, пред-
Таблица 2
Последовательные этапы и необходимое число анализируемых клеток при использовании цитогенетических и молекулярно-ци-тогенетическнх методов для высокоэффективного определения спонтанных хромосомных мутаций на метафазных хромосомах и интерфазных ядрах
Последо- Количество
Методы ватель- анализируемых клеток (по данным [18]) Источник
ность применения
Метафазные хромосомы митотически активных клеток
Цитогенетические
(G-окрашиванис) 1 20—30 [1-5, 18]
MFISH II 500-10 300 [1-6,15,17-20]
ICS-MCB — MFISH [4,6,8,9,11-15,
+ QFISH III 100-1000 17-20]
Иммуно-FISH IV 100-200 [14, 15]
Интерфазные ядра цедящихся клеток MFISH I 500-10 000 [1-6,15,17-20]
ICS-MCB-MFISH [4,6,8,9,11-15,
+ QFISH II 100-1000 17-20]
Иммуно-FISH III 100-200 [14, 15]
сена и санитария 5/2011
ставленный комплекс методов исследования интерфазных клеток можно использовать для обнаружения даже незначительного изменения частоты спонтанных хромосомных мутаций в соматических тканях относительно фонового уровня. Это свидетельствует о том, что он может быть целесообразен для оценки эффекта факторов окружающей среды с мутагенной активностью различной выраженности.
Заключение
В результате проведенного исследования более 2000000 различных клеток, учитывая данные, свидетельствующие об ассоциации активного курения во время беременности и увеличения уровня спорадических хромосомных мутаций в клетках тканей плода, а также значительно повышенный уровень спонтанной анеуплоидии и структурных аномалий хромосом в тканях индивидуумов с повышенной чувствительностью соматических клеток к мутагенным факторам окружающей среды (синдром атаксии-телеангиэктазии), можно сделать вывод о том, что предлагаемый комплекс молекулярно-цитогенетиче-ских методов для выявления спонтанных хромосомных мутаций в интерфазных клетках может быть с успехом использован для оценки мутагенной активности факторов окружающей среды. Принимая во внимание эффективность выявления аномалий хромосом (более 99%), можно предположить, что данные молекулярно-цитоге-нетические технологии займут достойное место в методическом арсенале современной генетической токсикологии.
Литература
1. Ворсанова С. Г., Юров Ю. Б. // Веста. РАМН. - 1999. -№ 11. - С. 12-16.
2. Ворсанова С. Г., Юров Ю. Б., Чернышев В. Н. Медицинская цитогенетика. — М., 2006.
3. Ворсанова С. Г., Юров И. Ю., Соловьев И. В., Юров Ю. Б. // Рос. веста, перинатол. педиат. — 2006. — Т. 51, № 6. — С. 23-29.
4. Ворсанова С. Г., Юров И. Ю., Соловьев И. В., Юров Ю. Б. Гетерохроматиновые районы хромосом человека: клини-ко-биологические аспекты. — М., 2008.
5. Юров И. Ю , Ворсанова С. Г., Юров Ю. Б. // Клин. лаб. ди-агн. - 2005. - № 11. - С. 21-29.
6. Юров И. Ю , Ворсанова С. Г., Соловьев И. В., Юров Ю. Б. // Генетика. - 2010. — Т. 46, № 9. - С. 1171-1174.
7. Erickson R .Р. // Mutat. Res. - 2010. - Vol. 705, N 2.-P. 96-106.
8. lourov /. Y, Soloviev I. V., Vorsanova S. С. et al. // J. Histo-chem. Cytochem. - 2005. - Vol. 53, N 3. - P. 401-408.
9. lourov /. Y., Liehr T., Vorsanova S. G. et al. // Chromosome Res. - 2006. - Vol. 14, N 3. - P. 223-229.
10. lourov I. Y., Vorsanova S. G., Pellestor F., Yurov Y. B. // Meth. Mol. Biol. - 2006. - Vol. 334. - P. 123-132.
11. lourov I. Y, Vorsanova S. G., Yurov Y. В. // Int. Rev. Cytol. — 2006. - Vol. 249. - P. 143-191.
12. lourov I. Y., Liehr T., Vorsanova S. G., Yurov Y. В. // Biomol. Eng. - 2007. - Vol. 24, N 4. - P.415-417.
13. lourov l. Y, Vorsanova S. G., Yurov Y. B. // Curr. Genom. — 2008. - Vol. 9, N 7. - P. 452-465.
14. lourov I. Y., Vorsanova S. G., Liehr T. et al. // Hum. Mol. Genet. - 2009. - Vol. 18, N 14. - P. 2656-2669.
15. lourov 1. Y., Vorsanova S. G., Liehr T., Yurov Y. B. // Neuro-biol. Dis. - 2009. - Vol. 34, N 2. - P. 212-220.
16. Migliore L., Coppede F., Fenech M., Thomas P. // Mutagenesis.
- 2011. - Vol. 26, N 1. - P. 93-100.
17. Vorsanova S. G., Yurov Y. В., lourov /. Y. // Mol. Cytogenet. — 2010,-Vol. 3, N 1. - P. 1.
18. Vorsanova S. G., Yurov Y. В., Soloviev I. V, lourov I. Y. // Curr. Genom. - 2010. - Vol. 11, N 6. - P. 440-446.
19. Yurov Y. В., lourov I. Y, Vorsanova S. G. et al. // PLoS ONE.
- 2007. - Vol. 2, N 6. - P. e558.
20. Yurov Y. В., Vorsanova S. G., \ourov I. Y. et al. // J. Med. Genet. - 2007. - Vol. 44, N 8. - P. 521-525.
Поступила 15.03.11
Итоги работы пленума
С КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2011 УДК 614.7+613.6]:061.3 «2610»
Л. П. Сычева, В. С. Журков, Л. Ф. Кирьянова, В. А. Максимова, Г. И. Некрасова
ИТОГИ РАБОТЫ ОБЪЕДИНЕННОГО ПЛЕНУМА НАУЧНЫХ СОВЕТОВ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ПО ЭКОЛОГИИ ЧЕЛОВЕКА И ГИГИЕНЕ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ И МВДИКО-ЭКОЛОГИЧЕСКИМ ПРОБЛЕМАМ ЗДОРОВЬЯ РАБОТАЮЩИХ
ФГБУ НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина Минздравсоцразвития России
15—16 декабря 2010 г. в ФГБУ НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина Минздравсоцразвития России состоялся объединенный пленум научных советов Российской Федерации по экологии человека и гигиене окружающей среды и медико-экологическим проблемам здоровья работающих на тему "Научно-методические и законодательные основы обес-
Сычева Л. П. — д-р биол. наук, зав. лаб. генетического мониторинга (lpsyeheva@mail.ru); Журков В. С. — д-р мед. наук, проф., вед. науч. сотр. лаб. генетического мониторинга; Кирьянова Л. Ф. — д-р биол. наук, проф., ученый секретарь ин-та (sysin@comcor.ru); Максимова В. А. — канд. мед. наук, зав. научно-организационным отд.; Некрасова Г. И. — канд. биол. наук, вед. науч. сотр.
печения генетической безопасности факторов и объектов окружающей и производственной среды в целях сохранения здоровья человека".
В работе пленума приняли участие 147 специалистов из 43 учреждений разных городов России (Москва, Санкт-Петербург, Ангарск, Архангельск, Владивосток, Волгоград, Вологда, Екатеринбург, Кемерово, Кировск, Магнитогорск, Новокузнецк, Новосибирск, Оренбург, Пермь, Ростов-на-Дону, Саратов, Тула, Челябинск), 5 республик — Башкортастана (Уфа), Татарстана (Казань), Республики Кабардино-Балкарии (Нальчик), Республики Коми (Сыктывкар), Чеченской Республики (Грозный) и Украины (Киев, Сумы). В пленуме участвовали 1 академик РАН, 4 академика и 3 члена-корреспондента РАМН, 37 профессоров, 13 докторов наук, 47 кандидатов наук и 42 специалиста без ученой степени.
