CC BY
4
ОРГАНОСПЕЦИФИЧЕСКИЕ АНТИОКСИДАНТНЫЕ ЭФФЕКТЫ ДЕЙСТВИЯ ДИНИТРОЗИЛЬНЫХ КОМПЛЕКСОВ ЖЕЛЕЗА ПРИ ОЖОГЕ В ЭКСПЕРИМЕНТЕ
А.Г. Соловьева1, В.И. Сергиенко2, С.П. Перетягин3
гФГБОУ ВО «Приволжский исследовательский медицинский университет» Минздрава России, Нижний Новгород, Россия
2ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины Федерального медико-биологического агентства» России, Москва 3Ассоциация российских озонотерапевтов, Нижний Новгород, Россия
Abstract
The work was devoted to the study of influence of deposited form of nitric oxide, dinitrosyl iron complexes (DNIC), on the processes of free radical oxidation (FRO) and the status of antioxidant system in rat organs with combined thermal injury (CTI). The experiment was conducted on Wistar rats. CTI (contact burn on area of 20% of the body surface and termoinhalation impact) was applied under anesthesia. Animals with burn daily was injected intraperitoneally 10% solution of DNIC. The intensity of FRO and total antioxidant activity, the specific activity of catalase, superoxide dismutase, concentration of malonic dialdehyde (MDA) were determined in homogenates of the liver, kidney, heart and lung at 3 and 10 days after burn. The results showed that the introduction of DNIC to the rats with burn had a normalizing effect on the processes of lipid peroxidation in the lungs and heart. The DNIC has caused a decrease of MDA level and intensity of FRO in the liver on the 10th day after injury. A reduction of lipid peroxidation in the kidney in CTI under the influence of DNIC was revealed. The specific activity of superoxide dismutase and catalase on the 10th day after injury increased in the lung, heart and liver of rats under the influence of the deposited form of NO. Thus, DNIC have pro- and antioxidant properties and can be used in correction of disturbances of oxidative metabolism during the CTI.
Key words: dinitrosyl iron complexes, combined thermal injury, free radical oxidation, antioxidant enzymes
Работа посвящена изучению влияния депонированной формы оксида азота, динитрозильных комплексов железа (ДНКЖ), на процессы свободнорадикального окисления (СРО) и состояние антиоксидантной системы в органах животных с комбинированной термической травмой (КТТ). Эксперимент проведен на крысах-самцах линии Wistar. КТТ (контактный ожог на площади 20% поверхности тела и термоингаляционное воздействие) наносили под наркозом. Животным с ожогом ежедневно вводили внутрибрюшинно 10%-ый раствор ДНКЖ. В гомогенатах печени, почек, сердца и легких определяли интенсивность СРО, общую антиоксидантную активность, удельную активность
каталазы, супероксиддисмутазы, концентрацию малонового диальдегида (МДА) на 3 и 10 сутки после ожога. Показано, что введение крысам с ожогом ДНКЖ оказало нормализующее влияние на процессы липопероксидации в легких и сердце. ДНКЖ вызвали снижение уровня МДА и интенсивности СРО в печени на 10 сутки после травмы. Выявлено уменьшение липопероксидации в почках при КТТ под влиянием ДНКЖ. Под воздействием депонированной формы N0 наблюдалось повышение удельной активности супероксиддисмутазы и каталазы на 10 сутки после травмы в легких, сердце и печени крыс. Таким образом, ДНКЖ обладают про- и антиоксидантными свойствами и могут быть использованы в коррекции нарушений окислительного метаболизма при КТТ.
Ключевые слова: динитрозильные комплексы железа, комбинированная термическая травма, свободнорадикальное окисление, антиоксидантные ферменты
Актуальность проблемы термической травмы занимает одно из центральных мест в общей структуре травматизма и определяется ее высокой распространенностью, летальность при данной форме патологии остается достаточно высокой в связи с развитием полиорганной недостаточности [1]. Активация свободно-радикальных процессов при термических травмах приводит к развитию окислительного стресса, являющегося одним из универсальных механизмов повреждения тканей [9]. В связи с этим представляет интерес исследование свободнорадикального окисления (СРО) в различных органах и тканях при ожогах и поиск возможных путей их коррекции.
Для лечения ожоговой болезни может быть использован оксид азота (N0) как универсальный регулятор различных физиологических процессов в организме животных и человека, который функционирует в сердечнососудистой, секреторной, репродуктивной, нервной, выделительной системах [6]. В клинической практике в качестве лекарственных средств часто используют препараты-доноры N0 (нитроглицерин и его аналоги), которые быстро метаболизируются с выделением N0. Однако при длительном использовании их развивается толерантность к определенной дозе, вынужденное повышение которой может вызывать гиперпродуцирование N0. В связи с этим в настоящее время активно изучаются свойства и возможности применения также других препаратов - доноров N0 [14].
Одним из перспективных источников N0, лишенных недостатков органических нитратов и потенциально приемлемых для биомедицинского применения, являются динитрозильные комплексы железа (ДНКЖ), в частности ДНКЖ, содержащие тиольные лиганды, например цистеин, глутатион [7]. ДНКЖ защищают N0 от действия анионов супероксида, что обеспечивает депонирование N0, его внутри- и межклеточный транспорт [15]. ДНКЖ формируются в организме эндогенно, выступают в качестве регуляторов разнообразных физиологических процессов: подавляют тромбообразование, оказывают антиоксидантное действие, ускоряют заживление кожных ран, снижают некротическую зону при экспериментальном инфаркте миокарда и др. [14, 17]. При этом ДНКЖ малотоксичны, обладают пролонгированным
действием [12, 13]. Однако остается неясной реакция организма на экзогенное введение ДНКЖ при комбинированной термической травме (КТТ).
Целью работы явилось изучение влияния ДНКЖ на процессы СРО и состояние антиоксидантной системы в органах крыс при КТТ.
Материалы и методы
Эксперимент проведен на белых крысах-самцах линии Wistar, полученных из филиала «Столбовая» Федерального государственного бюджетного учреждения науки «Научного центра биомедицинских технологий Федерального медико-биологического агентства» (Москва). Все животные содержались в стандартных условиях вивария в клетках при свободном доступе к пище и воде на рационе питания, согласно нормативам ГОСТа «Содержание экспериментальных животных в питомниках НИИ». Работа с животными соответствовала правилам Европейской Конвенции ET/S 129, 1986 и директивам 86/609 ESC. Из 45 крыс массой 200-250 г. сформировали следующие группы: 1 -интактные здоровые животные (n=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (n=8); 3 -контроль, КТТ, 10 сутки (n=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (n=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (n=7). Животным 2 и 3 группы ежедневно внутрибрюшинно вводили 1 мл физиологического раствора, крысы 4 и 5 группы ежедневно получали лечение в виде внутрибрюшинных инъекций 10%-ого раствора ДНКЖ (1 мл; 0,3 ммоль/л). ДНКЖ с глутатионом получали по методике Ванина А.Ф. [2]. КТТ (контактный ожог на площади 20% поверхности тела и термоингаляционное воздействие горячим воздухом и продуктами горения в течение 20-30 сек) и вывод животных из эксперимента на 3 и 10 сутки после травмы проводили под наркозом (Золетил (60 мг/кг) + Ксила(6 мг/кг)).
В гомогенатах печени, сердца, почек и лёгких оценивали про- и антиоксидантный статус. Гомогенаты органов получали по Н.Д. Ещенко [4]. Активность СРО изучали с помощью метода индуцированной биохемилюминесценции [8] на биохемилюминометре БХЛ-06 (Н.Новгород). Оценивали следующие параметры хемилюминограммы: tg 2а - показатель, характеризующий скорость спада процессов СРО в плазме и свидетельствующий об общей антиоксидантной активности (ОАА); S - светосумма хемилюминесценции за 30 сек. - отражает потенциальную способность биологического объекта к СРО. Содержание промежуточного продукта перекисного окисления липидов (ПОЛ), малонового диальдегида (МДА) определяли по методу М. Mihara, М. Uchiyama [16]. Для оценки активности каталазы использовали спектрофотометрический метод, основанный на определении скорости разложения перекиси водорода [10]. Активность супероксиддисмутазы (СОД) определяли по ингибированию образования продукта аутокисления адреналина [11].
Результаты исследований обрабатывали с использованием программы Statistica 6.0. Значимость различий между показателями определялась с помощью t-критерия Стьюдента. Статистически значимыми считались различия при р<0,05.
Результаты и обсуждение
Наиболее частым компонентом, встречающимся при ожоговой болезни,
является недостаточность органов дыхания. Проведенные исследования показали, что на 3 сутки после КТТ в гомогенате легких светосумма хемилюминесценции возросла на 68,5% (р=0,009) по сравнению со здоровыми животными, на 10 сутки показатель S увеличился на 11,5% (р=0,021) (рис. 1). Введение крысам с термической травмой ДНКЖ вызвало статистически значимое снижение процессов СРО в легких на 45% (р=0,011) на 3 сутки после травмы по сравнению с контролем, способствуя нормализации данного показателя. Отмечена тенденция к снижению ПОЛ под влиянием ДНКЖ в легких на 10 сутки после повреждения на 12% (р=0,064) по сравнению с крысами контрольной группы (рис. 1).
Рис. 1. Динамика изменения светосуммы хемилюминесценции в органах крыс
при ожоге и на фоне введения динитрозильных комплексов железа Примечание: 1 - интактные здоровые животные (п=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (п=8); 3 - контроль, КТТ, 10 сутки (п=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (п=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (п=7); * - различия статистически значимы по сравнению со здоровыми животными (р<0,05); ** - различия статистически значимы по сравнению с контролем (р<0,05)
Активация ПОЛ при КТТ сопровождалась незначительным увеличением вторичного продукта липопероксидации, МДА, в легких на 3 сутки после травмы по сравнению с контрольной группой крыс (рис. 2). На 10 сутки после КТТ выявлено снижение данного показателя на 29,1% (р=0,007) по сравнению со здоровыми крысами, что, вероятно, можно объяснить повышением активности ферментов, участвующих в утилизации высокотоксичных альдегидов, в частности альдегиддегидрогеназы [5].
На фоне воздействия ДНКЖ в легких обнаружено снижение МДА на 3 и 10 сутки после травмы на 36% (р=0,008) и 28% (р=0,021) соответственно по сравнению с контрольной группой крыс.
Известно, что при ожоге нарушается прооксидантно-антиоксидантное равновесие, в результате чего интенсифицируются свободно-радикальные
реакции и развивается окислительный стресс. Это приводит к гиперпродукции активных форм кислорода, мишенью которых являются различные клетки и клеточные структуры [9]. Показано, что ДНКЖ оказывают нормализующее влияние на процессы липопероксидации в легких при КТТ.
Рис. 2. Динамика изменения концентрации малонового диальдегида в органах
крыс при ожоге и на фоне введения динитрозильных комплексов железа Примечание: 1 - интактные здоровые животные (п=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (п=8); 3 - контроль, КТТ, 10 сутки (п=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (п=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (п=7); * - различия статистически значимы по сравнению со здоровыми животными (р<0,05); ** - различия статистически значимы по сравнению с контролем ф<0,05)
Рис. 3. Динамика изменения показателя tg2a в органах крыс при ожоге и на фоне введения динитрозильных комплексов железа Примечание: 1 - интактные здоровые животные (п=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (п=8); 3 - контроль, КТТ, 10 сутки (п=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (п=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (п=7); * - различия статистически значимы по сравнению со здоровыми животными ф<0,05); ** - различия статистически значимы по сравнению с контролем ф<0,05)
По данным индуцированной биохемилюминесценции в легких не обнаружено статистически значимых различий в показателях ОАА между крысами контрольной группы и здоровыми животными (рис. 3). Однако введение ДНКЖ на фоне КТТ вызвало повышение ОАА на 3 сутки после поражения на 28% (р=0,076) по сравнению с контролем.
Большое значение для поддержания в клетках прооксидантно-антиоксидантного баланса и внутриклеточного восстановительного потенциала имеют реакции, которые катализируют СОД, каталаза. В легких удельная активность СОД уменьшилась в 1,2 раза (р=0,034) на 3 сутки и в 1,8 раза (р=0,004) на 10 сутки после КТТ по сравнению с показателем здоровых животных (табл.1). Активность каталазы, обеспечивающей разрушение перекиси водорода, в легких снизилась в 4,5 раза (р=0,001) на 3 сутки и в 1,2 раза (р=0,009) на 10 сутки после КТТ по сравнению с интактными крысами (табл. 2).
Табл. 1. Удельная активность супероксиддисмутазы (усл.ед./мг белка) в органах крыс с ожогом под влиянием динитрозильных комплексов железа_
Груп па Легкие Сердце Печень Почки
1 1586,70±64,14 1083,51±76,26 758,23±30,60 652,9±39,92
2 1324,59±53,62* 1380,07±78,52* 962,39±27,31 * 734,51±37,27
3 897,01±43,27* 742,99±23,82 * 476,10±35,34 * 697,49±29,76
4 599,53±31,97 */** 963,94± 37,91 ** 410,84±9,47 */** 601,91±26,81 **
5 998,23±65,92* 781,26±44,14 */** 579,76±13,18* 583,64±41,05
Примечание: 1 - интактные здоровые животные (п=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (п=8); 3 - контроль, КТТ, 10 сутки (п=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (п=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (п=7); * - различия статистически значимы по сравнению со здоровыми животными ф<0,05); ** - различия статистически значимы по сравнению с контролем ф<0,05)
Табл. 2. Удельная активность каталазы (усл.ед./мг белка) в органах крыс с _ожогом под влиянием динитрозильных комплексов железа_
Группа Легкие Сердце Печень Почки
1 27,60±2,42 10,61±0,15 18,77±2,39 40,57±6,21
2 6,35±0,51 * 10,90±0,24 6,21±0,69 * 11,18±0,53 *
3 22,56±0,89 * 6,71±0,39 * 15,38±1,41 15,74±1,07 *
4 17,08±1,20 */** 7,99±0,37 */** 7,81±0,74 * 9,34±0,36 */**
5 8,43±0,27 */** 13,11±0,41 */** 26,18±1,78 */** 8,19±0,41 */**
Примечание: 1 - интактные здоровые животные (п=15); 2 - контроль, КТТ, 3 сутки (п=8); 3 - контроль, КТТ, 10 сутки (п=7); 4 - КТТ + ДНКЖ, 3 сутки (п=8); 5 - КТТ + ДНКЖ, 10 сутки (п=7); * - различия статистически значимы по сравнению со здоровыми животными ф<0,05); ** - различия статистически значимы по сравнению с контролем ф<0,05)
Полученные результаты показали, что при введении крысам с ожогом
ДНКЖ активность СОД и каталазы в легких оставалась статистически значимо ниже показателей здоровых животных. Однако выявлено увеличение активности каталазы на 3 сутки после травмы при введении ДНКЖ в 2,8 раза (р=0,003) по сравнению с контролем. Отмечена тенденция к повышению удельной активности СОД на 11% (р=0,087) на 10 сутки после КТТ (табл. 1) в легких под влиянием ДНКЖ по сравнению с контрольной группой крыс, способствуя снижению высокореактивного супероксида, который влияет на образование S-нитрозогемоглобина и стимулирует высвобождение N0 из S-нитрозоальбумина
[3, 18].
При исследовании СРО в сердце крыс с КТТ было установлено повышение интенсивности индуцированной хемилюминесценции на 3 сутки после ожога на 27,8% ф=0,015) по сравнению со здоровыми животными (рис. 1).
Повышенная продукция активных форм кислорода инициирует реакции ПОЛ биологических мембран, следствием чего явилось выявленное увеличение содержания МДА в сердце на 33,3% ф=0,024) на 3 сутки после травмы по сравнению с интактными крысами, свидетельствующее об активизации ПОЛ. На 10 сутки после КТТ отмечена тенденция к снижению процесса индуцированной хемилюминесценции и уменьшение количества МДА на 20% (р=0,027) по сравнению со здоровыми животными. Введение раствора ДНКЖ при КТТ способствовало нормализации процессов липопероксидации и уровня МДА в сердце (рис. 2). Отмечено снижение показателя tg 2а при КТТ в сердце на 10 сутки и уменьшение данного показателя на 41,1% (р=0,005) на 3 сутки после поражения по сравнению со здоровыми животными (рис. 3). Под влиянием депонированной формы NO общая антиоксидантная активность в сердце на 3 сутки после КТТ возросла на 43,7% ф=0,001) по сравнению с контролем.
На 3 сутки после термического воздействия выявлено компенсаторное повышение удельной активности СОД в 1,3 раза (р=0,031) по сравнению с интактными крысами, что говорит о мобилизации защитных механизмов [9]. На 10 сутки после КТТ в гомогенате сердца активность СОД и каталазы уменьшилась в 1,5 (р=0,023) и 1,6 раза (р=0,030) соответственно по сравнению со здоровыми животными (табл. 1, 2), что может привести к накоплению пероксида водорода и супероксидных радикалов. К 10 суткам после КТТ на фоне воздействия ДНКЖ удельная активность каталазы возросла в 2 (р=0,003) и 1,2 раза (р=0,041) по сравнению с контролем и здоровыми крысами.
Особенности печеночной недостаточности при ожоговой болезни проявляются в нарушениях пигментного обмена, белково-образовательной, синтезирующей и детоксикационной функций, коагулопатиями, вследствие чего в кровь в избыточном количестве поступают ферменты, синтезируемые в этом органе, и билирубин [3].
Исследование процессов индуцированной хемилюминесценции в печени показало повышение ПОЛ на 3 и 10 сутки после травмы на 43,4% (р=0,012) и 45,3% (р=0,006) соответственно по сравнению со здоровыми животными (рис. 1). Данные результаты свидетельствуют о выраженной интенсификации перекисных процессов в печени при ожоге. ДНКЖ вызвали уменьшение ПОЛ в печени на 27% (р=0,023) на 3 сутки и на 40,1% (р=0,017) на 10 сутки после КТТ по
сравнению с контролем (рис. 1).
Выявлено увеличение уровня МДА в печени на 21% (р=0,087) на 3 сутки и повышение концентрации МДА на 36,6% (р=0,031) на 10 сутки после травмы по сравнению со здоровыми животными (рис. 2). Таким образом, дезадаптивно повышенный уровень МДА может быть дополнительным маркером острого паренхиматозного поражения печени. Введение крысам с термической травмой ДНКЖ привело к падению количества МДА в печени на 13% (р=0,042) на 3 сутки и на 53% (р=0,003) на 10 сутки после травмы по сравнению с контролем. Уровень МДА под влиянием ДНКЖ на 10 сутки после КТТ оказался ниже на 35,9% (р=0,005) по сравнению с интактными животными. Таким образом, ДНКЖ способствуют снижению и ослаблению интенсификации ПОЛ в печени при КТТ.
ОАА в печени снизилась на 3 и 10 сутки после травмы на 60% (р=0,017) и 30% (р=0,022) соответственно по сравнению со здоровыми крысами (рис. 3). Наблюдаемое усиление перекисных процессов на фоне угнетения антиоксидантной системы свидетельствует о развитии окислительного стресса в печени при КТТ, связанного, вероятно, с тем, что произошла активная мобилизация всех систем, и пластическая система не успела включиться в адаптационный процесс. ДНКЖ вызвали повышение показателя tg 2а на 3 сутки после травмы на 39% (р=0,031) по сравнению с контролем.
Активность СОД в печени компенсаторно возросла на 27% (р=0,012) на 3 сутки после ожога и уменьшилась в 1,6 раза (р=0,005) на 10 сутки после КТТ по сравнению с интактными животными. Отмечена тенденция к повышению активности СОД под влиянием ДНКЖ на 22% (р=0,065) на 10 сутки после КТТ по сравнению с контролем. Активность каталазы снизилась в печени в 3,2 раза (р=0,001) на 3 сутки после КТТ по сравнению со здоровыми животными. ДНКЖ способствовали повышению активности каталазы в печени на 10 сутки после травмы в 1,7 раза (р=0,011) по сравнению с контрольными животными и в 1,4 раза (р=0,022) по сравнению со здоровыми крысами.
Показано, что показатель светосуммы и уровень МДА в почках увеличились на 3 сутки после ожога на 67% (р=0,014) и 21% (р=0,034) соответственно по сравнению с интактными крысами (рис. 1, 2). ДНКЖ способствовали снижению процессов липопероксидации в почках на 3 сутки после КТТ по сравнению с контрольными животными на 34% (р=0,027) (рис. 1). Уровень МДА и ПОЛ уменьшились на 10 сутки после травмы под влиянием ДНКЖ на 33% (р=0,021) и 15% (р=0,039) соответственно по сравнению с контролем.
В динамике общей антиоксидантной активности в гомогенате почек крыс наблюдалось ее снижение: на 3 сутки после КТТ - на 35% (р=0,021), на 10 сутки - на 17,7% (р=0,035) относительно здоровых животных, что свидетельствует об угнетении антиоксидантной системы защиты при термической травме (рис. 3). При введении ДНКЖ на 3 сутки происходило повышение ОАА на 41,3% (р=0,026) относительно контроля, однако на 10 сутки исследуемый показатель оказался ниже показателя здоровых и контрольных крыс на 32,5% (р=0,009) и 18,1% (р=0,021) соответственно.
В результате проведенных исследований выявлено снижение активности
каталазы в почках на 3 сутки в 3,6 раза (р=0,007), на 10 сутки после травмы в 2,5 раза (р=0,009) по сравнению со здоровыми животными. Введение ДНКЖ способствовало статистически значимому падению активности каталазы при КТТ и по сравнению с интактными животными, и по сравнению с контролем (табл. 2). При этом в почках не обнаружено статистически значимых изменений активности СОД при КТТ (табл. 1).
Заключение
Таким образом, проведенные исследования показали, что термическая травма вызывает интенсификацию СРО на фоне снижения антиоксидантных резервов во всех исследованных органах. В печени, почках, сердце и легких крыс с КТТ выявлено усиление перекисных процессов, накопление МДА, на фоне угнетения антиоксидантной системы: отмечено уменьшение каталитических свойств каталазы во всех органах при КТТ, выявлено снижение удельной активности СОД на 10 сутки после травмы в печени, сердце и легких. Наиболее выраженное увеличение СРО и снижение ОАА отмечено в печени.
Установлено, что ДНКЖ обладают про- и антиоксидантными свойствами. ДНКЖ оказали нормализующее влияние на процессы СРО в легких и сердце крыс при КТТ. Отмечено статистически значимое снижение МДА и СРО на 10 сутки после КТТ под влиянием ДНКЖ в печени. Показано снижение СРО в почках при КТТ под влиянием ДНКЖ. Под воздействием депонированной формы наблюдалось повышение удельной активности СОД и каталазы на 10 сутки после травмы в легких, сердце и печени крыс. Поскольку ДНКЖ являются донорами оксида азота можно предположить, что NO действует в исследуемых органах как антиоксидант, перехватывая алкоксильные и алкилпероксильные радикалы, в результате чего обрываются цепные реакции СРО [3, 12], образуется аддукт (алкилпероксинитрит), близкий по структуре к пероксинитриту, и нитропроизводные липидов [13]. Кроме того, одним из механизмов антиоксидантного действия NO, возможно, является связывание свободных ионов железа в составе нитрозильных комплексов. При этом ингибируются реакции СРО, катализируемые редокс-активными ионами железа [3]. Таким образом, оксид азота может защищать биологические молекулы от окислительной модификации, нитрозилируя и восстанавливая оксоферрилформы гемопротеидов, к которым относится каталаза.
Список литературы
1. Будкевич Л.И., Воздвиженский С.И., Окатьев В.С., Степанович В.В. Летальность при термических поражениях у детей: состояние, причины и пути ее снижения // Российский вестник перинатологии и педиатрии. 2004. № 4. С. 51-54.
2. Ванин А.Ф., Микоян В.Д., Кубрина Л.Н., Бородулин Р.Р., Бургова Е.Н. Моно- и биядерные динитрозильные комплексы железа с тиолсодержащими лигандами в различных биосистемах // Биофизика. 2015. Т. 60, №4. С. 735-747.
3. Губкин А.А. Динитрозильные комплексы железа, S-нитрозотиолы и коэнзим Q как антиоксиданты в системах, моделирующих окислительный стресс. Дис. ... канд. физ.-мат. наук. Москва, 2006. 111 с.
4. Ещенко Н.Д. Выделение митохондриальной и цитоплазматической
фракций тканей для анализа активности ферментов. В кн.: Прохорова М.И., ред. Методы биохимических исследований (липидный и энергетический обмен). Ленинград: Издательство Ленинградского университета, 1982. С. 29-33.
5. Кирпичева А.Г., Зимин Ю.В. Влияние молекул средней массы на альдегиддегидрогеназную систему печени и эритроцитов в эксперименте // Успехи современного естествознания. 2004. №4. С. 21-23.
6. Малахов В.А., Завгородняя А.Н., Лычко В.С., Джанелидзе Т.Т., Волох Ф.А. Проблема оксиду азоту в неврологии. Суми: Видавництво СумДПУ им. А.С. Макаренка, 2009. 242 с.
7. Мартусевич А.К., Соловьева А.Г., Перетягин С.П., Давыдюк А.В. Влияние динитрозильных комплексов железа на метаболические параметры крови животных с экспериментальной термической травмой // Биофизика. 2014. Т.59, №6. С. 1173-1179.
8. Пискарев И.М., Трофимова С.В., Бурхина О.Е., Иванова И.П. Исследование уровня свободнорадикальных процессов в субстратах и биологических образцах с помощью индуцированной хемилюминесценции // Биофизика. 2015. Т. 60, №3. С. 496-505.
9. Полутова Н.В., Чеснокова Н.П., Островский Н.В. Активация свободно-радикального окисления - эфферентное звено реализации цитопатогенных эффектов ожоговой травмы // Вестник новых медицинских технологий. 2009. Т. 16, №2. С. 68-71.
10. Сибгатуллина Г.В., Хаертдинова Л.Р., Гумерова Е.А., Акулов А.Н., Костюкова Ю.А., Никонорова Н.А. и др. Методы определения редокс-статуса культивируемых клеток растений: Учебно-методическое пособие. Казань: Казанский (Приволжский) Федеральный университет, 2011. 61 с.
11. Сирота Т.В. Новый подход в исследовании процесса аутоокисления адреналина и использование его для измерения активности супероксиддисмутазы // Вопросы медицинской химии. 1999. Т. 45, №3. С. 109-116.
12. Тимошин А.А., Лакомкин В.Л., Рууге Э.К., Ванин А.Ф. Фармакокинетика и распределение динитрозильных комплексов железа в тканях органов крыс // Биофизика. 2012. Т. 57, №2. С. 331-337.
13. Шумаев К.Б., Губкин А.А., Губкина С.А., Гудков Л.Л., Свиряева И.В., Тимошин А.А. и др. Взаимодействие динитрозильных комплексов железа с интермедиатами окислительного стресса // Биофизика. 2006. Т. 51, №3. С.472-477.
14. Lewandowska H., B^ska K., Мес7усвка^1е1§087 S., Rumianek K., W^duk G., Kruszewski M. Dinitrosyl iron complexes: structure and biological functions // Postepy Biochem. 2010. Vol. 56, №3. P. 298 - 304.
15. Lewandowska H., Kalinowska M., B^ska K., Wуjciuk K., Wуjciuk G., Kruszewski M. Nitrosyl iron complexes: synthesis, structure and biology // Dalton Trans. 2011. Vol. 40, № 33. P. 8273-8289.
16. Mihara M., Uchiyama M. Biochemistry. N.Y.: Medicine, 1980. 271 p.
17. Mojokina G.N., Elistratova N.A., Mikoyan V.D., Vanin A.F. Transport of dinitrosyl iron complexes into animal lungs // Biofizika. 2015. Vol. 60, № 2. P. 355359.
BHopagHKa^w h ÂHTHOKCHgaHTbi. 2019 TOM 6, №2
57
18. Shekhter A.B., Rudenko T.G., Istranov L.P., Guller A.E., Borodulin R.R., Vanin A.F. Dinitrosyl iron complexes with glutathione incorporated into a collagen matrix as a base for the design of drugs accelerating skin wound healing // Eur. J. Pharm. Sci. 2015. №78. P. 8-18.
