CC BY
42
УДК 612.35:577.121.7(577.175.822+577.352.335)
ОКИСЛЕНИЕ АЦЕТИЛХОЛИНА И ЛИПИДОВ МИКРОСОМ ПЕЧЕНИ IN VITRO
В.И.Тиханов1, Н.А.Лосев2, В.АДоровских1, Д.П.Решодько1, И.В.Тиханов3, Р.А.Анохина1, Е.Г.Роговченко4
1Амурская государственная медицинская академия Министерства здравоохранения РФ, 675000, г. Благовещенск, ул. Горького, 95 2НИИ экспериментальной медицины Северо-Западного отделения РАМН, 197376, г. Санкт-Петербург, ул. акад. Павлова, 12 Медико-санитарная часть №78 Федеральной службы исполнения наказаний России,
191014, г. Санкт-Петербург, набережная реки Фонтанки, 36А 4Амурская областная клиническая больница, 675028, г. Благовещенск, ул. Воронкова, 26
РЕЗЮМЕ
Проведены исследования по индуцированию пе-рекисного (свободнорадикального) окисления ли-пидов микросом печени крыс неферментативными (аскорбатзависимыми) и ферментативными (NADP^H-зависимыми) механизмами с содержанием ацетилхолина в инкубационной среде. Полученные данные свидетельствуют: присутствие ацетилхолина в инкубационной среде уменьшает способность липидов микросом печени к окислению. После тепловой обработки микросом печени присутствие ацетилхолина в инкубационной среде также снижает способность липидов микросом к окислению индуцированного ферментативным (NADP^H-зависимым) механизмом. Уменьшение активности белков эндоплазматического ретику-лума гепатоцитов тепловой обработкой микросом печени резко снижает способность липидов к окислению ферментативным (NADP^H-зависимым) механизмом.
Ключевые слова: ацетилхолин, микросомы печени, перекисное окисление липидов, тепловая обработка микросом печени, ферментативное (NADPH-зависи-мое) окисление липидов, неферментативное (аскор-батзависимое) окисление липидов.
SUMMARY
OXIDATION OF ACETYLCHOLINE AND LIVER MICROSOMES LIPIDS IN VITRO
V.I.Tikhanov1, N.A.Losev2, V.A.Dorovskikh1,
D.P.Reshod'ko1, I.V.Tikhanov3, R.A.Anokhina1, E.G.Rogovchenko4
1Amur State Medical Academy, 95 Gor'kogo Str., Blagoveshchensk, 675000, Russian Federation 2Research Institute of Experimental Medicine of Northwest Branch RAMS, 12 akad. Pavlova Str., St. Petersburg, 197376, Russian Federation Medical Care Unit №78 of the Federal Penitentiary Service of Russia, 36А Fontanka River Emb., St. Petersburg, 191014, Russian Federation 4Amur Regional Clinical Hospital, 26 Voronkova Str., Blagoveshchensk, 675028, Russian Federation
Studies have been conducted about the induction of lipid peroxidation (free-radical) of rats liver microsomes by non-enzymatic (ascorbate-dependent) and en-
zymatic (NADP^H-dependent) mechanisms with acetyl-choline in the incubation medium. The obtained data indicate that the presence of acetylcholine in the incubation medium reduces the ability of microsomal lipid oxidation. After the heat treatment of liver microsomes, the presence of acetylcholine in the incubation medium also reduces the ability of the microsomal lipid oxidation induced by enzymatic (NADP^H-dependent) mechanism. The decrease of protein activity of endoplasmatic reticulum of hepatocytes by the heat treatment of liver microsomes dramatically reduces the ability of lipid oxidation by enzymatic (NADP^H-de-pendent) mechanisms.
Key words: acetylcholine, liver microsomes, lipid peroxidation, heat treatment of liver microsomes, enzymatic (NADP'H-dependent) lipid oxidation, non-enzymatic (ascorbate-dependent) lipid oxidation.
Экспериментальные работы in vivo показали: непрямой холиномиметик неостигмин (прозерин), накапливающий в тканях антихолинэстеразными механизмами эндогенный ацетилхолин, увеличивает окисление липидов печени на фоне кратковременной (трехчасовой) холодовой нагрузки, создаваемой лабораторным животным [12]. Отмечается ускорение и увеличение формирования малонового диальдегида (МДА) гомогената печени на фоне снижения содержания диеновых коньюгатов и гидроперекисей, определяемых в общих липидах печени.
Индуцирование перекисного (свободнорадикального) окисления липидов (ПОЛ) печени in vitro ферментативными (NADP^H-зависимыми) механизмами с присутствием неостигмина в инкубационной среде в концентрации 10-4М также приводит к увеличению окисления липидов микросом печени [13]. Вместе с тем ПОЛ, активируемое неферментативными (аскор-бат-зависимыми) механизмами с присутствием в инкубационной среде неостигмина вызывает противоположный эффект - уменьшение содержания МДА [13] .
Такая разнонаправленность эффектов, возникающая в присутствии неостигмина при индуцировании ПОЛ in vivo и in vitro ставит перед нами задачу проведения ряда экспериментов in vitro с содержанием в инкубационной среде ацетилхолина и сопоставления полученных результатов окисления липидов с результатами окисления неостигмина in vitro.
Материалы и методы исследования
Работа выполнена на кафедре фармакологии Амурской государственной медицинской академии. Эксперимент проводили на белых беспородных крысах-самцах массой до 200 г. В каждой группе проб при индуцировании соответствующего механизма окисления липидов содержалось 6 крыс, каждая проба окисления липидов бралась от отдельного животного и их общее количество в эксперименте достигало 50.
Все животные содержались в стандартных условиях вивария с соблюдением режима кормления, тепла и без ограничения доступа к питьевой воде. Протокол экспериментальной части исследования на этапах содержания животных, моделирования патологических процессов и выведения их из опыта соответствовал принципам биологической этики, изложенным в Международных рекомендациях по проведению медико-биологических исследований с использованием животных (1985), Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях (Страсбург, 1986), Приказе МЗ СССР №755 от 12.08.1977 г. «О мерах по дальнейшему совершенствованию организационных форм работы с использованием экспериментальных животных», Приказе МЗ РФ №267 от 19.06.2003 г. «Об утверждении правил лабораторной практики».
После вскрытия брюшной и грудной полостей извлекали печень и готовили гомогенат с использованием амино-метанового буфера и гомогенизатора Даунса. Гомогенат печени центрифугировали при 9500 g в течение 20 минут при +4°С. Полученная надосадочная жидкость подвергалась дальнейшему центрифугированию при 24000 g в течение 120 минут при +4°С. Осадок микросом ресуспендировался в амино-метановом буфере, определялась концентрация белка в микросомах печени и в дальнейшем использовалась для решения задач, поставленных в эксперименте [4, 5, 10, 21].
Определение окислительной активности ацетилхо-лина производилось in vitro и оценивалось по способности уменьшать или увеличивать неферментативное (аскорбатзависимое) и ферментативное (NADP^H-за-висимое) свободнорадикальное ПОЛ в инкубационной среде с содержанием в пробирке суспензии микросом печени и выражалось в процентах.
Перерасчёт содержания МДА после индуцирования ПОЛ in vitro делали на 1 мг белка микросом. Прирост оптической плотности (Д) МДА рассчитывался по разнице оптической плотности МДА после окисления микросом и оптической плотности МДА до окисления микросом [1, 6, 7, 8, 11].
Инкубационная смесь обьёмом 1 мл содержала 0,8 мМ акскорбиновой кислоты или 1 мМ NADP^H, 0,2 мМ пирофосфата Na, 50 мМ трис-HCL (аминометано-вого) буфера (рН - 7,4).
Результаты проб с содержанием ацетилхолина сравнивались с результатами проб, где окислялись только липиды микросом. Молярная концентрация ацетилхолина в инкубационной среде создавалась согласно концентрации ацетилхолина при прохождении
его по сосудистому руслу ткани печени in situ и была равна 10-3М, 10-4М, 10-5М, 10-6М. Окислительная активность ацетилхолина рассчитывалась по формуле [1].
Содержание МДА определяли в водной фазе суспензий микросом при индуцировании аскорбатзависи-мого (неферментативного) окисления липидов и NADP^H-зависимого (ферментативного) окисления липидов микросом по цветной реакции с 2-тиобарбиту-ровой кислотой [7, 19] .
Определение активности каталазы производили колориметрическим методом, основанным на цветной реакции перекиси водорода с молибдатом аммония и измерении цветного комплекса при длине волны Х-410 нм [11].
Снижения активности белка добивались нагреванием микросом печени в стекле, температура в водяной бане создавалась +80°С [18, 24] .
Статистическую обработку результатов проводили методом ANOVA с применением непараметрического дисперсионного анализа (W.H.Kruskal, W.A.Wallis), парного критерия Манна-Уитни (Mann-Whitney U-test). Количественные значения представлены в виде медианы (Ме) и интерпроцентильного размаха [5-й про-центиль; 95-й процентиль].
Результаты исследования и их обсуждение
Результаты исследований, полученные ранее in vitro, свидетельствуют: присутствие в инкубационной среде неостигмина (прозерина) мольной концентрации 10-4М вызывает увеличение окисления липидов мик-росом печени при индуцировани окисления липидов ферментативными (NADP^H-зависимыми) механизмами [13].
Окисление же липидов неферментативными (аскор-батзависимыми) механизмами с присутствием в инкубационной среде неостигмина мольной концентрации 10-4М показало: неостигмин (прозерин) способствует возникновению антиоксидантного эффекта [13].
Разнонаправленность результатов, получаемых при окислении липидов микросом печени с присутствием неостигмина в инкубационной среде при индуцировании как неферментативных, так и ферментативных механизмов окисления ставит перед нами вопрос: «Будет ли оказывать влияние на окисление липидов микросом печени присутствие ацетилхолина в инкубационной среде? Способен ли ацетилхолин в присутствии липи-дов микросом печени влиять на ферментативные и неферментативные механизмы окисления липидов?».
Нами были получены следующие данные: присутствие ацетилхолина в инкубационной среде при инду-цированиии свободнорадикального ПОЛ микросом печени как ферментативным (NADP^H-зависимым), так и неферментативным (аскорбатзависимым) механизмами в предложенных молярных концентрациях вызывает антиоксидантный эффект (табл. 1, 2).
Сопоставляя данные по окислению липидов инку-бационой среды в присутствии ацетилхолина можно сделать обобщение: ацетилхолин во всех предложенных молярных концентрациях (10-3М - 10-6М) при индуцировании как неферментативных
(аскорбатзависимых), так и ферментативных in vitro приводит к уменьшению способности липидов (NADP^H-зависимых) механизмов окисления липидов печени к окислению.
Таблица 1
Неферментативное (аскорбатзависимое) окисление липидов микросом с содержанием ацетилхолина
(АЦХ) в инкубационной среде
Концентрация АЦХ Содержание МДА в пробах до окисления липидов микросом Содержание МДА в пробах после окисления липидов микросом Окислительная активность АЦХ
1 группа проб (П=6) ДЕ МДА микросом, нмоль/мг белка 2 группа проб (п=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка 3 группа проб (п=6) ДЕмда микросом, нмоль/мг белка 4 группа проб (п=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка
10-3М 0,328 [0,304; 0,348] 0,339 [0,328; 0,349] р2-1=0,179* 14,713 [14,0; 15,3] р31=0,003 р3-2=0,004 12,015 [11,2; 12,9] р4-1=0,0107 р4 2=0,00394 р„=0,004 +18,4% [12,3; 26,9]
10-4М 0,321 [0,302; 0,331] 0,361 [0,351; 0,372] р2-1=0,00395 14,6 [14,8; 15,6] р31=0,003 р3-2=0,0003 12,1 [11,5; 12,8] р4-1=0,0197 р4 2=0,00394 р„=0,004 +19,2% [15,8; 21,5]
10-5М 0,327 [0,307; 0,346] 0,609 [0,579; 0,662] р2-1=0,00394 14,9 [14,4; 15,9] р3-1=0,00006 р3-2=0,000297 12,9 [12,0; 13,4] р4-1=0,0197 р4-2=0,00395 р4-3=0,004 +15,1% [11,9; 16,5]
10-6М 0,326 [0,301; 0,343] 0,844 [0,828; 0,855] р2-1=0,0049 14,2 [14,34; 15,7] р3-1=0,00006 р3-2=0,000297 13,5 [13,0; 14,2] р4-1=0,0003 р4-2= 0,004 р4 3=0,00395 +13,4% [8,7; 15,2]
Примечание: здесь и в таблицах 2 и 3 (+) - антиоксидантный эффект, (-) - прооксидантный эффект ацетилхо-лина; * - значения статистически недостоверны (р>0,05).
Таблица 2
Ферментативное (NADP•H-зависимое) окисление липидов микросом с содержанием ацетилхолина (АЦХ)
в инкубационной среде
Концентрация АЦХ Содержание МДА в пробах до окисления липидов микросом Содержание МДА в пробах после окисления липидов микросом Окислительная активность АЦХ
1 группа проб (П=6) ДЕ МДА микросом, нмоль/мг белка 2 группа проб (п=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка 3 группа проб (п=6) ДЕмда микросом, нмоль/мг белка 4 группа проб (п=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка
10-3М 0,311 [0,221; 0,331] 0,812 [0,800; 0,831] р2-1=0,00394 4,406 [4,189; 4,603] р31=0,0001 р3-1=0,0197 3,703 [3,112; 3,936] р4-1=0,0197 р4-2=0,004 р4-3=0,00216 +24,5% [18,3; 28,7]
10-4М 0,309 [0,232; 0,336] 0,621 [0,607; 0,636] р2-1=0,00216 4,511 [4,172; 4,903] р31=0,00395 р3-2=0,004 3,462 [3,182; 3,908] р ,=0,000297 4-1 р4-2=0,00394 р4-3=0,00216 +30,4% [27,54; 36,4]
10-5М 0,308 [0,227; 0,339] 0,555 [0,462; 0,662] р2-1=0,00216 4,305 [4,05; 4,913] р31=0,0003 р3-2=0,00394 3,331 [3,015; 3,889] р4-1=0,004 р4-2=0,00216 р44--32=0,00395 +32,1% [24,0; 40,3]
10-6М 0,310 [0,231; 0,338] 0,545 [0,412; 0,682] р2-1=0,00395 4,216 [4,083; 4,913] р31=0,00006 f)3-2=0,0197 3,131 [2,915; 3,989] р4-1=0,0197 р4-2=0,00394 р4 2=0,00216 +47,7% [38,9; 48,4]
Напоминаем: из полученных ранее данных присутствие неостигмина в инкубационной среде (10-4М) [15] при индуцировании ферментативного (NADP^H-зави-симого) механизма окисления липидов микросом печени приводит к увеличению окисления, а активирование неферментативного (аскорбатзависимого) механизма окисления липидов in vitro неостигмином уменьшает окисление липидов, вызывая антиоксидант-ный эффект.
Липидная фаза остатков мембран эндоплазматиче-ского ретикулума гепатоцитов (микросом печени) предопределяет присутствие и работу комплекса гем-тиолатных протеинов, обозначаемых как цитохром Р450 [2, 20, 26], катализирующих оксигенацию помимо ксенобиотиков и эндогенных компонентов клетки, таких как монокарбоновые (жирные кислоты (преимущественно С18, С20, C22) [27] с формированием из них простаноидов, лейкотриенов, гидроксиэйкозатетраенов (HETEs) [9, 14, 22], эпоксиэйкозатриеновых кислот (EETs) [17], трактуемых как продукты свободноради-кального ПОЛ. Поскольку в ферментативных механизмах ПОЛ участвуют белковые компоненты мембран эндоплазматического ретикулума гепатоцитов (цито-хром Р450) [3, 20], то для выяснения вопроса о влиянии на окисление липидов только ацетилхолина, а не протеинов, включённых в состав липидов мембран эндо-
плазматического ретикулума гепатоцитов, мы произвели тепловую инактивацию белка, включённого в мембраны эндоплазматического ретикулума.
Критерием потери активности белка, находящегося в мембранах эндоплазматического ретикулума гепатоцитов, служило определение способности разрушать гидроперекись водорода (Н2О2) одним из ферментов, относящихся к антиокислительной системе печени -оценивалась активность каталазы из приготовленных к окислению микросом печени.
Так, в микросомах печени, не подвергавшихся термообработке, активность каталазы оценивали в 24 ммоль/л-1, сек-1; после тепловой обработки микросом печени активность каталазы определялась в 1,076 ммоль/л-1, сек-1 (р <0,005).
В результате тепловой обработки микросом печени и проведенной с ними работы по окислению липидов были получены данные, свидетельствующие о том, что присутствие ацетилхолина в инкубационной среде во всех предложенных молярных концентрациях при индуцировании ПОЛ микросом печени ферментативными ^ЛВР^Н-зависимыми) механизмами приводит к резкому снижению окисления липидов печени, и после произведенных расчётов - констатации факта о возникновении антиоксидантного эффекта, вызываемого ацетилхолином (табл. 3).
Таблица 3
Ферментативное (NADP•H-зависимое) окисление липидов микросом с содержанием ацетилхолина (АЦХ) в инкубационной среде после тепловой обработки микросом
Концентрация АЦХ Содержание МДА в пробах до окисления липидов микросом Содержание МДА в пробах после окисления липидов микросом Окислительная активность АЦХ
1 группа проб (п=6) ДЕ МДА микросом, нмоль/мг белка 2 группа проб (п=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка 3 группа проб (П=6) ДЕмда микросом, нмоль/мг белка 4 группа проб (П=6) ДЕмда микросом +прозерин, нмоль/мг белка
10-3М 1,083 [1,009; 1,124] 1,201 [1,176; 1,214] р2-1=0,00526 1,109 [1,1; 1,146] р3 =0,0131 р3-2=0,00394 1,042 [1,021; 1,181] р„=0,297* р4-2=0,000533 р44-2-3=0,00394 +303% [232; 714]
10-4М 1,116 [1,0; 1,144] 1,234 [1,204; 1,289] р2-1=0,0031 1,112 [0,986; 1,156] р3-1=0,0131 р33-2-1=0,00395 1,151 [1,091; 2,091] р„=0,00151 р4-2=0,00394 р„=0,229* +261% [182; 663]
10-5М 1,017 [0,921; 1,144] 1,195 [1,108; 1,214] р2-1=0,00216 1,095 [0,916; 1,146] р3-1=0,0131 р33-2-1=0,00395 1,183 [1,164; 1,199] р4-1=0,004 р4-2=0,546* р4-3=0,00216 +138% [115; 320]
10-6М 1,091 [0,971; 1,104] 1,337 [1,269; 1,492] р2-1=0,00216 0,909 [0,880; 1,116] р3-1=0,00865 3р-13-2=0,004 1,162 [1,048; 1,214] р4-1=0,109* р4-2=0,00394 р„=0,378* +429% [166; 652]
Публикацией результатов, полученных в эксперименте, мы стараемся сделать акцент на вопросе о возможном влиянии мускаринчуствительных ацетилхолиновых зон (рецепторов) метабототропных G-белков [15, 16, 23, 28] и никотинчуствительных аце-тилхолиновых участков лиганд-проводящих ионных каналов [14, 25] на формирование ПОЛ, где ферментативные механизмы плазматической мембраны гепато-цитов составляют основу работы холинотропных рецепторов и поэтому вопрос о влиянии ферментативных механизмов индуцирующих ПОЛ in vitro в присутствии ацетилхолина для нас играют важную роль, и не только в определении способности самой молекулы ацетилхолина индуцировать ПОЛ, но и во взаимоотношениях между белками мембран и ацетилхолином. Поэтому важно отметить поведение ацетилхолина в инкубационной среде при окислении липидов микро-сом ферментативными (NADP^H-зависимыми) механизмами.
Структура молекулы ацетилхолина предрасполагает к возникновению феномена одноэлектронного окисления и восстановления липидов с последующим развитием перекисного (свободнорадикального) окисления: присутствие в молекуле атома азота с неподе-лённой электронной парой, сложная эфирная связь, создаваемая двумя атомами кислорода в карбонильной части молекулы.
Необходимо отметить, что полученные в эксперименте данные позволят подчеркнуть значимость белковых компонентов, включённых в липидную фазу мембран при индуцировании ПОЛ.
Так, если до индуцирования окисления липидов и до тепловой обработки микросом исходное содержание МДА в инкубационной среде составило 0,310 нмоль/мл гомогената (табл. 2), то после индуцирования ПОЛ микросом ферментативными (NADP^H-зависи-мыми) механизмами содержание МДА без тепловой обработки микросом составило 4,406 нмоль/мл гомогената, при р3-1=0,0001 (табл. 2). Это составляет 1421% по отношению к 1 группе проб, к исходному содержанию МДА инкубационной среды (табл. 2).
После же тепловой обработки микросом печени разница в содержании МДА до окисления и после окисления липидов при индуцировании ферментативного (NADP^H-зависимого) механизма составила всего 2,4%, соответственно (табл. 3).
Обобщая полученные данные можно сделать вывод: присутствие в инкубационной среде ацетилхо-лина в предложенных молярных концентрациях (от 10-3 и до 10-6М) при индуцировании как неферментативных (аскорбатзависимых), так и ферментативных (NADP^H-зависимых) механизмов ПОЛ приводит к уменьшению окисления липидов печени.
Напоминаем, что введение экзогенного ацетилхо-лина в ткань печени in situ давало прооксидантный эффект.
Такая разнонаправленность получаемых эффектов окисления липидов in vitro, in situ в присутствии аце-тилхолина не может служить основанием для утверждения о том, что только входящие в состав молекулы
ацетилхолина структуры, содержащие атом азота и атомы кислорода участвуют в формировании свобод-норадикального ПОЛ печени.
Определено: белки эндоплазматического ретику-лума гепатоцитов участвуют в формировании ПОЛ, вызываемого ферментативными ^ЛВР^Н-зависимыми) механизмами, но связи между белком мембран эндо-плазматического ретикулума гепатоцитов и присутствующим в инкубационной среде ацетилхолином в плане активации ПОЛ мы не видим, об этом говорит полученный факт - после тепловой обработки белков микросом печени сохраняется не только антиоксидант-ный эффект ацетилхолина в инкубационной среде, но он даже возрастает (табл. 2, 3).
Выводы
1. При индуцировании неферментативного (аскор-батзависимого) окисления липидов микросом печени ацетилхолин в инкубационной среде 10-3М, 10-4М, 10-5М, 10-6М снижает их способность к окислению.
2. Ацетилхолин инкубационной среды в концентрации 10-3М, 10-4М, 10-5М, 10-6М при индуцировании ферментативных ^ЛВР^Н-зависимых) механизмов окисления липидов без тепловой обработки микросом уменьшает способность липидов печени к окислению. После тепловой обработки микросом присутствие ацетилхолина в инкубационной среде увеличивает анти-оксидантный эффект.
3. Термообработка микросом печени резко снижает выраженность свободнорадикального ПОЛ печени.
ЛИТЕРАТУРА
1. Арчаков А.И. Микросомальное окисление. М.: Наука, 1975. 327 с.
2. Арчаков, А.И., Згода В.Г., Карузина И.И. Окислительная модификация цитохрома Р450 и других макромолекул в процессе их обновления // Вопр. мед. химии. 1998. №1. С.3-27.
3. Арчаков А.И. Перенос электронов и сопряжение с ним реакций в эндоплазматическом ретикулуме печени: дис. ... д-ра мед. наук. М., 1973. 275 с.
4. Восстановление функциональной активности микросомальной монооксигеназной системы фосфоли-пидами / Г.И.Бачманова [и др.] // Всесоюзный симпозиум «Перспективы биоорганической химии в создании новых лекарственных препаратов»: тез. докл. Рига, 1982. С.29.
5. Бачманова. Г. И. Реконструкция монооксигеназ-ной системы печени: дис. ... д-ра мед. наук. М., 1983. 245 с.
6. Бородин Е.А., Арчаков А.И. Стабилизация и реактивация цитохрома Р-450 фосфатидилхолином при перекисном окислении липидов // Биол. мембраны. 1987. №7.С.719-728.
7. Бородин Е.А. Инактивация цитохрома Р450 в мембранах микросом, повреждённых Fe2+ - аскорбат-зависимым перекисным окислением липидов // Биол. науки. 1986. №5. С.30-34.
8. Бородин. Е.А. Восстановление фосфолипидами мембран микросом, повреждённых Fe2+ - аскорбат-за-
висимым перекисным окислением липидов // Биол. науки. 1986. №7.С.30-35.
9. Владимиров Ю.А. Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. 250 с.
10. Карузина И.И., Арчаков А.И. Выделение микро-сомальной фракции печени и характеристика её окислительных систем // Современные методы в биохимии / под ред. В.Н.Ореховича. М.: Медицина, 1977. С.49-59.
11. Метод определения активности каталазы / М.Д. Королюк [и др.] // Лаб. дело. 1988. №1. С.16-18.
12. Изменение продуктов и субстратных составляющих перекисного окисления липидов в ткани печени на фоне холодовой нагрузки и введении непрямых мус-каринчуствительных и никотинчуствительных холино-миметиков / В.И.Тиханов [и др.] // Бюл. физиол. и патол. дыхания. 2013. Вып.50. С.61-67.
13. Сравнение окислительной активности прозе-рина при кратковременной холодовой нагрузке in vivo и in vitro / В.И.Тиханов [и др.] // Бюл. физиол. и патол. дыхания. 2013. Вып.49. С.77-81.
14. Arneric S.P., Brioni J.D. Neuronal Nicotinic Receptors. Pharmacology and Therapeutic Opportunities. N.Y.: Wiley-Liss; 1999. 421 p.
15. Baldwin J. M. Structure and function of receptors coupled to G proteins // Curr. Opin. Cell Biol. 1994. Vol.6, №2. P.180-190.
16. Baldwin, J. M. The probable arrangement of the helices in G protein-coupled receptors // EMBO J. 1993. Vol.12, №4. P.1693-1703.
17. NADPH-dependent microsomal metabolism of 14, 15-epoxyeicosa trienoic acid to diepoxides and epoxyalco-hols / J.H.Capdevila [et al.] // Arch. Biochem. Biophys.1988. Vol.261, №1. Р.122-133.
18. Inactivation of a small heat shock protein affects cell morphology and membrane fluidity in Lactobacillus plantarum WCFS1 / V.Capozzi [et al.] // Res. Microbiol. 2011. Vol.162, №4. Р.419-425.
19. Marnet L.J. Lipid peroxidation-DNA damage by malondialdehyde // Mutat. Res. 1999.Vol.424, №1-2. P.83-95.
20. McGiff J.C., Steinberg M., Quilley J. Missing links: cytochrome P450 arachidonate products // Trends Cardio-vasc. Med. 1996. Vol.6, №1. P.4-10.
21. Noguchi T., Cantor A.H., Scott M.L. Mode of action of selenium and vitamin E in prevention of exudative diathesis in chicks // J. Nutr. 1973. Vol.103, №10. P.1502-1511.
22. Prabhune A., Fox S.R., Ratledge C. Transformation of arachidonic acid to 19-hydroxy- and 20-hydroxyl-eicosatetraenoic acid using Candida bombicola // Biotech-nol. Lett. 2002. Vol.24. Р.1041-1044.
23. Reggio P.H. Computational methods in drug design: modeling G protein-coupled receptors monomers, dimers, and oligomers // AAPS J. 2006.Vol.8, №2. Р.322-336.
24. Inactivation of the mitochondrial heat shock Zim17 leads to aggregation of matrix HSR 70 s followed by pleiotropic effects on morphology and protein biogenesis / L.K.Sanjuan Szklarz [et al.] // J. Mol. Biol. 2005. Vol.351,
№1. P.206-218.
25. Metabolism and disposition of a selective a7 nicotinic acetylcholine receptor agonist in humans / C.L.Shaffer [et al.] // Drug. Metab. Dispos. 2007. Vol.35, №7. P.1188-1195.
26. Cytochrome P450 4A expression and arachidonic acid omega-hydroxylation in the kidney of spontaneously hypertensive rat / M.L.Schwartzman [et al.] // Nephron. 1996. Vol.73, №4. P.652-663.
27. Shimizu T. Lipid mediators in health and disease: enzymes and receptors as therapeutic targets for the regulation of immunity and inflammation // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2009. Vol.49. P.123-150.
28. Chemogenomics knowed debased polypharmacol-ogy analyses of drug, abuse related G-protein coupled receptors and their ligands / X.Q.Xie [et al.] // Front. Pharmacol. 2014. Vol.5. P.3-6.
REFERENCES
1. Archakov A.I. Mikrosomal'noe okislenie [Microsomal oxidation]. Moscow: Nauka; 1975.
2. Archakov A.I., Zgoda V.G., Karuzina I.I. Voprosy meditsinskoy khimii 1998; 1:3-27.
3. Archakov A. I. Perenos elektronov i sopryazhenie s nim reaktsii v endoplazmaticheskom retikulume pecheni: dissertatsiya doktora meditsinskikh nauk [Electron transfer and coupling of reactions in endoplasmatic liver reticulum: thesis...doctor of medical sciences]. Moscow; 1973.
4. Bachmanova G.I. Dobrynina O.V. Migushina V.L. et al. Vsesojuznyy simpozium «Perspektivy bioorganicheskoy khimii v sozdanii novykh lekarstvennykh preparatov (AllUnion Symposium «Perspectives of bioorganic chemistry in the creation of new medications»). Riga; 1982:29.
5. Bachmanova G.I. Rekonstruktsiya monooksigenaz-noy sistemy pecheni: dissertatsiya doktora meditsinskikh nauk [Reconstruction of monoxygenase liver system: the-sis.doctor of medical sciences]. Moscow; 1983.
6. Borodin E.A., Archakov A.I. Biologicheskie mem-brany 1987; 7:719-728.
7. Borodin E.A. Biologicheskie nauki 1986; 5:30-34.
8. Borodin E. A. Biologicheskie nauki 1986; 7:30-35.
9. Vladimirov Yu.A. Archakov A.I. Perekisnoe okislenie lipidov v biologicheskikh membranakh [Lipid peroxidation in biological membranes]. Moscow: Nauka; 1972.
10. Karuzina I.I., Archakov A.I. Vydelenie mikrosoma-l'noy fraktsii pecheni i kharakteristika ego okislitel'nykh system. V knige: Orekhovich V.N. (red.). Sovremennye metody v biokhimii [Isolation of liver microsomal fraction and characteristic of its oxidative systems. In: Orekhovich V.N., editor. Modern methods in biochemistry]. Moscow: Meditsina; 1977:49-59.
11. Korolyuk M.D., Ivanova L.I., Mayorova I.G., Toka-rev V.E. Laboratornoe delo1988; 1:16-18.
12. Tikhanov V. I., Losev, N. A., Dorovskikh , V. A., Reshod'ko D.P., Tikhanov I.V., Anokhina R.A., Ro-govchenko E.G. Bulleten' fiziologii i patologii dyhaniya 2013; 50:61-67.
13. Tikhanov V.I., Losev N.A., Dorovskikh VA., Reshod'ko D.P., Tikhanov I.V., Anokhina R.A., Rogovchenko E.G. Bulleten' fiziologii ipatologii dyhaniya 2013; 49:77-
81.
14. Americ S.P., Brioni J.D., editors. Neuronal Nicotinic Receptors. Pharmacology and Therapeutic Opportunities. N.Y.: Wiley-Liss; 1999.
15. Baldwin, J. M. Structure and function of receptors coupled to G proteins. Curr. Opin. Cell Biol. 1994; 6(2):180-190.
16. Baldwin, J. M. The probable arrangement of the helices in G protein-coupled receptors. EMBO J. 1993; 12(4):1693-1703.
17. Capdevila J.H., Mosset, P., Yadagiri, P., Sun, L., Falk, J.R. NADPH-dependent microsomal metabolism of 14,15-epoxyeicosa trienoic acid to diepoxides and epoxyal-cohols. Arch. Biochem. Biophys. 1988; 261(1):122-133.
18. Capozzi V., Weidmann, S., Fiocco, D., Rein, A., Hols, P., Guzzo, J., Spano, G. Inactivation of a small heat shock protein affects cell morphology and membrane fluidity in Lactobacillus plantarum WCFS1. Res. Microbiol. 2011; 162(4):419-425.
19. Marnet L.J. Lipid peroxidation-DNA damage by malondialdehyde. Mutat. Res. 1999; 424(1-2):83-95.
20. McGiff J.C., Steinberg M., Quilley J. Missing links: cytochrome P450 arachidonate products. Trends Cardio-vasc. Med. 1996; 6(1):4-10.
21. Noguchi T., Cantor A.H., Scott M.L. Mode of action of selenium and vitamin E in prevention of exudative diathesis in chicks. J. Nutr. 1973; 103(10):1502-1511.
22. Prabhune A., Fox S.R., Ratledge C. Transformation of arachidonic acid to 19-hydroxy- and 20-hydroxyl-
eicosatetraemic acid usmg CaMida bombicola. Biotech-nol. Lett. 2002; 24:1041-1044.
23. Reggio P.H. Computatioml methods in drug desigu: modelmg G protein-coupled receptors monomers, dimers, and oligomers. AAPS J. 2006; 8(2):322-336.
24. Sanjuan Szklarz L.K., Guiard B, Rissler M., Wiede-mann N., Kozjak V., van der Laan M., Lohaus C., Marcus K., Meyer H.E., Chaciraka A., Pfanner N., Meisinger C. Inactivation of the mitochondrial heat shock Zim17 leads to aggregate of matrix HSR 70 s followed by pleiotropic effects on morphology aM protein biogenesis. J. Mol. Biol. 2005; 351(1):206-218.
25. Shaffer C.L., GuMuz M., Scialis R.J, Fang A.F. Metabolism aM disposition of a selective a7 nicotinic аcethylcholine receptor agonist m humans. Drug. Metab. Dispos. 2007; 35(7):1188-1195.
26. Schwartzman M.L., da Silva J.L., Lb F, Nishimura M., Abraham N.G. Cytochrome P450 4А express^ and arachidonic acid omega-hydroxylation in the kidney of spo^^eo^^ hypertensive rat. Nephron. 1996; Vol.73(4): Р.652-663.
27. Shimizu T. Lipid mediators m health aM disease: enzymes and receptors as therapeutic targets for the regulate of immunity and inflammation. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2009; 49:123-150.
28. Xie X.Q., Wa^ L., Liu H., Ouya^ Q., Fang C., Su W. Chemogemmics knowed debased polypharmacol-ogy analyses of drug, abuse related G-protem coupled receptors aM their ligands. Front. Pharmacol. 2014; 5:3-6.
Поступила 31.10.2014
Контактная информация Виктор Иванович Тиханов, кандидат медицинских наук, доцент кафедры фармакологии, Амурская государственная медицинская академия, 675000, г. Благовещенск, ул. Горького, 95.
E-mail: agma@amur.ru Correspondence should be addressed to Viktor I. Tikhanov,
MD, PhD, Associate professor of Department of Pharmacology,
Amur State Medical Academy, 95 Gor'kogo Str., Blagoveshchensk, 675000, Russian Federation.
E-mail: agma@amur.ru
