39https://doi.org/10.29296/2618723X-2020-02-02
Обзор наиболее часто встречающихся патологий желудка у лабораторных животных в доклинических исследованиях
лекарственных препаратов
Ж.Ю. Устенко, врач-патоморфолог отдела гистологии и патоморфологии, ORCID 0000-0003-1299-0200 Я.А. Гущин, руководитель отдела гистологии и патоморфологии, ORCID 0000-0002-7656-991Х
НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ»
188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, к. 245
Е-mail: [email protected]
Резюме. Патоморфологический анализ является неотъемлемой частью доклинических исследований. Он позволяет оценить патологические изменения, возникающие в органах лабораторных животных на макроскопическом и микроскопическом уровнях. Патологии желудка могут развиваться из-за местно-раздражающего действия исследуемого вещества при пероральном и внутрижелудочном пути введения, как спонтанная или фоновая патология, из-за различных механизмов при других способах введения (внутримышечном, накожном, внутрибрюшинном и др.). Классификация и морфологические критерии патологий желудка у лабораторных животных наиболее полно разработаны группой INHAD для крыс и мышей. Однако для других видов животных четкие рекомендации пока не даны. Ориентация токсических патологов на единую классификацию позволит избежать путаницы в формулировках, обеспечит воспроизводимость результатов, позволит сравнивать результаты различных исследователей. В статье представлена возможная классификация патологий желудка у лабораторных животных в доклинических исследованиях, основанная на анализе источников литературы. Описаны врожденные патологии: плоскоклеточные кисты и эктопические ткани. Рассмотрены атрофические и гипертрофические изменения слизистой оболочки; метапластические изменения; дистрофические изменения, такие как вакуолизация; эозинофильные глобулы, минерализация, амилоидоз; сформированные железистые кисты и дивертикулы эпителия желудка. Описано применение дополнительных методик микроскопического исследования: иммуногистохимическая окраска на TFF2, CDX1 и CDX2 для дифференциации метапластических сдвигов; окраска Конго красным для верификации диагноза амилоидоза.
Также подробно описан апоптоз и некроз эпителия желудка. Поскольку при оценке рутинных срезов, окрашенных гематоксилином и эозином, эти процессы на начальных этапах развития патологии неотличимы, перечислены дополнительные методики (просвечивающая электронная микроскопия, DNA-laddering, TUNEL, иммуногистохимический анализ для выявления каспазы, в частности, каспазы-3), позволяющие точно их дифференцировать. Описаны воспалительные изменения: воспалительный инфильтрат и собственно воспаление. Также рассмотрены расширение желудка, заворот, обнаруженные трихобезоары в просвете желудка. Для каждой патологии приведены иллюстрация, краткая макроскопическая и микроскопическая характеристика. Описаны возможные причины возникновения патологий желудка у лабораторных животных, используемых в доклинических исследованиях: крыс, мышей, хомяков, песчанок, хорьков, кроликов и карликовых свиней.
Ключевые слова: патологии желудка, лабораторные животные,патоморфология в доклинических исследованиях.
Для цитирования: Устенко Ж.Ю., Гущин Я.А. Обзор наиболее часто встречающихся патологий желудка у лабораторных животных в доклинических исследованиях лекарственных препаратов . Лабораторные животные для научных исследований. 2020; 2: 11-28. https://doi.org/10.29296/2618723X-2020-02-02
A review of the most common pathologies of the stomach in laboratory animals in preclinical studies of drugs
J.U. Ustenko, Pathomorphologist, Department of Histology and Pathomorphology, ORCID 0000-0003-1299-0200 Y.A. Gushchin, Head of the Department of Histology and Pathomorphology, ORCID 0000-0002-7656-991X Research and manufacturing company «Home of Pharmacy», 188663, Russia, Leningradskiy region, Vsevolozhskiy district, Kuzmolovskiy t.s., Zavodskaya st. 3-245
E-mail: [email protected]
Summary. Pathomorphological analysis is an integral part of preclinical studies. It allows evaluating the pathological changes that occur in the organs of laboratory animals at macroscopic and microscopic levels. Gastric pathology can develop due to the local irritating effect of the test articles during peroral and intragastric administration, as a spontaneous or background pathology, due to various mechanisms with other routes of administration (intramuscular, subcutaneous, intraperitoneal and others). The classification and morphological criteria of gastric pathology in laboratory animals are most fully developed by the INHAD group for rats and mice. Clear recommendations have not been developed for other animal species yet. Orientation of toxic pathologists to a unified classification will be avoiding confusion in interpretations, will be ensuring reproducibility of results, and will allow comparing of the results of various researchers. A possible classification of gastric pathologies in laboratory animals in preclinical studies is presented in the article. It is based on an analysis of literary sources. Congenital pathologies such as squamous cysts and ectopic tissues are described.
11
Atrophic and hypertrophic changes in the mucous membrane; metaplastic changes; dystrophic changes, such as vacuolization; detection of eosinophilic globules, mineralization, amyloidosis; the formation of glandular cysts and diverticulum in the epithelium of the stomach are considered. Application of additional microscopic examination techniques described: immunohistochemical staining for TFF2, CDX1 and CDX2 for differentiation of metaplastic shifts; Congo red stained to verify the diagnosis of amyloidosis. Apoptosis and necrosis of а stomach epithelium are also described in detail. Since these processes are indistinguishable during the evaluating routine sections stained with hematoxylin-eosin, additional methods (transmission electron microscopy, DNA-laddering, TUNEL, immunohistochemistry for caspases, (in particular, caspase-3) are listed. They allow to accurately differentiate apoptosis and necrosis. Inflammatory changes are described: inflammatory infiltrate and inflammation. A gastric dilatation, volvulus, detection of trichobesoars in the lumen of the stomach also are considered. For each pathology, an illustration, a brief macroscopic and microscopic characteristic is given. Possible causes of stomach pathologies in rats, mice, hamsters, gerbils, ferrets, rabbits, dwarf pigs in preclinical studies are described.
Key words: pathology of the stomach, laboratory animals, pathomorphology in preclinical studies.
For citation: Ustenko J.U., Gushchin Y.A. A review of the most common pathologies of the stomach in laboratory animals in preclinical studies of drugs. Laboratory Animals for Science. 2020; 2: 11-28. https://doi.org/10.29296/2618723X-2020-02-02
Введение
В доклинических исследованиях лекарственных средств наиболее часто встречается пе-роральный или внутрижелудочный путь введения [1]. При таких способах введения важно в дальнейшем правильно интерпретировать изменения, обнаруженные при патоморфологическом исследовании желудка. Нередко данные изменения будут связаны непосредственно с местно-раздража-ющим действием препарата и могут проявляться в виде дегенерации, некроза, воспалительного ответа и пролиферации. Также в желудке лабораторных животных могут наблюдаться изменения, связанные с другими путями введения (внутримышечным, накожным, внутрибрюшинным и др.), тогда механизм повреждения слизистой оболочки желудка стоит определять в каждом конкретном случае. Не стоит забывать о возможности обнаружения фоновых и спонтанных патологий, а также о необходимости дифференцировать выявленные патологии от механических артефактов в процессе введения препарата, отбора и обработки материала.
Для получения воспроизводимых результатов исследований необходимо придерживаться единообразия в формулировке обнаруженных патологий и критериев их оценки. В настоящее время наиболее полно разработана классификация поражений желудка у крыс и мышей [2]. Четких рекомендаций по другим видам лабораторных животных на данный момент пока не разработано. При выявлении токсикологических патологий исследователи вынуждены ориентироваться на классификацию патологии у грызунов, а также на данные клинической литературы.
Цель статьи — ознакомить читателя с основными изменениями в желудке лабораторных животных, которые могут встретиться в доклиниче-
ских исследованиях. Дана краткая характеристика патологий на макроскопическом и микроскопическом уровнях, а также рассмотрены вопросы частоты встречаемости конкретной патологии у разных видов лабораторных животных и причины возникновения.
Анатомические особенности
Желудок некоторых лабораторных животных (мыши, крысы, морские свинки, хомяки) имеет две морфологически и функционально разные части. После впадения пищевода в желудок начинается безжелезистая часть, выстланная многослойным плоским эпителием. За ней следует железистая часть, выстланная однослойным призматическим железистым эпителием и содержащая желудочные железы. Две эти зоны четко разделены ограничивающим гребнем [2, 3].
У крыс, мышей и хомяков безжелезистая часть желудка занимает около 2/3 общего объема [2-4]. У карликовых свиней безжелезистым эпителием выстлана небольшая зона, прилегающая к кардии. Желудок человека наряду с желудком кролика и хорька в отличие от перечисленных выше видов не имеет безжелезистой части.
Следует учесть, что безжелезистая часть желудка у грызунов служит местом относительно длительного хранения пищевого кома, и продолжительность контакта ксенобиотиков со слизистой оболочкой может удлиняться по сравнению с таким же процессом у других видов животных и человека. Считается, что эпителий этой части желудка может реагировать на исследуемые вещества аналогично пищеводу человека [2, 4], но обнаруженные в этой области изменения следует с осторожностью интерпретировать в каждом конкретном случае.
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
Рис. 1. Плоскоклеточная киста в подслизистом слое безжелезистой части желудка у крысы, х20 (9)
Рис. 2. Эктопическая ткань поджелудочной железы в подслизистом слое безжелезистой части желудка у мыши (10)
Рис. 3. Эктопия по типу гепатоцитов в подслизистом слое желудка вблизи ограничивающего гребня у крысы (10)
Особенности анатомии желудка у разных видов животных необходимо учитывать при оценке патологических изменений, а также при попытке экстраполировать данные, зарегистрированные у лабораторных животных, на людей [2].
Патология
Аномалии развития
Среди аномалий развития у лабораторных животных наиболее часто выделяют плоскоклеточные кисты (рис. 1) и наличие эктопических тканей в стенке желудка [1, 2].
Плоскоклеточные кисты в основном отмечают в безжелезистой части желудка грызунов, наиболее часто вблизи ограничивающего гребня, а также у карликовых свиней [5]. Они представляют собой полости, выстланные многослойным плоским ороговевающим эпителием, могут содержать кератинизированный материал или минерализованные участки. Помимо врожденного происхождения, плоскоклеточные кисты могут образовываться в ответ на воспаление или травму [2].
Среди эктопических тканей отмечают присутствие в слизистой оболочке клеток поджелудочной железы (рис. 2) и печени (рис. 3). Это редкая и, как правило, случайная находка. При этом клетки поджелудочной железы могут формировать ацинусы или островки Лангерганса, а гепатоциты располагаться в виде тяжей или гнездных скоплений. Эктопическая дифференциация по типу поджелудочной железы отмечалась как часть гипертрофической гастропатии некоторых линий крыс [6], а также у некоторых линий мышей [7]. Эктопия по типу гепатоцитов описана как спонтанная находка у некоторых линий мышей [8].
Атрофические изменения
У грызунов в безжелезистой части можно наблюдать атрофию плоского эпителия, характери-
зующуюся его истончением и уменьшением числа клеток. Атрофия в железистом эпителии желудка у грызунов может затрагивать как отдельные клеточные линии, так и все клеточные типы одновременно (рис. 4). Отмечают уменьшение числа и размера подверженных атрофии типов клеток, истончение слизистой оболочки [2, 11]. Истончение может быть не выражено в случае развития компенсаторной гипертрофии других клеток слизистой оболочки. Необходимо отличать атрофиче-ские изменения от артефактов, связанных с перерастяжением желудка во время отбора и фиксации.
Атрофия, затрагивающая все клеточные типы слизистой оболочки желудка, может быть вызвана голоданием, антрэктомией или делецией гена га-стрина, которая устраняет трофическую стимуляцию гастрина [4], введением препаратов, блокирующих секрецию гастрина [12], инфицированием Helicobacter (Н.) pylori [13]. Напротив, хроническое воспаление и некоторые ксенобиотики могут провоцировать потерю специфических клеточных
Рис. 4. Атрофия эпителия железистой части желудка у дегу. Заметно истончение слизистой оболочки за счет эпителиальных клеток. Также отмечается отек подсли-зистого слоя эпителия. Окраска гематоксилином и эозином, х100
Рис. 5. Слизистое истощение у крысы. Заметно уменьшение размеров слизистых клеток без изменения их количества (2)
типов [4, 14]. Также диффузная атрофия была описана у стареющих крыс [15]. Атрофия исключительно париетальных клеток была отмечена у крыс на фоне перорального приема ингибитора сфингозин-1-фосфата [11]. При поражениях, ассоциированных с заражением Н. Брр. у мышей, отмечено, что потеря главных клеток происходит перед потерей париетальных клеток [16-18]. Очаговая или диффузная атрофия слизистой оболочки может возникать у стареющих крыс, там, где происходит частичная замена желез фиброзной соединительной тканью [19]. У карликовых свиней опи-
сано несколько случаев атрофии в качестве спонтанной патологии [5].
Слизистое истощение
Под данным термином подразумевают патологию, при которой клетки эпителия желудка уменьшены за счет малого содержания в них слизи. Клетки при этом имеют базофильную цитоплазму, уменьшены в размере, но не изменяются в количестве [2] (рис.5).
Слизистое истощение часто носит вторичный характер по отношению к воспалению [4], возникшему на фоне некоторых препаратов, таких как аспирин, противовоспалительные препараты и кортикостероиды [4, 20]. Эти вещества могут также изменять фосфолипиды, представленные в слое слизи, снижая таким образом защитные свойства гидрофобного барьера и вызывая потерю функциональной целостности. При введении антагонистов Н2-гистаминовых рецепторов и ингибиторов протонной помпы, которые снижают секрецию желудочного сока, также было продемонстрировано снижение общих и суммарных глико-протеинов наряду с уменьшением количества слизи [21].
Гиперплазия может наблюдаться у всех видов лабораторных животных и проявляться увеличением числа клеток, формирующих слизистую оболочку. У грызунов и карликовых свиней гиперплазии может подвергаться как железистая, так и безжелезистая часть желудка.
Макроскопически гиперплазия эпителия безжелезистой части визуализируется как светлые, очаговые или диффузные возвышающиеся над поверхностью слизистой оболочки участки (рис. 6). В некоторых случаях гиперплазированный эпителий может иметь темную окраску [22]. Гиперплазия плоского эпителия безжелезистой части желудка грызунов проявляется в первую очередь за счет увеличения числа клеток шиповатого слоя без признаков атипии, часто в сочетании с гипер- или паракератозом (рис. 7, 8). Патология может иметь экзофитный и эндофитный паттерны роста [2]. При экзофитном паттерне поверхность эпителия может приобретать волнистый вид, а при эндофитном в подлежащих слоях эпителия могут наблюдаться кисты, выстланные хорошо дифференцированным эпителием. Не рекомендуется использовать термин «акантоз» для гиперплазии эпителия безжелезистой части желудка, так как он более применим для поражений кожи [2].
Некоторые авторы [2] отмечают уместность термина «реактивная гиперплазия», в случае если есть ассоциация с первичным повреждающим фактором
Рис. 6. Макрокартина гиперплазии эпителия безжелезистой части желудка у крысы. Заметно утощение стенки желудка. Видны также маленькие желтоватые западающие области неправильной формы — эрозив-но-язвенные порвреждения
Рис. 7.Гиперкератоз в эпителии безжелезистой части желудка на фоне инфекции Н. $рр. у мыши. Заметно утолщение рогового слоя. Окраска гематоксилином и эозином, х100
Рис. 8. Гиперплазия плоского эпителия в безжелезистой части желудка у крысы. Заметно утолщение эпителия, преимущественно за счет шиповатого слоя. Окраска гематоксилином и эозином, х100
(воспаление, эрозия, язва, вводимое исследуемое вещество, инородные тела). Это особенно актуально применительно к токсикологическим исследованиям для указания на местно-раздражающее действие вещества. Иногда гиперплазия шиповатого слоя может наблюдаться одновременно с базаль-но-клеточной гиперплазией, которая характеризуется увеличением числа клеток базального слоя эпителия, а иногда — в совокупности с увеличением митотической активности [29]. Это может проявляться при введении ряда веществ (например, бути-лированного гидроксианизола), хронической недостаточности витамина А [2], а также как спонтанная патология [4]. Также отмечается гиперплазия у крыс на фоне диабета [23]. В этом случае она обычно ассоциирована с воспалением, колонизацией Candida albicans и больше выражена вдоль большой кривизны желудка, особенно вблизи ограничивающего гребня. Также у крыс гиперплазию в безжелезистой части связывают с сахаринатом натрия [24] и про-стагландинами [20, 25-27]. Ампицилин может стать причиной гиперплазии и гиперкератоза у мышей, но не у крыс [28].
Гиперплазию плоского эпителия безжелезистой части желудка с признаками атипии можно рассматривать как предраковое состояние, но в каждом конкретном случае это должно быть обосновано [2]. Кроме того, следует с осторожностью экстраполировать наблюдаемые атипичные гиперплазии и возникающие из них опухолевые образования на другие виды животных и людей. Для некоторых веществ, например для бутилированного гидроксианизола, аналогичные желудку изменения в пищеводе подтверждены не были [4, 30].
В безжелезистой части желудка можно наблюдать гипер- и паракератоз, но они могут быть интерпретированы как компонент гиперплазии плоского эпителия, например у крыс на фоне введения ацетоминафена [22]. Как отдельная патология гиперкератоз может встречаться при голодании у грызунов (как следствие отсутствия механического трения) [2], а также как местно-раз-дражающая реакция на исследуемый образец, вводимый перорально или внутрижелудочно [20].
Как спонтанную патологию у минипигов до 2 мес обнаруживали гиперплазированные железистые фокусы в безжелезистых областях желудка [7]. Слабовыраженные макроскопические признаки гиперплазии отмечались у свиней на фоне
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
Рис. 9. Кишечная метаплазия в железистой части желудка, ассоциированная с хроническим гастритом, у крысы. Окраска гематоксилином и эозином с докра-ской альциановым синим, х200
Рис. 10. Вакуолизация в безжелезистой части желудка у мыши. Видны крупные вакуоли в эпителиальных клетках. Окраска гематоксилином и эозином, х400
приема корма, контаминированного микотокси-нами [31].
Гиперплазия в железистом эпителии желудка может проявляться очагово или диффузно и происходить за счет поверхностных эпителиальных клеток и/или специфических типов клеток и сопровождаться формированием кист и дивертикулов.
Очаговые или многоочаговые изменения обычно обусловлены подлежащим дефектом, например язвой и воспалением, и могут наблюдаться одновременно с ними. У некоторых линий мышей иногда наблюдаются очаговые внутриэпители-альные базально-клеточные пролиферации, морфологически наминающие инвазивную аденокар-циному, называемые желудочной интраэпители-альной неоплазией (GIN) [2].
Диффузная гиперплазия железистого эпителия встречается у стареющих мышей, часто сопровождается дегенеративными изменениями, такими как железистые кисты или дивертикулы [2], а также отмечается у мышей с иммунодефицитом [32].
Гиперпластическая реакция слизистой оболочки с выраженным макроскопически утолщением выявляется у хорьков на фоне инфицирования H. spp. Изменения наблюдаются преимущественно в антральном отделе [33].
Мультифокальную гиперплазию железистой слизистой оболочки желудка у кроликов отмечали на фоне избыточного поступления с кормом фтора [34]. Макроскопически выявляли множественные очаги утолщения слизистой, в тяжелых случаях формирующие пуговидные выступы.
Гиперплазия может затрагивать и изолированно нейроэндокринные клетки. Поражение
в этом случае может быть очаговым — агрегаты из нейроэндокринных клеток толщиной не более 3 желез или диффузным — увеличенное число отдельно лежащих нейроэндокринных клеток или собранных в маленькие кластеры и рассеянных по слизистой оболочке. Такое может наблюдаться при антисекреторном лечении омепразолом или циметидином, при облучении [1].
Метаплазия
Оценка срезов, окрашенных гематоксилином и эозином, ограничивает характеристику изменений, связанных с увеличением клеток и/или слизистой оболочки до гипертрофии, гиперплазии и/или вакуолизации [2]. Гистохимические окраски и иммунохимические маркеры способствуют дальнейшей дифференцировке изменений метапла-стического сдвига в фенотипе секретируемой клетками слизи. У лабораторных животных описаны несколько типов метаплазии.
Псевдопилорическая метаплазия (метаплазия с экспрессией спазмолитического пептида), когда железы в области тела желудка напоминают ан-тральные морфологически и гистохимически, встречается у некоторых линий мышей [35]. Клетки в этом случае экспрессируют TFF2 (Trefoil factor 2, Фактор трилистника 2). Этот тип относительно частая находка у грызунов. Псевдопилорическая метаплазия выявляется в желудке грызунов как изменение, ассоциированное с некоторыми экспериментально индуцированными опухолями (например, на фоне введения по-лихлорированных дефинилов), с локализованным ионизирующим излучением, инъекцией ксеноге-
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
нетических желудочных антигенов, иодацетамида [2], а также на фоне инфекционных моделеИ у мышей, таких как H. Felis и H. pylori [36, 37].
Истинная кишечная метаплазия (рис. 9) встречается на фоне инфекции H. spp. [35, 36]. При этом в слизистой оболочке отмечают появление структур, напоминающих кишечные крипты [35]. Данный тип определяется реже и лучше всего подтверждается иммуногистохимической окраской на кишеч-но-специфический ядерный протеин CDX-1 и CDX-2 (Homeobox protein^^a! type homeobox 1 и 2/гомео-боксные белки CDX-1 и CDX-2).
Описана редко встречающаяся плоскоклеточная метаплазия у стареющих крыс [37].
Вакуолизация
Вакуолизация эпителия характеризуется на начальных этапах бледной окраской клеток, с течением времени и прогрессированием процесса отмечают наличие вакуолей в цитоплазме. Процесс может сопровождаться отеком подслизистого слоя и распространяться до мышечного слоя желудка [2]. Вакуолизация плоского эпителия наблюдается у грызунов (рис. 10) и карликовых свиней [5] как спонтанная патология или как предшественник некроза и эрозивно-язвенных поражений при введении некоторых веществ, например этилакри-лата [38, 39]. Может быть отмечена также вакуолизация в клетках мышечной оболочки [38].
Вакуолизация эпителия в железистой части желудка (рис. 11) с отсутствием или минимальными признаками потери клеток может быть вызвана агентами, ингибирующими секрецию желудочного сока [40]. Вдобавок вакуольная дегенерация наблюдается на фоне противоопухолевых цитотоксичных агентов, агентов, вызывающих образование язв и снижающих кровоснабжение [4, 20, 41]. В зависимости от природы и тяжести повреждения за вакуолизацией могут следовать некроз, эрозивно-язвенное поражение эпителия, воспаление и/или кровоизлияние.
Дилатация желез
Дилатация желез (рис.12) в железистой части желудка грызунов характеризуется расширением просвета желез, часто с накоплением слизи. Эпителиальная выстилка при этом призматической или кубической формы, без признаков атипии. Дилатация желез может быть частью атро-фических изменений железистой слизистой оболочки. Эта патология часто спонтанно отмечается у грызунов и обычно не регистрируется патологом, если не демонстрирует других признаков выраженной связи с исследуемым объектом [2].
Рис. 11. Вакуолизация эпителия в железистой части желудка у дегу. Видны мелкие множественные вакуоли в эпителиальных клетках. Окраска гематоксилином и эозином, х400
Рис. 12. Дилатация желез в железистой части желудка у мыши. Заметно расширение просвета желез. А: отмечается слабовыраженное расширение просвета, большая часть клеток призматической формы с сохранённой полярностью. Б: умеренно выраженно расширение, клетки в нижней части снимка теряют полярность, приобретают кубическую и уплощённую форму. Окраска гематоксилином и эозином, х100
Железистые кисты
В случае выраженного растяжения желез, заполнения их слизистым содержимым и приобретения эпителиальной выстилкой плоского вида говорят о железистых кистах слизистой оболочки (рис. 13). Железистые кисты могут содержать минерализованное содержимое, сопровождаться воспалительной инфильтрацией и изредка демонстрировать признаки плоскоклеточной метаплазии [2]. Кисты могут являться приобретенной фоновой патологией. Частота их встречаемости возрастает с возрастом у крыс и мышей [7, 42]. У карликовых свиней образование спонтанных кист было отмечено в кардиальной зоне [5].
Рис. 13. Железистая киста, выстланная уплощенным эпителием вблизи ограничивающего гребня, у мыши (10)
Рис. 14. Дивертикулы железистого эпителия у мыши. Хорошо дифференцированный железистый эпителий распространяется в мышечный и серозный слои желудка (2)
Рис. 15. Эозинофильные глобулы у мыши. Некоторые клетки содержат мелкие выраженно-эозинофильные капли, другие полностью заполнены эозинофильным материалом. В просвете желез заметны аналогично окрашенные кристаллы (10)
Дивертикулы железистого эпителия
Дивертикулы железистого эпителия описаны у крыс и мышей как чрезмерное распространение желез желудка в подслизистый слой и глубже (рис. 14). Дивертикулы могут быть выстланы одним слоем кубических или призматических клеток или полноценно сформированной слизистой оболочкой желудка. Эпителий может демонстрировать признаки регенерации (повышение базофилии и увеличение ядер-но-цитоплазматического соотношения эпителия), а также минимальные признаки атипии. Железистые дивертикулы желудка часто наблюдаются у мышей (особенно у генно-модифици-рованных с хронической экспериментальной желудочной инфекцией), могут быть связаны с очаговыми дефектами слизистой оболочки (например, постъязвенная репарация) [2]. Не рекомендуют регистрировать дивертикул как отдельную патологию, в случае если он сопровождает другие изменения, например гиперплазию или аденому.
Эозинофильные глобулы
Эозинофильные глобулы представляют собой ярко-розовые капли или кристаллы, обнаруживаемые в цитоплазме эпителиальных клеток (рис. 15). Реже они наблюдаются в межклеточном пространстве, после разрыва пораженной клетки. Включения состоят из хитина-зоподобного белка, который может вырабатываться в ответ на повреждение слизистой оболочки [16, 43]. Как правило, поражению подвергаются шеечные клетки, наиболее часто в области желудка, прилегающей к ограничивающему гребню [2].
Следует, по возможности, избегать использование для данной патологии термина «гиа-линоз», так как он применяется для характеристики другой патологии (гиалиноз — это стро-мально-сосудистая белковая дистрофия, характеризующаяся отложением в тканях однородных полупрозрачных плотных масс белка гиалина) и использование его может привести к путанице [2].
У грызунов данная патология встречается как спонтанная, связанная с другими изменениями, например воспалением (особенно эози-нофильным) или лимфомой [44]. Формирование таких включений в клетках также связывают с введением в желудок антисекреторных агентов [45]. Имеются сообщения о выявлении этих глобул в желудке как части патологии дыхательной системы — ацидофильной макрофа-гальной пневмонии [32].
Рис. 16. Минерализация эпителия железистой части желудка у крысы. Видны базофильно-окрашенные глыбки и кристаллы (10)
Амилоидоз
Амилоид визуализируется в виде светлого аморфного эозинофильного материала, расположенного внеклеточно в соединительной ткани и стенке сосудов. Преимущественно отложения наблюдают вокруг капилляров и в подслизистом слое. Стенка желудка не является областью, предрасположенной к отложению амилоида при системных заболеваниях, но иногда отложения в ней встречаются. В случае необходимости подтверждения диагноза, а также при возникновении трудностей в дифференциации от гиалиноза можно использовать гистохимическую окраску Конго красным. У крыс и некоторых штаммов мышей условия содержания, возраст, стресс, гормональный и микробиологический статус могут влиять на возникновение амилоидоза [46, 47].
Было описано спонтанное отложение амилоида в стенке желудка у карликовых свиней старше 9 лет и у некоторых линий мышей [48, 49]. У сирийских хомяков отмечают амилоидоз в возрасте 13-18 месяцев и старше, описаны также редкие случаи спонтанного амилоидоза у молодых хомяков. У хомяков и мышей описан экспериментальный амилоидоз на фоне инъекций казеина [50, 51]. Экспериментальный амилоидоз у кроликов выявлен после инъекций сапонина [49].
Минерализация
Минерализация визуализируется как выраженные базофильные глыбки или кристаллы, расположенные внеклеточно (рис. 16). Макроскопически минерализация часто остается незаметной, за исключением ярко выраженных случаев, когда при
вскрытии желудка заметено уплотнение стенки или крепитация [1]. Различают дистрофическую минерализацию на фоне некроза, воспалительных и дистрофических изменений и метастатическую (системную) минерализацию на фоне гиперкальци-емии. В первом случае отложение кристаллов солей происходит в измененных областях, во втором — преимущественно в мышечной ткани стенки органа. Встречаются мнения, что минерализация у мышей по своей природе всегда дистрофична, так как нет данных о повышении уровня кальция в сыворотке крови пораженных животных [32].
Многоочаговая или диффузная минерализация происходит вторично по отношению к хронической почечной недостаточности у грызунов [52] и в ситуациях, когда нарушен баланс сывороточного кальция и/или фосфатов, например, после внутривенного введения солей редкоземельных металлов, таких как гадолиния хлорид [53]. Спонтанная минерализация в стенке желудка может наблюдаться у мышей некоторых линий, например DBA [32]. Минерализацию мышечной стенки желудка у крыс выявляли на фоне ингибиторов MEK (ферменты митогенактивируемых про-теинкиназ MEK1 и MEK2) [54]. Отложение кристаллических структур отмечали в слизистой оболочке желудка мышей, получавших меламин и ци-ануровую кислоту [55].
Часто регистрируют метастатическую минерализацию, в том числе стенки желудка, у морских свинок старше одного года [32]. Это связывают в первую очередь с кормовыми факторами: низким уровнем магния на фоне высоких уровней кальция и фосфора. Однако не исключают возрастные и конституционные особенности, которые на данный момент изучены недостаточно полно.
Апоптоз и некроз
Морфологически апоптоз проявляется сжатием клеток с гиперэозинофилией цитоплазмы, последовательно развивающимся кариопикнозом, рексисом и лизисом, формированием апоптотиче-ских телец и их последующим фагоцитозом ближайшими макрофагами и отсутствием воспалительной реакции. Апоптоз затрагивает отдельные клетки или небольшие их группы [2].
Апоптоз и некроз в желудке лабораторных животных также могут возникать на фоне большого количества этиологических факторов. Так как при рутинной микроскопии они имеют некоторые морфологические сходства, то не всегда представляется возможным четко дифференцировать эти процессы на ранних стадиях [56]. При этом некроз, как правило, затрагивает группу клеток и характеризуется их набуханием, слабоэозинофильной
Рис. 17. Некроз эпителиальных клеток в железистой части желудка на фоне обширного кровоизлияния у крысы. Заметны изменения в ядрах эпителиальных клеток: кариопикноз, кариорексис, кариолизис, Окраска гематоксилином и эозином, х200
Рис. 18. Множественные эрозивно-язвенные поражения желудка у кролика. Заметны множественные, неправильной формы очаги с западающей неровной поверхностью темно-коричневого цвета. Также заметна анемия стенки желудка
окраской цитоплазмы, кариопикнозом, рексисом и лизисом, десквамацией эпителиальных клеток. Кроме того, некроз часто сопровождается воспалительной инфильтрацией различной степени выраженности [2].
Некроз эпителия желудка (рис. 17) обычно является предшественником эрозивно-язвенных поражений. Рекомендуется отдельно регистрировать его в случаях, когда архитектоника слизистой оболочки еще сохранена и нет потери слоев эпителия [2, 56].
В случае трудностей в дифференциации некроза и апоптоза и отсутствия практической необходимости в этом некоторые авторы рекомендуют использовать комбинированный термин «апоптоз/ некроз» [2]. В некоторых исследованиях может потребоваться их точная дифференцировка. При таких вариантах рекомендуется использовать дополнительные методики. Просвечивающая электронная микроскопия считается золотым стандартом для подтверждения апоптоза [56]. Другие используемые техники включают БЫА-1а<1<1еп^ (электрофоретическая картина расщепления ДНК/ эффект «лестницы»; удобен для выполнения, но нечувствительный), ТиЫБЬ-анализ (терминальное дезоксиуридиновое мечение концов ДНК; ложно-положителен для некротических клеток) или им-муногистохимический анализ для определения каспазы, в частности каспазы-3 [57].
Некрозы слизистой оболочки в области дна желудка описаны у поросят на фоне перорального приема бисглицинат-хелата железа. Гистологически отмечали различную степень поражения слизистой оболочки вплоть до образо-
вания язвенных дефектов. Некроз сопровождался кровоизлияниями, отеком, выраженной инфильтрацией дегенеративных нейтрофилов и макрофагов. Авторы в этом случае использовали термин «некротический гастрит» [58].
У кроликов некротические изменения описаны на модели ишемического повреждения желудка [59]. При этом у кроликов отмечали геморрагический некроз слизистой оболочки, распространяющийся иногда до мышечного слоя стенки желудка, а наибольшие поражения обнаруживали в области дна и тела желудка.
Эрозивно-язвенные поражения могут присутствовать у всех лабораторных животных. При тяжелом поражении макроскопически можно обнаружить перфорацию язвы с соответствующими признаками перитонита и/или кровотечений. В этом случае необходимо проводить дифференциацию от травматических повреждений, например, при введении исследуемого образца через зонд. Макроскопически эрозив-но-язвенные поражения выглядят как маленькие, западающие по отношению к остальной слизистой оболочке, тёмные участки (рис. 18-20). Они могут быть окружены валикообразными краями — гиперплазированным эпителием (см. рис. 19). Микроскопически отмечают потерю слоев клеток эпителия. Поражение до базальной мембраны классифицируют как эрозию (рис. 21, 22), более глубокое — как язву (рис. 23, 24). Язвы могут содержать кровоизлияния на поверхности и часто ассоциированы с воспалительной клеточной инфильтрацией в подлежащих слоях. В краях язвы можно обнаружить пигмент гемо-
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
я ч
Л t I
Рис. 19. Эрозивно-язвенные поражения в безжелезистой части желудка у крысы. Видны западающие округлые темно-коричневые очаги с неровной поверхностью. У некоторых очагов заметно утолщение краев — гиперплазия эпителия по краям эрозивно-язвенного дефекта
Рис. 20. Эрозивно-язвенные поражения в железистой части у мыши. Заметны очаги черного цвета, неправильной формы с шероховатой поверхностью. Также видны кровоизлияния
Рис. 21. Эрозия в железистой части желудка у крысы. Заметны потеря слоев эпителия и кровоизлияние на поверхности эрозивного дефекта. Окраска гематоксилином и эозином, х20
Рис. 22. Эрозия в железистой части желудка у крысы. Заметна потеря поверхностных слоев эпителия. Окраска гематоксилином и эозином, х100
сидерин [4]. Макроскопическая дифференциация эрозии и язвы иногда затруднена, особенно у некрупных грызунов. Микроскопическая их дифференциация также представляет трудности, так как область с более глубоким поражением может не попасть в плоскость среза. В случае затруднений рекомендуется использовать комбинированный термин «эрозивно-язвенные поражения» [2]. Микроскопически важно дифференцировать патологию от технологических артефактов изготовления препарата, при которых будут отсутствовать воспалительная реакция и кровоизлияния, а также от аутолитических изменений.
Язвы и эрозии у грызунов могут являться фоновой патологией, связанной со старением, диетой, режимом кормления, стрессом, голоданием [4]. Как фоновая патология они регистрировались у карликовых свиней [20, 31, 60], но частота встречаемости этих поражений или в связи со стрессом или другими факторами, не связанными с введением исследуемого вещества, меньше, чем у грызунов [61].
Эрозии в железистой части желудка у грызунов связывают со стрессом, желчным рефлюксом, гипоксией, изменениями в секреции кислоты [4]. Также они могут ассоциироваться с воздействием НПВС [62], этилового спирта, солевых растворов глю-
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
Рис. 23. Язва в железистой части желудка у крысы. Видна потеря всех слоев эпителия. Окраска гематоксилином и эозином, х100
Рис. 24. Край язвенного поражения в железистой части желудка у крысы. Видны потеря всех слоев эпителия, кровоизлияние на поверхности дефекта. Окраска гематоксилином и эозином, х100
Рис. 25. Воспалительная инфильтрация у крысы. Заметно скопление лимфоцитов в отсутствие других признаков воспаления (отека, кровоизлияний, фибро-плазии) (10)
Рис. 26. Острый гастрит у крысы. Заметны отек и воспалительная инфильтрация (преимущественно нейтро-фильная). Окраска гематоксилином и эозином, х100
козы, с введением гиперосмолярных растворов, аспирина и индометацина [63]. Основными причинами изъязвления у песчанок считаются НПВС и H. pylori [13, 64].
Язвенные поражения в железистом эпителии желудка с хорошо выраженным регенеративным ответом описаны у свиней через 8 нед после бариатри-ческой эмболизации [65]. При инъекции в подслизи-стый слой оболочки желудка карликовых свиней гипертонических растворов ЫаС1 и декстрозы макроскопически наблюдали очаговое покраснение и образование эрозии в месте введения. В периоде отсроченного наблюдения отмечали эрозии, сопровождающиеся фиброзом подслизистого слоя.
В случае введения 30% и более растворов декстрозы повреждение затрагивало также мышечный слой и после отсроченного наблюдения регистрировали язвенные поражения [66].
Поверхностные эрозивные поражения в желудке карликовых свиней отмечали также на фоне приема аспирина и индометацина, введения акриламида [63, 67]. При приеме аспирина поражения затрагивали только слизистую оболочку тела желудка, а ин-дометацина — тело и антральный отдел. Поражения, вызванные акриламидом, располагались преимущественно в теле желудка.
У хорьков эрозивно-язвенные поражения могут сопровождать гастрит, вызванный заражением Н.
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
spp. [33]. Описаны также ассоциированные с препаратами поражения слизистой оболочки желудка у хорьков. Отмечают кровоизлияния и эрозив-но-язвенные поражения различной глубины, расположенные преимущественно в теле, на фоне применения аспирина [68], и аналогичные изменения, но выявленные в основном в антральном отделе, при введении НПВС [69]. Встречается единичное упоминание о спонтанной эрозии в желудке у хорька [69]. Также эрозивно-язвенные поражения можно наблюдать на фоне проглатывания инородных тел или вторично при повреждении почек с развитием азотемии [70].
Обнаружение эрозивно-язвенных поражений у кроликов связывают с более высоким у них уровнем желудочной кислоты и пепсина [71]. Некоторые авторы связывают язвенные поражения на дне желудка без выраженной реактивности со стрессом [72]. Это было экспериментально продемонстрирована после инъекций адреналина [73] и при гиповолемическом шоке [74].
Воспалительные изменения
Рекомендуется разделять воспалительную инфильтрацию (рис. 25) и собственно воспаление (рис. 26) [2]. Под воспалительной инфильтрацией подразумевают скопление лейкоцитов одного или нескольких видов без других признаков воспалительного процесса, таких как отек, кровоизлияния, фи-броплазия [2]. Описывая инфильтрат, по возможности, следует указывать тип преобладающих клеток (нейтрофильный, эозинофильный, монону-клеарный, лимфоплазмоцитарный) [2, 31] или смешанный тип, если присутствуют клетки нескольких видов.
У крыс эозинофильную инфильтрацию от минимальной до умеренной относительно часто выявляли в подслизистом слое желудка [9]. Иногда она распространяется до безжелезистой части желудка [4]. У крыс отмечали связь воспалительной инфильтрации в безжелезистой части желудка с бутилиро-ванным гидроксианизолом [4]. При однократном введении 2% раствора этого вещества выявляли формирование в эпителии везикул, заполненных экссудатом и воспалительными клетками. У песчанок признаки гастрита регистрировали на фоне заражения H. pylori [13]. Изменения обнаруживали преимущественно в антральном отделе. Отмечали наличие смешанных лейкоцитарных инфильтратов в слизистой оболочке, подслизистом и мышечном слоях. У морских свинок и кроликов гастроэнтерит был зарегистрирован в исследовании острой токсичности пироксикама [75].
Нечасто незначительную нейтрофильную или эозинофильную инфильтрацию наблюдали
спонтанно у карликовых свиней [5]. Также у них отмечали лимфоплазмоцитарную инфильтрацию на фоне приема корма, пораженного ми-котоксинами [31].
Если кроме инфильтрации присутствуют другие гистологические признаки воспалительного процесса, говорят о воспалении, по возможности, указывая тип преобладающих в инфильтрате клеток. Отмечается, что воспаление у грызунов наиболее часто сочетается с эрозивно-язвенными поражениями [2, 62]. Описаны воспалительные инфильтраты и воспаление в железистой части желудка у карликовых свиней разных возрастов [76].
Минимальные гистологические изменения в виде очагового хронического воспаления с преобладанием в инфильтрате нейтрофилов и эозино-филов, а также фиброз наблюдали у свиней в области установки гастростомы [77, 78]. Изредка встречали гигантские клетки по типу инородных тел. Воспалительные изменения затрагивали преимущественно мышечный слой стенки желудка и минимально распространялись на слизистую оболочку [77]. Эти данные могут иметь значение при интерпретации изменений в исследованиях, подразумевающих введение препарата через желудочную стому. Воспалительную инфильтрацию на фоне хирургического вмешательства описывали также у кроликов при наложении швов на желудок при эндолюминальной гастропликации [79].
У хорьков отмечали эозинофильную инфильтрацию при эозинофильном гастроэнтерите [70], этиология которого на данный момент не до конца ясна.
У естественно зараженных Н. ш^е1ае хорьков обнаруживали признаки хронического гастрита, который сопровождался деструкцией желез желудка, лимфоплазмоцитарной инфильтрацией, гиперплазией слизистых клеток [70, 80, 81]. Некоторые авторы также отмечали, что на фоне хеликобактерной инфекции у хорьков может развиться атрофиче-ский гастрит, эквивалентный таковому у человека [81]. Воспалительное заболевание кишечника также отмечается у молодых хорьков и характеризуется преимущественно лимфоплазмоцитарным характером инфильтрата, который может распространяться и на желудок [70]. Его этиология пока неизвестна.
Расширение желудка
Расширение желудка хорошо выявляется при макроскопическом обследовании. Желудок при этом растянут газом иногда с примесью кормовых масс. Гистологические изменения при этой патологии неспецифичны и проявляются, как правило, только диффузным истончением стенки. У многих
лабораторных животных расширение желудка может быть связано с аэрофагией на фоне полной или частичной назальной обструкции [82]. У мышей отмечают также спонтанное заболевание, называемое парезом/параличом перистальтики [32], которое отмечается на 2-й неделе первой лактации у мыши. Желудок при этом расширен и содержит жидкое содержимое. Гистологические находки при этом неспецифичны.
У морских свинок описаны редкие случаи острого расширения желудка на фоне заворота [32]. Как правило, этим патологиям предшествует стаз или дискинезия [83].
Расширение желудка у кроликов газом и жидкостью может быть связано с мукоидной энтеропа-тией [32].
У хорьков расширение желудка отмечают на фоне резкой смены рациона, переедания при кормления ad libitum, а также длительного голодания (более 24 ч) с последующим перееданием [84]. Причиной расширения у хорьков также могут быть перекруты и завороты желудка [70].
Безоары
У хорьков, кроликов и морских свинок обнаруживают в желудке безоары. Они могут формироваться на фоне чрезмерной линьки, стресса, нарушения питания, а также дерматологических заболеваний, сопровождающихся зудом, у хорьков [70]. У морских свинок и кроликов их возникновению обычно предшествуют дискинезия или стаз ЖКТ, возникающие на фоне ряда факторов: стресса, нарушения кормления и поения, смены рациона и содержания, болезни зубов, анестезии, приема антихо-линергических, опиоидных и антибактериальных препаратов [83], интоксикации свинцом [85]. Часто они являются случайной находкой, но при значительном размере или неудачном расположении могут приводить к гибели животного [32].
Заключение
В данной статье рассмотрены основные патологии, встречающиеся в желудке лабораторных животных при проведении доклинических исследований. Многие из этих патологий могут выявляться как спонтанные и фоновые: связанные с кормлением, содержанием, стрессом и другими причинами у различных видов животных. Знание о встречаемости в качестве спонтанной патологии и особенностях проявления конкретных патологий у различных видов животных необходимо для адекватной оценки и интерпретации обнаруженных па-томорфологических изменений. Спонтанные патологии желудка наиболее полно описаны для крыс, мышей и карликовых свиней. Патологии
у кроликов, хорьков, морских свинок, хомяков, песчанок, дегу описаны преимущественно в рамках исследований по моделированию конкретных изменений в желудке.
В данном обзоре не рассматривались опухолевые и специфические инфекционные поражения. Объем представленной по ним информации требует отдельного рассмотрения, также не указаны патологии собак и приматов. Для основных неопухолевых патологий приведены краткая морфологическая характеристика, связь с группами препаратов и возможность возникновения патологии как спонтанной у некоторых видов животных.
Данная статья будет полезна врачам-патоморфо-логам, работающим в области доклинических исследований, а также специалистам по планированию и проведению доклинических исследований на этапе подготовки к экспериментам. Использование описанной здесь классификации поможет избежать путаницы в терминологии врачами разных организаций. Это позволит сравнивать результаты экспериментов, проведенных различными исследователями. Для дифференциации некоторых изменений могут понадобиться дополнительные методики, не рассмотренные подробно в этой статье.
Вклад авторов
Ж.Ю. Устенко - работа с литературными источниками, написание текста статьи, редактирование текста статьи, подготовка фотоматериалов для статьи.
Я.А. Гущин - идея исследования, редактирование текста статьи, подготовка фотоматериалов для статьи.
Authors contribution
Zh. Ustenko - literature analysis, writing the article, editing the article, providing of the photo materials.
Ya. Gushchin - idea of the research, editing the article, providing of the photo materials.
Благодарности.
Работа выполнена без спонсорской поддержки.
Acknowledgements.
The study was performed without external funding.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Conflict of interest
The authors declare no conflict of interest.
Список литературы
1. McInnes E., Pathology for Toxicologists. - John Wiley & Sons. 2017. 216 p.
2. Nolte, T. Brander-Weber P., Dangler C., Deschl U., Elwell M. R., Greaves P., Hailey R., Leach M. W., Pandiri A. R., Rogers A., Shackelford C. C., Spencer A., Tanaka T., Ward J. M. Nonproliferative and Proliferative Lesions of the Gastrointestinal Tract, Pancreas and Salivary Glands of the Rat and Mouse // Journal of Toxicologic Pathology. 2016; 29 (1):1-125. doi: 10.1293/tox.29.1S.
3. Макаров М.Н., Рыбакова А.В., Гущин Я.А., Шедько В.В., Мужикян А.А., Макаров В.Г. Анатомо-физиологическая характеристика пищеварительного тракта у человека и лабораторных животных // Международный вестник ветеринарии. 2016; 1: 82-104. [Makarov M.N., Rybakova A.V., Gushchin Ya.A., Shed'ko V.V., Muzhikyan A.A., Makarov V.G. Anatomo-fiziologicheskaya kharakteristika pishchevaritel'nogo trakta u cheloveka i laboratornykh zhivotnykh // Mezhdunarodnyi vestnik veterinarii. (In Russ.)].
4. Greaves P. Histopathology of preclinical toxicity studies. Interpretation and relevance in drug safety evaluation. 4th Edition. - Amsterdam. Elsevier. 2011. 892 p.
5. Jeppesen, G., Skydsgaard, M. Spontaneous Background Pathology in Gttingen Minipigs // Toxicologic Pathology. 2014; 43(2): 257-266. doi:10.1177/0192623314538344.
6. Kuwamura M., Okajima R., Yamate J., Kotani T., Kuramoto T., Serikawa T. Pancreatic metaplasia in the gastro-achlorhydria in WTC-dfk rat, a potassium channel Kcnq1 mutant // Veterinary Pathology. 2008; 45(4): 586591. doi:10.1354/vp.45-4-586.
7. Maekawa A., Enomoto M., Hirouchi Y., Yamakawa S. Changes in the upper digestive tract and stomach. In: Pathobiology of the Aging Mouse. V2. / Edited by U. Mohr - Washington. ILSI Press. 1996. 505 p.
8. Leininger J.R., McDonald M.M., Abbott D.P. Hepatocytes in the mouse stomach // Toxicologic Pathology. 1990; 18(4 Pt 2):678-86.
9. McInnes E.F. Background lesions in laboratory animals. A color atlas - 1st ed. - Edinburgh, Elsevier. 2012. 256 p.
10. Nonneoplastic Lesion Atlas [электронный ресурс]: National Toxicology Program Nonneoplastic Lesion Atlas. -Режим доступа: https://ntp.niehs.nih.gov/nnl/index.htm
11. Radi Z.A., Vogel M.W. Gastric Parietal Cell Atrophy and Depletion after Administration of a Sphingosine-1-Phosphate 1 Inhibitor // Toxicologic Pathology. 2014; 42: 118-123. doi: 10.1177/0192623313506790.
12. Dethloff L.A., Robertson D.G., Tierney B.M., Breider M.A., Bestervelt L. L. Gastric gland degeneration induced in monkeys by the CCK-B/gastrin receptor antagonist CI-988 // Toxicologic Pathology. 1997; 25: 441-448. doi: 10.1177/019262339702500502.
13. Bleich A., Kohn I., Glage S., Beil W., Wagner S., M hler M. Multiple in vivo passages enhance the ability of a clinical Helicobacter pylori isolate to colonize the stomach of Mongolian gerbils and to induce gastritis //Laboratory Animals. 2005; 39 (2): 221-229. doi: 10.1258/0023677053739800.
14. Hong F., Wu N., Zhou Y., Ji L., Chen T., Wang L. Gastric toxicity involving alterations of gastritis-related protein expression in mice following long-term exposure to nano TiO 2 // Food Research International. 2017; 95: 38-45. doi:10.1016/j.foodres.2017.02.013.
15. Hollander D., Tarnawski A., Stachura J., Gergely, H. Morphologic changes in gastric mucosa of aging rats // Digestive Diseases and Sciences. 1989; 34(11), 16921700. doi:10.1007/bf01540046.
16. Rogers A.B., Houghton J-M. Helicobater-based models of digestive system carcinogenesis // Methods in molecular biology- 2009; 511:267-95. doi: 10.1007/978-1-59745-447-6_11.
17. Rogers A.B. Histologic scoring of gastritis and gastric cancer in mouse models // Methods in molecular biology. 2012; 921: 189-203. doi: 10.1007/978-1-62703-005-2_22.
18. Fox J.G., Rogers A.B., Whary M.T., Ge Z., Ohtani M., Jones E.K., Wang T. C. Accelerated progression of gastritis to dysplasia in the pyloric antrum of TFF2 -/- C57BL6 x Sv129 Helicobacter pylori-infected mice // The American Journal of Pathology. 2007; 171: 1520-1528. doi: 10.2353/ ajpath.2007.070249.
19. Brown H,R,, Hardisty J.F. Oral Cavity, Esophagus, and Stomach. In: Pathology of the Fischer Rat: Reference and Atlas // Edited by Boorman G.A. - San Diego, Academic Press, 1990. 580 p.
20. Bertram T.A., Ludlow J.W., Basu J., Muthupalani S. Gastrointestinal Tract. In: Handbook of Toxicologic Pathology. 3rd Edition / Edited by W.M. Haschek, C.G. Rousseaux, M.A. Wallig. - San Diego, Academic Press. 2013. 2963 p.
21. Yoshimura K., Delbarre S.G., Kraus E., Boland C.R The effects of omeprazole and famotidine on mucin and PGE2 release in the rat stomach // Alimentary Pharmacology & Therapeutics. 1996; 10: 111-117. doi:10.1111/j.1365-2036.1996.tb00184.x.
22. McKee J.S, Gass J.H. Acetaminophen-Induced Forestomach Lesion in Normal Rats Following Intravenous Exposure // Toxicologic Pathology. 2011; 39: 861-866. doi:10.1177/0192623311413789.
23. Sano T., Ozaki K., Kodama Y., Matsuura T. Effects of the antifungal agent itraconazole on proliferative changes of the forestomach mucosa in alloxan-induced diabetic rats // Toxicologic Pathology. 2009; 37: 790. doi:10.1177/0192623309344204.
24. Hibino T., Hirasawa Y., Arai M. Morphologic changes in the urinary bladder and stomach after long-term administration of sodium saccharin in F344 rats // Cancer
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
Letters. 1985; 29:255-63. doi:10.1016/0304-3835(85)90135-1.
25. Levin S. Structural changes of the gastrointestinal mucosa induced by prostaglandins // Toxicologic Pathology. 1988; 16:237-44. doi:10.1177/019262338801600216.
26. Kramer AW, Dougherty WJ, Belson AR, latropoulos MJ. Morphologic changes in the gastric mucosa of rats and dogs treated with an analog of prostaglandin E1. Toxicologic Pathology 1985; 13:26. doi:10.1177/019262338501300105
27. Kotsonis F.N., Dodd D.C., Regnier B., Kohn F.E. Preclinical toxicology profile of misoprostol // Digestive Diseases and Sciences. 1985; 30:142-5. doi:10.1007/ BF01309401.
28. Toxicology and carcinogenesis studies of ampicillin trihydrate in F344/N rats and B6C3F1 mice. ln National toxicology program technical report. 1987; 318:1-190.
29. Iverson F., Truelove J., Nera E., Wong J., Lok E., Clayson D.B. An 85-day study of butylated hydroxyanisole in the cynomolgus monkey // Cancer Letters. 1985; 26:43. doi: 10.1016/0304-3835(85)90171-5.
30. Feyen B., Penard L., van Heerden M., Fant P. E,. Marsdenb De Jonghea S., Desmidta M., S. Maki, Graham M., Baileya P. "All pigs are equal" Does the background data from juvenile G ttingen minipigs support this? // Reproductive Toxicology. 2016; 64: 105-115. doi:10.1016/j. reprotox.2016.04.019.
31. D nicke S., Beineke A., Berk A., Kersten S. Deoxynivalenol (DON) Contamination of Feed and Grinding Fineness: Are There Interactive Implications on Stomach Integrity and Health of Piglets? // Toxins. 2017; 9(1): 16. doi:10.3390/toxins9010016.
32. Dean H. P., Stephen W. B. Pathology of laboratory rodents and rabbits -3rd ed. - Wiley-Blackwell. 2007. 325 p.
33. Yu J., Russell M., Salomon N., Murphy J. Effect of Helicobacter mustelase infection on ferret gastric epithelial cell proliferation // Carcinogenesis. 1995; 16(8): 19271931. doi: 10.1093/carcin/16.8.1927.
34. Bock P., Peters M., Bago Z., Wolf P. Thiele A., Baumgrtner W. Spontaneously occurring alimentary osteofluorosis associated with proliferative gastroduodenopathy in rabbits // Veterinary Pathology. 2007; 44(5): 703-706. doi:10.1354/vp.44-5-703.
35. Kinoshita H., Hayakawa Y., Konishi M., Hata M. Tsuboi M., Hayata Y., Hikiba Y., Ihara S., Nakagawa H., Ikenoue T., Ushiku T., Fukayama M., Hirata Y., Koike K. Three types of metaplasia models through Kras activation, Pten deletion, or Cdh1 deletion in the gastric epithelium // The Journal of Pathology. 2019; 247(1):35-47. doi:10.1002/path.5163.
36. Duckworth C. A., Burkitt M. D., Williams J. M., Parsons B. N., Tang J.M. F., Mark D. Pritchard Murine Models of Helicobacter(pylori or felis)-associated Gastric Cancer // Current Protocols in Pharmacology. 2015; 69: 14.34.114.34.35. doi: 10.1002/0471141755.ph1434s69.
37. Goldenring J.R., Nomura S. Differentiation of the gastric mucosa III. Animal models of oxyntic atrophy and metaplasia // American Journal of Physiology: Gastrointestinal and Liver Physiology. 2006; 291(6):999-1004. doi: 10.1152/ajpgi.00187.2006.
38. Ghanayem B.I., Maronpot R.R., Matthews H.B Ethyl acrylate-induced gastric toxicity. I. Effect of single and repetitive dosing // Toxicology and Applied Pharmacology. 1985; 80(2):323-35. doi: 10.1016/0041-008x(85)90090-0.
39. Thompson C.M., Suh M., Proctor D.M., Chappell G., Borghoff S., Ellis-Hutchings R., Wiench K., Finch L. Assessment of the mode of action underlying development of forestomach tumors in rodents following oral exposure to ethyl acrylate and relevance to humans // Regulatory Toxicology and Pharmacology. 2018; 96; 178-189. doi:10.1016/j.yrtph.2018.05.006.
40. Karam S.M, Alexander G. Blocking of histamine H2 receptors enhances parietal cell degeneration in the mouse stomach // Histology and Histopathology/ 2001; 16: 469480. doi: 10.14670/HH-16.469
41. Ito K., Ishida K., Shishido T., Tabata H., Miura H., Okamiya H., Hanada T. Acute parietal and chief cell changes induced by a lethal dose of lipopolysaccharide in mouse stomach before thrombus formation // Toxicologic Pathology. 2000; 28: 304-309. doi:10.1177/019262330002800210.
42. Brown H.R., Leininger J.R. Changes in the Oral Cavity. In: Pathobiology of the Aging Rat / Edited by U. Mohr. -Washington, ILSI Press.1994. 647 p.
43. Ward J.M., Yoon M., Anver M.R., Haines D.C., G. Kudo, Gonzalez F. J., Kimura S. Hyalinosis and Ym1/Ym2 gene expression in the stomach and respiratory tract of 129S4/ SvJae and wild-type and CYP1A2-null B6, 129 mice // The American Journal of Pathology. 2001; 158: 323-332. doi: 10.1016/S0002-9440(10)63972-7.
44. Bertram T.A, Markovits J.E, Juliana M.M. Nonproliferative lesions of the alimentary canal in rats. In Guides for Toxicologic Pathology. - Washington. STP/ARP/ AFIP.1996. 16 p.
45. Betton G.R, Dormer C.S, Wells T., Pert P., Price C. A., Buckley P. Gastric ECL-cell hyperplasia and carcinoids in rodents following chronic administration of H2-antagonists SK&F 93479 and oxmetidine and omeprazole // Toxicologic Pathology. 1988; 16: 288-298. doi:10.1177/019262338801600222.
46. Majeed S.K. Survey on spontaneous systemic amyloidosis in aging mice. Arzneimittel-forschung. 1993;43(2):170-8.
47. Lipman R.D., Gaillard E.T., Harrison D.E., Bronson R.T. Husbandry factors and the prevalence of age-related amyloidosis in mice // Laboratory animal science. 1993; 43(5):439-44.
48. Kangawa A., Nishimura T., Nishimura T., Otake M., Enya S., Yoshida T., Shibata M. Spontaneous Age-Related
Histopathological Changes in Microminipigs // Toxicologic Pathology. 2019; 47(7):817-832. doi: 10.1177/0192623319861350.
49. Sano, K. Experimental amyloidosis induced by saponin // Acta Pathologica Japonica. 1988; 38(10), 12411253. doi:10.1111/j.1440-1827.1988.tb02276.x.
50. Kobayashi Y., Shimada Y., Terasawa K. Amyloid deposition in the digestive tract in casein-induced experimental amyloidosis in mice // Journal of Gastroenterology. 1994; 29(1), 6-14. doi:10.1007/ bf01229066.
51. Snel F.W., Niewold T.A., Baltz M.L., Hol P.R., Van Ederen A. M., Pepys M. B., Gruys E. Experimental amyloidosis in the hamster: correlation between hamster female protein levels and amyloid deposition // Clinical and Experimental Immunology. 1989; 76(2):296-300.
52. Leininger J.R., Jokinen M.P., Dangler C.A., Whiteley L.O. Oral Cavity, esophagus and stomach. In: Pathology of the Mouse // Edited by R.R. Maronpot. - Vienna, Cache River Press. 1999. 699 p.
53. Rees J., Spencer A., Wilson S., Reid A., Harpur E. Time Course of Stomach Mineralization, Plasma, and Urinary Changes After a Single Intravenous Administration of Gadolinium(III) Chloride in the Male Rat // Toxicologic Pathology. 1997; 25(6), 582-589. doi:10.1177/019262339702500607.
54. Diaz D., Allamneni K., Tarrant J. M., Lewin-Koh S.-C., Pai R., Dhawan P., Cain G. R., Kozlowski C., Hiraragi H., La N., Hartley D.P., Ding X.,. Dean B. J, Bheddah S., Dambach D. M. Phosphorous Dysregulation Induced by MEK Small Molecule Inhibitors in the Rat Involves Blockade of FGF-23 Signaling in the Kidney // Toxicological Sciences. 2011; 125(1): 187-195. doi:10.1093/toxsci/kfr263.
55. Chang L., Yue Z., She R., Sun Y., Zhu J. The toxic effect of a mixture of melamine and cyanuric acid on the gastrointestinal tract and liver in mice // Research in Veterinary Science. 2015; 102: 234-237. doi:10.1016/j. rvsc.2015.08.018.
56. Elmore S.A., Dixon D., Hailey J.R., Harada T., Herbert R. A., Maronpot R. R., Nolte T., Rehg J. E., Rittinghausen S., Rosol T.J., Satoh H., Vidal J. D., Willard-Mack C. L., Creasy D.M. Affiliations expand Recommendations from the INHAND Apoptosis/Necrosis Working Group // Toxicologic Pathology. 2016; Feb;44(2):173-88. doi: 10.1177/0192623315625859.
57. Elmore, S.A. Apoptosis: A Review of Programmed Cell Death // Toxicologic Pathology. 2007; 35(4); 495-516. doi:10.1080/01926230701320337.
58. Stokar-Regenscheit N., Sydler T., B rgi E., Lippuner A., Naegeli H., Sidler X. Lethal Gastric Mucosal Necrosis due to Administration of Oral Ferrous Bisglycinate Chelate to Suckling Piglets // Journal of Comparative Pathology. 2017; 157(1): 39-45. doi:10.1016/j.jcpa.2017.04.004.
59. Magalhaes M.A., Barbosa A.J., Figueiredo J.A., Alberti
L.R., Petroianu A. Effects of different periods of gastric ischaemia in the viability of the tissue of body, fundus and antrum region of rabbit stomach // Arquivos Brasileiros de Cirurgia Digestiva. 2015; 28(3):167-70. doi: 10.1590/S0102-67202015nahead00001.
60. Friendship, R.M. Gastric ulceration in swine // Journal of Swine Health and Production. 2004; 12: 34-35.
61. Swindle M.M., Makin A., Herron A.J., Clubb F.J. Jr. Swine as Models in Biomedical Research and Toxicology Testing // Veterinary Pathology. 2011; 49(2): 344-356. doi:10.1177/0300985811402846.
62. Kumar, G., Hota, D., Nahar Saikia, U. Evaluation of analgesic efficacy, gastrotoxicity and nephrotoxicity of fixed-dose combinations of nonselective, preferential and selective cyclooxgenase inhibitors with paracetamol in rats // Experimental and Toxicologic Pathology. 2010; 62(6): 653-662. doi:10.1016/j.etp.2009.08.011.
63. Tabata K., Okabe S. Effects of 16,16-Dimethyl-PGE2-Methyl Ester on Aspirin- and Indomethacin-Induced Gastric and Intestinal Lesions in Mini Pigs // Digestion. 1983; 26(2): 61-66. doi:10.1159/000198869/
64. Yoshida N., Sugimoto N., Hirayama F., Nakamura Y., Ichikawa H., Naito Y., Yoshikawa T. Helicobacter pylori infection potentiates aspirin induced gastric mucosal injury in Mongolian gerbils // Gut. 2002; 50(5): 594-598. doi:10.1136/gut.50.5.594.
65. Paxton B.E., Alley C.L., Crow J.H., Burchette J., Weiss C.R. , Kraitchman D.L., Arepally A., Kim C. Y. Histopathologic and Immunohistochemical Sequelae of Bariatric Embolization in a Porcine Model // Journal of Vascular and Interventional Radiology. 2014; 25(3): 455-461. doi: 10.1016/j.jvir.2013.09.016.
66. Fujishiro M., Yahagi N., Kashimura K., Matsuura T. Tissue damage of different submucosal injection solutions for EMR // Gastrointestinal Endoscopy. 2005; 62(6): 933942. doi:10.1016/j.gie.2005.07.052.
67. Palus K., Bulc M., Ca ka J. Changes in VIP-, SP- and CGRP- like immunoreactivity in intramural neurons within the pig stomach following supplementation with low and high doses of acrylamide // Neurotoxicology. 2018; 69: 47-59. doi:10.1016/j.neuro.2018.09.002.
68. Pfeiffer C. J., & Weibel J. The gastric mucosal response to acetylsalicylic acid in the ferret // The American Journal of Digestive Diseases. 1973; 18(10): 834-846. doi:10.1007/ bf01073333.
69. Beach, J.E. The ferret for non-rodent toxicity studies - a pathologist's view // Archives of Toxicology. 1982; 5:279-82.
70. David Perpinan, Cathy A. Johnson-Delaney, Ferret medicine and surgery // Edited by Cathy A. Johnson-Delaney. - Boca Raton, Florida. CRC Press, 2018. 514 p.
71. Redfern J.S., Lin H.J., McArthur K.E., Prince M. D., Feldman M. Gastric acid and pepsin secretion in conscious rabbits // American Journal of Physiology. 1991; 261:G295-304. doi: 10.1152/ajpgi.1991.261.2.G295.
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №2
72. Hinton M. Gastric ulceration in the rabbit // Journal of Comparative Pathology. 1980; 90:475-81. doi: 10.1016/0021-9975(80)90017-1.
73. Man W.K., Silcocks P.B., Wales R., Spencer J. Histology of experimental stress ulcer: the effects of cimetidine on adrenaline gastric lesions in the rabbit // British journal of experimental pathology 1981; 62(4):411-8.
74. Collin B.J. Stress ulcer induced by hypovolemic shock in female rabbit. Anatomia, Histologia, Embryologia. 1977; 6(1): 94.
75. Saganuwan, S. A., Orinya, O. A. Toxico-neurological effects of piroxicam in monogastric animals // Journal of Experimental Neuroscience. 2016; (10):121 doi:10.4137/ jen.s40144.
76. Helke K.L., Nelson K.N., Sargeant A.M., Jacob B., McKeag S., Haruna J., Vemireddi V., Greeley M., Brocksmith D., Navratil N., Stricker-Krongrad A., Hollinger C. Background Pathological Changes in Minipigs: A Comparison of the Incidence and Nature among Different Breeds and Populations of Minipigs // Toxicologic Pathology. 2016; 44(3): 325-337. doi: 10.1177/0192623315611762.
77. Birck M.M., Vegge A., Moesgaard S.G., Eriksen T. Single port laparoscopic long-term tube gastrostomy in Gottingen minipigs // Laboratory Animals. 2015; 49(3): 220-227. doi: 10.1177/0023677214562097.
78. Giday S., Van Alstine W., Van Vleet J., Ducharme R. Safety Analysis of a Hemostatic Powder in a Porcine Model of Acute Severe Gastric Bleeding // Digestive Diseases and Sciences. 2013; 58(12): 3422-3428. doi:10.1007/s10620-013-2846-z.
79. Feitoza A. B., Gostout C. J., Rajan E., Smoot R. L., Burgart L. J., Schleck C., Zinsmeister A.R. Understanding endoluminal gastroplications: A histopathologic analysis of intraluminal suture plications // Gastrointestinal Endoscopy. 2003; 57(7): 868-876. doi:10.1016/s0016-5107(03)70022-4.
80. Cuenca R., Blanchard T., Czinn S., Nedrud J., Monath T. P., Lee C. K., Redline R. W. Therapeutic immunization against Helicobacter mustelae in naturally infected ferrets // Gastroenterology. 1996; 110(6): 1770-1775. doi:10.1053/ gast.1996.v110.pm8964402 .
81. Rogers, A. B. Gastric Helicobacter spp. in Animal Models: Pathogenesis and modulation by extragastric coinfections // Methods in Molecular Biology. 2012; 921:175-88. doi:10.1007/978-1-62703-005-2_21.
82. Erkan M., Erhan E., Sa lam A., Arslan S. Compensatory mechanisms in rats with nasal obstructions // Tokai journal of experimental and clinical medicine. 1994; 19(1-2):67-71.
83. DeCubellis J., Graham, J. Gastrointestinal Disease in Guinea Pigs and Rabbits // Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice. 2013; 16(2): 421-435. doi:10.1016/j.cvex.2013.01.002.
84. Kirk J. M., James G. F. Biology and diseases of the ferret - Third edition / edited by James G. F., Robert P. - John Wiley & Sons. 2014. 835p.
85. Fisher P.G, Carpenter J.W. Ferrets, rabbits, and rodents: clinical medicine and surgery. 3rd edition: Neurologic and musculoskeletal diseases // Edited by Quesenberry K.E., Carpenter J.W. - St Louis, Saunders Elsevier, 2012. 608 p.
