CC BY
12
УДК 615.849.2.034.07
Н. П. Иванова, Н. С. Швыдко
ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЯ СОСТАВА РАЦИОНА НА ЭКСКРЕЦИЮ
239Ри ИЗ ОРГАНИЗМА
НИИ радиационной гигиены Минздрава РСФСР, Ленинград
Одной из задач радиационной защиты является разработка мероприятий, направленных на предупреждение отложения и ускорение выведения из организма ^'Ри, обладающего чрезвычайно высокой радиотоксичностью. При этом важную роль играют исследования по выяснению возможности использования различных средств и условий, изменяющих биологическую активность плутония на отдельных стадиях обмена за счет воздействия на метаболизм и физиологические функции организма. Поскольку плутоний образует чрезвычайно прочные связи с биокомпонентами органов и тканей и мало подвижен в средах организма, в рамках развития этого направления исследований необходимо продолжать поиск не применявшихся ранее составов, ускоряющих выведение И9Ри из организма и не являющихся токсичными.
Достаточно перспективными могут быть эксперименты по изучению влияния различных составляющих рациона на элиминацию этого радионуклида из организма. Следует признать, что подобные сведения практически отсутствуют. Кроме того, это связано с появлением информации о связи между особенностями питания, всасыванием плутония из желудочно-кишечного тракта и удержанием его в организме [2]. Это особенно значимо с той точки зрения, что в настоящее время коэффициенты всасывания плутония из желудочно-кишечного тракта человека значительно увеличены по сравнению с используемой МКРЗ величи--ной [3].
При изучении характеристик экскреции И9Рц на поздней стадии его обмена, когда количество выводимого из организма радионуклида резко снижено, мы обнаружили, что молоко в рационе экспериментальных животных (крыс) несколько увеличивает выведение плутония с мочой и каломг* ——
Для проверки предположения о воздействии молока на экскрецию И9Ри из организма в обычно применяющиеся методики исследования процессов выведения радионуклида с мочой и калом были внесены некоторые изменения.
Белым беспородным крысам массой 320—350 г, которые были высажены в индивидуальные обменные клетки, позволяющие производить раздельный сбор выделений, последовательно в течение 3 сут питьевую воду в рационе заменяли молоком. По истечении этого срока молоко исключали из питания животных на такой же период, а затем опять давали молоко.
Исследования охватывали период от 60 до 135 сут и
от 160 до 270 сут с момента однократной внутривенной инъекции цнтратного комплекса ^Ри (185±15 кБк на животное).
Установлено увеличение и снижение содержания радиоэлемента в экскретах в последовательные промежутки времени. Суточная элиминация радионуклида с мочон при молочной диете в 2—10 раз выше, чем при потреблении только воды. При этом в течение всего срока исследования диурез не зависел от того, получало ли животное воду или молоко. С калом при молочной диете выделялось в 2—5 раз больше плутония, чем при безмолочной. Следует отметить, что минимумы на кривой выведения радиоизотопа с мочой, которые соответствовали пробам выделений, отобранных в промежутки времени, когда животным не давали молока, значительно дальше отстояли от «невозмущенной» кривой экскреции, чем в случае элиминации плутония с калом. С увеличением срока с момента инъекции 239Ри действие молока на выведение радионуклида из организма с экскретами снижалось. Нами была сделана попытка найти вещества, входящие в состав молока и ответственные за ускорение выведения плутония. Учитывая процентный состав молока: вода (87,5%), общий белок (3,2%), молочный сахар (4,7%), минеральные вещества (0,7 %) [1], крысам на 210—270-е сутки с момента введения радионуклида в организм были последовательно включены в рацион большие количества лактата кальция, молочного жира, молочно-белковой пасты. При этом наблюдалось незначительное увеличение содержания плутония в суточных пробах выделений.
На основе предварительного анализа полученных результатов можно предположить, что отдельные составляющие молока, взаимодействуя с биокомпонентамн крови и тканей органов депонирования, нарушают установившееся равновесное распределение и,Ри в организме, воздействуя на процессы его обмена через систему крови. Это в свою очередь приводит к некоторому увеличению экскретируе-мого количества плутония.
Литература
1. Давидов Р. Б. Молоко и молочное дело. М., 1973.
2. Bhattachryya М. Н. — Radiat. Res., 1983, v. 94, p. 641.
3. Harrison J. D. — Nat Radiol. Prot. Board, 1982, N R 129.
Поступила 31.07.84
УДК 613.632:615.277.4 J-07
М. Г. Иоганнсен
О ЗАМЕНЕ КАНЦЕРОГЕННОГО БЕНЗИДИНА БЕЗОПАСНЫМ РЕАКТИВОМ ДЛЯ САНИТАРНОГО КОНТРОЛЯ
НИИ онкологии им. Н. Н. Петрова Минздрава СССР, Ленинград
В практике санитарной службы повсеместно используется бензидиновый реактив для контроля чистоты и качества обработки различных медицинских материалов и оборудования [10, 11]. Бензидин и его аналоги (ортотолидин, ортодианизидин и др.) — вещества, способные вызывать опухоли мочевого пузыря у людей (3, 4, 9, 12—15, 18]. В СССР прекращено производство ортотолидина, 3,3'-ди-хлорбензидина и некоторых других, близких к ним по структуре соединений. Комитетом по канцерогенным веществам
и мерам профилактики при Главном санитарно-эпидемиологическом управлении Минздрава СССР рекомендованы постепенное сокращение и полное прекращение производства продуктов группы бензидина с заменой этих соединений безвредными для человека (4, 9, 14, 15]. Однако найти замену бензидиновому реактиву при определении следов крови .— задача весьма трудная, поскольку это наиболее ■чувствительная и надежная реакция. В то же время издавна известные или относительно недавно предложенные реак-
тивы (амидопирин, гваяковая смола, тстраметилбензидин, метол и др.) используются не всегда ввиду их низкой чувствительности, недостаточной надежности и специфичности, а иногда н возможной онкогенной опасности (2, 8, 13, 16. 17, 19]. В последних модификациях современных методов исследования для выявления следов крови вновь рекомендуется бензндиновый реактив [1].
Вместе с тем создание высокочувствительного неканцерогенного реактива для определения крови — вполне реальная задача. Скрытую кровь определяют с помощью химической реакции на перокендазу. В реакционной смеси должны присутствовать следующие компоненты: хромоген — вещество, образующее в результате специфического окисления краситель (бензидин, амидопирин и др.), окислитель (обычно 3 % перекись водорода) и катализирующий фермент (гемоглобин). Модифицировать можно оба основных компонента — хромоген и (или) окислитель.
Амидопирин в качестве хромогена обладает хорошей специфичностью, но меньшей чувствительностью н худшей воспроизводимостью реакции по сравнению с бензидином. Недостатки амндопиринового реактива могут быть устранены созданием двухкомпонентного хромогена, в который, кроме амидопирина, введен дополнительно неканцерогенный ароматический амин [5]. Такой реактив, названный азопи-рамом, при соединении с перекисью водорода в присутствии гемоглобина дает весьма яркое окрашивание, цвет которого зависит от введенного в состав хромогена ароматического амина. Чувствительность, надежность и воспроизводимость реакции соответствуют пробе с бензидином, позволяющей определить до 0,1 % свежей негемолизирован-ной крови в субстрате [2, 5, 6]. После соответствующих испытаний новый реактив был рекомендован Минздравом СССР для использования в клинико-диагностических лабораториях лечебно-профилактических учреждений при -проведении анализов на скрытую кровь_[7]. Отдельные лаборатории Ленинграда перешли на работу с новым реактивом и полностью отказались от канцерогенного бензкдина без снижения качества проводимых анализов.
Разработанная ранее для азопирама методика выявления крови [5—7] предполагает раздельное введение в субстрат хромогена и перекиси. Для санитарного же контроля необходима жидкость, содержащая как хромоген, так и перекись, поскольку именно таким реактивом, включающим все необходимые для реакции ингредиенты, кроме катализатора, необходимо обрабатывать различные предметы, особенно полые сосуды и инструменты (шприцы, иглы, катетеры и т. п.).
Требованиям санитарной службы удовлетворяет препарат, содержащий 20—10% амидопирина н 0,5—0,1% солянокислого анилина. Растворы этих концентраций после см?шивания с 3 % перекисью водорода могут использоваться от 15 мин до 1 ч и более. Чувствительность реактива остается достаточно высокой. Для повышения яркости окрашивания в присутствии гемоглобина хромоген может быть нодкнелен, например, уксусной кислотой. Стабильность рабочей смеси хромогена с перекисью водорода значительно повышается, если перекись готовится из пергидроля не на воде, а на буферном растворе (например, фосфатном) с рН 6,0—6,5. В описанных ниже экспериментах, а также при испытаниях реактива в клинических и санитарно-эпидемиологических учреждениях Ленинграда использована, однако, обычная, не забуференная перекись водорода.
В сухую посуду отвешивают 20 мас.% (200 г/л) амидопирина и 0,3 мас.% (3 г/л) солянокислого анилина, добавляют 79,7 % 96° этилового спирта (до общего объема 1 л) и перемешивают до полного растворения. К получившейся слегка желтоватой жидкости добавляют 30 % уксусную кислоту из расчета 1 капля кислоты на 1 мл реактива (40— 45 мл 30 % кислоты на I л). Полученный раствор хромогена может храниться в плотно закрытой посуле в холодильнике более 1 мес. Умеренное пожелтение раствора не снижает его рабочих качеств.
Хромоген и окислитель (3 % перекись водорода) смешивают непосредственно перед проведением контрольного исследования в соотношении 2 : 1 (2 части азопирама и 1 часть перекиси). Готовый реактив сохраняет цвет по меньшей ме-
Средняя оптическая плотность красителей, образующихся из различных хромогенов в результате реакции с гемоглобином
после вве-реактньа в |р гемогло-мии Амидопирин
Азопирам 5% 20% Бензидин
Время дення раствс бнна. средняя оптическая плотность в области максимального поглощения (хП±а)•
Концентрация гемоглобина 5 мкг/л
1
2
3
4
5 10 15
1 2
3
4
5 10 15
0,010±0,004 0.018±0.010 0,026±0,011 0,034 ±0,015 0,042±0,019 0.081 ±0,029 0.109 ±0,038
0,004 ±0,001 0.009 ±0,002 0,010±0,004 0.017±0,004 0,022±0,004 0,035±0,000 0,041 ±0.009
0,005±0,003 0,013±0'006 0,018±0,007 0,022 ±0.010 0,027 ±0,012 0,035 ±0,009 0.040 ±0,0!0
0,007±0,003 0,016±0,005 0,021 ±0,008 0,026±0,008 0,031 ±0,008 0,042 ±0,009 0,041 ±0,008
Концентрация гемоглобина 100 мкг/л
0,2!9±0,020 0,411 ±0,048 0,617±0,077 0,809±0,102 0,976±0,120 1,648 ±0,203 оо
0, !38±0,013 0,226±0,020 0,273 ±0,021 0,291 ±0,023 0.296±0,029 0,262 ±0,043 0.221 ±0,041
0,224 ±0,020 0,357 ±0,021 0,412±0,019 0,430±0,016 0,431 ±0,013 0,380 ±0,011 0,325±0,019
0,366±0,057 0,550 ±0,045 0,648±0,030 0,696 ±0,022 0,712±0,022 0.680±0,042 0.602±0,035
* Область спектра, в которой происходит максимальное поглощение света, для азопирама 537 им, для амидопирина 570 нм, для бензидина 430 нм.
ре 15—20 мин. В течение этого времени тампонами, смочен-"^ ными раствором, следует протереть исследуемые предметы, обработать шприцы, иглы, катетеры и др. В присутствии следов крови немедленно или в течение I мин появляется фиолетово-синее, переходящее в сиренево-пурпурное окрашивание. Предложенный хромоген выявляет наличие гемоглобина, пероксидаз растительного происхождения, сильных окислителей (хлорамина, хлорной извести, хромовой смеси для обработки посуды и др.), а также ржавчины. После того как исходный рабочий реактив начал темнеть, следует приготовить свежую смесь хромогена с перекисью водорода.
С азопирамом, приготовленным по указанной рецептуре, были проведены лабораторные эксперименты. К 5 мл водного раствора гемоглобина (5 или 100 мкг/мл) добавляли 2 капли реактива (азопирам с 3 % перекисью водорода в соотношении 2:1). После этого жидкость спектрофотомет-рировали при толщине слоя 9,99—10 мм против аналогичного раствора гемоглобина, содержащего хромоген без перекиси. Кроме того, для раствора гемоглобина с концентрацией 5 мкг/мл контролем служила также дистиллированная вода, в которую вводили полный реактив (2 капли азопирама с перекисью на 5 мл воды). Измерения проводили на приборе СФ-18 в области максимального поглоще-, ния видимой части спектра в течение 15 мин после началч^ реакции. Интенсивность окрашивания раствора с введением азопирамом сопоставляли с результатами реакции, проведенной с бензидином или амидопирином в аналогичных условиях. Реактивы с бензидином и 5 % амидопирином готовили по известным методикам, рекомендованным для санитарных исследований [10, 11]. Реактив с 20 % амидопирином составляли аналогично 5 % раствору этого хромогена. Каждое измерение повторяли 5—9 раз, часто с новыми растворами гемоглобина и хромогена. Полученный материал статистически обрабатывали по методу Фишера — Стью-дента.
Результаты работы представлены в таблице. Анализ полученных данных показал, что азопирам в данной модификации обладает высокой чувствительностью при выявлении гемоглобина в пероксидазной реакции. Образование красителя начинается быстро, чувствительность реакции
вполне соответствует таковой бензидиновой пробы и явно выше, чем амидопириновой, как стандартной, с 5 % реактивом, так и пробы с 20 % амидопирином. Яркость окрашивания быстро нарастает и в ближайшие минуты превосходит даже яркость при бензидиновой пробе. Различия интенсивности окрашивания между реакциями с азопнра-Л~мом и стандартным амндопириновым реактивом статистически достоверны для исследованных концентраций гемоглобина в течение всего времени наблюдения.
Представленный реактив обладает следующими преимуществами:
— не содержит канцерогенных нли высокотоксичпых веществ, не загрязняет окружающую среду вредными продуктами, не представляет никакой опасности для работающих с ним людей;
— по чувствительности реакция с азопирамом соответствует наиболее чувствительной бензидиновой пробе и зна-читсльно-превосходит другие известные химические реакции
/на кроы»^_Э
-—— новый хромоген не содержит труднодоступных, сложных или дорогих компонентов. Он прост в приготовлении и устойчивее при хранении, чем известный бензидиновый реактив;
— методика работы с азопирамом не отличается от общепринятой и не может вызвать затруднения у медицинского персонала.
Таким образец, предложенный реактив с двухкомпонент-ным хромогеном йожет быть использован для санитарного контроля вместо высококанцерогенного бензиднна.
В настоящее время реактив проходит испытания в ряде медицинских учреждений Ленинграда. Полученные результаты полностью подтверждают высокие рабочие качества азопирама.
Литература
1 I. Лнаненко А. А.. Гасанов М. Д., Калинина А. А.
и др. — Лаб. дело, 1984, № I. с. 19—21.
2. Бокуняеаа Н. И.— В кн.: Справочник по клиническим
лабораторным методам исследования. / Под ред.
Е. А. Кост. М., 1975, с. 276—277.
3. Вредные вещества в промышленности./ Под ред. Н. В. Лазарева, Э. Н. Левиной. Л., 1976. т. 2.
с. 316—318.
4. Генин В. А. — В кн.: Профилактика профессиональных опухолей. / Под ред. Л. М. Шабада. М., 1976,
с. 57—96.
5. Иоганнсен М. Г. Реактив для определения скрытой кровн. А. с. 885881 (СССР).
6. Иоганнсен М. Г —Лаб. дело, 1982. № 10, с. 21(597) — 24(600).
7. Иоганнсен М. Г., Плисс Г. Б. Определение скрытой крови с помощью высокочувствительного неканцерогенного реактива. (Метод, рекомендации). Л., 1983.
8. Линдсей Дж. — В кн.: Общая органическая химия. М.. 1982, т. 3. с. 196.
9. Липкин И. Л. — В кн.: Некоторые итоги изучения загрязнения внешней среды канцерогенными веществами/Под ред. Л. М. Шабада. М., 1972, с. 107—111.
10. Методические рекомендации по профилактике сывороточного гепатита и организации стернлизационных отделений. М„ 1979.
11. Об улучшении медицинской помощи больным с гнойными хирургическими заболеваниями и усилении мероприятий по борьбе с внутрибольничной инфекцией. (Приказ Минздрава СССР № 720). М.. 1979.
12. Тайкманн Б.. Шрамм Т. Канцерогенные вещества. Берлин, 1976, с. 32, 81.
13. Фельдман Ю. М.. Лейбман Е. Т. — Лаб. дело, 1981, № I.e. 45.
14. Шабад Л. М. — В кн.: Профессиональный рак. М, 1981, вып. 2, с. 5—1 в.
15. Шабад Л. М.. Генин В. А. — В кн.: Профилактика профессиональных опухолей. / Под ред. Л. М. Шабада. М„ 1976, с. 9—16.
16. Boehrunger /И — Пат. 1186668, 1970 (Великобритания).
17. Holland V. R.. Saunders В. С.. Rose F. L. et al. —Tetrahedron. 1974, v. 30. p. 3299—3302.
18. IARC Working Group on Evaluation of the Carcinogenic Risk of Chemicals to Humans. Lyon, 1982, p. 57—58.
19. Rey H. G.. Wiellinger N.. Rieckmann P. — Пат. 1648840, 1970 (ФРГ).
Поступила 08.08.84
УДК »16-018.1-02:615.277.4:665.441-092.8
Ю. В. Пашин, Л. М. Бахитова
ИНДУКЦИЯ МИКРОЯДЕР В СОМАТИЧЕСКИХ КЛЕТКАХ МЛЕКОПИТАЮЩИХ ПРИ КОМБИНИРОВАННОМ ДЕЙСТВИИ БЕНЗ(А)ПИРЕНА И ГЕКСАХЛОРЦИКЛОГЕКСАНА
Институт общей генетики им. Н. И. Вавилона АН СССР, Москва
Химические соединения, поступающие в окружающую среду в связи с промышленным нли сельскохозяйственным производством, образуют комплексы, мутагенное действие ^которых практически мало изучено. Имеются немногочисленные данные о том, что отдельные компоненты сложных смесей могут аддитивно или синергически усиливать их мутагенные эффекты и, наоборот, ослаблять нли делать их генетически неактивными. Проблема таких взаимодействий особенно важна в отношении смесей, содержащих высокостабильные соединения, которые в окружающей среде мало подвержены химической и биологической деградации, в частности полициклических ароматических углеводородов (ПАУ), выделяемых с дымом и выхлопами отработанных газов, и хлорорганическнх соединений, применяемых в сельском хозяйстве. Последние, кроме высокой устойчивости, отличаются способностью кумулироватьсп в различных объектах окружающей среды, тканях и органах животных [9]. Цитогенетическая активность представителя этого класса соединении — гексахлорцнклогексана (ГХЦГ) — была выявлена на клетках растений [2, 6], в клетках костного мозга
[31; ГХЦГ также индуцировал прямые генные мутации по сцепленному с Х-хромосомой локусу гипоксанти«-гуанин фосфорибозилтрансферазы в культивируемых in vitro клетках китайского хомячка (I].
У многих ПАУ, типичным представителем которых является 3,4-бенз(а)пирен (БП), выявлены канцерогенные и мутагенные свойства. Осадки из воздуха загрязняют почву и водные источники БГ1, содержание которого может достигать 10 мкг/кг при фоновом уровне 1—3 мкг/кг [12].
В настоящей работе изучено in vitro и in vivo влияние ГХЦГ на уровень микроядер в соматических клетках млекопитающих, in vitro и in vivo индуцированных БП.
Для исследования индукции мнкроядер in vitro использована линия клеток китайского хомячка V-79. полученная из Лейденского университета (Нидерланды). Препарат, содержащий 12 % ГХЦГ и БП фирмы «Флюка», растворяли в этаноле, затем разводили средой до необходимых концентраций. Взяты концентрации ГХЦГ 100 и 200 мкг/мл и БП 10, 20 и 25 мкг/мл. Обработку клеток проводили во флаконах Повнцкого в течение 2 ч в условиях метаболической
