CC BY
11DOI: 10.24412/2226-079X-2022-12465
Новые подходы к оценке вклада астроцитарной дисфункции в развитие паркинсонизма (на модели in vivo)
А.В. Ставровская, Д.Н. Воронков, А.С. Ольшанский, А.С. Гущина, С.Н. Иллариошкин
ФГБНУ "Научный центр неврологии"(Москва)
Основной демографической тенденцией современного общества является старение населения. К началу 2021 г. в РФ численность населения старше 65 лет составляла 15,8% [1]. По мере увеличения средней продолжительности жизни растет и распространенность нейродегенератив-ных заболеваний, приводящих к инвалидизации пациентов, а также к большим финансовым затратам на лечение и реабилитацию, что делает эти заболевания социально значимыми [2-4]. Как известно, болезнь Паркинсона (БП) характеризуется избирательной дегенерацией дофами-нергических нейронов компактной части черной субстанции, приводящей к нарушениям дофа-минергического пути к базальным ганглиям. В гибнущих нейронах имеет место накопление аберрантного а-синуклеина, прогрессирование окислительного стресса и митохондриальной дисфункции, подавление нейрогенеза, нарушение синаптической пластичности, развитие ней-ровоспаления и повышение проницаемости ге-матоэнцефалического барьера. В некоторых работах БП признают в качестве патологии, связанной с ускоренным старением, со всеми признаками старения на клеточном, тканевом и системном уровнях.
Современные методы лечения паркинсонизма не предотвращают прогрессирования текущего нейродегенеративного процесса. Именно поэтому создание новых подходов к терапии БП, к числу которых относится восполнение дофамина в центральной нервной системе с помощью трансплантации экзогенных дофаминпродуци-рующих клеток, может способствовать улучшению результатов лечения [5, 6]. К настоящему времени наиболее перспективной представляется нейротрансплантация полноценных по своим морфофункциональным характеристикам дофа-минергических нейронов, дифференцированных
из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК). В свою очередь, ИПСК можно получать из соматических тканей (фиброблас-тов) самих пациентов с помощью открытой в 2006 г. технологии клеточного репрограммирова-ния [7]. Такой подход исключает этические проблемы и обеспечивает генетическую идентичность трансплантата и организма реципиента. Однако нейротрансплантация по-прежнему не позволяет добиться стабильного результата, что не дает этому методу трансформироваться в крупномасштабные клинические приложения. В недавних работах было показано, что для трансплантированных нейронов характерным является отложение аберрантного а-синуклеина, что фактически подразумевает индукцию дегенерации в ткани трансплантата. В стареющем или пораженном нейродегенерацией мозге при БП могут отсутствовать многие механизмы, поддерживающие выживание трансплантированных клеток.
При многих нейродегенеративных заболеваниях, в том числе при БП, наблюдается дисфункция астроцитов [8-10]. Для нейродегенера-тивных патологий, при которых наблюдается выраженный глиоз в веществе мозга, в качестве одного из механизмов повреждения нейронов предполагается избыточная провоспалительная реакция астроцитов [8, 11]. Известно, что астро-циты влияют на функции нейронов несколькими путями - они секретируют факторы, регулирующие синаптогенез и синаптический прунинг, контролируют концентрацию внеклеточного калия, модулируют метаболическую активность нейронов и нейротрансмиссию [12]. Активация астроглии и глиоз - универсальная реакция нервной ткани на повреждение, возникающая как в результате острых повреждений, так и при хроническом процессе. Реактивные астроциты продуцируют матриксные металлопротеиназы и
молекулы клеточного матрикса, принимая участие в ремоделировании ткани и формируя гли-альный рубец. Активированная астроглия вырабатывает нейротрофические факторы (в том числе нейротрофический фактор мозга и трансформирующий фактор роста Р), цитокины и хе-мокины, активно взаимодействует с микроглией. Показана способность астроцитов захватывать клеточный детрит [12]. Кроме того, астроциты обеспечивают компенсаторную регуляцию ней-ротрансмиссии, взаимодействуя с синапсами и контролируя содержание внеклеточного глута-мата, у-аминомасляной кислоты (ГАМК) и дофамина [12].
Отметим, что при БП значение астроцитов не ограничивается их провоспалительным ответом на нейродегенерацию или участием в пластических изменениях. Астроциты, как и нейроны, экспрессируют гены PARK2, РШК1, DJ-1 и LRRK2, связанные с наследственными формами БП [9]. Показано, что мутации в этих генах приводят к нарушениям функций астроцитов [13, 14]. Кроме того, при БП в астроцитах обнаруживают патологические белковые включения, подобные нейрональным [15, 16]. Астроциты, предположительно, не только повреждаются токсическими формами а-синуклеина, но и участвуют в их распространении в структурах мозга [17, 18].
Накопленные к настоящему времени данные позволяют обсуждать терапевтический потенциал и возможности фармакологической регуляции функций астроцитов и "управления" глиальной реакцией при нейродегенеративных заболеваниях [11]. Отмечен также нейропротективный эффект их котрансплантации с нейронами на моделях нейродегенеративных заболеваний [19].
В эксперименте возможности избирательного воздействия на астроглию ограничены. В отличие от нейронов для астроцитов разработано весьма небольшое количество моделей избирательного повреждения. Среди них - трансгенные животные с возможностью направленного повреждения GFAP-позитивной астроглии (GFAP - глиальный фибриллярный кислый белок) и нокаутные по виментину и GFAP мыши, демонстрирующие сниженную реактивность глии [20-22]. Недостаток генетических моделей в том, что они вызывают лишь частичную гибель астроглии, поскольку в нормальных условиях экспрессия GFAP характерна не для всех астроцитов [20].
Для избирательного повреждения астроцитов применяются лишь 2 токсина - флуороцитрат [23] и L-изоформа a-аминоадипиновой кислоты (L-AA) [24]. Флуороцитрат - ингибитор акони-тазы (фермента цикла Кребса), активно захватывается глиальными клетками, благодаря чему подавляет активность астроглии и ведет к ее повреждению [25, 26], однако он проявляет и неспецифическое токсическое действие, что ограничивает возможность его использования [27]. Другой токсин - L-AA, структурный аналог глу-тамата, - проявляет избирательную токсичность по отношению к астроцитам in vitro и in vivo. Механизм действия данного токсина неясен, но показано, что L-AA захватывается Na-зави-симыми транспортерами глутамата и вызывает снижение синтеза белка и апоптоз астроцитов [28, 29]. Однократные инъекции L-AA в пре-фронтальную кору, стриатум и амигдалу приводят к гибели глиальных клеток [28, 30], не влияя при этом непосредственно на нейроны, что показано методами электронной микроскопии [31].
Таким образом, вклад глиальной дисфункции в патогенез экстрапирамидных заболеваний недостаточно освещен, а существующие модели охарактеризованы не полностью. Кроме того, хотя астроциты содержат ферменты катаболизма дофамина моноаминоксидазу и катехол-О-ме-тилтрансферазу, роль глии в модуляции функций нигростриатной дофаминергической системы как в норме, так и при паркинсонизме изучена недостаточно [32]. Перспективный экспериментальный подход для решения этих вопросов -направленная регуляция глиальных функций in vivo, в том числе специфическое повреждение астроцитов.
В связи с этим целями нашего исследования были описание морфологических изменений в стриатуме под действием глиального токсина L-AA и оценка влияния глиальной дисфункции на двигательную активность животных, в том числе в условиях снижения синтеза дофамина.
Описание исследования
Эксперимент был проведен на 30 крысах-самцах линии Wistar в возрасте 3,5-4 мес. Животные содержались в стандартных условиях вивария. Содержание животных и проведение экспериментов осуществляли в соответствии с международными правилами и этическими нормами проведения исследований.
é № 2 * 2022
195
Повреждение астроцитов осуществляли введением L-АА в стриатум мозга крыс. Концентрация L-AA в растворе составляла 20 мкг/мкл [24]. Экспериментальной группе животных во время стереотаксической операции в указанную область мозга унилатерально справа вводили 5 мкл раствора L-AA в соответствии с координатами атласа мозга крыс, в левое полушарие вводили фосфат-но-солевой буфер (phosphate buffered saline, PBS) в том же объеме. Контрольные животные получали инъекции 5 мкл PBS билатерально.
Исследование двигательной активности животных проводили в условиях нормальной и сниженной дофаминергической нейротрансмис-сии, для чего за 1 ч до тестирования животным внутрибрюшинно вводили a-метил-р-тирозин (a-MT), известный ингибитор тирозингидро-ксилазы, в дозе 100 мг/кг [33]. В качестве контроля остальные животные получали внутрибрю-шинные инъекции 0,9% раствора NaCl.
Таким образом, животные были разделены на следующие группы: 1) животные с введением L-AA; 2) животные с введением L-AA и a-MT; 3) ложнооперированные; 4) ложнооперирован-ные с введением a-MT.
Тестирование двигательной активности
Изменение поведения экспериментальных крыс исследовали с помощью тестов "открытое поле" (ОП) и "сужающаяся дорожка" (СД). Установка для оценки двигательной активности ОП представляла собой квадратный короб, пол которого был разделен на 25 равных квадратов. При тестировании в течение 3 мин учитывали общее количество пересеченных квадратов. Установка для изучения двигательных нарушений СД представляла собой 2 сужающиеся планки, наложенные друг на друга, одна из которых (нижняя) более широкая, длина планок - 150 см. На узком конце дорожки располагался короб (укрытие). Вся конструкция приподнята над полом на высоту 70 см. Экспериментальное животное должно было пройти по верхней планке от начала дорожки до укрытия. Подсчитывалось число соскальзываний передними и задними конечностями с верхней планки на нижнюю при проходе по всей длине установки и их процент от общего количества шагов.
Двигательную активность животных регистрировали на 3-и сутки после введения L-AA.
Этот срок был выбран по данным литературы, поскольку показано, что максимальное снижение плотности астроглии выявляется через 2-4 дня после введения токсина, после чего происходит замещение поврежденных областей вновь образованными астроцитами [24].
Иммуноморфологическое исследование
Через 72 ч после операции животных из группы, получавшей L-AA (n = 5), и ложноопериро-ванных животных (n = 5) декапитировали гильотиной, извлекали мозг и фиксировали 24 ч в 4% формалине. Иммунофлуоресцентным методом выявляли GFAP, ядерный антиген нейронов NeuN и тирозингидроксилазу - ключевой фермент синтеза дофамина. Связывание выявляли при помощи соответствующих антител к иммуноглобулинам кролика или мыши, меченных флуорохромом CF488 или CF555.
Морфологические изменения в стриатуме
У животных в хвостатом ядре на стороне введения L-AA через 72 ч после инъекции обнаруживали обширную область со сниженной GFAP-реактивностью шириной до 1000 мкм (рис. 1, размещенный на 2-й обложке). В области повреждения наблюдали резкое снижение экспрессии GFAP и гибель астроцитов, а вокруг нее выявляли вал активированных астроцитов с утолщенными отростками. На противоположной стороне активированные астроциты с высокой экспрессией GFAP обнаруживались в непосредственной близости к треку иглы, вокруг которого выявляли незначительные повреждения ткани. При выявлении маркерного белка ядер нейронов NeuN на стороне введения L-AA им-муноокрашивание ядер нейронов в области повреждения не снижалось, а плотность нейронов не менялась по сравнению с контролем, что свидетельствует о жизнеспособности нейронов и подтверждает избирательное действие L-AA на астроциты (см. рис. 1).
Реакция на тирозингидроксилазу показала отсутствие снижения интенсивности окрашивания в области повреждения, что свидетельствует об отсутствии повреждения дофаминергических нигростриатных волокон. Таким образом, имму-номорфологическое исследование продемонстрировало, что на 3-и сутки после введения
L-AA в стриатум повреждается GFAP-позитивная астроглия в обширной зоне вокруг области введения, однако не обнаруживается дегенеративных изменений собственных нейронов хвостатого ядра и нигростриатных дофаминергических окончаний.
Изменения двигательной активности животных
При тестировании в ОП наблюдалась тенденция к снижению двигательной активности под действием L-AA. Введение а-МТ значимо уменьшало пройденное животными расстояние как у получавших L-AA, так и у ложнооперированных крыс, что согласуется с данными литературы [33]. Такое изменение двигательной активности соответствует снижению синтеза дофамина под действием а-МТ (рис. 2). При этом эффект а-МТ в группе животных с интрастриатным введением L-AA был более выраженным по сравнению с группой, получавшей только а-МТ.
Изменения, согласующиеся с полученным в ОП результатом, выявили и в тесте СД. Интактные и ложнооперированные животные не имели значимых различий по доле оступаний слева и справа, а подавление дофаминергиче-ской передачи а-МТ у ложнооперированных животных не влияло на этот показатель (рис. 3).
У животных, получавших L-AA, значимо возрастало количество ошибок (оступаний) со стороны, контралатеральной введению токсина. При этом, как и в тесте ОП, усиление эффекта L-AA отмечалось на фоне введения а-МТ.
Таким образом, повреждение астроцитов под действием L-AA оказывало влияние на стриат-ные функции, что проявлялось в снижении двигательной активности и асимметричных нарушениях походки животных. В условиях снижения дофаминергической передачи при ингибирова-нии тирозингидроксилазы токсином а-МТ нарушения движения, вызванные повреждением астроцитов, сохранялись и усиливались.
Выявленное влияние введения L-AA связано с повреждением астроцитов, что подтверждается морфологическим контролем сохранности нейронов и нигростриатных окончаний. Однако введение L-AA сопровождалось как дегенерацией астроцитов, так и выраженными реактивными изменениями глии вокруг области введения глиального токсина. Следовательно, введение L-AA необходимо считать в большей степени
Рн
В1
В о
SHAM
SHAM + + а-МТ
L-AA
L-AA + + а-МТ
Рис. 2. Влияние введения L-AA и а-MT на двигательную активность в тесте ОП. Высота столбика - среднее, разброс - стандартная ошибка среднего. * - значимые различия между группами (ANOVA Fisher LSD тест, p < 0,05). Здесь и на рис. 3 SHAM - ложнооперированные животные (введение PBS).
200 г
£
ее
<D
ч
150 100 50 0
50 100 150 200
SHAM SHAM+ L-AA L-AA + + a-MT + a-MT
Рис. 3. Ошибки в тесте СД (разность в процентах относительно противоположной стороны). 0% -одинаковое количество ошибок по левой и правой стороне. Ниже пересечения с осью абсцисс -процент ошибок по левой стороне, выше - процент ошибок по правой стороне. * - значимые отличия от соответствующих контрольных групп; # - p = 0,09 по сравнению с группой L-AA. ANOVA Post hoc Fisher LSD тест, p < 0,05.
моделью дисфункции астроцитов, чем моделью их удаления, поскольку дегенерация астроглии сопровождалась пролиферацией и миграцией вновь образованных клеток, замещающих поврежденные. В целом, выявляемая глиальная
J) № 2 » 2022
197
реакция соответствовала изменениям, наблюдаемым при широком спектре нейродегенера-тивных патологий, когда повреждение глии, нарушение глионейрональных взаимодействий и контактов астроцитов друг с другом сопровождается глиозом [8].
Ранее на моделях паркинсонизма были продемонстрированы активация и увеличение числа астроцитов в хвостатом ядре при дегенерации нигростриатных дофаминергических окончаний; предполагается, что эти изменения имеют компенсаторное значение. В то же время повреждение астроцитов черной субстанции флуо-роцитратом замедляет восстановление двигательных нарушений после введения нигрального нейротоксина 6-OHDA, что свидетельствует о нейропротективной роли астроглии [26]. Следовательно, компенсаторные процессы как на тканевом, так и на нейрохимическом уровнях при повреждении нигростриатной системы связаны с астроглией, а повреждение или дисфункция астроцитов отягчают нейродегенеративный процесс при БП.
Проведенная работа согласуется с предполагаемой ролью астроцитов в регуляции функций стриатума [34]. В нашем эксперименте развитие двигательных симптомов, по-видимому, было связано с медиаторными нарушениями в хвостатом ядре, вызванными дисфункцией астроцитов. Известно, что астроциты участвуют в обмене глутамата и ГАМК, а также катаболизируют дофамин - основные медиаторы, участвующие в контроле активности проекционных нейронов стриатума [32]. Повреждение астроглии, вероятно, приводит не только к увеличению содержания внеклеточного глутамата, но и к нарушению дофаминергической модуляции кортикостриат-ного пути, а также к дисбалансу тормозных и возбуждающих влияний в нигростриониграль-ной петле. Выявленное усиление брадикинезии при подавлении синтеза дофамина на фоне повреждения астроцитов согласуется с предположением об их влиянии на нигростриатные дофа-минергические окончания.
В целом, проведенное исследование демонстрирует перспективность модели глиальной дисфункции с введением L-АА для установления роли астроглии в патогенезе нейродегенератив-ных заболеваний. Полученные результаты указывают на регуляторную роль астроцитов в нигро-стриатной системе и подчеркивают возможный
вклад глиальной дисфункции в моторные нарушения при БП.
В работах, связанных с заместительной клеточной терапией при БП, данная модель представляется эффективным инструментом, способствующим выявлению в трансплантированных нейронах характерных для старения клеточных изменений, а также оценке состояния микроокружения трансплантата, влияющего на судьбу трансплантированных клеток в ткани головного мозга. Это поможет идентифицировать и протестировать новые молекулярные мишени, управление которыми будет важно для повышения эффективности заместительной клеточной терапии при БП, а также, возможно, новые способы подавления ускоренного старения при экспериментальной БП.
Список литературы
1. Федеральная служба государственной статистики. Население. Демография. Доступно по: http://www.gks. ru/wps/wcm/connect/rosstat_main/rosstat/ru/statistics/ population/demography/ Ссылка активна на 27.05.2022.
2. Prince M et al. World Alzheimer Report 2015. The global impact of dementia: an analysis of prevalence, incidence, cost and trends. London: Alzheimer's Disease Int.; 2015. 87 p.
3. de Lau LM, Breteler MM. Epidemiology of Parkinson's disease. Lancet. Neurol. 2006;5(6):525-35.
4. Findley LJ. The economic impact of Parkinson's disease. Parkinsonism Relat. Disord. 2007;13(Suppl):S8-12.
5. Airavaara M et al. Neurorestoration. Parkinsonism Relat. Disord. 2012;18(Suppl 1):S143-6.
6. Korecka JA et al. Cell-replacement and gene-therapy strategies for Parkinson's and Alzheimer's disease. Regen. Med. 2007;2(4):425-46.
7. Takahashi K et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 2007;131(1):861-72.
8. Verkhratsky A et al. Glia in the pathogenesis of neurodegenerative diseases. Biochem. Soc. Trans. 2014;42(5):1291-301.
9. Halliday GM, Stevens CH. Glia: initiators and progressors of pathology in Parkinson's disease. Mov. Disord. 2011;26(1):6-17.
10. Banasr M, Duman RS. Glial loss in the prefrontal cortex is sufficient to induce depressive-like behaviors. Biol. Psychiatry. 2008;64(10):863-70.
11. Liddelow SA, Barres BA. Reactive astrocytes: production, function, and therapeutic potential. Immunity. 2017;46(6):957-67.
12. Sofroniew MV, Vinters HV. Astrocytes: biology and pathology. Acta Neuropathol. 2010;119(1):7-35.
13. Zhao Y et al. Nigrostriatal pathology with reduced astrocytes in LRRK2 S910/S935 phosphorylation deficient knockin mice. Neurobiol. Dis. 2018;120:76-87.
14. Mullett SJ et al. DJ-1 expression modulates astrocyte-me-diated protection against neuronal oxidative stress. J. Mol. Neurosci. 2013;49(3):507-11.
15. Kovacs GG. Invited review: neuropathology of tauopa-thies: principles and practice. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2015;41(1):3-23.
16. Rostami J et al. Human astrocytes transfer aggregated alpha-synuclein via tunneling nanotubes. J. Neurosci. 2017;37(49):11835-53.
17. Lindström V et al. Extensive uptake of a-synuclein oligomers in astrocytes results in sustained intracellular deposits and mitochondrial damage. Mol. Cell. Neurosci. 2017;82:143-56.
18. Cavaliere F et al. In vitro a-synuclein neurotoxicity and spreading among neurons and astrocytes using Lewy body extracts from Parkinson disease brains. Neurobiol. Dis. 2017;103:101-12.
19. Song JJ et al. Cografting astrocytes improves cell therapeutic outcomes in a Parkinson's disease model. J. Clin. Invest. 2018;128(1):463-82.
20. Jäkel S, Dimou L. Glial cells and their function in the adult brain: a journey through the history of their ablation. Front. Cell. Neurosci. 2017;11:24.
21. Wilhelmsson U et al. Absence of glial fibrillary acidic protein and vimentin prevents hypertrophy of astrocytic processes and improves post-traumatic regeneration. J. Neu-rosci. 2004;24(21):5016-21.
22. Laterza C et al. Attenuation of reactive gliosis in stroke-injured mouse brain does not affect neurogenesis from grafted human iPSC-derived neural progenitors. PLoS One. 2018;13(2):e0192118.
23. Willoughby JO et al. Fluorocitrate-mediated astroglial dysfunction causes seizures. J. Neurosci. Res. 2003;74(1):160-6.
24. Khurgel M et al. Selective ablation of astrocytes by intracerebral injections of aminoadipate. Glia. 1996;16(4):351-8.
25. Voloboueva LA et al. Inhibition of mitochondrial function in astrocytes: implications for neuroprotection. J. Neuro-chem. 2007;102(4):1383-94.
26. Kuter K et al. Prolonged dysfunction of astrocytes and activation of microglia accelerate degeneration of dopaminergic neurons in the rat substantia nigra and block compensation of early motor dysfunction induced by 6-OHDA. Mol. Neurobiol. 2018;55(4):3049-66.
27. Fonnum F et al. Use of fluorocitrate and fluoroacetate in the study of brain metabolism. Glia. 1997;21(1):106-13.
28. Smialowska M et al. Glial degeneration as a model of depression. Pharmacol. Rep. 2013;65(6):1572-9.
29. Nishimura RN et al. Induction of cell death by L-alpha-aminoadipic acid exposure in cultured rat astrocytes: relationship to protein synthesis. Neurotoxicology. 2000;21(3):313-20.
30. Saffran BN, Crutcher KA. Putative gliotoxin, alpha-ami-noadipic acid, fails to kill hippocampal astrocytes in vivo. Neurosci. Lett. 1987;81(1-2):215-20.
31. Takada M, Hattori T. Fine structural changes in the rat brain after local injections of gliotoxin, alpha-aminoadipic acid. Histol. Histopathol. 1986;1(3):271-5.
32. Jennings A, Rusakov DA. Do astrocytes respond to dopa-mine? Opera Medica Physiol. 2016;2(1):34-43.
33. Watanabe S et al. Effects of alpha-methyl-p-tyrosine on extracellular dopamine levels in the nucleus accumbens and the dorsal striatum of freely moving rats. J. Oral Sci. 2005;47(4):185-90.
34. Dvorzhak A et al. Astrocytes and presynaptic plasticity in the striatum: evidence and unanswered questions. Brain Res. Bull. 2018;136:17-25.
vj) № 2 • 2022
199
Иллюстрация к статье "Современные МРТ-технологии в диагностике болезни Паркинсона", авторы Р.Н. Коновалов, А.Н. Москаленко, Е.Ю. Федотова, С.Н. Иллариошкин (стр. 98-102)
Рис. 2. МР-изображения среднего мозга при НМЧ-МРТ. Постобработка и расчет площади с помощью Image-J. В верхнем ряду представлены МР-изображения среднего мозга у здорового добровольца, в нижнем — у пациента с БП. Зона повышенного МР-сигнала от ЧС при НМЧ-МРТ указана стрелками. Изображения обработаны с помощью программы Image-J. Черная субстанция представлена как область красного цвета; количество пикселей в каждой области рассчитывалось автоматически. Площадь ЧС у здорового добровольца (женщина, 65 лет): справа — 168 пикселей, слева — 171 пиксель, общая площадь — 339 пикселей. Площадь ЧС у пациента с БП (женщина, 63 года): справа — 108 пикселей, слева — 129 пикселей, общая площадь — 237 пикселей.
Иллюстрация к статье "Антероколлис при различных формах паркинсонизма: выбор мышц-мишеней для ботулинотерапии", авторы И.В. Милюхина, И.А. Котомин, Д.С. Сусин (стр. 141-144)
Состояние метаболизма по результатам ПЭТ-КТ с F-ФДГ: а — исследование головного мозга; б, в — исследование мышц шеи. Стрелками указаны области накопления радиофармпрепарата.
Иллюстрация к статье "Новые подходы к оценке вклада астроцитарной дисфункции в развитие паркинсонизма (на модели in vivo)", авторы А.В. Ставровская, Д.Н. Воронков, А.С. Ольшанский, А.С. Гущина, С.Н. Иллариошкин (стр. 194—199)
I ш
*
I 'i
i i . ßi
Рис. 1. Морфологические изменения после введения L-AA в хвостатое ядро, 72 ч после инъекции. х4: а — контроль (введение PBS); б — введение L-AA. Иммунофлуоресцентное окрашивание на GFAP; линейка — 500 мкм; в — отсутствие дегенеративных изменений нейронов стриатума через 72 ч после введения L-AA. Иммунофлуоресцентное окрашивание на NeuN (красный) и GFAP (зеленый). Линейка — 200 мкм; г — иммунофлуоресцентное окрашивание (зеленый) на тирозингидроксилазу (нигростриатные дофаминергические окончания) в стриатуме на стороне введения L-AA. Ядра клеток докрашены DAPI. Линейка — 500 мкм. * — область повреждения, лишенная астроглии.
