CC BY
52
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
Экспериментальная неврология
Экспериментальный паркинсонизм при моделировании повреждения астроцитов стриатума
А.В. Ставровская, Д.Н. Воронков, А.С. Ольшанский, А.С. Гущина, Н.Г. Ямщикова
ФГБНУ«Научный центр неврологии», Москва, Россия
Введение. Нарушение функции астроцитов характерно для многих патологий ЦНС, при этом экспериментальные модели избирательного повреждения астроцитов, позволяющие более полно оценить роль последних в патогенезе нейродегенеративных заболеваний, немногочисленны. Цель исследования — охарактеризовать морфологические изменения в головном мозге при введении глиального токсина — а-аминоадипиновой кислоты (L-AA) в стриатум (полосатое тело) крыс и оценить влияние дисфункции астроцитов на двигательную активность животных. Материалы и методы. Повреждение астроцитов осуществляли путем введения L-АА (100 мкг в 5 мкл) в стриатум мозга крыс справа; в левое полушарие в качестве контроля вводили фосфатно-солевой буфер в том же объеме. Двигательные нарушения оценивали при нормальной и сниженной после введения ингибитора тирозингидроксилазы а-метил-р-тирозина дофаминергической нейротрансмиссии на 3-и сутки после ведения L-AA. При имму-ногистохимическом исследовании выявляли глиофибриллярный белок GFAP, ядерный антиген нейронов NeuN и тирозингидроксилазу. Результаты. Повреждение астроцитов стриатума, подтвержденное иммуногистохимическим исследованием, при ингибировании синтеза дофамина вызывало снижение двигательной активности в открытом поле и увеличение количества ошибок в тесте «сужающаяся дорожка». В условиях снижения дофаминергической передачи при ингибировании тирозингидроксилазы нарушения движения, вызванные повреждением астроцитов, сохранялись и усиливались.
Заключение. Полученные данные указывают нарегуляторную роль астроглии в нигростриатной системе и подчеркивают возможный вклад глиальной дисфункции в моторные нарушения при болезни Паркинсона.
Ключевые слова: астроциты, а-аминоадипиновая кислота, а-метилтирозин, стриатум, двигательная активность.
Адрес для корреспонденции: 125367, Москва, Волоколамское шоссе, д. 80. ФГБНУ НЦН. E-mail: alla_stav@mail.ru. Ставровская А.В.
Для цитирования: Ставровская А.В., Воронков Д.Н., Ольшанский А.С., Гущина А.С., Ямщикова Н.Г. Экспериментальный паркинсонизм при моделировании повреждения астроцитов стриатума. Анналы клинической и экспериментальной неврологии
DOI: 10.25692/ACEN.2019.3.4
Experimental parkinsonism in modeling striatal astrocyte damage
Alla V. Stavrovskaya, Dmitry N. Voronkov, Artyem S. Ol'shansky, Anastasiya S. Gushchina, Nina G. Yamshchikova
Research Center of Neurology, Moscow, Russia
Introduction. Astrocyte dysfunction is typical for many CNS pathologies, yet few experimental models of selective astrocyte damage, which would enable a fuller understanding of the role of astrocytes in the pathogenesis of neurodegenerative disorders, exist.
Study aim — to characterize the morphological brain changes with the administration of a-aminoadipic acid (L-AA), a glial toxin, into the rat striatum and to assess the effect of astrocyte dysfunction on motor activity in animals.
Materials and methods. Astrocyte damage was achieved by administering L-AA (100 pg in 5 pl) into the rats' right striatum; the same volume of phosphate-buffered saline was injected into the left hemisphere as a control. On the third day after L-AA administration, motor impairment was assessed with normal and reduced dopaminergic neurotransmission; the latter was achieved with administration of the а-methyl-p-tyrosine, a tyrosine hydroxylase inhibitor. The immunohistochemical studies included assays for glial fibrillary acidic protein (GFAP), neuronal nuclear antigen (NeuN), and tyrosine hydroxylase. Results. When dopamine synthesis was inhibited, damage to the striatal astrocytes, which was confirmed by immunohistochemistry, caused a reduction in motor activity in the open field test and an increase in the number of errors in the beam walking test. When dopaminergic transmission was reduced through the inhibition of tyrosine hydroxylase by а-methyl-p-tyrosine, the motor disturbances caused by astrocyte damage sustained and worsened.
Conclusion. The obtained data indicate the regulatory role of astroglia in the nigrostriatal system and emphasize the possible contribution of glial dysfunction to the motor disturbances in Parkinson's disease.
Keywords: astrocytes, а-aminoadipic acid, а-methyl-p-tyrosine, striatum, motor activity.
For correspondence: 125367, Russia, Moscow, Volokolamskoye shosse, 80. Research Center of Neurology. E-mail: alla_stav@mail.ru. Stavrovskaya A.V.
For citation: Stavrovskaya A.V., Voronkov D.N., Ol'shansky A.S., Gushchina A.S., Yamshchikova N.G. [Experimental parkinsonism in modeling striatal astrocyte damage]. Annals of clinical and experimental neurology 2019; 13(3): 28-33. (In Russ.)
DOI: 10.25692/ACEN.2019.3.4
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ. Клиническая неврология
Моделирование повреждения астроцитов стриатума
Введение
Дисфункция астроцитов показана при ряде заболеваний ЦНС: эпилепсии, депрессии и многих нейродегенера-тивных заболеваниях, в том числе болезнях Альцгеймера, Гентингтона, Паркинсона (БП), лобновисочной деменции [1—3]. В качестве одного из механизмов повреждения нейронов при нейродегенеративных заболеваниях с выраженным глиозом в веществе мозга предполагается избыточная провоспалительная реакция астроцитов [1, 4]. Дегенерация астроцитов рассматривается в ряду причин, приводящих к хроническим депрессивным расстройствам [5] и лобновисочной деменции [6]. Примером генетической патологии астроцитов служит болезнь Александера: она вызывается мутациями в гене GFAP (кислого глиофибриллярного белка), приводящими к нарушениям цитоскелета астроцитов и функциональной недостаточности астроглии, нейрово-спалению и лейкодистрофии [7].
Астроциты влияют на функции нейронов несколькими путями: секретируют факторы, регулирующие синаптогенез и синаптический прунинг, контролируют концентрацию внеклеточного калия, модулируют метаболическую активность нейронов и нейротрансмиссию [8]. Активация астроглии и глиоз — универсальная реакция нервной ткани на повреждение, возникающая в результате как острых повреждений, так и хронического процесса. Активация астроцитов в результате ишемии и нейровоспаления происходит разными путями, и выделены фенотипически различающиеся А1- и А2-типы активированных астроцитов [4, 9]. Транскриптомный анализ реактивных астроцитов первого типа демонстрирует усиление экспрессии генов, связанных с нейровоспалением, например генов каскада комплемента, тогда как второй тип активированной астроглии экспрессирует нейротрофные факторы, стимулирующие аксональный рост и формирование синапсов [4]. Реактивные астроциты продуцируют матриксные металлопротеиназы и молекулы клеточного матрикса, принимая участие в ремоделировании ткани и формируя глиальный рубец. Активированная астроглия вырабатывает нейротрофные и ростовые факторы, в том числе BDNF и TGFp, цитокины и хемокины, и взаимодействует с микроглией. Показана способность астроцитов захватывать клеточный детрит [8]. Кроме того, астроциты обеспечивают компенсаторную регуляцию нейротрансмиссии, взаимодействуя с синапсами и контролируя содержание внеклеточного глутамата, ГАМК и дофамина [8].
При БП значение астроцитов не ограничивается их провос-палительным ответом на нейродегенерацию или участием в пластических изменениях. Астроциты, как и нейроны, экс-прессируют гены РАЁХ2, РШК1, DJ-1 и LRRK2, связанные с аутосомно-рецессивными формами БП [2]. Мутации в этих генах приводят к нарушениям функций астроцитов [10, 11]. Кроме того, при БП, деменции с тельцами Леви и ряде таутопатий в астроцитах обнаруживают патологические белковые включения, подобные нейрональным [12, 13]. При БП астроциты предположительно не только повреждаются токсическими формами а-синуклеина, но и участвуют в их распространении в структурах мозга [14, 15].
Накопленные к настоящему времени данные позволяют обсуждать терапевтический потенциал и возможности фармакологической регуляции функций астроцитов и «управления» глиальной реакцией при травме, инсульте и нейродегенеративных заболеваниях [4]. Отмечен нейро-протекторный эффект трансплантации астроцитов [16, 17]
и их котрансплантации с нейронами [18] на моделях нейродегенеративных заболеваний. Более того, по некоторым данным, в структурах мозга, не являющихся нейрогенны-ми нишами, в патологических условиях может происходить дифференцировка астроцитов в нейроны; так, при ишеми-ческом инфаркте мозга у грызунов показано образование нейронов из астроцитов стриатума [19].
Хотя значение астроглии при нейровоспалении и нейро-дегенерации охарактеризовано достаточно полно, её роль в интактной нервной системе изучена недостаточно. Взаимодействие астроглии с нейронами и её влияние на нейро-нальную активность подтверждено как in vivo, так и in vitro [8]. По-видимому, специфичное для каждой области мозга распределение астроцитов тесно связано c участием глии в синаптической передаче и отражает её взаимодействие с нейронами [20]. Отростки астроцитов, во всяком случае в коре и гиппокампе, занимают определенные области (домены), формируя нейроглиососудистые структурные единицы [8]. В свою очередь астроциты связаны друг с другом тесными контактами, однако неясно, формируют ли они функциональные сети и каким образом глия влияет на обработку информации в нервных сетях [21, 22].
В эксперименте возможности избирательного воздействия на астроглию ограничены. В отличие от нейронов для астроцитов разработано весьма небольшое количество моделей избирательного повреждения. Среди них — трансгенные животные с возможностью направленного повреждения GFAP+-астроглии [23] и нокаутные по виментину и GFAP мыши, демонстрирующие сниженную реактивность глии [24, 25]. Недостаток генетических моделей в том, что они вызывают лишь частичную гибель астроглии, поскольку в нормальных условиях экспрессия GFAP характерна не для всех астроцитов [23].
Для избирательного повреждения астроцитов применяются лишь два токсина: флуороцитрат [26] и L-аминоадипиновая кислота [27]. Флуороцитрат — ингибитор аконитазы (фермента цикла Кребса), активно захватывается глиальными клетками, благодаря чему подавляет активность астроглии и ведет к ее повреждению [28, 29]. При этом он проявляет и неспецифическое токсическое действие, что ограничивает возможность его использования [30]. L-изоформа а-аминоадипиновой кислоты (L-AA), структурный аналог глутамата, проявляет избирательную токсичность по отношению к астроцитам in vitro и in vivo. Механизм действия данного токсина неясен, но показано, что L-AA захватывается Na-зависимыми транспортерами глутамата и вызывает снижение синтеза белка и апоптоз астроцитов [5, 31]. Однократные инъекции L-AA в префронтальную кору, стриатум и амигдалу приводят к гибели глиальных клеток [5, 34], не влияя при этом непосредственно на нейроны, что показано методами электронной микроскопии [33]. Восстановление иммунореактивности к GFAP происходит к 7-10-м суткам после введения за счет деления и миграции астроглии к области повреждения [27]. Данных о влиянии введения L-AA в стриатум на двигательную активность животных мы не обнаружили. Вместе с тем показано, что повреждение L-AA астроцитов коры и миндалины приводит к развитию депрессивно-подобного поведения у крыс [3, 5]. Имеются и сообщения об отсутствии глиотоксического действия L-AA в стриатуме [34].
Таким образом, данные литературы указывают на участие астроглии в модуляции активности нейронов стриатума
в норме и при патологии [35-37], но вклад глиальной дисфункции в патогенез экстрапирамидных заболеваний недостаточно освещен, а существующие модели охарактеризованы не полностью. Кроме того, хотя астроциты содержат ферменты катаболизма дофамина — моноами-ноксидазу и катехол-О-метилтрансферазу, роль глии в модуляции функций нигростриатной дофаминергической системы как в норме, так и при паркинсонизме, изучена недостаточно [41]. Перспективный экспериментальный подход для решения этих вопросов — направленная регуляция глиальных функций in vivo, в том числе специфическое повреждение астроцитов.
В связи с этим целью нашего исследования было описание морфологических изменений в стриатуме под действием глиального токсина L-AA и оценка влияния глиальной дисфункции на двигательную активность животных, в том числе в условиях снижения синтеза дофамина.
Материалы и методы_
Эксперименты проводили на крысах-самцах Вистар в возрасте 3,5—4 мес (n=27). Животные содержались в виварии ФГБНУ НЦН при свободном доступе к пище и воде и чередовании суточной освещенности 12 ч света/12 ч темноты. Содержание животных и проведение экспериментов осуществляли в соответствии с международными правилами.
Астроциты повреждали путем введения L-АА в стриатум мозга крыс. L-АА («Acras Organics») растворяли в 1 M HCl в концентрации 120 мкг/мкл, затем на фосфатном солевом буфере (ФСБ) готовили раствор для введения, который доводили до pH 7,3 с помощью 1 М NaOH. Итоговая концентрация L-AA составляла 20 мкг/мкл [27]. Для проведения стереотаксических операций анестезированных животных помещали на раму двойного лабораторного стереотакси-ческого манипулятора («Stoelting Co.»). Крысам экспериментальной группы (n=14) во время операции в вышеуказанную область мозга унилатерально справа вводили 5 мкл раствора L-AA в соответствии с координатами атласа мозга крыс [38] (AP=1,5; L=2,5; V=4,8), в левое полушарие вводили ФСБ в том же объеме. Ложнооперированные (ЛО) крысы (n=13) получали инъекции 5 мкл ФСБ билатерально. В качестве анестезии применяли золетил 100 в дозе 3 мг/100 г и ксиланит в дозе 3 мг/кг внутримышечно, для премедикации использовали атропин в дозе 0,04 мг/кг подкожно за 10-15 мин до введения ксиланита.
Двигательную активность животных изучали в условиях нормальной и сниженной дофаминергической нейро-трансмиссии, для чего за час до тестирования животным внутрибрюшинно вводили ингибитор тирозингидрокси-лазы (ТГ) а-метил-р-тирозин (а-MT, «Sigma») [39] в дозе 100 мг/кг. В качестве контроля остальные животные получали внутрибрюшинные инъекции 0,9% раствора NaCl.
Таким образом, животные были разделены на следующие группы:
• животные с введением L-AA (n=8);
• животные с введением L-AA и а-MT (n=6);
• ЛО (n=7);
• ЛО с введением а-MT (n=6).
Изменение поведения крыс исследовали с помощью тестов «открытое поле» и «сужающаяся дорожка». Установка для оценки двигательной активности «открытое поле» пред-
ставляла собой квадратный короб, со стороной 75 см, высотой стенок 40 см, пол которого был разделен на 25 равных квадратов. При тестировании в течение 3 мин учитывали общее количество пересечённых квадратов.
Установка для изучения двигательных нарушений «сужающаяся дорожка» представляла собой 2 планки, наложенные друг на друга, длиной 100 см. Ширина верхней планки 0,5-2,0 см, высота 1 см, ширина нижней планки 2,5-4,0 см. На узком конце «дорожки» располагается короб (укрытие), имеющий съемную крышку и отверстие в передней панели, через которое животное может проникнуть внутрь. Вся конструкция приподнята над полом на высоту 70 см. Животное должно пройти по верхней планке от начала дорожки до укрытия. Подсчитывалось число оступаний (соскальзываний) передними и задними конечностями с верхней планки на нижнюю при проходе по всей длине установки, и их процент от общего количества шагов.
Двигательную активность животных регистрировали на 3-и сутки после введения L-AA. Этот срок был выбран на основании данных литературы, поскольку показано, что максимальное снижение плотности астроглии выявляется через 2-4 сут после введения, после чего происходит замещение поврежденных областей вновь образованными астроцита-ми [27].
Через 72 ч после операции животных из группы, получавшей L-AA (n=5), и ЛО (n=5) декапитировали, извлекали мозг и фиксировали 24 ч в 4% формалине. После этого образцы пропитывали 30% сахарозой и средой O.C.T. («TissueTek») и готовили замороженные фронтальные срезы на криостате «Sakura Cryo 3». Для иммуноморфологиче-ского исследования срезы подвергали тепловой обработке в микроволновой печи в цитратном буфере (1 M, pH 6,0) с 0,1% Твин-80. Иммунофлюоресцентным методом выявляли GFAP, ядерный антиген нейронов NeuN и ТГ — ключевой фермент синтеза дофамина. Связывание определяли при помощи соответствующих антител («Sigma») к иммуноглобулинам кролика или мыши, меченных флюорохро-мами CF488 или CF555.
Статистическую обработку проводили в программе «Statistica», используя тест ANOVA. Гомогенность дисперсии проверяли с помощью Brown & Forsythe's test (homogeneity of variances), а сравнение различий между группами оценивали в Post-hoc тестах Fisher LSD и Tukey. Проведенный дополнительно непараметрический тест Краскела-Уоллиса (K-W ANOVA) на наших данных демонстрировал аналогичные однофакторному дисперсионному анализу результаты. Различия считали значимыми при p<0,05.
Результаты_
Морфологические изменения в стриатуме
У животных в хвостатом ядре на стороне введения L-AA через 72 ч после инъекции обнаруживали обширную область со сниженной GFAP-реактивностью шириной до 1000 мкм (рис. 1). В области повреждения наблюдали резкое снижение экспрессии GFAP и гибель астроцитов, а вокруг нее выявляли вал активированных астроцитов с утолщенными отростками. На противоположной стороне активированные астроциты с высокой экспрессией GFAP обнаруживались в непосредственной близости к треку иглы, вокруг которого были незначительные повреждения ткани. При
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ. Клиническая неврология Моделирование повреждения астроцитов стриатума
с
D
Рис. 1. Морфологические изменения через 72 ч после после введения L-AA в хвостатое ядро.
А — контроль. B — введение L-AA, иммунофлюоресцентное окрашивание на GFAP. C — отсутствие дегенеративных изменений нейронов стриатума через 72 ч после введения L-AA, иммунофлюоресцентное окрашивание на NeuN (красным) и GFAP (зеленым). D — иммунофлюоресцентное окрашивание (зеленым) на ТГ (нигростриатные дофаминергические окончания) в стриатуме на стороне введения L-AA, ядра клеток докрашены DAPI. * — область повреждения, лишенная астроглии
Fig. 1. Morphological changes after the administration of L-AA into the caudate nucleus, 72 hours after injection.
A — control. B — administration of L-AA, immunofluorescence staining for GFAP. C — absence of degenerative changes in the striatal neurons 72 hours after administration of L-AA, immunofluorescence staining for NeuN (red) and GFAP (green). D — immunofluorescence staining (green) for tyrosine hydroxylase (nigrostriatal dopaminergic endings) in the striatum on the side of L-AA administration; the cell nuclei were additionally stained with DAPI. * — area of damage devoid of astroglia
выявлении маркерного белка ядер нейронов NeuN на стороне введения L-AA иммуноокрашивание ядер нейронов в области повреждения не снижалось, а плотность нейронов не менялась по сравнению с контролем, что свидетельствует о жизнеспособности нейронов и подтверждает избирательное действие L AA на астроциты (см. рис. 1). При выявлении ТГ снижения интенсивности окрашивания в области повреждения также не выявлено, что свидетельствует об отсутствии повреждения дофаминергических нигростри-атных волокон Таким образом, иммуноморфологическое исследование продемонстрировало, что на 3-и сутки после введения L-AA в стриатум повреждается GFAP-позитивная астроглия в обширной зоне вокруг области введения, однако не обнаруживается дегенеративных изменений собственных нейронов хвостатого ядра и нигростриатных до-фаминергических окончаний.
Изменения двигательной активности животных
При тестировании в «открытом поле» не выявлено значимых различий между группой ЛО животных и группой, получавшей L-AA, однако наблюдалась тенденция (p=0,08) к
75 1
Число пересеченных квадратов / Number of squares crossed
60 - -J
45 -
30 -
15 -
Интактные / ЛО / ЛО+a-MT / Intact Sham surgery Sham
surgery+L-AA
L-АА
L-AA+a-MT
Рис. 2. Влияние введения L-AA и a-МТ на двигательную активность в тесте «открытое поле».
*p<0,05 (ANOVA Fisher LSD тест)
Fig. 2. Effect of L-AA and a-MT administration on motor activity in the open field test.
*p<0.05 (ANOVA Fisher LSD test)
ii 200 n I 1501. 100-
0
1 50-
%0-
S 50-
100-
5 150-
200-1
Интактные / ЛО / ЛО+a-MT / Intact Sham surgery Sham
surgery+L-AA
L-AA
L-AA+a-MT
Рис. 3. Количество оступаний в тесте «сужающаяся дорожка» (разность в процентах относительно противоположной стороны).
*p<0,05 по сравнению с контролем; #p=0,09 по сравнению с группой L-AA; ANOVA Post hoc Fisher LSD тест
Fig. 3. A number of slips in the beam walking test (percentage difference compared with the opposite side).
*p<0.05 compared with the control; #p=0.09 compared with the L-AA group; ANOVA Post hoc Fisher LSD test
снижению двигательной активности под действием L-AA. Введение а-MT значимо уменьшало пройденное животными расстояние как у получавших L-AA, так и у ЛО крыс, что согласуется с данными литературы [39]. Такое изменение двигательной активности соответствует снижению синтеза дофамина под действием а-MT. При этом эффект а-MT в группе животных с интрастриатным введением L-AA был более выраженным по сравнению с группой, получавшей только а-MT (рис. 2). Следует отметить, что в определенной степени снижение двигательной активности у всех прооперированных крыс связано с тем, что тестирование проводилось спустя короткое время после хирургических процедур [40].
Изменения, согласующиеся с полученным в «открытом поле» результатом, выявили и в тесте «сужающаяся дорожка». Интактные и ЛО животные не имели значимых отли-
0
%
чий по доле оступаний слева и справа, а подавление дофаминергической передачи a-MT у ЛО животных не влияло на этот показатель. У животных, получавших L-AA, значимо возрастало количество ошибок (оступаний) со стороны, контралатеральной введению токсина (рис. 3). При этом, как и в тесте «открытое поле» усиление эффекта L-AA отмечалось на фоне введения a-MT, хотя и лишь на уровне тенденции (p=0,09 по сравнению с группой L-AA).
Обсуждение_
Повреждение астроцитов под действием L-AA оказывало влияние на стриатные функции, что проявлялось в снижении двигательной активности и асимметричных нарушениях походки животных. В условиях снижения дофаминергической передачи при ингибировании ТГ токсином a-MT нарушения движения, вызванные повреждением астроци-тов, сохранялись и усиливались.
Мы предполагаем, что выявленное влияние введения L-AA связано с повреждением астроцитов, что подтверждается морфологическим контролем сохранности нейронов и нигростриатных окончаний. Однако введение L-AA сопровождается как дегенерацией астроцитов, так и выраженными реактивными изменениями глии вокруг области введения глиального токсина. Следовательно, введение L-AA необходимо считать в большей степени моделью дисфункции астроцитов, чем полноценной моделью их удаления, поскольку дегенерация астроглии сопровождается пролиферацией и миграцией вновь образованных клеток, замещающих поврежденные. В целом, выявляемая глиаль-ная реакция соответствует изменениям, наблюдаемым при широком спектре нейродегенеративных патологий, когда повреждение глии, нарушение глионейрональных взаимодействий и контактов астроцитов друг с другом сопровождается глиозом [1].
Ранее на моделях БП были продемонстрированы активация и увеличение числа астроцитов в хвостатом ядре при дегенерации нигростриатных дофаминергических окончаний; предполагается, что эти изменения имеют компенсаторное значение. Так, при введении специфического нейро-
токсина MPTP приматам в стриатуме возрастает площадь контакта астроцитарных ножек с синапсами, что связано с регуляцией глутаматергической нейротрансмиссии [37]. С другой стороны, повреждение астроцитов черной субстанции флуороцитратом замедляет восстановление двигательных нарушений после введения нигрального нейротоксина 6-OHDA, что свидетельствует о нейропротекторной роли астроглии [29]. Следовательно, компенсаторные процессы как на тканевом, так и на нейрохимическом уровнях при повреждении нигростриатной системы связаны с астрогли-ей, а повреждение или дисфункция астроцитов отягчают нейродегенеративный процесс при БП.
Проведенная работа согласуется с предполагаемым значением астроцитов в регуляции функций стриатума [36]. В нашем эксперименте развитие двигательных нарушений, по-видимому, было связано с медиаторными нарушениями в хвостатом ядре, вызванными дисфункцией астроцитов. Известно, что астроциты участвуют в обмене глутамата и ГАМК, а также катаболизируют дофамин [41] — основные медиаторы, контролирующие активность проекционных нейронов стриатума. Повреждение астроглии, вероятно, приводит не только к увеличению содержания внеклеточного глутамата, но и к нарушению дофаминергической модуляции кортикостриатного пути, а также дисбалансу тормозных и возбуждающих влияний в нигрострионигральной петле. Выявленное усиление брадикинезии при подавлении синтеза дофамина на фоне повреждения астроцитов согласуется с предположением об их влиянии на нигростриатные дофаминергические окончания.
В целом проведенное исследование демонстрирует перспективность модели глиальной дисфункции с введением L-АА для исследования роли астроглии в патогенезе нейро-дегенеративных заболеваний. Полученные результаты указывают на регуляторную роль астроцитов в нигростриат-ной системе и подчеркивают возможный вклад глиальной дисфункции в моторные нарушения при БП.
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. The authors declare there is no conflict of interest.
Список литературы / References
1. Verkhratsky A., Parpura V., Pekna M. et al. Glia in the pathogenesis of neurodegenerative diseases. Biochem Soc Trans 2014; 42: 1291-1301. DOI: 10.1042/ BST20140107. PMID: 25233406.
2. Halliday G.M., Stevens C.H., Hons B. Glia: initiators and progressors of pathology in Parkinson's disease. Mov Disord 2011; 26: 6-17. DOI: 10.1002/ mds.23455. PMID: 21322014.
3. Banasr M., Duman R.S. Glial loss in the prefrontal cortex is sufficient to induce depressive-like behaviors. Biol Psychiatry 2008; 64: 863-870. DOI: 10.1016/j.biopsych.2008.06.008. PMID: 18639237.
4. Liddelow S.A., Barres B.A. Reactive astrocytes: production, function, and therapeutic potential. Immunity 2017; 46: 957-967. DOI: 10.1016/j.immu-ni.2017.06.006. PMID: 28636962.
5. Smialowska M., Szewczyk B., Wozniak M. et al. Glial degeneration as a model of depression. Pharmacol Rep 2013; 65: 1572-1579. PMID: 24553005.
6. Broe M. Astrocytic degeneration relates to the severity of disease in fronto-temporal dementia. Brain 2004; 127: 2214-2220. DOI: 10.1093/brain/awh250. PMID: 15282215.
7. Olabarria M., Goldman J.E. Disorders of astrocytes: alexander disease as a model. Annu Rev Pathol Mech Dis 2017; 12: 131-152. DOI: 10.1146/an-nurev-pathol-052016-100218. PMID: 28135564.
8. Sofroniew M.V., Vinters H.V. Astrocytes: biology and pathology. Acta Neuro-pathol 2010; 119: 7-35. DOI: 10.1007/s00401-009-0619-8. PMID: 20012068.
9. Anderson M.A., Ao Y., Sofroniew M.V. Heterogeneity of reactive astrocytes. Neurosci Lett 2014; 565: 23-29. DOI: 10.1016/j.neulet.2013.12.030. PMID: 24361547.
10. Zhao Y., Keshiya S., Atashrazm F et al. Nigrostriatal pathology with reduced astrocytes in LRRK2 S910/S935 phosphorylation deficient knockin mice. Neurobiol Dis 2018; 120: 76-87. DOI: 10.1016/j.nbd.2018.09.003. PMID: 30194047.
11. Mullett S.J., Di Maio R., Greenamyre J.T., Hinkle D.A. DJ-1 expression modulates astrocyte-mediated protection against neuronal oxidative stress. J Mol Neurosci 2013; 49: 507-511. DOI: 10.1007/s12031-012-9904-4. PMID: 23065353.
12. Kovacs G.G. Invited review: neuropathology of tauopathies: principles and practice. Neuropathol Appl Neurobiol 2015; 41: 3-23. DOI: 10.1111/nan.12208. PMID: 25495175.
13. Rostami J., Holmqvist S., Lindström V. et al. Human astrocytes transfer aggregated alpha-synuclein via tunneling nanotubes. J Neurosci 017; 37: 11835— 11853. DOI: 10.1523/JNEUR0SCI.0983-17.2017. PMID: 29089438.
14. Lindström V., Gustafsson G., Sanders L.H. et al. Extensive uptake of a-sy-nuclein oligomers in astrocytes results in sustained intracellular deposits and mitochondrial damage. Mol Cell Neurosci 2017; 82: 143-156. DOI: 10.1016/j. mcn.2017.04.009. PMID: 28450268.
15. Cavaliere F., Cerf L., Dehay B. et al. In vitro a-synuclein neurotoxicity and spreading among neurons and astrocytes using Lewy body extracts from Parkinson disease brains. Neurobiol Dis 2017; 103: 101-112. DOI: 10.1016/j. nbd.2017.04.011. PMID: 28411117.
16. Proschel C., Stripay J.L., Shih C.H. et al. Delayed transplantation ofprecur-sor cell-derived astrocytes provides multiple benefits in a rat model of Parkinsons. EMBO Mol Med 2014; 6: 504-518. DOI: 10.1002/emmm.201302878. PMID: 24477866.
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ. Клиническая неврология
Моделирование повреждения астроцитов стриатума
17. Nicaise C. Transplantation of stem cell-derived astrocytes for the treatment of amyotrophic lateral sclerosis and spinal cord injury. World J Stem Cells 2015; 7: 380. DOI: 10.4252/wjsc.v7.i2.380. PMID: 25815122.
18. Song J.J., Oh S.M., Kwon O.C. et al. Cografting astrocytes improves cell therapeutic outcomes in a Parkinson's disease model. J Clin Invest 2017; 128: 463-482. DOI: 10.1172/JCI93924. PMID: 29227284.
19. Duan C.L., Liu C.W., Shen S.W. et al. Striatal astrocytes transdifferentiate into functional mature neurons following ischemic brain injury. Glia 2015; 63: 1660-1670. DOI: 10.1002/glia.22837. PMID: 26031629.
20. Emsley J.G., Macklis J.D. Astroglial heterogeneity closely reflects the neu-ronal-defined anatomy of the adult murine CNS. Neuron Glia Biol2006; 2: 175. DOI: 10.1017/S1740925X06000202. PMID: 17356684.
21. Savtchouk I., Volterra A. Gliotransmission: beyond black-and-white. J Neurosci 2018; 38: 14-25. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.0017-17.2017. PMID: 29298905.
22. Fiacco T.A., McCarthy K.D. Multiple lines of evidence indicate that gliotransmission does not occur under physiological conditions. J Neurosci 2018; 38: 3-13. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.0016-17.2017. PMID: 29298904.
23. Jäkel S., Dimou L. Glial cells and their function in the adult brain: a journey through the history oftheir ablation. Front Cell Neurosci 2017; 11. DOI: 10.3389/ fncel.2017.00024. PMID: 28243193.
24. Wilhelmsson U., Li L., Pekna M. et al. Absence of glial fibrillary acidic protein and vimentin prevents hypertrophy of astrocytic processes and improves post-traumatic regeneration. J Neurosci 2004; 24: 5016-5021. DOI: 10.1523/ JNEUROSCI.0820-04.2004. PMID: 15163694.
25. Laterza C., Uoshima N., Tornero D. et al. Attenuation of reactive gliosis in stroke-injured mouse brain does not affect neurogenesis from grafted human iP-SC-derived neural progenitors. PLoS One 2018; 13: e0192118. DOI: 10.1371/ journal.pone.0192118. PMID: 29401502.
26. Willoughby J.O., Mackenzie L., Broberg M. et al. Fluorocitrate-mediated astroglial dysfunction causes seizures. J Neurosci Res 2003; 74: 160-166. DOI: 10.1002/jnr.10743. PMID: 13130518.
27. Khurgel M., Koo A.C., Ivy G.O. Selective ablation of astrocytes by intracerebral injections of a-aminoadipate. Glia 1996; 16: 351-358. DOI: 10.1002/ (SICI)1098-1136(199604)16:4<351::AID-GLIA7>3.0.CO;2-2. PMID: 8721675.
28. Voloboueva L.A., Suh S.W., Swanson R.A., Giffard R.G. Inhibition of mitochondrial function in astrocytes: implications for neuroprotection. J Neuro-chem 2007; 102: 1383-1394. DOI: 10.1111/j.1471-4159.2007.4634.x. PMID: 17488276.
29. Kuter K., Olech L., Gfowacka U. Prolonged dysfunction of astrocytes and activation of microglia accelerate degeneration of dopaminergic neurons in the
rat substantia nigra and block compensation of early motor dysfunction induced by 6-OHDA. Mol Neurobiol 2018; 55: 3049-3066. DOI: 10.1007/s12035-017-0529-z. PMID: 28466266.
30. Fonnum F., Johnsen A., Hassel B. Use of fluorocitrate and fluoroacetate in the study of brain metabolism. Glia 1997; 21: 106-113. PMID: 9298853.
31. Nishimura R.N., Santos D., Fu S.T., Dwyer B.E. Induction of cell death by L-alpha-aminoadipic acid exposure in cultured rat astrocytes: relationship to protein synthesis. Neurotoxicology 2000; 21: 313-320. PMID: 10894121.
32. Lima A., Sardinha V.M., Oliveira A.F. et al. Astrocyte pathology in the prefrontal cortex impairs the cognitive function of rats. Mol Psychiatry 2014; 19: 834-841. DOI: 10.1038/mp.2013.182. PMID: 24419043.
33. Takada M., Hattori T. Fine structural changes in the rat brain after local injections of gliotoxin, alpha-aminoadipic acid. Histol Histopathol 1986; 1: 271-275. PMID: 2485166.
34. Saffran B.N., Crutcher K.A. Putative gliotoxin, alpha-aminoadipic acid, fails to kill hippocampal astrocytes in vivo. Neurosci Lett 1987; 81: 215-220. PMID: 3696468.
35. Chai H., Diaz-Castro B., Shigetomi E. et al. Neural Circuit-specialized astrocytes: transcriptomic, proteomic, morphological, and functional evidence. Neuron 2017; 95: 531-549.e9. DOI: 10.1016/j.neuron.2017.06.029. PMID: 28712653.
36. Dvorzhak A., Melnick I., Grantyn R. Astrocytes and presynaptic plasticity in the striatum: Evidence and unanswered questions. Brain Res Bull 2018; 136: 17-25. DOI: 10.1016/j.brainresbull.2017.01.001. PMID: 28069435.
37. Villalba R.M., Mathai A., Smith Y. Morphological changes of glutamatergic synapses in animal models of Parkinson's disease. Front Neuroanat 2015; 9. DOI: 10.3389/fnana.2015.00117. PMID: 26441550.
38. Paxinos G., Watson Ch. The rat brain in stereotaxic coordinates. San Diego, 2006.
39. Watanabe S., Fusa K., Takada K. et al. Effects of alpha-methyl-p-tyrosine on extracellular dopamine levels in the nucleus accumbens and the dorsal striatum of freely moving rats. J Oral Sci 2005; 47: 185-190. PMID: 16415562.
40. Stavrovskaya A.V., Yamshchikova N.G., Ol'shanskiy A.S., Konovalova E.V., Illarioshkin S.N. [Transplantation of neuronal precursors derived from induced pluripotent stem cells into the striatum of rats with the toxin-induced model of Huntington's disease] Annals of clinical and experimental neurology 2016; 10(4): 39-44.
41. Jennings A., Rusakov D.A. Do astrocytes respond to dopamine? Opera Medica Physiol. 2016; 2: 34-43. DOI: 10.20388/OMP2016.001.0017.
Поступила / Received 05.04.2019 Принята в печать/Accepted 15.05.2019
Информация об авторах: Ставровская Алла Вадимовна — к.б.н., зав. лаб. экспериментальной патологии нервной системы Отдела исследований мозга ФГБНУ НЦН, Москва, Россия;
Воронков Дмитрий Николаевич — к.м.н., с.н.с. лаб. функциональной морфохимии Отдела исследований мозга ФГБНУ НЦН, Москва, Россия;
Ольшанский Артем Сергеевич — к.б.н., с.н.с. лаб. экспериментальной патологии нервной системы Отдела исследований мозга ФГБНУ НЦН, Москва, Россия;
Гущина Анастасия Сергеевна — научный сотрудник лаборатории экспериментальной патологии нервной системы Отдела исследований мозга ФГБНУ НЦН, Москва, Россия.
Ямщикова Нина Гавриловна — к.б.н., в.н.с. лаб. экспериментальной патологии нервной системы Отдела исследований мозга ФГБНУ НЦН, Москва, Россия;
Information about the authors: Alla V. Stavrovskaya, PhD (Biol.), Head of Laboratory of experimental pathology of the nervous system, Department of brain research, Research Center of Neurology, Moscow, Russia;
Dmitry N. Voronkov, PhD (Med.), senior researcher, Laboratory of functional morphochemistry, Department of brain research, Research Center of Neurology, Moscow, Russia;
Artyem S. Ol'shansky, PhD (Biol.), senior researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system, Department of brain research, Research Center of Neurology, Moscow, Russia;
Anastasiya S. Gushchina, researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system, Department of brain research, Research Center of Neurology, Moscow, Russia;
Nina G. Yamshchikova, PhD (Biol.), leading researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system, Department of brain research, Research Center of Neurology, Moscow, Russia.
