CC BY
275
ОБЗОР
© ИЛЬИНА Т.С., 2015 УДК 578.81:579.254.2
Ильина Т. С.
НИТЧАТЫЕ БАКТЕРИОФАГИ И ИХ РОЛЬ В ВИРУЛЕНТНОСТИ И ЭВОЛЮЦИИ
ПАТОГЕННЫХ БАКТЕРИЙ
ФГБУ « НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Н.Ф. Гамалеи» Министерства здравоохранения Российской Федерации,
Москва
Нитчатые бактериофаги рода Inovirus семейства Inoviridae инфицируют множество грамотрицательных и некоторые грам-положительные бактерии. В обзоре обсуждаются современные данные о роли нитчатых бактериофагов в вирулентности и эволюции таких известных патогенных бактерий, как V. cholerae, Yersinia pestis, Neisseria meningitides, Escherichia coli O18: K1: H7, Pseudomonas aruginosa, и ряда патогенов сельскохозяйственных растений.
Ключевые слова: нитчатые бактериофаги, патогенные бактерии, вирулентность, эволюция бактерий.
В последние два десятилетия появилось множество работ, посвященных обнаружению, выделению и изучению нитчатых фагов, принадлежащих к роду Inovirus семейства Inoviridae. Нитчатые фаги, широко распространенные среди бактерий, инфицируют широкий круг грамотрицательных бактерий разных родов - Escherichia, Salmonella, Pseudomonas, Xan-thomonas, Vibrio, Thermus, Neisseria и др. [1], а также некоторые грамположительные бактерии [2, 3]. Многие из них являются вирулентными и способны лишь размножаться в клетках бактерий. Однако в последние годы описан целый ряд умеренных нитчатых фагов, способных внедрять свой геном в хромосому хозяина и существовать в ней в виде профага (см. таблицу).
К настоящему времени накоплено достаточно данных, доказывающих, что несмотря на малый размер, нитчатые фаги играют важную роль в изменчивости и эволюции бактериальных хозяев [4-6]. Описано множество аспектов взаимодействия бактерий с нитчатыми фагами. Многие из них участвуют в подавлении роста чувствительных к фагам бактерий, производя отбор резистентных клеток, влияют на улучшение приспособляемости бактерий к условиям окружающей среды. Группа умеренных фагов вызывает образование мутаций и геномных перестроек в бактериальных геномах, влияет на образование биопленок бактериями-хозяевами. Но наибольший интерес представляют нитчатые фаги, способные влиять на вирулентность бактерий. Благодаря взаимодействиям самих фагов с бактериальным хозяином и их способности осуществлять горизонтальный перенос генов появляются новые патогенные бактерии (человека, животных или растений), наблюдаются изменения в существующих свойствах патогенных бактерий или приобретаются новые свойства, создающие им преимущество в отношении ранее существовавших штаммов. Детально изучены на сегодня лишь немногие фаги с такими свойствами, в основном связанные с наиболее опасными и широко распространенными патогенными бактериями.
Механизмы, ответственные за влияние фагов на хозяина, могут быть разными, обусловленными либо самим фактом интеграции генома фага в бактериальную хромосому (лизогенизацией, способностью вызывать лизогенные конверсии), либо горизонтальным переносом фагом случайных чужеродных генов при участии разных механизмов - трансдукции, транспозиции, репликации по типу «катящегося кольца» [7].
Вирионы нитчатых фагов представляют собой длинные тонкие спирально закрученные нити, внутри которых заключена циркулярно замкнутая однонитевая ДНК (ssDNA). Большинство сведений о структурной организации фаговых геномов получено при изучении фагов Ff E.coli иpf1 P. aeruginosa. Они имеют модулярную структуру, при которой функционально родственные гены сгруппированы вместе. Всегда присутствуют 3 функциональных модуля: модуль репликации, структурный модуль и модуль сборки и секреции. Модуль репликации содержит гены, кодирующие репликацию по типу «катящегося кольца», и белки, ответственные за связывание с однонитевой ДНК (gII, gV и gX, показано на модели фага Ff E. coli) [7]. Структурный модуль содержит гены главного (gVIII) и малых оболочечных белков (gIII, gVI, gVII и gIX) и ген gIII, кодирующий адсорбционный белок рШ. Модуль сборки и секреции содержит гены морфогенеза и выхода фаговых частиц (gI и gIV). Нитевидная структура вириона образована тысячами спирально расположенных копий рVIII, небольшого белка из 50 аминокислот. Концы нитей замкнуты двумя различными парами белков - pVII-pIX и pIII-pVI [8].
Нитчатые фаги, как и другие известные фаги, способны существовать в клетках бактерий как вирулентные либо как умеренные фаги, способные интегрировать в хромосомы и сохраняться в них в виде профагов. Внехромосомная репликация вирулентных вирусов происходит практически неконтролируемо, поскольку геномы нитчатых фагов не кодируют регуляторных белков. Она осуществляется посредством репликации по типу «катящегося кольца». Репродукция вирусов в клетках хозяина не сопровождается гибелью клеток, сборка зрелых частиц фагов происходит на поверхности клеток, где они накапливаются и высвобождаются способом, сходным с «выдавливанием». Экспрессия генов и репликация интегрированных в хромосому фагов строго контролируются регуляторами транскрипции, которые подавляют транскрипцию реплика-ционного белка и белков вириона [8].
При лизогенизации бактерий используются различные стратегии интеграции фаговых геномов в
Примеры нитчатых бактериофагов бактерий
Бактерии Фаг Тип Образование бляшек Титр Связь с вирулентностью
Escherichia coli fl Вирулентный + Высокий -
М13 Вирулентный + Высокий -
Ike Вирулентный + Высокий -
Fd Вирулентный + Высокий -
Ifl Вирулентный + Высокий -
If2 Вирулентный + Высокий -
Escherichia coli
O18 : K1:H7 CUSl Умеренный - Не указано +
Ntisseria meningitides Nf Умеренный + Не указано +
MDA Умеренный Не указано Низкий +
Pseudomonas aeruginosa Pfl Вирулентный + Высокий -
Pf4 Умеренный + Средний +
Pf5 Умеренный Не указано Низкий +
Yersinia pestis biovar
Orientalis CUS2 Умеренный - Низкий +
Vibrio cholera СТХф Умеренный - Низкий +
Vibrio parahaemoliticus F237 Вирулентный + Не указано +
Xanthomonas campestris Xf Вирулентный + Низкий +
pv. Campestris Lf Умеренный + Низкий +
Clostridium CAKl Вирулентный + Не указано -
aerobutylicum
Propionibacterium
freudenreichi B5 Вирулентный + Не указано -
Ralstonia RSSli^ Умеренный + Не указано +
мelanocerum RSMl Умеренный + Не указано +
RSM3 Умеренный + Не указано +
бактериальные хромосомы. Некоторые нитчатые фаги содержат в геномах собственные ферменты рекомбинации - транспозазы, интегразы, рекомбина-зы семейства резольваз-инвертаз - и в этих случаях внедрние геномов профага происходит в специфические сайты, используемые при транспозициях, или в гены тРНК [9]. Многие нитчатые фаги внедряются в хромосомный сайт dif, специфический сайт хромосомы, используя клеточные ферменты XerC/D, обычная функция которых связана с сайтспецифическим разделением димеров хромосомы бактерии при клеточном делении [10, 11].
Одним из наиболее детально изученных в отношении цикла развития, способа интеграции в хромосому, генетической организации, репликации и влияния на свойства бактерии хозяина среди умеренных нитчатых фагов является фаг СТХф холерного вибриона (Vibrio cholerae), содержащий в геноме гены холерного токсина [12].
В представленной статье будет суммирована информация о взаимодействии нитчатых фагов с известными патогенными бактериями и их влиянии на вирулентность и эволюцию патогенных бактерий.
Фаг СТХф и вызываемые им лизогенные конверсии
Нитчатый бактериофаг СТХф, специфичный в отношении Vibrio cholerae, был впервые идентифи-
цирован в 1996 г. M.K. Waldor и J.J. Mekalanos [12]. Он явился первым описанным нитчатым фагом, участвующим в горизонтальном переносе фактора вирулентности и превращающим бактерии в токсигенные посредством фаговой конверсии [12]. Геном фага содержит гены, кодирующие холерный токсин, секре-тируемый клетками холерного вибриона [13]. Активность холерного токсина ответственна за развитие профузной диареи, которая является отличительным признаком холеры. Только те штаммы, которые несут СТХф, вызывают эпидемии и пандемии холеры, т.е. приобретение фага играет ключевую роль в появлении патогенных штаммов V. cholerae.
Фаг СТХф подобен по размеру, структуре и порядку генов хорошо изученным нитчатым колифа-гам М13 и f1 E.coli [14]. Он имеет геном размером 6,9 т.п.н., организованный в два функционально различных модуля - RS2 (repeat sequence 2) c генами rstR, rstA и resB и коровую область, несущую гены psh, cep, orfU (gIII), ace, zot и ctxAB. Белок RstA требуется для репликации ДНК фага, ген rstR кодирует белок-репрессор, а ген rstB - белок, необходимый для интеграции генома СТХф в бактериальную хромосому. Белки Psh,Cep, OrfU и Ace являются структурными фаговыми белками, тогда как Zot - белок, функция которого связана со сборкой фагового вириона [12,15]. Гены cep, orfU, ace, zot соответствуют генам
колифага Ff gVIII, gIII, gVI и gl соответственно. Гены же ctxAB являются уникальными для фага СТХф, не существенными для продукции фага и расположенными в сайте, соответствующем gIVу фага Ff E. coli. Фаг СТХф не кодирует белок, гомологичный gIV , который у E.coli необходим для секреции фага из бактериальной клетки. Другим важным отличием фага СТХф от типичных нитчатых колифагов является его стабильная интеграция в геноме V.cholerae.
Для проникновения фага СТХф в клетки холерного вибриона необходимым фактором являются ток-синкорегулируемые пили (ТСР), на которых фаг адсорбируется. Гены, кодирующие ТСР, входят в состав острова патогенности VPI1, имеющего размер около 40 т.п.н., фланкированного с обеих сторон последовательностями из 20 п.о. Помимо генов tcp, кодирующих пили, остров содержит ряд ключевых регуляторных генов патогенности, а также гены предположительно интегразы и транспозазы. Штаммы V. cholerae, не продуцирующие ТСР пили, нечувствительны к инфекции СТХф фагом [12]. После связывания с ТСР, а затем с мембранно-периплазматическим комплексом TolQRA, однонитевая ДНК (ssDNA) освобождается от белковой оболочки и транспортируется в цитоплазму. В цитоплазме линейная ssDNA превращается в кольцевую, образуя рСТХ (плазмидная ДНК), которая может существовать в клетке в виде внехромосомно-го элемента или интегрировать в хромосому хозяина [12, 16].
Интеграция СТХф ДНК происходит в специфическом хромосомном dif-сайте посредством рекомбинации между att (difi-сайтами на бактериальной хромосоме (сайт attB на chrl, большей из двух хромосом холерного вибриона) и фаговом геноме (attP). Фаг не кодирует белка с гомологией какой-либо из известных рекомбиназ. Он использует при внедрении рекомбиназы XerC и XerD, кодируемые хромосомой бактерии-хозяина [10, 16]. В отличие от классической модели фаговой интеграции, согласно которой ssDNA превращается в dsDNA до интеграции, M.C. Val и соавт. [17] предположили, что Хег-рекомбиназы осуществляют прямое включение однонитевой ДНК фага СТХф в dif-сайт V. cholerae.
XerC и XerD являются представителями большого семейства тирозиновых рекомбиназ. У E. coli они участвуют в разрешении хромосомных димеров во время репликации хромосом, осуществляемом посредством рекомбинации между dif-сайтами каждой хромосомы. При интеграции СТХф в хромосому каждый из ферментов, XerC и XerD, связывается специфически с хромосомой и фагом в сайтах attB и attP. Сайт attB — относительно короткая последовательность ДНК, состоящая из одного XerC/D-связывающего сайта (37 п.о.), сайт attP содержит два инвертированных повтора сайта dif, из которых оба требуются для СТХф интеграции. Соответственно последовательность сайта attP по размеру значительно больше attB-последовательности. Связывание ферментов происходит в обоих сайтах, однако рекомбинация при интеграции происходит только между attB и ко-ровым сайтом attP, другой сайт attP, расположенный на расстоянии 80 п.о. от первого, выполняет, по предположению, архитектурную роль в интеграции [16]. На основании результатов экспериментов in vitro для
интеграции фагового генома в хромосомный сайт дополнительно требуется участие предположительно хозяйской резольвазы.
Интеграция фаговой ДНК в геном attB+, СТХф-штамма холерного вибриона биовара Эль-Тор ведет к образованию одиночного профага СТХ или, более часто - тандемных профагов, фланкированных 17./18 п.о., так называемыми концевыми повторами (ERs). Если такой лизоген дополнительно инфицируется фаговой ДНК, новая ДНК будет встраиваться в ER между тандемными профагами или между 3-концом и хромосомной ДНК. ER-повтор между 5 - концом профага и прилегающей хромосомной ДНК не используется [18]. Следует отметить, что среди природно выделенных штаммов холерного вибриона биовара Эль-Тор никогда не было найдено штаммов с одним профагом СТХ. Вместо этого эти штаммы наследовали либо тандемно повторяющиеся профаги СТХ, либо ряды, состоящие из ДНК СТХф и родственного элемента RS1 [12, 23].
Интегрированный геном СТХф фага не активен в репликации и транскрипции генов вириона, что обусловлено регуляцией, включающей комбинацию из хозяйских, фаговых и кодируемых фагами-сателлитами регуляторных белков [7, 19, 20]. В отличие от генов, кодирующих фаговые белки, гены токсинообразова-ния (ctxA,B) связаны в геноме СТХф с дополнительными регуляторными последовательностями, которые позволяют им независимо регулироваться хромосомным toxR-регулоном. В результате они способны независимо экспрессироваться.
Токсигенные штаммы холерного вибриона El-Tor часто содержат генетический элемент размером 2,7 т.п.н., родственный СТХф, известный как RSl [21]. В хромосоме он расположен рядом с СТХ-профагом или фланкирует его, и по генетической организации близко родствен RS2 области СТХф. Его гены включают rstR, кодирующий фаговый репрессор, rstA и rstB, которые необходимы для автономной репликации фаговой ДНК и ее интеграции в геном хозяина, и две межгенные области, ig1 и ig2. В отличие от RS2 области фага СТХф, он содержит дополнительный ген rstC. RS^ не содержит коровых генов СТХф и может размножаться как нитчатый фаг, только если есть возможность использовать гены морфогенеза СТХф [21] или другого сателлитного фага TLC.
Среди штаммов V. cholerae El-Tor обнаружены различные сочетания и порядок расположения профагов СТХф и RS^. Образование инфекционных фаговых частиц СТХ требует присутствия либо двух профагов СТХ, либо ряда из чередующихся СТХ-RSb профагов. При наличии только одного профага потомства фага не образуется. Нормальная репликация генома профага СТХф зависит от RS^, который кодирует антирепрессор, RstQ способствующий транскрипции вирусных генов СТХ, необходимых для образования фаговых частиц и последующему распространению как RS^, так и СТХф [22]. Репликация генома профага с помощью механизма «катящегося кольца» происходит между двумя ориджинами репликации [7, 18, 23]. Один находится в геноме СТХ профага, второй расположен в геноме RS^ элемента, расположенного ниже (по ходу транскрипции) профага СТХф. Белок RstA делает однонитевой разрез в
ДНК профага в точке начала репликации, порождая З'-конец, который служит субстратом для синтеза новой ДНК при участии ДНК-полимеразы хозяина [23]. Во время синтеза происходит вытеснение одной нити профага вновь синтезирующейся нитью. Синтез продолжается до встречи с другим ориджином репликации, находящимся в прилегающем втором профаге. Затем белок RstA производит второй разрез, освобождая полноразмерный гибридный однонитевой геном. Синтезированные нити в дальнейшем используются при сборке зрелых вирионов нитчатых фагов.
Штаммы V. cholerae классического биовара, содержащие по одному профагу СТХф на каждой из двух хромосом, никогда не образуют потомства фаговых частиц.
В отличие от большинства хорошо охарактеризованных фагов, способных интегрировать в хромосому хозяина, а также вырезаться из нее, эксцизии профага СТХф из хромосомы никогда не происходит [18]. Вместо этого профаг используется как матрица для синтеза фаговой ДНК.
Другие нитчатые фаги V. cholerae
Кроме СТХф у V. cholerae были описаны другие нитчатые фаги и сателлитные нитчатые фаги, утратившие гены морфогенеза, которые вносят свой вклад в эволюцию штаммов V cholerae и фага СТХф, кодирующего токсинообразование.
RS1ф - этот сателлитный фаг уже был упомянут нами ранее. При инфицировании чувствительных клеток он интегрирует, подобно СТХф, сайтспецифи-чески в хромосому холерного вибриона и расположен рядом с профагом СТХ. Его присутствие является необходимым для репликации СТХф, так как в геноме RS^ содержится ген rstC, отсутствующий у СТХф. Этот ген кодирует антирепрессорный белок RstC, вызывающий агрегацию репрессора СТХф, белка RstR, и предотвращающий его связывание с промотором PrstA. В результате стимулируется транскрипция генов СТХф, контролирующих продукцию фага, синтезируются фаговые белки и осуществляется сборка частиц фага. В то же время профаг RS1 не имеет собственных генов, необходимых для морфогенеза фага, и зависит от СТХф в отношении капсидных белков, упаковки и трансмиссии [21]. Таким образом, взаимодействие и кооперация двух фагов, СТХф и RS^, способствуют их размножению и распространению.
Фаги fs-1 и fs-2 — первоначально выделены из ряда штаммов V. cholerae O139 [24, 25]. Позднее было показано, что они способны инфицировать V. cholerae O1 и O139 и интегрировать в геном бактериального хозяина. В отличие от СТХф, эти фаги используют в качестве рецепторов клетки хозяина пили IV типа (маннозочувствительные гемагглютинирующие, MSHA) [24, 25].
Однонитевой геном фага fs-1 содержит 6340 п.о. и кодирует 15 ORF, одна из которых (ORF 384) гомологична областям с zot-геном СТХф и геном I колифа-гов. ORF 104, расположенная перед ORF384, гомологична гену 93 нитчатого фага P. aeruginosa, соответствующего гену VI колифага. Еще 4 ORF (81, 44, 29 ,193) соответствовали генам V, VII, IX, III фага f1, что свидетельствует о мозаичной природе фага fs-1.
Геном fs-2 был выделен из одного из штаммов V.
cholerae O139 [25]. Он не был интегрирован в xро-мосому xозяина, имел размер 8651 п.о., кодировал лишь 9 ORF, но содержал область, представленную большой структурой «стебель-петля». Нуклеотид-ная межгенная область из 715 п.о. фага fs-2 отличалась высокой степенью гомологии с частью области RS2 СТХф, которая, как предполагается, требуется для интеграции фаговой ДНК в специфический сайт xромосомы xозяина. Почти все штаммы V. cholerae O1- и O139-серогрупп чувствительны к фагу fs-2, но большинство О1 классически и не-О1, и не-О139 штаммов устойчивы. Недавно было показано,что фаг, подобный fs-2, служит помощником (helper) для другого сателлитного фага xолерного вибриона (TLC), восполняя недостающие у него функции, ведущие к морфогенезу инфекционные TLCф-частиц.
Фаг TLСф обнаружен в виде интегрированного в xромосому, сцепленного с профагом СТХф, элемента с неизвестной функцией. Он получил название TLC (toxin-linked cryptic) [26]. Хотя TLC-элемент неизменно присутствовал во всеx СTХ-позитивныx штаммаx и отсутствовал в ОТХ^тат^^и штаммаx, роль его в эволюции токсигенныx штаммов V. cholerae долгое время оставалась невыясненной. Недавно было показано, что TLC-элемент способен давать начало инфекционным частицам TLCф в теx случаяx, когда его морфогенез поддерживается другим нитчатым фагом, fs2ф [27]. Фаговые частицы TLCф инфицируют только те клетки, которые продуцируют MSHA пили, используемые фагами fs2ф и TLCф в качестве рецепторов. После проникновения в клетки ssDNA превращается в двунитевую репликативную форму (RF), которая определяется в большинстве штаммов как плазмид-ная ДНК (pTLC ), или в виде ДНК, интегрированной в xромосомy Каждая копия интегрированной ДНК содержит 5 ORF. Самая большая рамка кодирует Cri репликазу, подобную белку, инициатору репликации F-специфического нитчатого фага E. coli. Другая ORF кодирует белок, сxодный с RstR-репрессором, контролирующим стабильность профага СТХф.
Взаимодействие xолерного вибриона с фагом TLCф имеет важное биологическое значение для эволюции V. cholerae . Фаговый геном TLCф содержит носледо-вательность, подобную рекомбинационной последовательности dif, которая функционирует при разрешении xромосомныx димеров при участии рекомбиназ XerD/XerC и как сайт интеграции умеренные нитчатые фагов (например, СТХф, RS1 и др.) [27]. При внедрении фага TLCф в xромосому мутанта, дефектного в отношении dif-сайта и имеющего дефектную нитевидную морфологию клеток, происxодит восстановление нормального dif-сайта и нормальной морфологии клеток xолерного вибриона. Фаг СТХф способен внедряться и стабильно соxраняться в такт штаммаx в виде профага. Иными словами, лизогенизация не-токсигенные штаммов V. cholerae фагом TLCф способствует ж последующей конверсии в токсигенные через интеграцию СТХф в восстановленный dif-сайт [27]. Tаким образом, фаг TLC способен играть не только решающую роль в восстановлении эффективной xромосомной репликации xолерного вибриона, но и способствует появлению новый токсигенные вибрионов с новыми свойствами.
Фаг VGJф — нитчатый фаг, способный инфициро-
вать все испытанные О1-штаммы холерного вибриона (классический и Эль-Тор) и штаммы О139. В качестве рецепторов при инфицировании использует пили IV типа MSHA. Интегрирует в тот же attB (diß-сайт хромосомы, как СТХф. Сайт attP VGJф гомологичен attP-сайтам некоторых других умеренных нитчатых фагов разных бактериальных хозяев. Геном размером 7542 нуклеотида (н.) содержит характерную для этого фага область из 775 н. и консервативную область, полностью идентичную области хорошо охарактеризованных нитчатых фагов СТХф и Ff E. coli. Консервативная область состоит из 10 ORF, кодирующих белки, гомологичные белкам других нитчатых фагов, а отличающаяся область кодирует продукт, не имеющий гомологии с каким-либо известным пептидом [28].
Фаг VGJф способен обеспечивать функции, требующиеся для продукции и распространения фага СТХф. Геномы VGJф и СТХф способны рекомбини-ровать в тех случаях, когда фаги инфицируют одну и ту же клетку. В результате образуются гибридные молекулы, которые упаковываются в оболочки фага VGJф. Это ведет к образованию гибридных фаговых частиц, способных инфицировать другие клетки вибрионов, используя MSHA-рецепторы [28, 29]. Поскольку пили MSHA представлены у широкого круга штаммов V. cholerae и экспрессируются ими в окружающей среде, фаг VGJф и ему подобные нитчатые фаги способны расширять круг токсинообразующих штаммов и, таким образом, вносить значительный вклад в эволюцию патогенных холерных вибрионов.
Фаг KSF--1ф. По мере возрастания числа штаммов холерных вибрионов, геномы которых расшифрованы, появляются все новые работы, описывающие новые нитчатые вибриофаги. Так, недавно описан фаг KSF-^ [30], поддерживающий морфогенез сателлит-ного фага RS^ посредством гетерологичной упаковки его генома в оболочку KSF-^ и тем самым способствующий горизонтальному переносу этого сателлита. Хотя общая генетическая организация нитчатых фагов сохраняется в KSF-^, геномная нуклеотидная последовательность фага не имеет высокого уровня идентичности с другими нитчатыми фагами и проявляет выраженную мозаичную структуру.
Фаг VEJф - новый нитчатый фаг, способный так же, как и близко родственный ему VGFф, осуществлять перенос СТХф и RSl-сателлитный фаг TLC-независимым способом. Так же, как и фаг VGJф, он использует сайтспецифическую коинтеграцию с этими фагами, образуя гибридные фаговые геномы [31].
Наконец, известен еще ряд нитчатых умеренных фагов холерного вибриона, таких как VS^, 493ф, VSKK^, для которых характерна также MSHA-зависимость. Некоторые из них, например VSKф, выделенный из штамма О139 V.cholerae, имеет геном, высоко гомологичный геномам VGJф (83%) и fs^ (87%) , и, по-видимому, также способен участвовать в горизонтальном переносе генов токсигенности [15, 32, 33].
Завершая рассмотрение фагов, специфичных в отношении штаммов V. cholerae, следует подчеркнуть следующие их особенности. Большинство известных нитчатых фагов этого вибриона имеют высокомозаичную природу геномов, свидетельствующую об эволюции посредством горизонтального переноса генов
и рекомбинации. Геномы этих фагов являются близкими по размеру (от 6 до 9,3 т.п.н.) и содержат от 7 до 15 ORF. Они имеют модульную структуру, при которой функционально родственные гены сгруппированы. Модуль репликации содержит гены, кодирующие инициирующий репликацию белок RC (Rolling Circle Replication) и ssDNA-связывающийся белок. Большинство фаговых геномов интегрирует в один из двух dif-сайтов (difl и dif2), присутствующих на хромосомах I и II, соответственно, используя механизм XerD/XerC-интеграции, о чем свидетельствует наличие в них att-подобных сайтов, сходных с attP-сайтом фага СТХф. В отличие от СТХф и RS^ использующих в качестве рецептора адсорбции токсин-корегулируемые пили, ряд других фагов используют для этих же целей пили IV типа MSHA. Кооперативные взаимодействия нескольких нитчатых фагов [27] и рекомбинации между близкородственными геномами разных фагов или их гетерологичная упаковка способствуют появлению фагов с новыми свойствами и распространению основного фактора патогенности холерного вибриона, генов токсинообразования, среди широкого круга штаммов, не продуцирующих токсин.
Вклад нитчатых фагов в патогенность Yersinia pestis и Escherichia coli O18:K1:H7.
Сравнительное изучение геномов чумного микроба и его менее вирулентного предшественника, Yersinia pseudotuberculosis, выявило ряд специфичных для Y.pestis областей, приобретенных после их дивергенции. Одна из них потенциально кодирует нитчатый профаг, подобный нитчатым фагам, связанным с вирулентностью других патогенных микробов [34, 35].
Фаг Ypfф. Нитчатый фаг обнаружен в виде профа-га в хромосоме штамма Y. pestis CO92. Он получил название Ypfф (от Yersinia pestis filamentous phage). Фаговый геном представлен циркулярно замкнутой ssDNA, имеет размер 8,7 т.п.н. и содержит 13 ORF, организованных в 2 противоположно транскрибируемые области с межгенной последовательностью, вероятно, участвующей в инициации репликации. По своей генетической организации этот фаг имеет сходство с другими нитчатыми фагами (например, СТХф), его функционально родственные гены образуют кластеры репликации, морфогенеза и секреции. Геном Ypfф внедряется в хромосомный dif-сайт, локус ре-комбинационного разрешения хромосомных димеров [34], и как другие нитчатые фаги образует тандемные повторы профага. В результате встраивания профага происходит перестройка интактного dif-сайта с образованием несовершенной дупликации последовательности из 39 п.о., фланкирующей профаг. Резидентный профаг придает некоторую защиту против суперинфекции. Если же таковая происходит, входящий геном Ypfф внедряется между двумя копиями резидентного профага, а не в 3'-конец тандема, как это происходит в случаях с другими нитчатыми фагами. Стабильное сохранение профага наблюдается только в штаммах биовара Orientalis, в то время как в штаммах био-варов Antiqua и Medievalis Y. pestis этот фаг найден только в виде нестабильных эписом. Причины, препятствующие внедрению генома фага в хромосомы этих штаммов, пока не выяснены [34]. Предполага-
ется, что скорее это результат повышенной эксцизии профага из хромосомы, чем дефекты в способности к интеграции [35].
Сохранение фага во всех штаммах, принадлежащих к разным биоварам, несмотря на его высокую нестабильность in vitro, позволило высказать предположение, что наличие в клетках фага создает им выраженную селективную предпочтительность в сравнении с клетками дикого типа. Такое преимущество может быть обусловлено повышением патогенности штаммов, инфицированных фагом, а также другими свойствами, благоприятствующими распространению эпидемий, вызываемых чумным микробом. Результаты, полученные в опытах с инфицированием мышей лизогенными и не лизогенными штаммами Y.pestis [34], подтвердили роль Ypfф в патогенности чумного микроба. Кроме того, поскольку этот фаг способен секретироваться из клеток хозяина, он обладает еще потенциалом к горизонтальному распространению и как результат, к появлению новых патогенов.
Фаги CUS-1 и CUS-2. Описан нитчатый про-фаг, обозначенный CUS-1, который интегрирован в хромосомный dif-сайт высоковирулентного клона Escherichia coli O18:K1:H7. Гомологичный хромосомный элемент CUS-2 найден интегрированным в соответствующий хромосомный сайт Yersinia pestis биовара Orientalis. Этот фаг подобен, но не идентичен вышеописанному фагу иерсиний Ypfф. Оба лизоге-на (E. coli и Y. pestis) продуцируют частицы фагов со свойствами, характерными для вирионов с одноните-выми ДНК. Эпидемиологически CUS-1 коррелирует с появлением штаммов К1 с повышенной вирулентностью, а CUS-2 - c появлением штамма Y. pestis, биовара Orientalis, ответственного за текущую (третью) пандемию чумы [35].
Влияние нитчатого профага на биопленочный цикл и вирулентность Pseudomonas aeruginosa.
Pseudomonas aeruginosa является важным оппортунистическим патогеном с широким кругом хозяев (растения, беспозвоночные и позвоночные организмы), способным также обитать в почве и воде. У человека бактерии этого вида являются наиболее частой причиной легочных хронических инфекций у больных кистозным фиброзом (СБ) и главной причиной больничных инфекций [36]. Бактерии Р. aeruginosa способны образовывать варианты медленно растущих мелких колоний - SCV (small colony variants), обычно устойчивых к лекарственной терапии.
Бактерии Pseudomonas aeruginosa живут преимущественно в сообществах, биопленках, в которых происходит тесное взаимодействие между бактериофагами и их хозяевами. Это особенно важно в тех случаях, когда бактериофаг играет активную роль в жизненном цикле биопленки или способствует бактериальному разнообразию во время развития биопленок.
Сравнительно недавно было показано, что из биопленок, образуемых бактериями Pseudomonas aeruginosa, находящихся в дисперсной фазе жизненного цикла биопленки, может быть выделен нитчатый фаг Pf4, наличие которого коррелирует с появлением вариантов с мелкими колониями SCV [38]. Было также показано, что добавление очищенного фага к биопленкам P. aeruginosa ведет к индукции гибели клеток внутри микроколоний биопленки и появлению SCVs. Оба
эти явления связаны с фагом Pf4 [38]. Именно клетки SCV, а не клетки родительского типа проявляют наличие высокой плотности нитей Pf4 на поверхности клеток. Эти нити часто плотно переплетены, образуя сложные сети, окружающие клетки [38]. Во время появления SCVs в супернатанте биопленки также обнаруживается фаг Pf4 в суперинфицирующей форме. Предполагается, что суперинфекция и активность фага могут быть ключевыми процессами в образовании SCVs. Так как эти варианты обычно медленно растут и являются метаболически неактивными, они проявляют повышенную устойчивость к лекарственной терапии. Однако их фенотип обратим, поэтому они представляют собой популяцию, способную инициировать инфекцию при ослаблении давления антибиотиков. Таким образом, вклад SCV-колоний в развитие хронической болезни очень важен [39].
Использование делеционного мутанта P. aerugi-nosa РАО1, у которого был делетирован весь хромосомный профаг Pf4, показало, что в этом случае предотвращаются типичный лизис и гибель бактерий на поздних стадиях развития биопленки. Кроме того, было показано, что делеционный мутант отличался меньшей вирулентностью, чем дикий тип [39]. В целом это свидетельствует о значении фага в жизненном цикле развития биопленок (образовании биопленки, появлении мелких колоний SCV и структурной целости биопленки) и в способности P. aeruginosa инфицировать хозяина [39].
Нитчатые бактериофаги, интегрированные в хромосомы менингококков.
Профаги нитчатых фагов Neisseria - Nf (neisserial filamentous phages) были идентифицированы при сравнительном изучении in silico геномов нейссерий [40, 41]. Сравнение трех геномов Neisseria meningitides и одного Neisseria gonorrhaeae обнаружило 4 подтипа Nf. В различных локусах 4 геномов локализовано 11 интактных копий профагов. Каждая копия Nf фланкирована дупликацией 5'-CT и в правом конце несет гомолог транспозазы pivNM/irg, относящейся к суперсемейству РНКазаН/ ретровирусных интеграз. Были также идентифицированы отдельные структурные варианты - частично инвертированные, несущие внутренние делеции и укороченные. Частичные инверсии, по-видимому, являются продуктами сайтспеци-фических рекомбинационных событий между двумя 5'-С77-последовательностями, инвертированными относительно друг друга. Образование вариантов с внутренними делециями, вероятно, происходит в процессе репликативной транспозиции, также вовлекающей две 5'-С77-последовательности. После циркуляриза-ции ssDNA Nf образуется промотор-подобная последовательность. В месте стыковки кольцевой формы генома фага найдена последовательность 5-atCTtatat. Был сделан вывод, что кольцевые формы ДНК интегрируют с помощью транспозазы PivNM/Irg фага Nf в хромосомные 5'-СТ-содержащие последовательности, при этом могут происходить ранее упомянутые перестройки [40]. В отличие от вышеописанных нитчатых фагов других бактерий профаги нейссерий способны вырезаться из хромосомы и секретировать-ся бактериями с помощью системы секреции IV типа [41]. Также этими авторами получены убедительные данные, что именно интегрированный в хромосому
нитчатый бактериофаг ответствен за инвазивность менингококков и их патогенный потенциал [41].
Нитчатые фаги Ralstonia solanacearum и их двойственный эффект на патогенность бактерий Бактерии Ralstonia solanacearum вызывают гибель многих важных сельскохозяйственных культур (wilt-заболевание). Нитчатый фаг фRSS1, инфицирующий штаммы ральстонии, изменяет физиологическое состояние и поведение клеток хозяина. Бактерии становятся более вирулентными, в них увеличивается синтез такого фактора вирулентности и патогенности, как внеклеточный полисахарид (EPS), и фактора, ответственного за подвижность, что приводит к раннему увяданию растений [42, 43]. Морфологически фаг RSSl напоминает колифаг Ff, содержит однонитевой геном из 6662 нуклеотидов с содержанием GC, равным 62,6%. Имеется 11 ORF, расположенных на этой нити, локализация которых соответствует таковой у фагов Ff (M13, fd, f1).
Инфекция фагом индуцирует в бактериях более раннюю экспрессию phcA, гена глобального регулятора вирулентности, а также повышает продукцию PilA белка и пилина Iv типа, что ведет к увеличению подвижности бактерий [43]. Сборка нитчатых фагов осуществляется на поверхности клеток хозяина, где накапливается большое количество фаговых частиц. В результате меняется гидрофобность клеточной поверхности, увеличивается локальная плотность клеток
В отличие от фага фRSS1, вызывающего повышение вирулентности бактерий, два других нитчатых фага ральстонии, фRSM1 и фRSM3, вызывают потерю вирулентности и ряд других изменений в куль-туральных и физиологических свойствах бактерии-хозяина. Эти фаги способны интегрировать в бактериальный геном за счет своей собственной интегразы (от/14) и вырезаться из него [44], в то время как фаг фRSS1 встраивается в хромосомный dif-сайт с помощью XerD/C-рекомбиназ хозяина.
Показано, что инфицированные фагом фRSM3 клетки характеризуются уменьшенной подвижностью и меньшим количеством пилей Iv типа, низкими уровнями бета-1,4-эндоглюканазы и внеклеточных полисахаридов (EPS), уменьшенной экспрессией ряда генов, связанных с вирулентностью. Сниженные уровни экспрессии генов pehC и phcB в инфицированных фагом клетках свидетельствуют о том, что продукция регуляторного белка PhcA, кодируемого геном phcA, является недостаточной для активации многих генов вирулентности. Результатом является отсутствие симптомов болезни wilt у растений томатов, инфицированных фRSM3-лизогенными клетками ральстоний. Вирулентность и синтез факторов вирулентности могли быть восстановлены в результате делетирования гена предполагаемого репрессор-подобного белка, кодируемого фагом (orf15). Уровни экспрессии гена phcA и других генов вирулентности в клетках хозяина, инфицированного таким фагом (del-orf15), сопоставимы с уровнями таковых в клетках дикого типа, что указывает на участие продукта orf15 в репрессии гена phcA, приводящей к потере вирулентности.
Фаги фRSM представляют интерес среди других нитчатых фагов патогенных бактерий не только благодаря их влиянию на вирулентность хозяина, но и из-за
своей уникальности, обусловленной наличием у них собственных систем интеграции/ вырезания (or/14) и регуляции (or/15).
Известны также нитчатые фаги других патогенных бактерий растений, влияющие на вирулентность хозяина. Так, инфицирование Xanthomonas campestris pv. orysae нитчатыми фагами Xf и Xf2 повышает вирулентность бактерий, и это связано, по-видимому, с сверхпродукцией внеклеточных полисахаридов инфицированными бактериальными клетками [45]. Тот же эффект наблюдали другие авторы при инфицировании X. campestris pv. campestris другим нитчатым фагом, Lf [46].
Заключение Открытие нитчатого фага СТХф холерного вибриона, несущего гены токсигенности, послужило толчком для более интенсивного изучения взаимодействия бактериофагов этого рода с бактериями. Особенно интерес к исследованиям такого рода был в дальнейшем стимулирован появлением множества последовательностей профагов, которые были открыты при секвенировании разных батериальных геномов. Анализ этих последовательностей обнаружил, что фаги влияют на структурную организацию бактериальных геномов, обеспечивая их разнообразие даже в пределах одного вида. Некоторые профаги, находясь в геноме хозяина, сами по себе оказывают влияние на его свойства, другие содержат дополнительные гены, не требуемые для жизненного цикла фагов, но участвующие в лизогенных конверсиях бактерий. Многие из дополнительных генов профагов патогенных бактерий кодируют доказанные или подозреваемые факторы вирулентности. Таким образом, они способны менять фенотип и влиять на приспособляемость патогенов к новому хозяину и обеспечивать появление новых патогенов или эпидемических клонов.
Помимо лизогенных конверсий, фаги способны вызывать геномные перестройки, нарушение функций бактериальных генов, обеспечивать бактериям защиту от литической инфекции, вызывать лизис конкурирующих штаммов при индуцировании профага, осуществлять горизонтальное распространение генов среди бактерий.
Тот факт, что бактериофаги представляют группу наиболее обильных организмов в биосфере, значительно превышающую по численности группу микроорганизмов, с которыми они взаимодействуют, позволяет признать, что они вносят чрезвычайно большой вклад в поддержание экологического баланса микроорганизмов и их эволюцию.
Cведения об авторе:
Ильина Тамила Сергеевна - вед. науч. сотр. ФГБУ «НИИЭМ им. Н.Ф.Гамалеи» Минздрава России, д-р биол. наук, проф.; e-mail: tamilailina@yandex.ru
ЛИТЕ РА Т У РА/REFERENCES
1. Russel M., Model P. Filamentous phages. In: CalendarR.C., ed 2nd ed New York: Oxford Univ. Press, Inc.; 2006; 146-60.
2. Chopin M.C., Renault A., Ehrlich S.D., Gautier M. Filamentous Phage active on gram-positive bacterium Propionibacterium freuden-reichii. J. Bactriol. 2002; 184: 2030-3.
3. Kim A.Y., Blaschek H.P. Isolation and characterization of a filamentous virus-like particles from Clostridium acetobutilicum NCIB 6444. J. Bacteriol. 1991; 173: 53-5.
4. Brussow H., Canchaya C., Hardt W.D. Phages and evolution of bacterial pathogens from genomic rearrangements to lysogenic conversion. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2004; 68: 560-602.
5. Krupovic M., Prangishvili D., Hendrix R.W., Bamford D.H. Genomic of bacterial and archaeal viruses: dynamics within the prokaryotic virosphere. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2011; 75(4): 610-35.
6. Ильина Т.С. Механизмы горизонтального переноса генов: роль бактериофагов и интегронов в эволюции патогенных бактерий. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2003; 4: 3-10.
7. Horiuchi K., Volvis G.E., Model F. The filamentous phage genome genes: physical structure and protein products. In: Cold Spring Harbor Monograph Archive. Cold Spring Harbor, New York. Cold Spring Harbor Laboratory Press; 2006: 113-7.
Ilyina T.C. The mechanism of horizontal gene transfer: the role of bacteriophages and integrons in the evolution of the pathogenic bacteria. Mol. Genetics, Microbiol., Virol. (Russian). 2003. 4: 3-10.
8. Rakonjac J., Bennett N.J., Spagnuolo J., Gagic D., Russel M. Filamentous bacteriophage: biology, phage display and nanotechnology applications. Curr. Issues Mol. Biol. 2011; 13: 51-76.
9. Waldor M.K., Friedman D.I. Phage regulatory circuits and virulence gene expression. Curr. Opin. Microbiol. 2005; 8: 459-65.
10. Huber K.E., Waldor M.K. Filamentous phage integration requires the host recombinases XerC and XerD. Nature. 2002; 417: 656-9.
11. McLeod S.M.,Kimsey H.H., Davis B.M., Waldor M.K. СТХф and Vibrio cholerae: exploring a newly recognized type of phage-host cell relationship. Mol. Microbiol. 2005; 57: 347-56.
12. Waldor M.K., Mekalanos J.J. Lysogenic conversion by a filamentous phage encoding cholerae toxin. Science. 1996; 272: 1910-4.
13. Lencer W.L., Tsai B. The intracellular voyage of cholera toxin: going retro. TrendsBiochem. Sci. 2003; 28: 639-45.
14. Boyd F. Filamentous phages of Vibrio cholerae. In: Farique S.M., Nais G.B., eds. Vibrio cholerae. Genomic and molecular biology. Horison Sci. Press. Lsd UK.2008: 49-66.
15. Farique Sh.M., Mekalanos J.J. Phage-bacterial interactions in the evolution of toxigenic Vibrio cholerae. Virulence. 2012; 3 (7): 1-10.
16. Mcleod S.M., Waldor M.K. Characterization of Xer C- and XerD-de-pendent CTX phage integration in Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 2004; 54 (4): 935-47.
17. Val M.E., Bouvier M., Campos J., Sherratt D., Cornet F., Mazel D., Barra F. X. The single-stranded genome of phage CTX is the form used for integration into the genome of Vibrio cholerae. Mol. Cell. 2005; 19: 559-66.
18. Davis B.M., Waldor M.E. СТХф contains a hybrid genome derived from tandemly integrated elements. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000; 97: 8572-7.
19. Waldor M.K., Rubin E.J., Pearson G.D., Kimsey H., Mekalanos J.J. Regulation, replication and integration functions of the Vibrio cholerae CTXф are encoded by region RS2. Mol. Microbiol. 1997; 24: 917-26.
20. Farique Sh.M., Asadulghani, Kamruzzaman M., Nandi R.K., Ghosh A.N., Mekalanos J.J., Sack D.A. RS1 element of Vibrio cholerae can propagate horizontally as a filamentous phage exploiting the morphogenesis genes of CTX. Infect. Immun. 2002; 70 (1); 163-70.
21. Davis B.M., Kimsey H.H., Kane A.V., Waldor M.K. A satellite phage-encoded antirepressor induces repressor aggregation and cholera toxin gene transfer. EMBO J. 2012; 21: 4240-9.
22. Moyer K.E., Kimsey H.H., Waldor M.K. Evidence for a rolling-circle mechanism of phage DNA synthesis from both replicative and integrated forms of CTXф. Mol. Microbiol. 2001; 41: 311-23.
23. Davis B.M., Lawson E.H., Sandkvist M., Sozhamannan S., Waldor M.K. Convergence of the secretory pathways for cholera toxin and the filamentous phage CTXф. Science. 2000; 288: 333-5.
24. Honma Y., Ikema M., Toma C., Ehara M., Iwanaga M. Molecular analysis of a filamentous phage (fs1) of Vibrio cholerae O139. Bio-chim. Biophys. Acta. 1997; 1362 (2): 109-15.
25. Ikema M., Honma Y. A novel filamentous phage, fs2, of Vibrio cholerae O139. Microbiology; 1998; 144: 1901-6.
26. Rubin E.J., Lin W., Mekalanos J.J., Waldor M.K. Replication and integration of Vibrio cholerae criptic plasmid linked to the CTX prophage. Mol. Microbiol. 1998; 28: 1247-54.
27. Hassen F., Komruzzaman M., Mekalanos J.J., Farique S.M. Sattelite phage TLCф enable toxigenic conversion by CTX phage through dif site alteration. Nature. 2010;467 (7318): 982-5.
28. Campos J., Martinez E., Suzarte E., Rodriguez B.L., Marrero K., Silva Y. et al. VGJф , a novel filamentous phage of Vibrio cholerae, integrates into the same chromosomal site as CT.Хф. J. Bacteriol. 2003; 185 (19): 5685-96.
29. Campos J., Martinez E., Marrero K., Silva Y., Rodriguez B.L., Su-
zarte E. et al. Novel type of specialized transduction for CTXphi or its satellite phage RS1 mediated by filamentous phage VGJphi in Vibrio cholerae. J. Bacteriol. 2003; 185: 7231-40.
30. Fariquie S.M., Naser T.B., Fujihara K., Dirphat P., Chowdhury N., Kamruzzaman M. et al. Genomic sequence and receptor for the Vibrio cholerae phage KSF-^: evolutionary divergence among filamentous vibrio phages mediating lateral gene transfer. J. Bacteriol. 2005; 187: 4096-103.
31. Campos J., Martinez E., Izquierdo Y., Fando R. VEJф, a novel filamentous phage of Vibrio cholerae able to transducer the cholera toxin genes. Microbiology. 2010; 156: 108-15.
32. Kar S., Ghosh R.K., Ghosh A.N., Ghosh A. Integration of the DNA of a novel filamentous bacteriophage VSK from Vibrio cholerae O139 into the chromosomal DNA. FEMSMicrobiol. Lett. 1996; 145: 17-22.
33. Jouravleva E.A., McDonald G.A., Garon C.F., Bresman-Finkelstein M., Finkelstein R.A. Characterization and possible functions of a new filamentous bacteriophage from Vibrio cholerae O139; Microbiology. 1998; 144 (Pt.2): 315-24.
34. Derbise A., Chenal-Francisque V., Pouillot F., Favolle C., Prevost M.C., Mealique C. et al. A bacillus. Mol. Microbiol. 2002; 63(4): 1145-57.
35. Chouikha I., Charrier L., Filali S., DebriseA., Carniel E. Rhorizontally acquired filamentous phage contributes to the pathogenicity of the plague Insight into the infective properties of Ypfф, the Yersinia pes-tis filamentous phage; Virology. 2010; 407 (1): 43-52.
36. Gonzalez M.D., Lichtensteiger C.A., Caughlan R., Vimr E.C. Conserved filamentous prophage in Escherichia coli O18:K1:H7 and Yersinia pestis biovar orientalis. J. Bacteriol. 2002; 184: 6050-5.
37. Brockhurst M.A., Buckling A., Rainey P.B. The effect of a bacte-riophage on diversification of the opportunistic bacterial pathogen, Pseudomonas aeruginosa. Proc. R. Soc. 2005; 272: 1385-91.
38. Webb J.S., Lan M., Kjelleberg S. Bacteriophage and phenotypic variation Pseudomonas aeruginosa biofilm development. J. Bacte-riol. 2004; 86: 8066-73.
39. Rice S.A., Hao tan Ch., Mikkelsen P. J., Kung V., Tay M., Hauser A. et al. The biofilm life cycle and virulence of Pseudomonas aeruginosa are dependent on a filamentous prophage.The ISME J. 2009; 3: 271-82.
40. Kawai M., Uchiyama I., Kabayashi L. Genome comparison in silico in Neisseria suggest integration of filamentous bacteriophage by their own transposase. DNA Research. 2005; 12: 389-401.
41. Bille E., Zahar J.-R., Perrin A., Merelle S., Kriz P., Jolley K.A. et al. A chromosomally integrated bacteriophage in invasive meningococci. J. Exp. Med. 2005; 201(12): 1905-13.
42. Yamada T. Filamentous phages of Ralstonia solanocerum: double-edged swords for pathogenic bacteria. Microbiology. 2013; 159: 1-7.
43. Addy H.S., Askora A., Kawasaki T., Fujie M., Yamada T. The filamentous phage фRSS1 enhances virulence of phytopathogenic Ralstonia solanocerum on tomato. Phytopathology. 2012; 102 (3): 244-51.
44. Addy H.S., Askora A., Kawasaki T., Fujie M., Yamada T. Loss of virulence of the phytopathogen Ralstonia solanocerum through infection by фRSM1 filamentous phages. Phytopathology. 2012; 102(5): 469-77.
45. Kamiunten H., Wakimoto S. Effect of the infection with filamentous phage Xf-2 on the properties of Xanthomonas campestris var. oryzae. Ann. Phytopathol. Soc. Jpn. 1982; 47: 627-36.
46. Tseng Y.H., Lo M.C., Lin K.C., Pen C.C., Chang K.Y. Characterization of filamentous bacteriophages фLf from Xanthomonas campestris pv. campestris. J. Gen. Virol. 1990; 71: 1881-4.
Поступила 16.04.14 Received 16.04.14
THE FILAMENTOUS BACTERIOPHAGES AND THEIR ROLE IN THE VIRULENCE AND EVOLUTION OF PATHOGENIC BACTERIA
T. S. Ilyina
Gamaleya Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology, Ministry of Health of Russian Federation, Moscow, Russia
Filamentous bacteriophages of the genus Inovirus (Inoviridae family) infect a number of Gram-negative and some Gram-positive bacteria. The role of these bactriophages in the virulence and evolution of pathogenic bacteria, such as Vibrio cholerae, Yersinia pestis, Neisseria meningitides, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, and some bacteria of agricultural plants is discussed. Key words: filamentous bacteriophages, pathogenic bacteria, virulence, evolution
