CC BY
71
___________УЧЕНЫЕ ЗАПИСКИ КАЗАНСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
Том 155, кн. 3 Естественные науки
2013
УДК 595.12:577.175.82
НЕЙРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ (ТРЕМАТОДЫ, ЦЕСТОДЫ, ТУРБЕЛЛЯРИИ): ЛОКАЛИЗАЦИЯ, ФУНКЦИЯ, РЕЦЕПТОРЫ
Т.А. Малютина, Н.Б. Теренина, Н.Д. Крещенко
Аннотация
В статье анализируются данные об иммуноцитохимической локализации, физиологических эффектах и функциональном значении нейропептида РМКРамида (и РМКРамид-подобных веществ) у представителей плоских паразитических червей - взрослых и личиночных форм трематод и цестод, а также плоских свободноживущих червей - турбелля-рий. Обсуждается вопрос о филогенетическом родстве исследуемых объектов, а также о возможности создания антигельминтных препаратов, биологической мишенью для которых могут быть нейропептидные рецепторы плоских паразитических червей (или отдельные звенья пептидергической системы этих организмов).
Ключевые слова: нейропептиды, иммуноцитохимия, плоские паразитические черви, цестоды, трематоды, турбеллярии, рецепторы.
Введение
Нейропептиды - биологически активные вещества, состоящие из различного числа аминокислотных остатков (от двух до нескольких десятков). Среди них различают олигопептиды, состоящие из небольшого числа аминокислотных остатков, и более крупные - полипептиды. Однако, по мнению специалистов, четкой границы между этими двумя группами веществ не существует. Еще более крупные аминокислотные последовательности, содержащие более сотни аминокислотных остатков, обычно называют регуляторными белками. Нейропептиды синтезируются, как правило, в нейронах центральной или периферической нервной системы животных.
Биосинтез пептидов в клетке, включая нейропептиды, подробно изучен у позвоночных животных. Синтез нейроактивных пептидов выглядит следующим образом: группирование аминокислот и других предшественников в крупные полипептидные прегормоны происходит в шероховатом эндоплазматическом ретикулуме. В аппарате Гольджи они превращаются в несколько меньшие прогормоны, которые, в свою очередь, расщепляются ферментами неспецифических протеаз на фрагменты, являющиеся активными пептидами, которые заключаются в пузырьки [1].
Многочисленными исследованиями установлено наличие нейропептидов в нервной системе всех животных. В организме человека и животных нейропептиды выполняют роль регуляторов разнообразных физиологических функций, участвуя в процессах обмена веществ и поддержании гомеостаза, воздействуя
129
130
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
на иммунные процессы, регулируя температуру тела, дыхание, мышечный тонус, организуя коммуникации между разными клетками с помощью специализированного химического сигнала. Кроме того, нейропептиды обладают способностью модулировать функции нервной и других клеток, принимать участие в осуществлении различных физиологических реакций в организме животных. Относительно недавно выявлены полифункциональные возможности нейропептидов, которые связаны со их способностью индуцировать выход определенной группы других пептидов, в результате чего первичные эффекты того или иного пептида развиваются во времени в виде цепных или каскадных процессов [2].
Нейропептиды, как и другие классические нейротрансмиттеры (например, ацетилхолин, серотонин, норадреналин), высоко специфичны в своих действиях, но различаются по силе и сложности воздействия.
Медиаторные функции нейропептидов наиболее подробно исследованы на позвоночных животных [2].
Наряду со сходством с классическими нейромедиаторами, нейропептиды отличаются от последних большей длительностью времени действия их физиологических эффектов, которые могут длиться минутами или даже часами. При этом нейропептиды могут диффундировать из мест высвобождения, перемещаться с помощью тока крови, действуя на расстоянии от тканевой мишени, а также выступать в качестве посредников во многих долго длящихся трофических эффектах (в течение нескольких дней) путем изменения состояния роста или дифференциации (разделения, разграничения) клеточных мишеней [2].
Учитывая всеобъемлющую роль нейропептидов в регуляции большинства физиологических функций у животных, в литературе высказывается мнение о том, что на самом деле существует мало биологических процессов, в которые не были бы включены нейропептиды.
Считается, что физиологическое воздействие нейропептидов на клетки-мишени реализуется через взаимодействие этих нейроактивных веществ с рецепторами, расположенными на поверхности клеток-мишеней. Это взаимодействие может быть либо локальным, либо на некотором расстоянии от места высвобождения нейропептидов и оно влечет за собой развитие физиологических событий, которые осуществляются либо при участии набора G-протеинов, активирующих вторичные мессенджеры, либо путем изменения мембранного потока ионов.
В настоящее время нейропептиды причисляют к классу универсальных химических регуляторов, имеющих ряд общих биохимических свойств и обладающих широким спектром физиологических эффектов.
Исследования физиологической роли нейропептидов у животных показали, что для проявления биологической активности большинство нейропептидов нуждается в наличии альфа-амидной группы в карбоси-терминальном окончании. Установлено, что амидирование пептидов осуществляется с помощью двух ферментов - пептидилглицин-альфа-гидроксилирующей монооксигеназы и пеп-тидил-альфа-гидроксиглицин-альфа-амидирующей лиазы, которые у большинства эукариот экспрессируются как отдельные домены единого протеина пеп-тидилглицин альфа-амидирующей монооксигеназы [3, 4].
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
131
Один из таких энзимов (пептидилглицин-альфа-гидроксилирующая монооксигеназа) идентифицирован у трематоды Schistosoma mansoni, и определена его локализация в сети аппарата Гольжи и в секреторных везикулах нервных отростков центральной и периферической нервных систем червя [5].
Настоящая статья посвящена анализу данных литературы о распределении короткого амидированного тетрапептида Phe-Met-Arg-Phe-NH2 (БМИБамид) в тканях некоторых представителей паразитических и свободноживущих плоских червей, относящихся к типу Platyhelminthes, и попытке обобщить имеющиеся в литературе данные о физиологической роли и функциях нейропептидов, включая FMRFaмид, у этих животных.
Такой выбор объектов обусловлен попыткой связать сходство в распределении нейропептидов на примере короткого нейропетида FMRFaмида в тканях некоторых представителей паразитических и свободноживущих плоских червей с их филогенетическим родством.
Впервые нейропептид FMRFaмид был выделен в 1977 г. из ганглиев моллюска Macrocallistra nimbosa [6].
В последующих исследованиях этими авторами была изучена фармакологическая активность нейропептида на целом ряде сердечных и других мышц и нейронов у различных видов моллюсков [7].
В 90-е годы прошлого столетия в литературе появились сообщения о выявлении в нервных структурах беспозвоночных животных ряда других коротких нейропептидов, родственных по химической структуре FMEF^^^ - FMEF^^a-подобных пептидов (FaRPs). К этим пептидам относятся нейропептид YIRFaмид (выделен из турбеллярии Bdelloura Candida), GYIRFaмид (выделен из турбел-лярий Dugesia tigrina и B. Candida), RYIRFaмид (выделен из наземной турбеллярии Artioposthia triangulate), GNFFRFамид (выделен из цестоды Moniezia ex-pansa) [8-11].
Сведения о присутствии FMRFамида и FMRFамид-подобных пептидов в тканях плоских червей приведены в нескольких зарубежных обзорах [12-17].
Одним из крупнейших достижений современной нейробиологии явилась разработка иммуноцитохимических методов определения локализации и идентификации нейропептидов в нервной и других тканях. Эти методы оказались одинаково применимыми для исследований, как на позвоночных, так и на беспозвоночных животных, включая свободно живущих и паразитических червей.
Для определения локализации FMRF-подобных пептидов у плоских червей обычно используют различные антитела к RFамиду, GYIRF-амиду, GYRFамиду, GNFFRFамиду, FMRFамиду, анти-пероксидазный метод и другие известные методы определения локализации FMRF-подобных пептидов в биологических объектах.
В настоящее время сочетание иммуноцитохимических и радиометрических методов, использование конфокальной микроскопии, а также молекулярногенетических методов являются основными инструментами для исследования распределения FaRP-активностей в тканях позвоночных и беспозвоночных животных.
В настоящей статье приводятся и анализируются данные об иммуноцитохимической активности и физиологических эффектах FMRFaмида и FMRFaмид-
132
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
подобных веществ, полученные при исследовании некоторых представителей плоских паразитических червей - взрослых и личиночных форм трематод и цестод, а также плоских свободноживущих червей - турбеллярий.
1. Результаты
1.1. Нейропептид FMRFaM^g у трематод.
Иммуноцитохимические исследования.
Использование антисыворотки к нейропептиду FMRFамиду показало наличие иммунореактивности к этому веществу в центральных и периферических отделах нервной системы нескольких видов трематод [14, 17].
В целом пептидергические нейроны и нервные волокна обнаружены в церебральных ганглиях, продольных нервных стволах, поперечных комиссурах взрослых и личиночных форм трематод (церкарий и метацеркарий). Иннервация пептидергическими волокнами обнаружена в прикрепительных и репродуктивных органах трематод. Предполагается, что существует иннервация пеп-тидергическими компонентами чувствительных органов стенки тела этих паразитических организмов.
Сведения о наличии и локализации нейропептидов имеются в отношении ряда представителей как взрослых форм трематод (Fasciola hepatica, Echino-stoma caproni, Echinoparyphium aconiatum, Corrigia vitta, Cryptocotyle lingua, С. concavum, Schistosoma mansoni, Gorgoderina vitelliloba, Haplometra cylin-dracea, Bucephaloides gracilescens) [14, 18-25], так и личиночных форм - метацеркарий Apatemon cobitidis proterorhini (Strigeidae), Echinostoma caproni (Echi-nostomatidae), Bucephaloides gracilescens (Bucephalidae), Opisthorchis felineus (Opisthorchidae), Microphallus piriformis (Microphallidae) [22, 26-28] и церкарий различных таксономических групп [22, 25, 29-34] трематод.
У печеночного сосальщика F. hepatica FMRFaмид-иммунореактивные нервные клетки и волокна выявлены в центральных и периферических отделах нервной системы, включая церебральные ганглии, главные нервные стволы, поперечные комиссуры. Установлено, что нервные стволы направляют к ротовой присоске тонкие отростки, образующие плексус, который иннервирует боковые стороны ротовой присоски, стенку глотки и пищевода фасциолы [12, 35, 36].
FMRFaмид-иммунореактивность выявлена в нервных элементах, иннервирующих различные структуры репродуктивной системы трематод, в том числе специализированную мускулатуру репродуктивной системы этих гельминтов. Учитывая сведения о способности FMRFaмида-подобных нейропептидов вызывать сократительный эффект мускулатуры трематод, высказывается предположение о том, что эти нейропептиды могут координировать запуск сокращений оотипа и связанных с ним протоков у этих животных [14].
Сходная картина распределения FMRFaмид-иммунореактивных нервных клеток и волокон в центральной и периферической нервной системе у F. hepatica, S. mansoni и других трематод, полученная различными исследователями в разное время, является дополнительным подтверждением тесной связи этого нейропептида с центральной и периферической нервными системами и органами и тканями, иннервируемыми ими у трематод.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
133
Физиологические исследования.
Широкое распространение нейропептидов у трематод предполагает их важную роль в нервно-мышечной физиологии этих животных, включая участие этих веществ в регуляции сократительной активности мускулатуры тела, прикрепительных органов, репродуктивной системы, мышц экскреторной и пищеварительной систем трематод [12, 14].
В литературе имеются сведения о физиологических эффектах РМЯРамида и РМИРамид-подобных пептидов, таких как ЯУ1КРамид, ОУ1КРамид и ОКРРКРамид, на интактные фасциолы и препарированные мышечные фрагменты их тела [37-39].
Экспериментально определены дозозависимые эффекты тестированных нейропептидов на амплитуду и частоту сокращений изолированных мышечных препаратов трематод и интактных червей. Так, нейропептид РМЯРамид в концентрациях 0.5 и 5 мМ вызывал достоверное увеличение амплитуды и частоты сокращений мышечных препаратов фасциолы, а пептид ОУ1КРамид в концентрациях 50 нМ, равных или больше, чем 3 мкМ, а также 0.5 и 5 мМ также вызывал значительное увеличение амплитуды и частоты сокращений изолированного мышечного фрагмента тела трематоды [39].
Эффект нейропептида ЯУ1ИРамида в концентрациях 0.5 и 5 мМ выражался только в увеличении частоты сокращения изолированного мышечного препарата [38]. В то же время этот нейропептид, по данным других авторов, в концентрации 10 мкМ стабильно увеличивал частоту и амплитуду спонтанных сокращений мышечных препаратов фасциолы, а в пороговой концентрации, равной 1 нМ, увеличивал частоту спонтанных сокращений [37]. Показано также, что нейропептид ОКРРИРамид в концентрациях 5 нМ - 5 мМ не оказывал эффекта на двигательную активность in vitro препаратов F. hepatica либо слабо увеличивал частоту спонтанных сокращений мышечных препаратов трематоды [37].
Физиологический эффект нейропептида GYIRFaмида и RУIRРамида на двигательную активность мышечных препаратов фасциолы был подтвержден другими авторами [40, 41], которые показали, что эти нейропептиды в концентрациях 5-7 мкМ вызывают возбуждающую реакцию мышечного препарата фасциолы, обладающего спонтанной двигательной активностью. Эффект выражается в увеличении частоты и амплитуды сокращений мускулатуры червя.
Установлено, что добавление в инкубационную среду ингибиторов протеаз, (предотвращающих деградацию нейропептидов), таких как иодацетамид, Z-Phe-Arg-АМС, Е-64 и др., в концентрации 100 мкМ вызывает увеличение спонтанных сокращений мускулатуры F. hepatica [41]. На изолированных мышечных волокнах другой трематоды - S. mansoni - исследован фармакологический эффект нейропептидов РМЯРамида, ЯУ1ИРамида и ООТРИРамида [42]. Метод получения изолированных мышечных волокон впервые описан в экспериментальной работе [43]. Эксперименты, выполненные на таких препаратах, дают возможность получить наиболее однозначные и достоверные результаты по сравнению с интактными червями или мышечными фрагментами их тела.
Установлено, что РМЯРамид в концентрации 1 мкМ вызывает сокращение у 75% тестируемых мышечных волокон шистосом. Нейропептид ЯУ1ИРамид был максимально эффективен в концентрации 100 нМ и вызывал сокращение
134
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
80% тестируемых мышечных волокон трематод. Показано, что нейропептид ОКРРКРамид в концентрации 10 мкМ вызывает сокращение у 75% тестируемых мышечных волокон [42].
Исследование активности специфических антагонистов РМЯРамид-рецеп-торов позвоночных животных показало, что d-изомер РМЯРамида препарат FMR-d-Рамид существенно блокирует фармакологическое воздействие нейропептидов РМКРамида, RYIRFaмида и GNFFRFaмида на мышечные волокна шисто-сомы Установлено также, что удаление из инкубационной среды ионов Са2 предотвращает сократительные эффекты нейропептидов на мускулатуре шис-тосом, а классические блокаторы кальциевых каналов (никардипин, верапамил, дилтиазем) не влияют на эффекты нейропептидов, в то время как блокатор кальциевых каналов никардипин в концентрации 10 мкМ угнетает сокращения изолированных мышечных волокон, индуцированные высокой концентраций ионов К+ в инкубационной среде [42].
Нейропептидный рецептор.
Долгое время вопрос о наличии у плоских червей специфического(их) ней-ропептидного(ых) рецептора(ов) - структуры, распознающей нейропептиды, был исключительно гипотетичным.
Однако относительно недавно было установлено, что фармакологический эффект нейропептида GYIRFaмида на спонтанную мышечную активность препаратов фасциолы реализуется или может быть реализован через G-протеин-свя-занный рецептор при участии вторичных мессенжеров фосфолипазы С и протеинкиназы С [39].
В дальнейшем в результате применения современных методов молекулярной биологии у трематоды S. mansoni было выявлено большое количество пептидных G-протеин-связанных рецепторов, посредством которых может быть осуществлен физиологический эффект нейропептидов [44]. В то же время до сих пор ни один из тестированных на шистосоме нейропептидов не выделен из тканей трематод. Этот факт объясняют в литературе рядом методических трудностей, связанных как с самой процедурой выделения нейропептидов и получением анти-сывороток к нейропептидам, так и сложным морфологическим строением плоских паразитических червей, их препарированием, малыми размерами тела и проблемой получения достаточного количества биологического материала для биохимических исследований.
1.2. Нейропептид FMRFaM^a у цестод.
Иммуноцитохимические исследования.
Первые сведения о наличии FMRFaмидной иммунореактивности у паразитических ленточных плоских червей были получены в экспериментах на цесто-дах Diphyllbothrium dendriticum (процеркоид, плероцеркоид, взрослые формы) и Schistocephalus solidus [45-47].
Так, у цестоды D. dendriticum положительная реакция выявлена в нервных волокнах, иннервирующих сколекс, в главных нервных стволах, в периферической нервной сети и в нервных терминалях на внутренней стороне ботридий.
У цестоды Schistocephalus solidus FMRFaмид-иммунореактивность была обнаружена в различных отделах центральной и периферической нервных систем
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
135
паразита и имела сходную картину в распределении нейропептида РМИБамида с цестодой D. dendriticum.
Кроме того, пептидергические компоненты выявлены в центральных и периферических отделах нервной системы у взрослых и личиночных форм цестод других таксономических групп, в том числе отр. Cyclophyllidea у взрослых форм Echinococcus granulosus [48], Hymenolepis diminuta [49], Moniezia expansa [50], Echinococcus multilocularis [51], личиночных форм E. multilocularis и Echinococcus granulosus (протосколексы) [48, 52], Hymenolepis diminuta (цистицеркоиды) [53], Mesocestoides corti (тетратиридии) [54], отр. Pseudophyllidea у Triaenophorus nodu-losus [55], отр. Spatheobothriidea у взрослых форм Cyathocephalus truncatus [56], отр. Tetraphylidea у Proteocephalus exigius [57], отр. Caryophyllidea у Caryophyllaeus laticeps [58].
Иммуноцитохимическое определение FMRFамида у цестоды Cyathocephalus truncatus выявило положительную иммунореактивность к FMRFамиду в области головных ганглиев, в волокнах, идущих от ганглия к краю сколекса, в продольных нервных стволах, многочисленных комиссурах между ними, в сети нервных волокон поверхности тела [56]. Кроме того, FMRFамид-положительные волокна и мелкие клетки обнаружены в различных отделах репродуктивной системы цестоды, в том числе вокруг отверстия цирруса, а также вблизи утеро-ваги-нального атриума.
У взрослой формы E. multilocularis специфическое для нейропептида FMRFамида окрашивание выявляется в нервных волокнах ганглиев сколекса, в продольных стволах, идущих вдоль тела. Показано, что волокна, содержащие FMRFамид, иннервируют мускулатуру хоботка и присосок червя. Иммуноспецифическая реакция к FMRFамиду отмечена также в области репродуктивного отверстия паразита [51].
У плероцеркоида Phyllobothrium caudatum иммунореактивность к нейропептиду FMRFамиду выявлена в сколексе, в центральной нервной системе, в продольных нервных стволах, число которых составляет 5-6 пар, и в поперечных комиссурах, связывающих их. Густая сеть из FMRFамидергических нервных волокон обнаружена в ботридиях плероцеркоида [59].
Полученные данные о наличии иммунореактивности в нервных структурах, иннервирующих соматическую мускулатуру тела и специализированную мускулатуру прикрепительных и репродуктивных органов цестод, дают основание предположить, что функциональное значение нейропептида FMRFамида у цес-тод может быть связано с регуляцией активности мускулатуры тела, прикрепительных и репродуктивных органов этих ленточных паразитов.
Физиологические исследования.
В современной литературе представлено относительно мало сведений о чувствительности соматической и специализированной мускулатуры ленточных паразитов к FMRFaмиду и FMRFaмид-подобным нейропептидам.
В экспериментах на интактных личинках (тетратиридиях) цестоды Mesocestoides corti исследована фармакологическая активность нейропептидов GNFFRFaмида (пороговая концентрация 100 нМ), YIRFaмида (пороговая концентрация 10 мМ) и GYIRFа (пороговая концентрация 30 мМ) [60].
136
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
Установлено, что все тестируемые нейропептиды обладают дозозависимыми возбуждающими эффектами на соматическую мускулатуру тетратиридий. При этом наиболее эффективным из исследованных нейропептидов оказался ОКРРКРамид. На основании этих данных высказано предположение о структурной консервативности РМКРамид-подобных нейропептидов цестод, учитывая тот факт, что нейропептид ОКРРКРамид был выделен впервые именно из ткани цестод (Moniezia expansa) [60].
Нейропептидный рецептор.
В современной литературе отсутствуют прямые данные, подтверждающие наличие нейропептидных рецепторов на мускулатуре цестод. Однако более высокая чувствительность мускулатуры личинок цестод M. corti к нейропептиду ОКРРКРамиду, выделенному из тканей цестод, по сравнению с нейропептидами, выделенными из турбеллярий (УШРамид и GYIEP^^^, может служить косвенным доказательством наличия FMRFaмид-подобных рецепторов у цестод, хотя строгая идентификация и подтверждение специфичности таких рецепторов на(в) мускулатуре ленточных червей требуют специальных исследований.
1.3. Нейропептид FMRFaM^g у турбеллярий.
Иммуноцитохимические исследования.
FMFRамидная иммунореактивность выявлена в нервной системе у ряда свободноживущих плоских червей (турбеллярий), среди которых можно отметить следующие виды: Microstomum lineare [61], Stenostomum leucops [62], Microdalyella fusca, Protostoma marmoratum, Typhloplana viridata, Gyratrix hermaphroditus, Archila unipunktata [63], Polycelis nigra [63, 64], Convoluta paradoxa, Notoplana atomata, Temnocephala minor, Syndesmis franciscana, Pterastericol australis, Bdellasimilis barwicki, Polycelis felina [65], Dugesia (Girardia) tigrina [66-69], Arthiopostia triangulata, Dendrocoelum lacteum [64, 70], Bdelloura candada [71, 72], Planaria torva [73], Procerodes littoralis [66, 74], Castrella truncata [75], Microstomum lignano [76], Schmidtea mediterranea [77], Polycelis tenuis [69, 70].
Исследования, проведенные на планариях (Turbellaria, Tricladida), выявили в центральной и периферической нервных системах этих животных присутствие FMRF-иммунопозитивных клеток и волокон [66-68, 73, 74, 78].
В центральной нервной системе многих видов планарий FMRF-подобная иммунореактивность выявлена, в частности, в нервных клетках и волокнах парного головного (церебрального) ганглия, в парных вентральных нервных стволах, простирающихся вдоль боковых сторон тела, в дорзальных нервных стволах (тех видов, у которых эти стволы ярко выражены), в поперечных комиссурах, соединяющих нервные стволы. У планарий P. littoralis, B. candida, P. tenuis, головной ганглий интенсивно окрашен антителами к GYIRFамиду или FMRFамиду [66, 69, 70, 74, 80]. Тела FMRFамид-иммунопозитивных нервных клеток обычно располагаются на периферии головного ганглия, в то время как его центральную область занимает плотное скопление отростков, так называемый «нейропиль», иммунопозитивных к FMRFамиду, GYIRFамиду или RFамиду [66, 67, 70].
Установлено, FMRFамид-иммунопозитивные клетки, находящиеся вокруг нервных узлов, которые образуются на пересечении продольных нервных стволов и поперечных комиссур, являются в основном биполярными и мультиполярными
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
137
нейронами с множеством разветвляющихся отростков, простирающихся в разных направлениях [77].
Периферическая нервная система планарий, сформированная из двух нервных сетей - субэпителиальной и субмышечной, иннервирует все периферические органы тела (глотку, разветвленный слепой кишечник, половые органы) и осуществляет контроль жизнедеятельности всех важных органов и систем червя, включая пищеварительную, мышечную, репродуктивную системы.
В периферической нервной системе планарий P. tenuis, G. tigrina и S. medi-terranea FMRF-иммунопозитивная окраска была выявлена в многочисленных нервных волокнах и телах нейронов [77].
У планарий выявлена интенсивная окраска к FMRFамиду и GYIRFамиду в автономной глоточной нервной системе, включая нервные структуры якорного аппарата глотки, который удерживает глотку в глоточном кармане и обеспечивает ее подвижность в процессе нагнетания пищи в кишечник [66, 68-70, 76, 79, 80].
FMRF-подобные иммунопозитивные нервные элементы (волокна, нервные клетки) выявлены в мускулатуре стенки тела планарий B. Candida, G. tigrina, S. mediterranea [68, 72, 78, 79], в разветвленных отделах кишечника и репродуктивной системы плоского червя Polycelis tenuis [69], а также вокруг фоторецепторных органов у G. tigrina и S. mediterranea, расположенных на переднем конце тела над церебральным ганглием, и фоторецепторов, окаймляющих передний отдел тела у P. tenuis [77].
Физиологические исследования.
Первые физиологические исследования на единичных мышечных клетках турбеллярий по определению фармакологической активности нейропептидов и других биологически активных веществ были начаты в 1994 г. [82]. В результате исследований на изолированных мышечных волокнах планарий Bdelloura Candida не было обнаружено какого-либо эффекта от воздействия на мышечные волокна пептидов FMRFамида и SDPFLRFамида в концентрации 10 мкМ [72].
Однако в последующих работах был выявлен дозозависимый эффект пептидов GYIRFамида, RYIRFамида, YIRFамида на изолированные мышечные волокна Bdelloura candida, который выражался в сократительной реакции мышечных волокон червя [82].
Фармакологические эффекты FMRFaмид-подобных нейропептидов GYIR-Faмида, YIRFaмида и GNFFRFамида довольно подробно изучены на изолированных мышечных клетках планарии Procerodes littoralis [83]. Установлено, что все испытанные вещества вызывали дозозависимую сократительную реакцию изолированных мышечных волокон червя. Так, GYIRFaмид в концентрации 10 мкМ вызывал сокращение у более 70% мышечных волокон, используемых в экспериментах, YIRFaмид в концентрации 10 мкМ - примерно у более 70% мышечных волокон, а GNFFRFамид в концентрации 10 мкМ - только примерно у 30% мышечных волокон.
Эти данные могут свидетельствовать о том, что нейропептидный(е) рецеп-тор(ы) свободно живущих и паразитических плоских червей наряду со сходством имеют фармакологические отличия и не являются идентичными.
138
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
На мышечных волокнах планарии P. littoralis был испытан препарат GYIR-d-Рамид, являющийся аналогом нейропептида GYIRFaмида и обладающий конкурентными свойствами по отношению к пептидным рецепторам. Показано, что GYIR-d-Бамид в концентрациях 1-1000 мкМ не имел никакого эффекта на изолированные мышечные волокна планарии, но будучи введенным в инкубационную среду в концентрации 100 мкМ вместе с GYIRFамидом (10 мкМ) вызывал значительное достоверное уменьшение сократительных ответов мышечных волокон. Сходное достоверное уменьшение сократительных реакций мышечных волокон на YIRFaмид и GNFFRFамид было отмечено при добавлении в инкубационную среду 100 мкМ GYIR-d-Faмида. Уменьшение сократительных реакций мышечных волокон в ответ на воздействие YIRFaмида и GNFFR-Fамида в присутствии GYIR-d-Faмида указывает на способность последнего связывать мышечные нейропептидные рецепторы планарий. Кроме того, способность GYIR-d-Faмида ослаблять эффекты на мышечных волокнах всех трех испытанных нейропептидов может свидетельствовать о слабой фармакологической избирательности нейропептидного рецептора(ов) планарий по отношению к ингибиторам таких рецепторов.
В последние 10-12 лет начаты исследования по определению роли FMRF-амида и FMRFaмид-подобных нейропептидов в регенеративных процессах различных органов у планарий [84-86]. Следует отметить, что свободноживущие представители плоских червей, планарии, давно используются в качестве удобной биологической модели для исследования регуляторных функций нейропептидов на процессы морфогенеза и развития [87].
Нейропептидный рецептор.
Впервые пептидный G-протеин-связанный рецептор (GPCR) был идентифицирован у планарий Girardia tigrina (Turbellaria, Dugesiidae), и было показано, что он активируется различными FMRF-подобными пептидами, среди которых наибольшей активностью отличался пептид GYIRFамид [88].
Установлено также, что сократительный эффект FMRFaмид-подобных пептидов на мускулатуре планарий P. littoralis реализуется посредством G-протеин связанного рецептора и двух вторичных мессенджеров, одним из которых является цАМФ и протеинкиназа А, а вторым - фосфоинозитол дифосфат (4,5) и протеинкиназа C [89].
2. Обсуждение
Многочисленные сообщения о выявлении нейропептидов, в частности оли-гопетидов (состоящих из небольшого числа остатков альфа-аминокислот, соединенных пептидными связями), в нервных, мышечных, репродуктивных и других структурах тела у различных представителей типа Platyhelminthes, опубликованные за последние 15-20 лет, свидетельствуют о широком распространении коротких нейропептидов в центральной и периферической нервных системах плоских свободноживущих и паразитических червей. Такое представительство нейропептидов в нервной системе плоских червей служит одним из важных аргументов, подтверждающих существующую точку зрения о том, что примитивные нервные системы по существу являются пептидергическими по своей природе [90].
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
139
Известно, что нервная система плоских червей всегда была трудна для анатомических исследований и ее невозможно было описать с помощью традиционного окрашивания с использованием метиленового синего или окрашивания по Гольджи либо с помощью импрегнации золотом и хлоридом серебра, и она не поддавалась ультраструктурной реконструкции с помощью серийных срезов [90]. Основная трудность заключается в том, что все структуры нервной системы плоских червей погружены в паренхиматозную ткань, поэтому практически невозможно препарировать нервные структуры плоских червей и свободно отделить их от остальной части тела. Поэтому большинство опубликованных данных представляет собой результаты иммуноцитохимических исследований, проведенных на нескольких видах свободноживущих плоских червей, включая планарий, и паразитических червях - трематодах и цестодах. Эти исследования были существенно усилены за счет применения конфокальной сканирующей лазерной микроскопии, позволяющей видеть исследуемые нейрональные элементы и структуры в трехмерном изображении [22, 32, 91].
Анализ литературы показал, что с помощью современных иммуноцитохимических и радиоиммуннометрических методов исследования пептидергические нервные элементы выявлены на всех стадиях жизненного цикла плоских паразитических червей. Так, у трематод они обнаружены в мирацидиях и церкариях трематоды S. mansoni [32], а также в мирацидиях, церкариях и редиях F. hepatica [31].
У цестод пептидергические нервные клетки были выявлены у процеркоидов, плероцеркоидов и цистицеркоидов Diphyllobotrium dendriticum [45, 46], Hyme-nolepis diminuta [53], Trilocularia acanthiaevulgaris [92] и других видов цестод.
Широко представленная РМЯРамидная иннервация таких органов и тканей, как соматическая мускулатура и специализированная мускулатура прикрепительных органов, репродуктивных органов (у паразитических червей), выделительные и пищеварительные структуры (у планарий и трематод), покровные ткани (тегу-мент у цестод и трематод), глотка (планарии, трематоды), однозначно указывает на важную биологическую роль нейропептида в обеспечении жизнедеятельности плоских свободноживущих и паразитических представителей типа Platyhelminthes.
В то же время большинство авторов публикаций приходит к общему мнению о том, что конкретная(ые) физиологическая(ии) функция(ии) и механизм действия нейропептидов, включая РМЯРамид и РМЯРамид-подобные пептиды, у плоских червей четко не определены.
Возможно, что одной из причин трудности определения физиологической функции нейропептидов, в том числе РМЯРамида и РМЯРамид-подобных пептидов, у плоских червей является полифункциональность этих нейроактивных веществ. Полифункциональность нейропептидов и взаимное перекрывание функций между различными нейропептидами были впервые выявлены в многочисленных исследованиях на более высокоорганизованных животных [2].
Хотя к настоящему времени не так много представлено сведений, объясняющих физиологическую роль нейропептидов у плоских червей, тем не менее, к обсуждению этого вопроса можно было бы отнести следующее.
Анализ представленных в литературе данных показывает, что функциональная роль нейропептидов больше изучена у свободноживущих плоских червей турбеллярий, чем у паразитических червей.
140
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
Установлено, что нейросекреторные вещества, в частности нейропептиды, могут быть вовлечены в контролирование регенерации и половой продукции у некоторых видов планарий, в том числе могут стимулировать созревание и дифференциацию гамет из необластов [93]. Недавно показано, что нейропептид РМКРамид в концентрациях 1.10-8 - 1.10-6 М ускоряет срок восстановления пищевой реакции вновь сформированной глотки Girardia tigrina, что может свидетельствовать о регуляторной роли нейропептидов в процессе восстановления функции глотки в ходе регенерации у планарий [85, 86].
Учитывая сведения о локализации РМКРамид-иммунопозитивных нейронов и их отростков в таких отделах тела планарий, как кончик головы, фоторецепторы, аурикулы, боковые края тела, ротовое отверстие, репродуктивная система (если есть), в которых, вероятно, локализованы разнообразные рецепторные структуры, высказывается предположение о том, что нейропептиды, возможно, принимают непосредственное участие в регулировании сложных поведенческих реакций у планарий, включая ориентацию в среде обитания, обнаружение и ловлю добычи, питание, реакцию на свет, химический состав воды [94].
В отношении возможной физиологической роли нейропептидов у плоских паразитических червей на примере шистосом можно выделить следующее.
Физиологический механизм, посредством которого РМИРамид и РМЯРамид-подобные пептиды реализуют сократительное действие на изолированные мышечные волокна шистосом, пока полностью не раскрыт, хотя установлено, что для проявления биологической активности нейропептиды должны иметь в своей формуле амидированный С-терминальный остаток, а инкубационная среда обязательно должна содержать внеклеточный Са2 [42].
Установлено, что РМИРамид и РМИРамид-подобные пептиды не влияют на двигательную активность интактных шистосом in vitro [42]. Этот факт авторы объясняют тем, что исследованные пептиды не способны проникать через те-гумент червей и, возможно, по этой причине не достигают своих рецепторов, а разрушаются протеазами паразитов. В то же время высокая чувствительность изолированных мышечных волокон шистосом к FMRFaмид и РMRРaмид-по-добным пептидам свидетельствует о том, что рецепторы, узнающие эти вещества, локализованы на мышечных волокнах червя.
Многочисленные исследования, проведенные на плоских паразитических червях, продемонстрировали обильную пептидную иммунореактивность в различных отделах их центральной и периферической нервных систем. В периферической нервной системе иммунореактивность выявлена главным образом в нервных плексусах, которые иннервируют соматическую мускулатуру, присоски и мышечные волокна, которые обслуживают выделительную и репродуктивную системы, предполагаемые сенсорные органы, а также волокна, связанные с гонадами [95, 96]. У трематоды S. mansoni пептидная иммунореактивность выявлена в выстилке гинекофорного канала и в нервах, иннервирующих дорзальные бугорки у самца [97].
Таким образом, с большой долей вероятности можно говорить о том, пеп-тидергческие элементы вовлечены в регуляцию двигательной активности соматической мускулатуры тела червей, прикрепительных органов (присосок), а также специализированной мускулатуры, которая ответственна за приток яйцеклеток и
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
141
желточных клеток в яичную камеру и за выход вновь образованных яиц в матку, что может предполагать наличие и участие нейропептидрегулируемого механизма продукции яиц у плоских паразитических червей [90, 95, 96, 98].
В связи с проблемой резистентности паразитических червей к ряду известных антипаразитарных препаратов и необходимостью поиска новых лекарственных средств, которые могли бы эффективно и направленно воздействовать на наиболее уязвимые компоненты нервной системы плоских паразитических червей, в литературе давно обсуждается вопрос о возможности использования отдельных звеньев пептидергической системы паразитов в качестве нейрофизиологических мишеней для новых лекарственных веществ [42, 91, 98].
С теоретической точки зрения из многообразия предполагаемых способов ограничения паразитарной инвазии, вызываемой плоскими паразитическими червями, наиболее реальными путями вмешательства в деятельность пептидергической системы плоских паразитов может быть создание лекарственных веществ, препятствующих синтезу собственных нейропептидов, способность к которому обнаружена у этих паразитов [90].
Другой реальной мишенью могут быть нейропептидные рецепторы, посредством которых пептиды осуществляют свое воздействие, например, на мышечные клетки трематод и цестод.
Ранее отмечалось, что низкие концентрации тетрапептида РМИБамида, пептидов ЯУ1КРамида и ОКБРИРамида вызывают сокращение мышечных фрагментов тела фасциолы, изолированных мышечных волокон шистосомы и соматической мускулатуры интактных личинок (тетратиридий) цестоды Mesocestoides corti [41, 42, 60].
В результате физиологических исследований было установлено, что антагонист РМКРамидных рецепторов - FMR-d-Рамид - резко снижает способность нейропептидов вызывать сокращение мышечных волокон шистосомы. Эти данные могут быть взяты за основу для создания лекарственных веществ, конкурирующих с эндогенными нейропептидами за взаимодействие с пептидным рецептором соматической мускулатуры плоских паразитов.
Такой же эффект, вероятно, антагонисты типа FMR-d-Рамида могут иметь и на нейропептидных рецепторах мускулатуры прикрепительных органов плоских паразитов. Конечным результатом воздействия таких потенциальных антипаразитарных веществ может стать снижение двигательной активности соматической мускулатуры тела паразитов и открепление червей от биологического субстрата. Поводом к такому предположению служат данные о выявлении обильной иммунореактивности в нервных волокнах, иннервирующих мускулатуру ротовой и брюшной присосок трематод [12, 35, 36]. Аналогичным способом, теоретически, можно вмешаться и в нейропептидрегулируемый механизм продукции и продвижения яиц по специализированным отделам половой системы у плоских паразитических червей.
Любой из предполагаемых способов воздействия на пептидергический компонент нервной системы паразитических плоских червей при возможности его реализации будет способствовать снижению паразитарной инвазии их хозяев -человека и животных - и паразитарного загрязнения окружающей среды.
142
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
Полифункциональность нейропептидов и трудности в определении основных физиологических функций этих веществ, выявленные первоначально в физиологических исследованиях на высокоорганизованных животных, вероятно, свойственны и нейропептидами, обнаруженным с помощью современных иммунохимических, радиометрических и молекулярных методов, в центральной и периферической нервных системах относительно примитивных животных, относящихся к типу Platyhelminthes.
Оценка физиологических функций нейропептидов может значительно осложняться и в результате того, что протеолитическая деградация нейропептидов, как известно, часто не является простым их разрушением, а может привести к образованию нового биоактивного вещества пептидной природы, активность которого не совпадает с активностью исходного нейропептида [2].
В связи с этим становится частично объяснимым тот факт, что выявленные обильные пептидные иммунореактивности в нервных структурах у плоских паразитических червей до сих пор не могут быть однозначно сопоставимы с их физиологической функцией у исследованных паразитических организмов.
Литература
1. Шеперд Г. Нейробиология. - М.: Мир, 1987. - Т. 2. - 368 с.
2. Ашмарин И.П., Каменская М.А. Нейропептиды в синаптической передаче // Итоги науки и техники. Сер. Физиология человека и животных. - М: ВИНИТИ, 1988. -Т. 34. - 184 с.
3. Eipper B.A., Stoffers D.A., Mains R.E. The biosynthesis of neuropeptides: peptide alpha-amidation // Annu Rev. Neurosci. - 1992. - V. 15. - P. 57-85.
4. Eipper B.A., Milgram S.L., Husten E.J., Yun H.Y., Mains R.E. Peptidylglycine alpha-amidating monooxygenase: a multifunctional protein with catalytic, processing, and routing domains // Protein Sci. - 1993. - V. 2, No 4. - P. 489-497.
5. Mair G.R., Niciu M.J., Stewart M.T., Brennan G., Omar H., Halton D.W., Mains R., Eipper B.A., Maule A.G., Day T.A. A functionally atypical amidating enzyme from the human parasite Schistosoma mansoni // FASEB J. - 2004. - V. 18, No 1. - P. 114-121.
6. Price D.A., Greenberg M.J. Structure of a molluscan cardioexcitatory neuropeptide // Sciense. - 1977. - V. 197. - P. 670-671. - doi: 10.1126/science.877582.
7. Price D.A., Greenberg M.J. The pharmacology of the molluscan cardioexcitatory neuropeptide FMRFamide // Gen. Pharmacol. - 1980. - V. 11, No 2. - P. 237-241.
8. Maule A., Shaw C., Halton D., Thim L. GNFFRFamide: a novel FMRFamide-immuno-reactive peptide isolated from the sheep tapeworm, Moniezia expansa // Biochem. Bio-phys. Res. Commun. - 1993. - V. 193, No 3. - P. 1054-1060.
9. Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Curry W.J., Thim L. RYIRFamide: a turbellarian FMRFamide-related peptide (FaRP) // Regul. Pept. - 1994. - V. 50, No 1. - P. 37-43.
10. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Baguna J. GYIRFamide: a novel FMRFamide-related peptide (FaRP) from the triclad turbellarian, Dugesia tigrina // Bio-chem. Biophys. Res. Commun. - 1995. - V. 209, No 2. - P. 689-697.
11. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Blair K.L., Brennan G.P., Price D.A., Anderson P.A. Isolation, localization, and bioactivity of the FMRFamide-related neuropeptides GYIRFamide and YIRFamide from the marine turbellarian Bdelloura candida //
J. Neurochem. - 1996. - V. 67, No 2. - P. 814-821.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
143
12. Day T.A., Maule A.G. Parasitic peptides! The structure and function of neuropeptides in parasitic worms // Peptides. - 1999. - V. 20, No 8. - P. 999-1019.
13. Maule A.G., Mousley A., Marks N.J., Day T.A., Thompson D.P., Geary T.G., Halton D.W. Neuropeptide signaling systems - potential drug targets for parasite and pest control // Curr. Top. Med. Chem. - 2002. - V. 2, No 7. - P. 733-758.
14. Halton D.W., Maule A.G. Flatworm nerve-muscle: structural and functional analysis // Can. J. Zool. - 2004. - V. 82, No 2. - P. 316-333. - doi: 10.1139/z03-221.
15. Mousley A., Marks N.J., Maule A.G. Neuropeptide signalling: a repository of targets for novel endectocides? // Trends Parasitol. - 2004. - V. 20, No 10. - P. 482-487.
16. McVeigh P., Kimber M.J., Novozhilova E., Day T.A. Neuropeptide signalling systems in flatworms // Parasitology. - 2005. - V. 131. - P. S41-S55.
17. Halton D.W., Gustafsson M.K.S. Functional morphology of the platyhelminth nervous system // Parasitology. - 1996. - V. 113. -P. S47-S72.
18. Gustafsson M.K.S. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides and serotonin in the nervous system of adult Schistosoma mansoni // Parasitol. Res. - 1987. - V. 74, No 2. - P. 168-174.
19. McKay D.M., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Occurrence and distribution of putative neurotransmitters in the frog-lung parasite Haplometra cylindracea (Trematoda: Digenea) // Parasitol. Res. - 1990. - V. 76, No 6. - P. 509-517.
20. Magee C.A., Cahir M., Halton D.W., Johnston C.F., Shaw CCytochemical observations on the nervous system of adult Corrigia vitta // J. Helminthol. - 1993. - V. 67, No 3. -P. 189-199.
21. McKay D.M., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Cytochemical demonstration of cholinergic, serotoninergic and peptidergic nerve elements in Gorgoderina vitel-liloba (Trematoda: Digenea) // Int. J Parasitol. - 1991. - V. 21, No 1. - P. 71-80.
22. Sebelova S., Stewart M.T., Mousley A., Fried B., Marks N.J., Halton D. W. The musculature and associated innervation of adult and intramolluscan stages of Echinostoma caproni (Trematoda) visualised by confocal microscopy // Parasitol. Res. - 2004. -V. 93, No 3. - P. 196-206.
23. Mair G.R., Maule A.G., Day T.A., Halton D.W. A confocal microscopical study of the musculature of adult Schistosoma mansoni // Parasitology. - 2000. - V. 121, Pt. 2. -P. 163-170.
24. Stewart M.T., Marks N.J., Halton D.W. Neuroactive substances and associated major muscle systems in Bucephaloides gracilescens (Trematoda: Digenea) metacercaria and adult // Parasitol. Res. - 2003. - V. 91, No 1. - P. 12-21.
25. Теренина Н.Б., Толстенков О.О., Густафссон М., Осипова О.С.,Куклин В.В., Куклина М.М. Нервная и мышечная система церкарий и взрослых форм трематод Cryptocotyle lingua и C. concavum (Heterophyidae) // Рос. паразитол. журн. - 2010. -№ 1. - C. 22-29.
26. Stewart M.T., Mousley A., Koubkova B., Sebelova S., Marks N.J., Halton D.W. Gross anatomy of the muscle systems and associated innervation of Apatemon cobitidis pro-terorhini metacercaria (Trematoda: Strigeidea), as visualized by confocal microscopy // Parasitology. - 2003. - V. 126, Pt. 3. - P. 273-282.
27. Теренина Н.Б., Толстенков О. О., Густафссон М., Мовсесян С. О. Серотонинергиче-ские компоненты в нервной системе метацеркарий Microphallus piriformis (Odhner, 1905): Trematoda, Microphallidae // Рос. паразитол. журн. - 2011. - № 2. - C. 93-98.
28. Terenina N., Gustafsson M., Tolstenkov O., Movsesyan S. Serotonin and neuropeptide immunoreactivities in metacercariae of some trematodes // XI European Multicolloquium of Parasitology EMOP 11: Int. Proc. - Bologna, Italy: Editografica, 2013. - P. 73-76.
144
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
29. Сербина Е.А., Толстенков О. О., Теренина Н.Б. Церкарии Sphaerostomum globiporum (Rudolphi, 1802): Trematoda, Opecoelidae - биология, распространение, морфофункциональная характеристика // Труды Центра паразитологии. ИПЭЭ РАН. - М.: Наука, 2012. - T. 47. - C. 230-238.
30. Pan J.Z., Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Johnston C.F. Serotonin and neuropeptide immunoreactivities in the intramolluscan stages of three marine trematode parasites // Parasitol. Res. - 1994. - V. 80, No 5. - P. 388-395.
31. Теренина Н.Б. Нейромедиаторы у гермафродитного поколения трематод // Междунар науч. конф. «Современные проблемы общей паразитологии». - М., 2012. - C. 347-351.
32. Skuce P.J., Johanston C.F., Fairweather I., Halton D.W., Shaw C. A confocal scanning laser microscope study of the peptidergic and serotoninergic components of the nervous system in larval Schistosoma mansoni // Parasitology. - 1990. - V. 101, Pt. 2. - P. 227-234.
33. Terenina N.B., Tolstenkov O., Fagerholm H.P., Serbina E.A., Vodjanitskaja S.N., Gus-tafsson M.K.S. The spatial relationship between the musculature and the NADPH-diapho-rase activity, 5-HT and FMRFamide immunoreactivities in redia, cercaria and adult Echinoparyphium aconiatum (Digenea) // Tissue Cell. - 2006. - V. 38, No 2. - P. 151-157.
34. Tolstenkov O.O., Akimova L.N., Terenina N.B., Gustafsson M.K.S. The neuromuscular system in freshwater furcocercaria from Belarus. II Diplostomidae, Strigeidae, and Cyatho-cotylidae // Parasitol. Res. - 2012. - V. 110, No 2. - P. 583-592.
35. Halton D. W., Shaw C., Maule A.G., SmartD. Regulatory peptides in helminth parasites // Adv. Parasitol. - 1994. - V. 34. - P. 163-227.
36. Mousley A., Maule A.G., Halton D.W., Marks N.J. Inter-phyla studies on neuropeptides: the potential for broad-spectrum anthelmintic and/or endectocide discovery // Parasitology. -2005. - V. 131S. - P. S143-S167.
37. Marks N.J., Johnson S., Maule A.G., Halton D.W., Shaw C., Geary T.G., Moore S., Thompson D.P. Physiological effects of platyhelminth RFamide peptides on muscle-strip preparations of Fasciola hepatica (Trematoda: Digenea) // Parasitology. - 1996. -V. 113, Pt 4. - P. 393-401.
38. Graham M.K., Faiweather I., McGeown J.G. The effects of FaRPs on the motility of isolated muscle strips from the liver fluke, Fasciola hepatica // Parasitology. - 1997. -V. 114, Pt. 5. - P. 455-465.
39. Graham M.K., Faiweather I., McGeown J.G. Second messengers mediating mechanical responses to the FARP GYIRFamide in the fluke Fasciola hepatica // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. - 2000. - V. 279, No 6. - Р. 2089-2094.
40. Campbell L.A., Halton D.W., Marks N., Day T.A., Maule A. Comparative studies on the structure-activity requirements of the RYIRFamide receptor in Fasciola hepatica and Procerodes littoralis // Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). - Vancouver, Canada, 2002. - P. 159-162.
41. Крещенко Н.Д., Нетреба М.В., Теренина Н.Б., Толстенков О.О., Рейтер М., Гус-тафссон М. Морфо-функциональные характеристики мускулатуры паразитических и свободноживущих червей // Материалы Междунар. науч. конф., посвящ. 130-летию акад. К.И. Скрябина «Биоразнообразие и экология паразитов наземных и водных ценозов». - М., 2008. - Т. 1. - C. 176-179.
42. Day T.A., Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Moore S., Bennett J.L., Pax R.A. Platyhelminth FMRFamide-related peptides (FaRPs) contract Schistosoma mansoni (Trematoda: Digenea) muscle fibres in vitro // Parasitology. - 1994. - V. 109, Pt. 4. - P. 455-459.
43. Blair K.L., Day T.A., Lewis M.C., Bennett J.L., Pax R.A. Studies on muscle cells isolated from Schistosoma mansoni: a Ca2+-dependent K+ channel // Parasitology. - 1991. -V. 102, Pt. 2. - P. 251-258.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
145
44. Zamanian M., Kimber M.J., McVeigh P., Carlson S.A., Maule A.G., Day T.A. The repertoire of G protein-coupled receptors in the human parasite Schistosoma mansoni and the model organism Schmidtea mediterranea // BMC Genomics. - 2011. - V. 12. - P. 596. -doi: 10.1186/1471-2164-12-596.
45. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C. Peptidergic and aminergic neurons in adult Diphyllo-bothrium dendriticum Nitzsch, 1824 (Cestoda, Pseudophyllidea) // Z. Parasitenkd. -1981. - V. 64, No 2. - P. 121-134.
46. Gustafsson M.K., Wikgren M.C., Karhi T.J., Schot L.P.C. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides and serotonin in the tapeworm Diphyllobothrium dendriticum // Cell Tissue Res. - 1985. - V. 240, No 2. - P. 255-260.
47. Бисерова Н.М., Корнева Ж.В. Онтогенетическое развитие нервной системы цестод и амфилинид // Зоология беспозвоночных. - 2006. - T. 3, Вып. 2. - С. 157-184.
48. Fairweather I., McMullan M.T., Johnston C.F., Rogan M.T., Hanna R.E. Serotoninergic and peptidergic nerve elements in the protoscolex of Echinococcus granulosus (Cestoda, Cyclophyllidea) // Parasitol. Res. - 1994. - V. 80, No 8. - P. 649-656.
49. McKay D.M., Fairweather I., Johnston C.F., Shaw C., Halton D.W. Immunocytochemical and radioimmunometrical demonstration of serotonin- and neuropeptide-immunoreactivities in the adult rat tapeworm, Hymenolepis diminuta (Cestoda, Cyclophyllidea) // Parasitology. -1991. - V. 103, Pt. 2. - P. 275-289.
50. Maule A.G., Halton D.W. Shaw C., Johnston C.F. The cholinergic, serotoninergic and peptidergic components of the nervous system of Moniezia expansa (Cestoda, Cyclophyllidea) // Parasitology. - 1993. - V. 106, Pt. 4. - P. 429-440.
51. Теренина Н.Б., Толстенков О.О., Густафссон М.К.С. Echinococcus multilocularis: аминергические, пептидергические и нитроксидергические элементы в нервной системе // Труды Центра паразитологии ИПЭЭ РАН. - М.: Наука, 2010. - Т. 46. -С. 270-276.
52. Gustafsson M.K.S., Terenina N.B., Bessonov A.S., Kovalenko F.P., Rusakov S.V. The aminergic and peptidergic nervous system in Echinococcus multilocularis protoscolex // Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). - Vancouver, Canada, 2002. - P. 369-373.
53. Fairweather I., Macartney G.A., Johnston C.F., Halton D.H., Buchnan K.D. Immunocytochemical demonstration of 5-hydroxytryptamine (serotonin) and vertebrate neuropeptides in the nervous system of excysted cysticercoid larvae of the rat tapeworm, Hymenolepis diminuta (Cestoda, Cyclophyllidea) // Parasitol. Res. - 1988. - V. 74, No 4. - P. 371-379.
54. Hrckova G., Halton D.W., Maule A.G., Brennan G.P., Shaw Ch., Johnston C.F. Neuropeptide F-immunoreactivity in the tetrathyridium of Mesocestoides corti (Cestoda: Cyclophyllidea) // Parasitol. Res. - 1993. - V. 79, No 8. - P. 690-695.
55. Biserova N.M., Gustafsson M.K.S., Reuter M., Terenina N.B. The nervous system of the pike-tapeworm Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) - ultrastructure and immunocytochemical mapping aminergic and peptidergic elements // Invert. Biol. -1996. - V. 115, No 4. - P. 273-285.
56. Terenina N.B., Poddubnaya L.G., Tolstenkov O.O., Gustafsson M.K. An immunocyto-chemical, histochemical and ultrastructural study of the nervous system of the tapeworm Cyathocephalus truncatus (Cestoda, Spathebothriidea) // Parasitol. Res. - 2009. - V. 104, No 2. - P. 267-275.
57. Gustafsson M.K., Fagerholm H.P., Halton D.W., Hanzelova V., Maule A.G., Reuter M., Shaw C. Neuropeptides and serotonin in the cestode, Proteocephalus exiguus: an immu-nocytochemical study // Int. J. Parasitol. - 1995. - V. 25, No 6. - P. 673-682.
146
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
58. Бисерова Н.М. Нервная система цестод и амфилинид: Автореф. дис. ... д-ра биол. наук. - М., 2004. - 46 с.
59. Теренина Н.Б., Толстенков О.О. Густафссон М.К.С. Серотонинергические и пептидергические компоненты в нервной системе плероцеркоида Phyllobothrium caudatum (Cestoda, Tetraphyllidea). Иммуноцитохимическое исследование // Рос. паразитол. журн. - 2012. - № 4. - C. 89-96.
60. Hrckova G., Velenbny S., Halton D. W., Maule A. G. Mesocestoides corti (syn. M. vogae): modulation of larval motility by neuropeptides, serotonin and acetylcholine // Parasitology. -2002. - V. 124, Pt. 4. - P. 409-421.
61. Reuter M., Karhi T., Schot L.P. Immunocytochemical demonstration of peptidergic neurons in the central and peripheral nervous systems of the flatworm Microstomum lineare with antiserum to FMRF-amide // Cell Tissue Res. - 1984. - V. 238, No 3. - P. 431-436.
62. Wikgren M.C., Reuter M. Neuropeptides in a microturbellarian - whole mount immuno-cytochemistry // Peptides. - 1985. - V. 6, Suppl. 3. - P. 471-475.
63. Reuter M., Lehtonen M., Wikgren M. Immunocytochemical evidence of neuroactive substances in flatworms of different taxa - a comparison // Acta Zoologica. - 1988. - V. 69, No 1. - P. 29-37.
64. Johnston R.N., Shaw C., Brennan G.P., Maule A.G., Halton D.W. Localisation, quantitation, and characterisation of neuropeptide F- and FMRFamide-immunoreactive peptides in turbellarians and a monogenean: A comparative study // J. Compar. Neurol. - 1995. -V. 357, No 1. - P. 76-84.
65. Shaw C., Maule A.G., Halton D. W. Platyhelminth FMRFamide-related peptides // Int. J. Parasitol. - 1996. - V. 26, No 4. - P. 335-345.
66. Reuter M., Gustafsson M.K., Sahlgren C., Halton D.W., Maule A.G., Shaw C. The nervous system of Tricladida. I. Neuroanatomy of Procerodes littoralis (Maricola, Procerodidae): an immunocytochemical study // Invert. Neurosci. - 1995. - V. 1, No 2. - P. 113-122.
67. Reuter M., Sheiman I.M., Gustafsson M.K.S., Halton D.W, Maule A.G., Shaw C. Development of the nervous system in Dugesia tigrina during regeneration after fission and decapitation // Invert. Reprod. Develop. - 1996. - V. 29, No 3. - P. 199-211.
68. Kreshchenko N.D., Reuter M., Sheiman I.M., Halton D.W., Johnston R.N., Shaw C., Gustafsson M.K.S. Relationship between musculature and nervous system in the regenerating pharynx in Girardia tigrina (Plathelminthes) // Invert. Reprod. Develop. -1999. - V. 35, No 2. - P. 109-125.
69. Kreshchenko N., Tolstenkov O.O. Some aspects of the immunolocalization of FMRFamide in the nervous system of turbellarians, Polycelis tenuis and Girardia tigrina. Short communication // Acta Biol. Hung. - 2012. - V. 63, Suppl. 2. - P. 83-87. - doi: 10.1556/ABiol.63.2012.Suppl.2.10.
70. Reuter M., Gustafsson M.K.S., Mantyla K., Grimmelikhuijzen C.J.P. The nervous system of Tricladida. III. Neuroanatomy of Dendrocoelum lacteum and Polycelis tenuis (Plathelminthes, Paludicola): an immunocytochemical study // Zoomorphology. - 1996. -V. 116, No 3. - P. 111-122.
71. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P. Baguna J. GYIRFamide: a novel FMRFamide-related peptide (FaRP) from the triclad turbellarian, Dugesia tigrina // Bio-chem. Biophys. Res. Commun. - 1995. - V. 209, No 2. - P. 689-697.
72. Blair K.L., Anderson P.A.V. Physiological and pharmacological properties of muscle cells isolated from the flatworm Bdelloura candida (Tricladia) // Parasitology. - 1994. -V. 109, No 3. - P. 325-335.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
147
73. Mantyla K., Halton D.W., Reuter M., Maule A.G., Lindroos P., Shaw C., Gustafsson M.K.S. The nervous system of Tricladida. IV. Neuroanatomy of Planaria torva (Paludicola, Pla-naridae): an immunocytochemical study // Hydrobiologia. - 1998. - V. 383, No 1-3. -P. 167-173.
74. Mantyla K., Reuter M., Halton D.W., Maule A.G., Brennan G.P., Shaw C. Gustafsson M.K.S. The nervous system of Procerodes littoralis (Maricola, Tricladida). An ultrastructural and immunoelectron microscopical study // Acta Zoologica. - 1998. - V. 79, No 1. - P. 1-8.
75. Kotikova EA., Raikova O.I., Reuter M., GustafssonM.K. The nervous and muscular systems in the free-living flatworm Castrella truncata (Rhabdocoela): an immunocytochemical and phalloidin fluorescence study // Tissue Cell. - 2002. - V. 34, No 5. - P. 365-374.
76. Egger B., Gschwentner R., Rieger R. Free-living flatworms under the knife: past and present // Dev. Genes Evol. - 2007. - V. 217, No 2. - P. 89-104. - doi: 10.1007/s00427-006-0120-5.
77. Крещенко Н. Пептидергическая сигнализация в нервной системе планарий (Turbellaria, Platyhelminthes) // Междунар. конф. «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация»: Сб. ст. - Пущино, 2013. - Т. 2. - С. 516-524.
78. Wikgren M., Reuter M., Gustafsson M. Neuropeptides in free-living and parasitic flatworms (Platyhelminthes). An immunocytochemical study // Hydrobiologia. - 1986. - V. 132, No 1. - P. 93-99.
79. Reuter M., Maule A.G., Halton D.W., Gustafsson M.K.S., Shaw C. The organization of the nervous system in Plathelminthes. The neuropeptide F-immunoreactive pattern in Catenu-lida, Macrostomida, Proseriata // Zoomorphology. - 1995. - V. 115, No 2. - P. 83-97.
80. Johnston R.N., Halton D.W., Anderson P.A., Johnston C.F., Shaw C. The peptidergic nervous system of the triclad turbellarian, Bdelloura Candida (Maricola, Bdellouridae): an immunocytochemical study using an antiserum raised to an endogenous neuropeptide, GYIRFamide // J. Comp. Neurol. - 1996. -V. 376, No 2. - P. 214-222.
81. Joffe B.I., Reuter M. The nervous system of Bothriomolus balticus (Proseriata) - a contribution to the knowledge of the orthogon in the Plathelminthes // Zoomorphology. -1993. - V. 113, No 2. - P. 113-127.
82. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Blair K.L., Brennan G.P., Price D.A., Anderson P.A. Isolation, localization, and bioactivity of the FMRFamide-related neuropeptides GYIRFamide and YIRFamide from the marine turbellarian Bdelloura candida //
J. Neurochem. - 1996. - V. 67, No 2. - P. 814-821.
83. Moneypenny C.G., Kreshchenko N., Moffett C.L., Halton D.W., Day T.A., Maule A.G. Physiological effects of FMRFamide-related peptides and classical transmitters on dispersed muscle fibres of the turbellarian, Procerodes littoralis // Parasitology. - 2001. -V. 122, Pt. 4. - P. 447-455.
84. Kreshchenko N., Sheiman I., Reuter M., Gustafsson M.K.S., Halton D.W., Maule A.G. Effects of FMRFamide-related peptides and Neuropeptide F on planarian regeneration (Platyhelminthes, Tricladida) // Belg. J. Zool. - 2001. - V. 131, Suppl. 1. - P. 147-148.
85. Kreshchenko N.D. Functions of flatworm neuropeptides NPF, GYIRF and FMRF in course of pharyngeal regeneration of anterior body fragments of planarian, Girardia tigrina // Acta Biol. Hung. - 2008. - V. 59, Suppl. 1. - P. 199-207. - doi: 10.1556/ABiol.59.2008.Suppl.29.
86. Крещенко Н.Д. NPF и FMRF-подобные пептиды плоских червей и их функциональная роль в процессе регенерации глотки у планарий Girardia tigrina и Schmidtea Mediterranean // Междунар. науч. конф. «Современные проблемы общей паразитологии». - М., 2012. - C. 175-178.
87. Reuter M., Kreshchenko N. Flatworm asexual multiplication implicates stem cells and regeneration // Can. J. Zool. - 2004. - V. 82, No 2. - P. 334-356.
148
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
88. Omar H.H., Humphries J.E., Larsen M.J., Kubiak T.M., Geary T.G., Maule A.G., Kim-ber M.J., Day T.A. Identification of a platyhelminth neuropeptide receptor // Int. J. Para-sitol. - 2007. - V. 37, No 7. - P. 725-733.
89. Totten M., Kreshchenko N.D., Day T.A., Marks N.J., Halton D.W., Maule A.G. Signal transduction mechanisms mediating muscle contraction in platyhelminths // Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). - Vancouver, Canada, 2002. - P. 117-120.
90. Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Johnston C.F., Fairweather I. Peptidergic messengers: a new perspective of the nervous system of parasitic Platyhelminths // J. Parasitol. -1992. - V. 78, No 2. - P. 179-193.
91. Johnston C.F., Shaw C., Halton D.W., Fairweather I. Confocal scanning laser microscopy and helminth neuroanatomy // Parasitology Today. - 1990. - V. 6, No 9. - P. 305-308.
92. Fairweather I., Mahendrasingam S., Johnston C.F., Halton D.M., Shaw C. Peptidergic nerve elements in three developmental stages of the tetraphyllidean tapeworm Trilocularia acanthiaevulgaris. An immunocytochemical study // Parasitol. Res. - 1990. - V. 76, No 6. - P. 497-508.
93. Webb R.A. Endocrinology of Acoelomates // DownerR.G.H., Laufer H. (eds.) Nerve elements in Gorgoderina Invertebrate Endocrinology. - 1988. - V. 2. - P. 31-62.
94. Крещенко Н.Д., Шейман И.М., Яшин В.А., Теренина Н.Б. Некоторые особенности строения нервной системы плоских червей, планарий (NPF- и FMRF-эргические элементы) // Материалы Междунар. науч. конф. «Теоретические и практические проблемы паразитологии». - М., 2010. - С. 188-191.
95. McKay D.M., Halton D.M., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Cytochemical demonstration of cholinergic, serotoninergic and peptidergic nerve elements in Gorgoderina vitelliloba (Trematoda: Digenea) // Int. J. Parasitol. - 1991. - V. 21, No 1. - P. 71-80.
96. Fairweather I., Halton D.M. Neuropeptides in platyhelminthes // Parasitology. - 1991. -V. 102. - P. S77-S92.
97. Skuce P.J., Johnston C.F., Fairweather I., Halton D.M., Shaw C., Buchanan K.D. Immunoreactivity to the pancreatic polypeptide family in the nervous system of the adult human blood fluke, Schistosoma mansoni // Cell Tissue Res. - 1990. - V. 261, No 3. -P. 573-581.
98. Fairweather I., Skuce P.J. Flatworm neuropeptides - present status, future directions // Hydrobiologia. - 1995. - V. 305, No 1-3. - P. 309-316.
Поступила в редакцию 26.04.13
Малютина Татьяна Анатольевна - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник Центра паразитологии, Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Се-верцова РАН, г. Москва, Россия.
E-mail: maliytina@mail.ru
Теренина Надежда Борисовна - доктор биологических наук, ведущий научный сотрудник Центра паразитологии, Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Север-цова РАН, г. Москва, Россия.
E-mail: terenina_n@mail.ru
Крещенко Наталья Дмитриевна - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, Институт биофизики клетки РАН, г. Пущино, Россия.
E-mail: nkreshch@rambler.ru
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
149
* * *
NEUROPEPTIDES IN FLATWORMS (TREMATODES, CESTODES, TURBELLARIANS): LOCALIZATION, FUNCTION, RECEPTORS
T.A. Malyutina, N.B. Terenina, N.D. Kreshchenko Abstract
Recent data on the immunocytochemical localization, physiological effects and functional roles of the FMRFamide and the FMRFamide-like neuropeptides in some representatives of parasitic flatworms (adults and larvae of trematodes and cestodes) and free-living worms (turbellarians) are reviewed. The phylogenetic relationship between the flatworm taxons under investigation is discussed. The possibilities of the development of a new line of anthelmintic drugs, with neuropeptide receptors or some components of the peptidergic system of parasitic flatworms used as possible candidates for the biological target, are considered.
Keywords: neuropeptides, immunocytochemistry, parasitic flatworms, cestodes, trematodes, turbel-larians, receptors.
References
1. Shepherd G. Neurobiology. Moscow, Mir, 1987, vol. 2, 368 p. (In Russian)
2. Ashmarin I.P., Kamenskaya M.A. Neuopeptides in synaptic transmission. Itogi nauki i tekhniki. Ser. Fiziologiya cheloveka i zhivotnykh [Results of Science and Technology. Human and Animal Physiology Series]. Mpscow, VINItI, 1988, vol. 34, 184 p. (In Russian)
3. Eipper B.A., Stoffers D.A., Mains R.E. The biosynthesis of neuropeptides: peptide alpha-amidation. Annu Rev. Neurosci., 1992, vol. 15, pp. 57-85.
4. Eipper B.A., Milgram S.L., Husten E.J., Yun H.Y., Mains R.E. Peptidylglycine alpha-amidating monooxygenase: a multifunctional protein with catalytic, processing, and routing domains. Protein Sci, 1993, vol. 2, no. 4, pp. 489-497.
5. Mair G.R., Niciu M.J., Stewart M.T., Brennan G., Omar H., Halton D.W., Mains R., Eipper B.A., Maule A.G., Day T.A. A functionally atypical amidating enzyme from the human parasite Schistosoma mansoni. FASEB J., 2004, vol. 18, no. 1, pp. 114-121.
6. Price D.A., Greenberg M.J. Structure of a molluscan cardioexcitatory neuropeptide. Science, 1977, vol. 197, pp. 670-671. doi: 10.1126/science.877582.
7. Price D.A., Greenberg M.J. The pharmacology of the molluscan cardioexcitatory neuropeptide FMRFamide. Gen. Pharmacol., 1980, vol. 11, no. 2, pp. 237-241.
8. Maule A., Shaw C., Halton D., Thim L. GNFFRFamide: a novel FMRFamide-immunoreactive peptide isolated from the sheep tapeworm, Moniezia expansa. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1993, vol. 193, no. 3, pp. 1054-1060.
9. Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Curry W.J., Thim L. RYIRFamide: a turbellarian FMRFamide-related peptide (FaRP). Regul. Pept., 1994, vol. 50, no. 1, pp. 37-43.
10. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Baguna J. GYIRFamide: a novel FMRFamide-related peptide (FaRP) from the triclad turbellarian, Dugesia tigrina. Biochem. Biophys. Res. Commun, 1995, vol. 209, no. 2, pp. 689-697.
11. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Blair K.L., Brennan G.P., Price D.A., Anderson P.A. Isolation, localization, and bioactivity of the FMRFamide-related neuropeptides GYIRFamide and YIRFamide from the marine turbellarian Bdelloura candida, J. Neurochem., 1996, vol. 67, no. 2, pp. 814-821.
12. Day T.A., Maule A.G. Parasitic peptides! The structure and function of neuropeptides in parasitic worms. Peptides, 1999, vol. 20, no. 8, pp. 999-1019.
13. Maule A.G., Mousley A., Marks N.J., Day T.A., Thompson D.P., Geary T.G., Halton D.W. Neuropeptide signaling systems - potential drug targets for parasite and pest control. Curr. Top. Med. Chem., 2002, vol. 2, no. 7, pp. 733-758.
150
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
14. Halton D.W., Maule A.G. Flatworm nerve-muscle: structural and functional analysis. Can. J. Zool., 2004, vol. 82, no. 2, pp. 316-333. doi: 10.1139/z03-221.
15. Mousley A., Marks N.J., Maule A.G. Neuropeptide signalling: a repository of targets for novel endectocides? Trends Parasitol, 2004, vol. 20, no. 10, pp. 482-487.
16. McVeigh P., Kimber M.J., Novozhilova E., Day T.A. Neuropeptide signalling systems in flatworms. Parasitology, 2005, vol. 131, pp. S41-S55.
17. Halton D.W., Gustafsson M.K.S. Functional morphology of the platyhelminth nervous system. Parasitology, 1996, vol. 113, pp. S47-S72.
18. Gustafsson M.K.S. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides and serotonin in the nervous system of adult Schistosoma mansoni. Parasitol. Res., 1987, vol. 74, no. 2, pp. 168-174.
19. McKay D.M., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Occurrence and distribution of putative neurotransmitters in the frog-lung parasite Haplometra cylindracea (Trematoda: Digenea). Parasitol. Res., 1990, vol. 76, no. 6, pp. 509-517.
20. Magee C.A., Cahir M., Halton D.W., Johnston C.F., Shaw C. Cytochemical observations on the nervous system of adult Corrigia vitta. J. Helminthol., 1993, vol. 67, no. 3, pp. 189-199.
21. McKay D.M., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Cytochemical demonstration of cholinergic, serotoninergic and peptidergic nerve elements in Gorgoderina vitelliloba (Trematoda: Digenea). Int. J. Parasitol., 1991, vol. 21, no. 1, pp. 71-80.
22. Sebelova S., Stewart M.T., Mousley A., Fried B., Marks N.J., Halton D.W. The musculature and associated innervation of adult and intramolluscan stages of Echinostoma caproni (Trematoda) visualised by confocal microscopy. Parasitol. Res., 2004, vol. 93, no. 3, pp. 196-206.
23. Mair G.R., Maule A.G., Day T.A., Halton D.W. A confocal microscopical study of the musculature of adult Schistosoma mansoni. Parasitology, 2000, vol. 121, Pt. 2, pp. 163-170.
24. Stewart M.T., Marks N.J., Halton D.W. Neuroactive substances and associated major muscle systems in Bucephaloides gracilescens (Trematoda: Digenea) metacercaria and adult. Parasitol. Res., 2003, vol. 91, no. 1, pp. 12-21.
25. Terenina N.B., Tolstenkov O.O., Gustafsson M., Osipova O.S., Kuklin V.V., Kuklina M.M. Nervous and mascular system of cercaria and adult forms of trematodes of Cryptocotyle lingua and C. conca-vum (Heterophyidae). Ros. Parazitol. Zh., 2010, no. 1, pp. 22-29. (In Russian)
26. Stewart M.T., Mousley A., Koubkova B., Sebelova S., Marks N.J., Halton D.W. Gross anatomy of the muscle systems and associated innervation of Apatemon cobitidis proterorhini metacercaria (Trematoda: Strigeidea), as visualized by confocal microscopy. Parasitology, 2003, vol. 126, Pt. 3, pp. 273-282.
27. Terenina N.B., Tolstenkov O.O., Gustafsson M., Movsesyan S.O. Serotoninergic components in the nervous system of the metacercaria of Microphallus piriformis (Odhner, 1905): Trematoda, Microphallidae. Ros. Parazitol. Zh., 2011, no. 2, pp. 93-98. (In Russian)
28. Terenina N., Gustafsson M., Tolstenkov O., Movsesyan S. Serotonin and neuropeptide immunore-activities in metacercariae of some trematodes. XI European Multicolloquium of Parasitology EMOP 11: Int. Proc. Bologna, Italy, Editografica, 2013, pp. 73-76.
29. Serbina E.A., Tolstenkov O.O., Terenina N.B. Cercaria larvae of Sphaerostomum globiporum (Rudolphi, 1802): Trematoda, Opecoelidae - iology, distribution, and morfofunctional characteristics. Trudy Tsentra parazitologii. IPEE RAN [Proc. Prasitol. Center. Inst. Ecol. Evol., Russ. Acad. Sci.]. Moscow, Nauka, 2012, vol. 47, pp. 230-238. (In Russian)
30. Pan J.Z., Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Johnston C.F. Serotonin and neuropeptide immu-noreactivities in the intramolluscan stages of three marine trematode parasites. Parasitol. Res., 1994, vol. 80, no. 5, pp. 388-395.
31. Terenina N.B. Neurotransmitters in the hermaphroditic generation of trematodes. Mezhdunar. nauch. konf. "Sovremennyeproblemy obshcheiparazitologii” [Int. Sci. Conf. “Current Problems in General Parasitology”]. Moscow, 2012, pp. 347-351.
32. Skuce P.J., Johanston C.F., Fairweather I., Halton D.W., Shaw C. A confocal scanning laser microscope study of the peptidergic and serotoninergic components of the nervous system in larval Schistosoma mansoni. Parasitology, 1990, vol. 101, Pt. 2, pp. 227-234.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
151
33. Terenina N.B., Tolstenkov O., Fagerholm H.P., Serbina E.A., Vodjanitskaja S.N., Gustafsson M.K.S. The spatial relationship between the musculature and the NADPH-diaphorase activity, 5-HT and FMRFamide immunoreactivities in redia, cercaria and adult Echinoparyphium aconiatum (Digenea). Tissue Cell. 2006, vol. 38, no. 2, pp. 151-157.
34. Tolstenkov O.O., Akimova L.N., Terenina N.B., Gustafsson M.K.S. The neuromuscular system in freshwater furcocercaria from Belarus. II Diplostomidae, Strigeidae, and Cyathocotylidae. Parasitol. Res, 2012, vol. 110, no. 2, pp. 583-592. doi: 10.1007/s00436-011-2526-x.
35. Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Smart D. Regulatory peptides in helminth parasites. Adv. Parasitol., 1994, vol. 34, pp. 163-227.
36. Mousley A., Maule A.G., Halton D.W., Marks N.J. Inter-phyla studies on neuropeptides: the potential for broad-spectrum anthelmintic and/or endectocide discovery. Parasitology, 2005, vol. 131S, pp. S143-S167.
37. Marks N.J., Johnson S., Maule A.G., Halton D.W., Shaw C., Geary T.G., Moore S., Thompson D.P. Physiological effects of platyhelminth RFamide peptides on muscle-strip preparations of Fasciola hepatica (Trematoda: Digenea). Parasitology, 1996, vol. 113, Pt. 4, pp. 393-401.
38. Graham M.K., Faiweather I., McGeown J.G. The effects of FaRPs on the motility of isolated muscle strips from the liver fluke, Fasciola hepatica. Parasitology, 1997, vol. 114, Pt. 5, pp. 455-465.
39. Graham M.K., Faiweather I., McGeown J.G. Second messengers mediating mechanical responses to the FARP GYIRFamide in the fluke Fasciola hepatica. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2000, vol. 279, no. 6, pp. 2089-2094.
40. Campbell L.A., Halton D.W., Marks N., Day T.A., Maule A. Comparative studies on the structure-activity requirements of the RYIRFamide receptor in Fasciola hepatica and Procerodes littoralis. Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). Vancouver, Canada, 2002, pp. 159-162.
41. Kreshchenko N.D., Netreba M.V., Terenina N.B., Tolstenkov O.O., Reiter M., Gustafsson M. Morphofunctional characteristics of the musculature of parasitic and free-living worms. Materialy mezhdunar. nauch. konf., posvyashchennoi 130-letiyu akad. K.I. Skryabina "Bioraznoobrazie i ekologiya parazitov nazemnykh i vodnykh tsenozov" [Proc. Int. Sci. Conf. “The Biodiversity and Ecology of Parasites of Terretrial and Water Cenoses” dedicated to the 130th anniversary of academician K.I. Skryabin]. Moscow, 2008, vol. 1, pp. 176-179. (In Russian)
42. Day T.A., Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Moore S., Bennett J.L., Pax R.A. Platyhelminth FMRFamide-related peptides (FaRPs) contract Schistosoma mansoni (Trematoda: Digenea) muscle fibres in vitro. Parasitology, 1994, vol. 109, Pt. 4, pp. 455-459.
43. Blair K.L., Day T.A., Lewis M.C., Bennett J.L., Pax R.A. Studies on muscle cells isolated from Schistosoma mansoni: a Ca2+-dependent K+ channel. Parasitology, 1991, vol. 102, Pt. 2, pp. 251-258.
44. Zamanian M., Kimber M.J., McVeigh P., Carlson S.A., Maule A.G., Day T.A. The repertoire of G protein-coupled receptors in the human parasite Schistosoma mansoni and the model organism Schmidtea mediterranea. BMC Genomics, 2011, vol. 12, pp. 596. doi: 10.1186/1471-2164-12-596.
45. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C. Peptidergic and aminergic neurons in adult Diphyllobothrium dendriticum Nitzsch, 1824 (Cestoda, Pseudophyllidea). Z. Parasitenkd., 1981, vol. 64, no. 2, pp. 121-134.
46. Gustafsson M.K., Wikgren M.C., Karhi T.J., Schot L.P.C. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides and serotonin in the tapeworm Diphyllobothrium dendriticum. Cell Tissue Res., 1985, vol. 240, no. 2, pp. 255-260.
47. Biserova N.M., Korneva Zh.V. Ontogenetic development of the nervous system of cestodes and sturgeon cestodes. Zoologiya bespozvonochnykh, 2006, vol. 3, no. 2, pp. 157-184. (In Russian)
48. Fairweather I., McMullan M.T., Johnston C.F., Rogan M.T., Hanna R.E. Serotoninergic and peptidergic nerve elements in the protoscolex of Echinococcus granulosus (Cestoda, Cyclophyllidea). Parasitol. Res., 1994, vol. 80, no. 8, pp. 649-656.
49. McKay D.M., Fairweather I., Johnston C.F., Shaw C., Halton D.W. Immunocytochemical and ra-dioimmunometrical demonstration of serotonin- and neuropeptide-immunoreactivities in the adult rat tapeworm, Hymenolepis diminuta (Cestoda, Cyclophyllidea). Parasitology, 1991, vol. 103, Pt. 2, pp. 275-289.
152
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
50. Maule A.G., Halton D.W. Shaw C., Johnston C.F. The cholinergic, serotoninergic and peptidergic components of the nervous system ofMoniezia expansa (Cestoda, Cyclophyllidea). Parasitology, 1993, vol. 106, Pt. 4, pp. 429-440.
51. Terenina N.B., Tolstenkov O.O., Gustafsson M.K.S. Echinococcus multilocularis: aminergic, peptidergic and nitroxidergic elements in the nervous system. Trudy Tsentra parazitologii IPEE RAN [Proc. Parasitol. Center, Inst. Ecol. Evol., Russ. Acad. Sci.]. Moscow, Nauka, 2010, vol. 46, pp. 270-276. (In Russian)
52. Gustafsson M.K.S., Terenina N.B., Bessonov A.S., Kovalenko F.P., Rusakov S.V. The aminergic and peptidergic nervous system in Echinococcus multilocularis protoscolex. Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). Vancouver, Canada, 2002, pp. 369-373.
53. Fairweather I., Macartney G.A., Johnston C.F., Halton D.H., Buchnan K.D. Immunocytochemical demonstration of 5-hydroxytryptamine (serotonin) and vertebrate neuropeptides in the nervous system of excysted cysticercoid larvae of the rat tapeworm, Hymenolepis diminuta (Cestoda, Cyclophyllidea). Parasitol. Res., 1988, vol. 74, no. 4, pp. 371-379.
54. Hrckova G., Halton D.W., Maule A.G., Brennan G.P., Shaw Ch., Johnston C.F. Neuropeptide F-immunoreactivity in the tetrathyridium of Mesocestoides corti (Cestoda: Cyclophyllidea). Para-sitol. Res, 1993, vol. 79, no. 8, pp. 690-695.
55. Biserova N.M., Gustafsson M.K.S., Reuter M., Terenina N.B. The nervous system of the pike-tapeworm Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) - ultrastructure and immunocytochemical mapping aminergic and peptidergic elements. Invert. Biol., 1996, vol. 115, no. 4, pp. 273-285.
56. Terenina N.B., Poddubnaya L.G., Tolstenkov O.O., Gustafsson M.K. An immunocytochemical, histochemical and ultrastructural study of the nervous system of the tapeworm Cyathocephalus truncatus (Cestoda, Spathebothriidea). Parasitol. Res., 2009, vol. 104, no. 2, pp. 267-275.
57. Gustafsson M.K., Fagerholm H.P., Halton D.W., Hanzelova V., Maule A.G., Reuter M., Shaw C. Neuropeptides and serotonin in the cestode, Proteocephalus exiguus: an immunocytochemical study. Int. J. Parasitol., 1995, vol. 25, no. 6, pp. 673-682.
58. Biserova N.M. The nervous system of cestodes and sturgeon cestodes. Extended Abstract of Dr. Biol. Sci. Dissertation. Moscow, 2004. 46 p. (In Russian)
59. Terenina N.B., Tolstenkov O.O., Gustafsson M.K.S. Serotonergic and peptidergic components in the nervous system of the plerocercoid Phyllobothrium caudatum (Cestoda, Tetraphyllidea). Immunocytochemical analysis. Rossiiskii Parazitol. Zh., 2012, no. 4, pp. 89-96. (In Russian)
60. Hrckova G., Velenbny S., Halton D.W., Maule A.G. Mesocestoides corti (syn. M. vogae): modulation of larval motility by neuropeptides, serotonin and acetylcholine. Parasitology, 2002, vol. 124, Pt. 4, pp. 409-421.
61. Reuter M., Karhi T., Schot L.P. Immunocytochemical demonstration of peptidergic neurons in the central and peripheral nervous systems of the flatworm Microstomum lineare with antiserum to FMRF-amide. Cell Tissue Res., 1984, vol. 238, no. 3, pp. 431-436.
62. Wikgren M.C., Reuter M. Neuropeptides in a microturbellarian - whole mount immunocytochemistry. Peptides, 1985, vol. 6, Suppl. 3, pp. 471-475.
63. Reuter M., Lehtonen M., Wikgren M. Immunocytochemical evidence of neuroactive substances in flatworms of different taxa - a comparison. Acta Zoologica, 1988, vol. 69, no. 1, pp. 29-37.
64. Johnston R.N., Shaw C., Brennan G.P., Maule A.G., Halton D.W. Localisation, quantitation, and characterisation of neuropeptide F- and FMRFamide-immunoreactive peptides in turbellarians and a monogenean: A comparative study. J. Compar. Neurol., 1995, vol. 357, no. 1, pp. 76-84.
65. Shaw C., Maule A.G., Halton D.W. Platyhelminth FMRFamide-related peptides. Int. J. Parasitol., 1996, vol. 26, no. 4, pp. 335-345.
66. Reuter M., Gustafsson M.K., Sahlgren C., Halton D.W., Maule A.G., Shaw C. The nervous system of Tricladida. I. Neuroanatomy of Procerodes littoralis (Maricola, Procerodidae): an immunocytochemical study. Invert. Neurosci., 1995, vol. 1, no. 2, pp. 113-122.
67. Reuter M., Sheiman I.M., Gustafsson M.K.S., Halton D.W, Maule A.G., Shaw C. Development of the nervous system in Dugesia tigrina during regeneration after fission and decapitation. Invert. Reprod. Develop, 1996, vol. 29, no. 3, pp. 199-211.
НЕИРОПЕПТИДЫ У ПЛОСКИХ ЧЕРВЕЙ ...
153
68. Kreshchenko N.D., Reuter M., Sheiman I.M., Halton D.W., Johnston R.N., Shaw C., Gustafsson M.K.S. Relationship between musculature and nervous system in the regenerating pharynx in Girardia tigrina (Plathelminthes). Invert. Reprod. Develop, 1999, vol. 35, no. 2, pp. 109-125.
69. Kreshchenko N., Tolstenkov O.O. Some aspects of the immunolocalization of FMRFamide in the nervous system of turbellarians, Polycelis tenuis and Girardia tigrina. Short communication. Acta Biol. Hung, 2012, vol. 63, Suppl. 2, pp. 83-87. doi: 10.1556/ABiol.63.2012.Suppl.2.10.
70. Reuter M., Gustafsson M.K.S., Mantyla K., Grimmelikhuijzen C.J.P. The nervous system of Tri-cladida. III. Neuroanatomy of Dendrocoelum lacteum and Polycelis tenuis (Plathelminthes, Paludi-cola): an immunocytochemical study. Zoomorphology, 1996, vol. 116, no. 3, pp. 111-122.
71. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P. Baguna J. GYIRFamide: a novel FMRFamide-related peptide (FaRP) from the triclad turbellarian, Dugesia tigrina. Biochem. Biophys. Res. Commun, 1995, vol. 209, no. 2, pp. 689-697.
72. Blair K.L., Anderson P.A.V. Physiological and pharmacological properties of muscle cells isolated from the flatworm Bdelloura candida (Tricladia). Parasitology, 1994, vol. 109, no. 3, pp. 325-335.
73. Mantyla K., Halton D.W., Reuter M., Maule A.G., Lindroos P., Shaw C., Gustafsson M.K.S. The nervous system of Tricladida. IV. Neuroanatomy of Planaria torva (Paludicola, Planaridae): an immunocytochemical study. Hydrobiologia, 1998, vol. 383, no. 1-3, pp. 167-173.
74. Mantyla K., Reuter M., Halton D.W., Maule A.G., Brennan G.P., Shaw C. Gustafsson M.K.S. The nervous system of Procerodes littoralis (Maricola, Tricladida). An ultrastructural and immunoe-lectron microscopical study. Acta Zoologica, 1998, vol. 79, no. 1, pp. 1-8.
75. Kotikova E.A., Raikova O.I., Reuter M., Gustafsson M.K. The nervous and muscular systems in the free-living flatworm Castrella truncata (Rhabdocoela): an immunocytochemical and phalloidin fluorescence study. Tissue Cell, 2002, vol. 34, no. 5, pp. 365-374.
76. Egger B., Gschwentner R., Rieger R. Free-living flatworms under the knife: past and present. Dev. Genes Evol, 2007, vol. 217, no. 2, pp. 89-104. doi: 10.1007/s00427-006-0120-5.
77. Kreshchenko N. Peptidergic signalization in the nervous system of planarians (Turbellaria, Platy-helminthes). Mezhdunar. konf. "Retseptory i vnutrikletochnaya signalizatsiya”: Sbornik statei [Int. Conf. “Receptors and Intracellular Signalization”: Collect. Papers]. Pushchino, 2013, vol. 2, pp. 516-524. (In Russian)
78. Wikgren M., Reuter M., Gustafsson M. Neuropeptides in free-living and parasitic flatworms (Platyhelminthes). An immunocytochemical study. Hydrobiologia, 1986, vol. 132, no. 1, pp. 93-99.
79. Reuter M., Maule A.G., Halton D.W., Gustafsson M.K.S., Shaw C. The organization of the nervous system in Plathelminthes. The neuropeptide F-immunoreactive pattern in Catenulida, Macrostomida, Proseriata. Zoomorphology, 1995, vol. 115, no. 2, pp. 83-97.
80. Johnston R.N., Halton D.W., Anderson P.A., Johnston C.F., Shaw C. The peptidergic nervous system of the triclad turbellarian, Bdelloura candida (Maricola, Bdellouridae): an immunocytochemical study using an antiserum raised to an endogenous neuropeptide, GYIRFamide. J. Comp. Neurol., 1996, vol. 376, no. 2, pp. 214-222.
81. Joffe B.I., Reuter M. The nervous system of Bothriomolus balticus (Proseriata) - a contribution to the knowledge of the orthogon in the Plathelminthes. Zoomorphology, 1993, vol. 113, no. 2, pp. 113-127.
82. Johnston R.N., Shaw C., Halton D.W., Verhaert P., Blair K.L., Brennan G.P., Price D.A., Anderson P.A. Isolation, localization, and bioactivity of the FMRFamide-related neuropeptides GYIRFamide and YIRFamide from the marine turbellarian Bdelloura candida. J. Neurochem., 1996, vol. 67, no. 2, pp. 814-821.
83. Moneypenny C.G., Kreshchenko N., Moffett C.L., Halton D.W., Day T.A., Maule A.G. Physiological effects of FMRFamide-related peptides and classical transmitters on dispersed muscle fibres of the turbellarian, Procerodes littoralis. Parasitology, 2001, vol. 122, Pt. 4, pp. 447-455.
84. Kreshchenko N., Sheiman I., Reuter M., Gustafsson M.K.S., Halton D.W., Maule A.G. Effects of FMRFamide-related peptides and Neuropeptide F on planarian regeneration (Platyhelminthes, Tri-cladida). Belg. J. Zool., 2001, vol. 131, Suppl. 1, pp. 147-148.
85. Kreshchenko N.D. Functions of flatworm neuropeptides NPF, GYIRF and FMRF in course of pharyngeal regeneration of anterior body fragments of planarian, Girardia tigrina. Acta Biol. Hung, 2008, vol. 59, Suppl. 1, pp. 199-207. doi: 10.1556/ABiol.59.2008.Suppl.29.
154
Т. А. МАЛЮТИНА и др.
86. Kreshchenko N.D. NPF- and FMRF-like peptides of flatworms and their functional role in the process of regeneration of the gullet of planarians Girardia tigrina and Schmidtea Mediterranean. Mezhdunar. nauch. konf. "Sovremennye problemy obshchei parazitologii" [Int. Sci. Conf. “Modern Problems of General Parasitology”]. Moscow, 2012, pp. 175-178.
87. Reuter M., Kreshchenko N. Flatworm asexual multiplication implicates stem cells and regeneration. Can. J. Zool, 2004, vol. 82, no. 2, pp. 334-356.
88. Omar H.H., Humphries J.E., Larsen M.J., Kubiak T.M., Geary T.G., Maule A.G., Kimber M.J., Day T.A. Identification of a platyhelminth neuropeptide receptor. Int. J. Parasitol, 2007, vol. 37, no. 7, pp. 725-733.
89. Totten M., Kreshchenko N.D., Day T.A., Marks N.J., Halton D.W., Maule A.G. Signal transduction mechanisms mediating muscle contraction in platyhelminths. Proc. 10th Int. Congress of Parasitology (ICOPA X). Vancouver, Canada, 2002, pp. 117-120.
90. Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Johnston C.F., Fairweather I. Peptidergic messengers: a new perspective of the nervous system of parasitic Platyhelminths. J. Parasitol, 1992, vol. 78, no. 2, pp. 179-193.
91. Johnston C.F., Shaw C., Halton D.W., Fairweather I. Confocal scanning laser microscopy and helminth neuroanatomy. Parasitology Today, 1990, vol. 6, no. 9, pp. 305-308.
92. Fairweather I., Mahendrasingam S., Johnston C.F., Halton D.M., Shaw C. Peptidergic nerve elements in three developmental stages of the tetraphyllidean tapeworm Trilocularia acanthiaevul-garis. An immunocytochemical study. Parasitol. Res., 1990, vol. 76, no. 6, pp. 497-508.
93. Webb R.A. Endocrinology of Acoelomates. DownerR.G.H., LauferH. (eds.) Nerve elements in Gorgoderina Invertebrate Endocrinology. 1988, vol. 2, pp. 31-62.
94. Kreshchenko N.D., Sheiman I.M., Yashin V.A., Terenina N.B. Some structural peculiarities of the nervous system of flatworms, planarians (NPF- and FMRF-ergic elements). Materialy Mezhdunar. nauch. konf. "Teoreticheskie i prakticheskie problemy parazitologii" [Proc. Int. Sci. Conf. “Theoretical and Practical Problems in Parasitology”], Moscow, 2010, pp. 188-191. (In Russian)
95. McKay D.M., Halton D.M., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Cytochemical demonstration of cholinergic, serotoninergic and peptidergic nerve elements in Gorgoderina vitelliloba (Trematoda: Digenea). Int. J. Parasitol, 1991, vol. 21, no. 1, pp. 71-80.
96. Fairweather I., Halton D.M. Neuropeptides in Platyhelminthes. Parasitology, 1991, vol. 102, pp. S77-S92.
97. Skuce P.J., Johnston C.F., Fairweather I., Halton D.M., Shaw C., Buchanan K.D. Immunoreactivity to the pancreatic polypeptide family in the nervous system of the adult human blood fluke, Schistosoma mansoni. Cell Tissue Res., 1990, vol. 261, no. 3, pp. 573-581.
98. Fairweather I., Skuce P.J. Flatworm neuropeptides - present status, future directions. Hydrobiologia, 1995, vol. 305, no. 1-3, pp. 309-316.
Received April 26, 2013
Malyutina Tatyana Anatolevna - PhD in Biology, Senior Research Fellow, Center of Parasitology, A.N. Severtsov Institute of Ecology and Evolution, Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia. E-mail: maliytina@mail.ru
Terenina Nadezhda Borisovna - Doctor of Biology, Leading Research Fellow, Center of Parasitology, A.N. Severtsov Institute of Ecology and Evolution, Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia.
E-mail: terenina_n@mail.ru
Kreshchenko Natalya Dmitrievna - PhD in Biology, Senior Research Fellow, Institute of Cell Biophysics, Russian Academy of Sciences, Pushchino, Russia.
E-mail: nkreshch@rambler.ru
