CC BY
43
УДК 577.2:616-091.818
НАРУШЕНИЯ ЭКСПРЕССИИ МРНК HSP27 И УБИКВИТИНА КАК МЕХАНИЗМ УСКОЛЬЗАНИЯ ОПУХОЛЕВЫХ КЛЕТОК ЛИНИИ JURKAT ОТ АПОПТОЗА
Носарева О.Л.1, Степовая Е.А.1, Рязанцева Н.В.1, Закирова Е.В.1, Мазунин И.О.2, Литвинова Л.С.2, Сохоневич Н.А.2, Веснина О.Н.1, Шахристова Е.В.1
1 Сибирский государственный медицинский университет, г. Томск
2 Балтийский федеральный университет им. Иммануила Канта, г. Калининград
Цель исследования - установить взаимосвязь между экспрессией мРНК белка теплового шока 27, убиквитина и реализацией апоптоза в опухолевых клетках линии Jurkat.
Методом проточной цитофлюориметрии проводили оценку реализации апоптоза с использованием FITS-меченного аннексина V и пропидия иодида, количества активных форм кислорода, спек-трофлюориметрическим методом регистрировали активность каспазы-3. Содержание гидроксиль-ного радикала определяли спектрофотометрическим методом. Уровень экспрессии мРНК убиквитина и белка теплового шока 27 - с помощью полимеразной цепной реакции в реальном времени. Материалом для исследования служили интактные опухолевые клетки линии Jurkat и лимфоциты крови здоровых доноров.
В результате проведенного исследования установлено, что снижение количества аннексин-положительных клеток и активности каспазы-3 сопровождалось увеличением содержания гидро-ксильного радикала и активных форм кислорода на фоне усиления экспрессии мРНК белка теплового шока 27 и убиквитина в опухолевых клетках линии Jurkat.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: опухолевые клетки линии Jurkat, апоптоз, убиквитин, белок теплового шока 27.
РЕЗЮМЕ
Введение
и субклеточных мембран, элементов клеточного «скелета» и т.п.) [4]. Центральную роль в регуляции клеточного ответа на окислительный стресс играет система убиквитин-протеасомной деградации в комплексе с белками теплового шока (Hsp - heat shock proteins) [5], которая используется для удаления многих необратимо поврежденных белков путем их деградации на протеасомах [6, 7].
Одним из фундаментальных механизмов поддержания гомеостаза и регулирования деятельности клеток является программированная гибель. В основе патогенеза злокачественной трансформации лежит ингибирование апоптоза [1-3]. В настоящее время актуальное направление теоретических и практических исследований - поиск внутриклеточных мишеней для селективной регуляции апоптоза опухолевых клеток.
В проблеме неспецифического ответа клетки на повреждение особое внимание уделяется исследованию взаимосвязей между развитием окислительного стресса и гибелью клеток. Среди индуцируемых окислительным стрессом молекул под пристальным вниманием находятся белки теплового шока, которые, обладая шаперонной активностью, способствуют фолдингу вновь синтезирующихся белков, их последующей сборке в биологически активные олигомер-ные структуры или рефолдингу денатурированных полипептидных цепей [8-10].
Неотъемлемой частью опухолевой трансформации клеток является формирование окислительного стресса. Активные формы кислорода (АФК) могут индуцировать окислительные повреждения основных макромолекул клетки (липидов, белков, нуклеиновых кислот, полисахаридов) и их надмолекулярных комплексов различной степени сложности (клеточных
Н Носарева Ольга Леонидовна, тел. 8-923-411-1951; e-mail: [email protected]
Таким образом, регулирование экспрессии белка теплового шока 27 (Hsp27) и убиквитина может быть
использовано в качестве молекулярных мишеней управления апоптозом опухолевых клеток.
Цель исследования - установить взаимосвязь между экспрессией мРНК белка теплового шока 27, уби-квитина и реализацией апоптоза в опухолевых клетках линии Jurkat.
Материал и методы
Материалом для исследования служили опухолевые клетки линии Jurkat (острый T-лимфобластный лейкоз человека), полученные из Российской коллекции клеточных культур Института цитологии РАН (г. Санкт-Петербург), и лимфоциты крови.
Лимфоциты выделяли из венозной крови здоровых доноров (5 мужчин и 6 женщин в возрасте от 20 до 35 лет) путем центрифугирования на градиенте Ficoll-Paque (Pharmcia, Швеция) (р = 1,077 г/см3) [11], далее -на градиенте Перколла (Sigma, США) (р = 1,130 г/см3) [12], затем ресуспендировали в полной питательной среде (90% RPMI-1640 (ЗАО «Вектор-Бест», Россия), 10% эмбриональной телячьей сыворотки (Invitrogen, США), инактивированной при температуре 56 °С в течение 30 мин, 0,3 мг/мл L-глутамина («Вектор-Бест», Россия), 100 мкг/мл гентамицина (INS, США), 2 ммоль/мл Hepes (Flow, Великобритания)). Культивирование опухолевых клеток линии Jurkat проводили суспензионным методом в полной питательной среде RPMI-1640. Жизнеспособность клеток оценивали с помощью 0,5%-го раствора трипанового синего («ДИАЭМ», Германия). Для постановки эксперимента использовались культуры клеток, содержащие не более 5% погибших клеток.
С целью определения активности каспазы-3, содержания гидроксильного радикала и общего белка опухолевые клетки линии Jurkat и лимфоциты крови ресус-пендировали в фосфатно-солевом буфере (рН = 7,4) с добавлением 1% тритона X-100, выдерживали на льду и готовили лизат с сохранением стандартной концентрации клеток в 1 мл.
Оценку апоптозных клеток выполняли методом проточной цитофлюориметрии с применением FITC-ме-ченного аннексина V и пропидия иодида (BD Phar-mingen, США) согласно инструкции фирмы-производителя. Метод основан на специфическом связывании FITC-меченного аннексина V с фосфатидил-серином и способности пропидия иодида (PI) интер-колировать с молекулой ДНК. Подсчет количества FITC+/PI - и FITC/PI-меченных клеток осуществляли к общему числу изучаемых клеток и выражали в процентах.
Завершенность апотоза оценивали по активности каспазы-3 спектрофлюориметрическим методом, прин-
цип которого заключается в способности избирательного гидролиза ферментом синтетического тетрапеп-тидного флюоригенного субстрата N-acetyl-(Asp-Glu-Val-Asp)-7-amino-4-methylcoumarin (Ac-DEVD-AMC) (Sigma, США) с образованием АМС, который флюоресцировал в диапазоне длин волн 430-460 нм (максимум возбуждения флюоресценции при длине волны 380 нм). Активность каспазы-3 выражали в пикомолях освобождаемого амино-4-метилкумарина в минуту на 1 мг белка в пробе [13, 14].
Концентрацию внутриклеточных АФК определяли с помощью красителя с заблокированной флюоресценции-
ей - дихлорфлюоресцеина диацетата (Sigma, США) методом проточной цитофлюориметрии [15]. Дихлор-флюоресцеин диацетат, изначально не флюоресцирующий, способен пассивно проникать внутрь клетки и под действием эстераз переходить в полярное соединение, не способное диффундировать обратно из клетки, которое после взаимодействия с пероксидом водорода превращается во флюоресцирующий метаболит.
Уровень внутриклеточной продукции ОН-радикала в опухолевых клетках и лимфоцитах крови определяли спектрофотометрическим методом, основанным на разрушении модельного субстрата 2-дезокси-Д-рибозы гидроксильным радикалом, образуемым при опсонизации зимозаном [16].
Концентрацию белка в пробах определяли методом М.М. Бредфорда [17], используя калибровочный график, построенный на основе стандартных растворов бычьего сывороточного альбумина с концентрациями от 1 до 10 мкг на 100 мл.
Выделение мРНК из опухолевых клеток линии Jurkat и лимфоцитов крови осуществляли с помощью набора AXYPREP MULTISOURCE TOTAL RNA MINIPREP kit (Axygen Biosciences, США) согласно протоколу исследования. Количество и качество выделенного препарата мРНК оценивали спектрофото-метрически на приборе Pico100 Picodrop ц1 Spectro-photometer. Синтез комплементарной ДНК осуществляли обратной транскрипцией с помощью набора реагентов MMLV RT kit («Евроген», Россия). Для изучения экспрессии мРНК убиквитина, Hsp27 в клетках проводили полимеразно-цепную реакцию «в реальном времени» с использованием специфических праймеров (табл. 1) и набора реагентов qPCRmix-HS SYBR («Евроген», Россия) на амплификаторе RotorGene Q (QIAGEN, Германия). Цикл амплификации: 95 °С 5 мин, 1 цикл; 95 °С 30 с, 62 °С 30 с, 72 °С 1 мин, 45 циклов; 72 °С 5 мин. В качестве нормировочного гена использовали р-актин (P-Actin). Количественное выражение результатов проводилось с по-
мощью расчета разницы экспрессии исследуемого формуле Е - 44а [18]. гена относительно контроля (нормировочного гена) по
Таблица 1
Специфические праймеры, использованные в работе
Название Последовательность 5'^3' Публикация
Ubiquitin 2Q2 for CCGTGGGTAGTGGTTGATCT Seghatoleslam A., Monabati A., Bozorg-Ghalati F. et al. Expression of UBE2Q2, a putative member of the ubiquitin-conjugating enzyme family in pediatric acute lymphoblastic leukemia // Arch Iran Med. 2012. V. 15, № 6. Р. 352-355
Ubiquitin 2Q2 rev AGCGATTCCGCATCGTCAGT
Hsp27 for TGGATGTCAACCACTTCGC Chen C.Y., Chen H.F., Gi S.J. et al. Decreased heat shock protein 27 expression and altered autophagy in human cells harboring A8344G mitochondrial DNA mutation // Mitochondrion. 2011. № 5. Р. 739-749
Hsp27 rev TGGTGATCTCGTTGGACTGC
ß-Actin for CCTGTACGCCAACACAGTGC Ho-Pun-Cheung A., Bascoul-Mollevi C., Assenat E. et al. Reverse transcription-quantitative polymerase chain reaction: description of a RIN-based algorithm for accurate data normalization // BMC Mol. Biol. 2009. № 15. Р. 10-31
ß-Actin rev ATACTCCTGCTTGCTGATCC
Статистическую обработку полученных результатов проводили при помощи программы Statistica 6.0 for Windows. Проверку нормальности распределения количественных показателей проводили с использованием критерия Шапиро-Уилка. Достоверность различий оценивали с помощью непараметрического критерия Манна-Уитни. Данные представлены в виде медианы Ме, верхнего и нижнего квартилей ßi-ß3. Статистически значимыми считались различия при р < 0,05 [19].
Результаты и обсуждение
Основные процессы, определяющие функциональную активность клеток, в том числе запуск и реализация программированной гибели, обеспечиваются за счет мультикаталитических комплексов. Актуальным направлением современной науки является изучение механизмов дисрегуляции апоптоза опухолевых клеток при участии АФК, каспаз, белков семейства TNF, Bcl-2, р53, МАР-киназ, цитокинов, белков теплового шока и других молекул. Данное исследование обусловлено поиском взаимосвязи между нарушением в регуляции апоптотической гибели и формированием окислительного стресса при опухолевой прогрессии. Устойчивость к действию проапоптогенных факторов - одна из главных особенностей опухолевых клеток.
Известно, что апоптоз регулируется двумя протео-литическими системами - семейством каспаз и про-теасомами. В проведенном исследовании нами было установлено, что количество аннексин-положительных опухолевых клеток линии Jurkat было снижено в 4,5 раза (р < 0,05), а активность каспазы-3 -в 3,0 раза (р < 0,05) по сравнению с лимфоцитами крови здоровых доноров (табл. 2).
Одной из причин выживания злокачественных клеток является повышенный уровень экспрессии белков теплового шока [1]. Механизм модуляции
апоптоза в опухолевых клетках с помощью белков теплового шока различен. Так, например, они способны препятствовать активации каспаз, связываться непосредственно с цитоплазматической фракцией цитохрома с и АраМ [20].
С другой стороны, современная концепция устойчивости опухолевых клеток к механизмам программированной гибели базируется на их способности успешно существовать в условиях окислительного стресса. Нами доказано статистически значимое увеличение внутриклеточной продукции АФК в 4,6 раза (р < 0,05) и гидроксильного радикала в 11,3 раза (р < 0,05) в клетках опухолевой линии Jurkat по сравнению с лимфоцитами крови здоровых доноров (табл. 2). Механизм повышенной генерации гидро-ксильного радикала в опухолевых клетках, вероятнее всего, связан
с понижением значения рН и активной мобилизацией железа из белковых комплексов [21]. Гидроксильный радикал является наиболее токсичным из активных форм кислорода, проявляя прямое токсическое действие на клеточные биополимеры, в основном на белковые молекулы [4, 21].
Кроме того, прооксидантный сдвиг в редокс-статусе опухолевых клеток, возможно, обусловлен высокой гликолитической активностью и увеличением продукции АФК компонентами дыхательной цепи митохондрий [4, 22]. Таким образом, чрезмерная продукция АФК в опухолевых клетках сопровождается ингибированием апоптоза.
Формирование окислительного стресса в опухолевых клетках неизбежно влечет накопление окислительно-модифицированных протеинов, которые нуждаются в своевременном рефолдинге, а при его несостоятельности подвергаются деградации, в частности с помощью убиквитин-зависимых протеасом.
В результате проведенного исследования было обнаружено статистически значимое увеличение экспрессии мРНК белка теплового шока 27 в 40,7 раз
(р < 0,05) и убиквитина - в 18,3 раз (р < 0,05) в клетках опухолевой линии Jurkat по сравнению с лимфоцитами крови здоровых доноров (табл. 3).
Таблица 2
Содержание аннексин-положительных клеток, активность каспазы-3, содержание АФК и гидроксильного радикала в опухолевых клетках линии Jurkat и в лимфоцитах крови (Me (Q1-Q3))
Показатель Опухолевые клетки линии Jurkat Лимфоциты крови
Содержание аннексин-положительных клеток, % 5,20 (4,00-5,60)* 23,12 (21,90-24,50)
Активность каспазы-3, пмоль/мин ■ мг белка 36,58 (22,66-43,89)* 108,44 (103,48-112,66)
Количество активных форм кислорода, усл. ед. 0,488 (0,456-0,604)* 0,105 (0,099-0,122)
Содержание гидроксильного радикала, нмоль/мг белка 523,00 (415,10-719,37)* 46,17 (36,31-55,04)
Примечание. Здесь и в табл. 3: * - уровень статистической значимости различий по сравнению с лимфоцитами крови.
Таблица 3
Уровень экспрессии мРНК белка теплового шока 27 и убиквитина в опухолевых клетках линии Jurkat и в лимфоцитах крови (Me (Q- Q3)
Показатель Опухолевые клетки линии Jurkat Лимфоциты крови
Уровень экспрессии мРНК белка теплового шока 27, усл. ед. 0,0935 (0,0845-0,2174)* 0,0023 (0,0012-0,0284)
Уровень экспрессии мРНК убиквитина, усл. ед. 0,0165 (0,0045-0,0177)* 0,0009 (0,0005-0,0119)
Полученные данные указывают на формирование окислительного стресса и несостоятельности системы №р в обеспечении адекватной скорости рефолдинга протеинов, несмотря на увеличение экспрессии мРНК №р27 в опухолевых клетках линии Jurkat. Поэтому повышенная экспрессия мРНК убиквитина в опухолевых клетках по сравнению с лимфоцитами крови необходима для обеспечения адекватной скорости деградации окислительно-модифицированных белков на протеасомах при помощи убиквитинирования. Реакция убиквитинирования осуществляется каскадом ферментов, обеспечивающих ковалентное присоединение убиквитина к окисленному протеину. Но при этом дополнительное фосфорилирование окисленного белка или его взаимодействие с белками теплового шока облегчает процесс убиквитинирования. В качестве мишени для убиквитинирования могут выступать факторы транскрипции, регулирующие программированную гибель клеток. Так, активация антиапоптоген-ного фактора транскрипции NF-kB находится под управлением убиквитин-зависимых протеасом [6].
Таким образом, избыточное количество окислительно-модифицированных метаболитов в нормальной клетке могло привести к инициации программированной клеточной гибели [21]. В опухолевых клетках линии Jurkat увеличение количества не только №р27 [23], но и убиквитина - механизм защиты от апоптоза.
Заключение
Убиквитин и №р27 не только вносят существенный вклад в регулирование редокс-баланса, но и являются факторами ускользания от программированной клеточной гибели опухолевых клеток линии Jurkat, способствуя поддержанию их жизнедеятельности и оптимальному функционированию в условиях окислительного стресса.
Поиск подходов к коррекции дисрегуляции апоп-тоза и индуцированных окислительным стрессом нарушений функций клеток открывает широкие перспективы для медицинской практики молекулярных технологий. Это позволит повысить эффективность существующих методов патогенетической терапии большого числа социально-значимых заболеваний. В связи с этим управление процессом убиквитинирова-ния можно рассматривать как потенциальную молекулярную мишень регуляции апоптоза при опухолевой прогрессии.
Исследование выполнено при финансовой поддержке Министерства образования и науки Российской Федерации в рамках гранта Президента Российской Федерации для государственной поддержки молодых российских ученых - докторов наук № МД-4999.2012, стипендии Президента Российской Федерации молодым ученым и аспирантам СП-454.2013.4.
Литература
1. Рязанцева Н.В., Кайгородова Е.В., Марошкина А.Н. и др. Модулирующие апоптоз эффекты белков теплового шока: влияние шаперона Hsp27 на белки семейства Bcl-2 в опухолевых клетках линии Jurkat // Вопросы онкологии. 2012. Т. 58, № 4. С. 541-544.
2. Negroni L., Samson M., Guigonis J.M. et al. Treatment of colon cancer cells using the cytosine deaminase/5-fluorocytosine suicide system induces apoptosis, modulation of the proteome, and Hsp90beta phosphorylation // Cancer Ther. 2007. V. 6, № 10. Р. 2747-2756.
3. Saveleva O.E., Anishchenko E.A., Novitsky V.V., Riazantseva N.V. The role of transcription factors in cytokine-mediated apoptosis of lymphocytes // International Journal of Biology. 2012. V. 4, № 1. P. 129-137.
4. Зенков Н.К., Меньщикова Е.Б., Ткачев В.О. Некоторые принципы и механизмы редокс-регуляции // Кислород и антиоксиданты. 2009. № 1. С. 3-64.
5. Ramakrishna S., Suresh B., Baek K.-H. The role of deubiquitinating enzymes in apoptosis // Cell. Mol. Life Sci. 2011. № 68. Р. 15-26.
6. Цимоха А.С. Протеасомы: участие в клеточных процессах // Цитология. 2010. Т. 52, № 4. С. 271-300.
7. Raab S., Drechsel G., Zarepour M. et al. Identification of a novel E3 ubiquitin ligase that is required for suppression of premature senescence in Arabidopsis // Plant J. 2009. V. 59. № 1. Р. 39-51.
8.Мельников Э.Э., Ротанова Т.В. Молекулярные шаперо-ны // Биоорганическая химия. 2010. Т. 36, № 1. С. 5-14.
9. Рязанцева Н.В., Кайгородова Е.В., Новицкий В.В. и др. Молекулярные участники рецепторного пути регуляции апоптоза в опухолевых и нормальных лимфоцитах в условиях ингибирования белка теплового шока 90 in vitro // Сиб. онколог. журн. 2011. Т. 2, № 44. С. 52-56.
10. Richter K., Haslbeck M., Buchner J. The heat shock response: life on the verge of death // Mol. Cell. 2010. V. 40, № 2. P. 253-266.
11. Bignold L.P., Ferrante A. Mechanism of separation of polymorphonuclear leukocytes from whole blood by the one-
step Hypaque-Ficoll method // J. Immunol. Methods. 1987. V. 96. № 1. Р. 29-33.
12. Ulmer A.J., Flad H.D. Discontinuous density gradient separation of human mononuclear leukocytes using Percoll as gradient medium // J. Immunol. Methods. 1979. V. 30, № 1. Р. 1-10.
13. Cohen G.M. Caspases: the executioners of apoptosis // Biochem. J. 1997. V. 326. P. 1-16.
14. Nicholson D.W. Caspase structure, proteolytic substrates, and function during apoptotic cell death // Cell Death and Differentiation. 1999. V. 6. P. 1028-1042.
15. Bass D.A., Parce J.W., Dechatelet L.R. et al. Flow cytometric studies of oxidative product formation by neutro-phils: A graded response to membrane stimulation // J. Immunol. 1983. V. 130. P. 1910-1917.
16. Thom S.R., Elbuken M.E. Oxygen-dependent antagonism of lipid perodixation // Free Radical Biol. Med. 1991. V. 10, № 6. Р. 413-426.
17. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quanti-tation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Analyt. Biochem. 1976. V. 7. № 1, 2. P. 248-254.
18. Schmittgen T.D., Livak K.J. Analyzing real-time PCR data by the comparative C (T) method // Nat. Protoc. 2008. V. 3, № 6. P. 1101-1108.
19. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М.: Практика, 1999. 459 с.
20. Beere H.M. "The stress of dying": the role of heat shock proteins in the regulation of apoptosis // Cell Sci. 2004. V. 117, № 13. Р. 2641-2651.
21. Дубинина Е.Е., Пустыгина А.В. Окислительная модификация протеинов, ее роль при патологических состояниях // Украинский биохим. журн. 2008. Т. 80, № 6. С. 5-18.
22.Меньщикова Е.Б., Зенков Н.К., Ланкин В.З. и др. Окислительный стресс: патологические состояния и заболевания. Новосибирск: АРТА, 2008. 284 с.
23. Stetler R.A. HSP27: mechanisms of cellular protection against neuronal injury // Curr. Mol. Med. 2009. V. 9, № 7. Р. 863-872.
Поступила в редакцию 24.11.2014 г. Утверждена к печати 04.02.2015 г.
Носарева Ольга Леонидовна (И) - канд. мед. наук, ст. преподаватель кафедры биохимии и молекулярной медицины СибГМУ (г. Томск).
Степовая Елена Алексеевна - д-р мед. наук, профессор, профессор кафедры биохимии и молекулярной медицины СибГМУ (г. Томск).
Рязанцева Наталья Владимировна - д-р мед. наук, профессор, зав. кафедрой молекулярной медицины и клинической лабораторной диагностики СибГМУ (г. Томск).
Закирова Елена Валерьевна, кафедра биохимии и молекулярной медицины СибГМУ (г. Томск).
Мазунин Илья Олегович - канд. биол. наук, доцент Балтийского федерального университета им. Иммануила Канта (г. Калининград).
Литвинова Лариса Сергеевна - д-р мед. наук, зав. лабораторией иммунологии и клеточных биотехнологий инновационного парка Балтийского федерального университета им. Иммануила Канта (г. Калининград).
Сохоневич Н.А. - мл. науч. сотрудник лаборатории иммунологии и клеточных биотехнологий инновационного парка Балтийского федерального университета им. Иммануила Канта (г. Калининград).
Веснина О.Н., кафедра биохимии и молекулярной медицины СибГМУ (г. Томск).
Шахристова Евгения Викторовна - канд. мед. наук, руководитель НОЦ молекулярной медицины ЦНИЛ СибГМУ (г. Томск).
И Носарева Ольга Леонидовна, тел. 8-923-411-1951; e-mail: [email protected]
DISRUPTION OF EXPRESSION OF MRNA HSP27 AND UBIQUITIN AS A MECHANISM OF ESCAPING OF JURKAT LINE TUMOR CELLS FROM APOTOSIS
Nosareva O.L.1, Stepovaya Ye.A.1, Ryazantseva N.V.1, Zakirova Ye.V.1, Mazunin I.O.2, Litvinova L.S.2, Sokhonevich N.A.2, Vesnina O.N.1, Shakhristova Ye.V.1
1 Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation
2 Immanuel Kant Baltic Federal University, Kaliningrad, Russian Federation
ABSTRACT
The research objective is to establish the link between heat shock protein 27 and ubiquitin mRNA expression as well as Jukart tumor cell apoptosis.
The method of flow cytofluorometry has been used to evaluate apoptosis realization using FITC-labeled annexin V and propidium iodide along with the amount of reactive oxygen species. Spectrofluorimetry has been applied to register the caspase-3 activity. The content of hydroxyl radicals has been determined by spectrophotometry. The level of ubiquitin and heat shock protein 27 mRNA expression has been identified using real-time PCR. Intact Jukart tumor cells and blood lymphocytes of healthy donors served the material for the research.
Following the carried out research it has been found out that the fall in the amount of annexin V positive cells and the reduced caspase-3 activity were accompanied by the rise in the content of hydroxyl radicals and reactive oxygen species against the backdrop of the increased heat shock protein 27 and ubiquitin mRNA expression in Jukart tumor cells.
KEY WORDS: Jukart tumor cells, apoptosis, ubiquitin, heat shock protein 27.
Bulletin of Siberian Medicine, 2015, vol. 14, no. 1, pp. 66-72
References
1. Ryazantseva N.V., Kaigorodova Ye.V., Maroshkina A.N. et al. The effects of proteins of thermal shock modulating apoptosis: influence of the chaperon of Hsp27 on proteins of Bcl-2 family in tumor cells of the Jurkat line. Voprosy onkologii - Problems in Oncology, 2012, vol. 58, no. 4, pp. 541-544 (in Russian).
2. Negroni L., Samson M., Guigonis J.M. et al. Treatment of colon cancer cells using the cytosine deaminase/5-fluorocytosine suicide system induces apoptosis, modulation of the proteome, and Hsp90beta phosphorylation. Cancer Ther, 2007, vol. 6, no. 10, pp. 2747-2756.
3. Saveleva O.E., Anishchenko E.A., Novitsky V.V., Riazantseva N.V. The role of transcription factors in cyto-kine-mediated apoptosis of lymphocytes. International Journal of Biology, 2012, vol. 4, no. 1, pp. 129-137.
4. Zenkov N.K., Men'shhikova E.B., Tkachev V.O. Some principles and mechanisms of redoks-regulation. Kislorod i antioksidanty - Oxygen and Antioxidants, 2009, no. 1, pp. 364 (in Russian).
5. Ramakrishna S., Suresh B., Baek K.-H. The role of deubiquitinating enzymes in apoptosis. Cell. Mol. Life Sci., 2011, no. 68, pp. 15-26.
6. Cimoha A.S. Proteasoma: participation in cellular processes. Cytology, 2010, vol. 52, no. 4, pp. 271-300.
7. Raab S., Drechsel G., Zarepour M. et al. Identification of a novel E3 ubiquitin ligase that is required for suppression of premature senescence in Arabidopsis. Plant J., 2009, vol. 59, no. 1, pp. 39-51.
8. Mel'nikov E.E., Rotanova T.V. Molecular chaperons. Boorganicheskaya khimiya - Bioorganic Chemistry, 2010, vol. 36, no. 1, pp. 5-14 (in Russian).
9. Ryazantseva N.V., Kaigorodova Ye.V., Novitsky V.V. et al. Molecular participants of a receptor way of regulation of apoptosis in tumoral and normal lymphocytes in the conditions of inhibition of protein of thermal shock of 90 in vitro. Sibirskiy onkologicheskiy zhurnal - Siberian Journal of Oncology, 2011, vol. 2, no. 44, pp. 52-56 (in Russian).
10. Richter K., Haslbeck M., Buchner J. The heat shock response: life on the verge of death. Mol. Cell., 2010, vol. 40, no. 2, pp. 253-266.
11. Bignold L.P., Ferrante A. Mechanism of separation of polymorphonuclear leukocytes from whole blood by the one-step Hypaque-Ficoll method. J. Immunol. Methods, 1987, vol. 96, no. 1, pp. 29-33.
12. Ulmer A.J., Flad H.D. Discontinuous density gradient separation of human mononuclear leukocytes using Percoll as gradient medium. J. Immunol. Methods, 1979, vol. 30, no. 1, pp. 1 -10.
13. Cohen G.M. Caspases: the executioners of apoptosis. Biochem. J, 1997, vol. 326, pp. 1-16.
14. Nicholson D.W. Caspase structure, proteolytic substrates, and function during apoptotic cell death. Cell Death and Differentiation, 1999, vol. 6, pp. 1028-1042.
15. Bass D.A., Parce J.W., Dechatelet L.R. et al. Flow cytometric studies of oxidative product formation by neutro-phils:
A graded response to membrane stimulation. J. Immunol.,
1983, vol. 130, pp. 1910-1917.
16. Thom S.R., Elbuken M.E. Oxygen-dependent antagonism of lipid perodixation. Free Radical Biol. Med., 1991, vol. 10, no. 6, pp. 413-426.
17. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analyt. Biochem., 1976, vol. 7, no. 1, 2, pp. 248-254.
18. Schmittgen T.D., Livak K.J. Analyzing real-time PCR data by the comparative C (T) method. Nat. Protoc., 2008, vol. 3, no. 6, pp. 1101-1108.
19. Glants S. Medicobiological statistics. Moscow, Practice Publ., 1999. 459 p. (in Russian).
20. Beere H.M. "The stress of dying": the role of heat shock proteins in the regulation of apoptosis. Cell Sci., 2004, vol. 117, no. 13, pp. 2641-2651.
21. Dubinina E.E., Pustygina A.V. Oxidizing modification of proteins, its role at pathological states. Ukrainskiy biokhimicheskiy zhurnal - The Ukrainian Biochemical Magazine, 2008, vol. 80, no. 6, pp. 5-18 (in Russian).
22. Men'shhikova E.B., Zenkov N.K., Lankin V.Z. et al. Oxidizing stress: Pathological states and diseases. Novosibirsk, ARTA Publ., 2008. 284 p. (in Russian).
23. Stetler R.A. HSP27: mechanisms of cellular protection against neuronal injury. Curr. Mol. Med., 2009, vol. 9, no. 7, pp. 863-872.
Nosareva O.L. (H), Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation. Stepovaya Ye.A., Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation. Ryazantseva N.V., Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation. Zakirova Ye.V., Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation. Mazunin I.O., Immanuel Kant Baltic Federal University, Kaliningrad, Russian Federation. Litvinova L.S., Immanuel Kant Baltic Federal University, Kaliningrad, Russian Federation. Sokhonevich N.A., Immanuel Kant Baltic Federal University, Kaliningrad, Russian Federation. Vesnina O.N., Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation. Shakhristova Ye.V., Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation.
H Nosareva Olga L., Ph. +7-923-411-1951; e-mail: [email protected]
Уважаемые рекламодатели!
На страницах журнала можно разместить рекламу о медицинских и оздоровительных организациях и учреждениях, информацию о новых лекарственных препаратах, изделиях медицинской техники, продуктах здорового питания. Приглашаем вас разместить информацию о деятельности вашего учреждения на страницах журнала в виде научной статьи, доклада или в форме рекламы.
Тарифы на размещение рекламного материала
Площадь на полосе Черно-белая печать, руб. Полноцветная печать, руб.
1/1 210 х 280 мм (А4) 4000 10000
1/2 2500 7500
1/4 1500 5000
1/8 1000 2500
1/16 800 1000
Текстовая реклама 50 руб. за 1 кв. см
Скидки: 2 публикации — 5%, 4 публикации — 10%, 6 публикаций — 15%. 72 Бюллетень сибирской медицины, 2015, том 14, № 1, с. 66-72
