Научная статья на тему 'Морфофункциональные изменения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса при введении липополисахарида, сочетанном с электромагнитным облучением кожи волнами крайне высокой частоты'

Морфофункциональные изменения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса при введении липополисахарида, сочетанном с электромагнитным облучением кожи волнами крайне высокой частоты Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

CC BY
152
29
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.
Ключевые слова
КВЧ-ОБЛУЧЕНИЕ / ЛИПОПОЛИСАХАРИД / ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИЕ НЕЙРОНЫ / EHF-IRRADIATION / LIPOPOLYSACCHARIDE / OREXIN NEURONS

Аннотация научной статьи по фундаментальной медицине, автор научной работы — Абрамова Т. В., Перекрест С. В., Новикова Н. С., Лоскутов Ю. В., Шаинидзе К. З.

Нейроны гипоталамуса, синтезирующие орексины, участвуют в регуляции многих физиологических процессов. Имеются косвенные данные, указывающие на возможность их участия и в регуляции функций иммунной системы. Так, введение липополисахарида (ЛПС) и циклофосфамида (ЦФ) приводит к снижению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в гипоталамусе. Применение электромагнитного облучения кожи волнами крайне высокой частоты (КВЧ) нивелирует изменения иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, сниженную в результате введения ЦФ. Изучены эффекты введения ЛПС на степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов гипоталамуса крысы и влияния КВЧ-облучения кожи на эти реакции. Выявление орексин-содержащих нейронов проводили иммуногистохимически. ЛПС вводили внутривенно в дозе 500 мкг/кг веса животного, что приводило к снижению степени иммунореактивности определенных орексин-содержащих нейронов через шесть часов после инъекции. КВЧ-облучение кожи нивелировало этот эффект. Таким образом, продемонстрирован корригирующий эффект КВЧ-облучения кожи, проявляющийся в восстановлении степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, сниженной в результате введения ЛПС. Библиогр. 54 назв. Ил. 2.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Похожие темы научных работ по фундаментальной медицине , автор научной работы — Абрамова Т. В., Перекрест С. В., Новикова Н. С., Лоскутов Ю. В., Шаинидзе К. З.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Hypothalamic orexin neurons after lipopolysaccharide injections combined with EHF- irradiation

Hypothalamic orexin neurons participate in regulation of many physiological functions. There are data suggesting the possibility of their involvement in regulation of immune functions. Lipopolysaccharide (LPS) and cyclophosfamide (CPA) administration is known to decrease the quantity of immunohistochemically revealed orexin neurons in hypothalamus. EHF-irradiation of skin abolishes alterations caused by CPA injection. In present work the effects of EHF-irradiation on immunoreactivity of orexin neurons of rat hypothalamus altered after LPS injection were investigated. Orexin neurons were revealed using immunohistochemical method. Animals received i.v. 500 mkg/kg bw LPS that caused the decrease of the quantity of orexin-positive neurons in 6 hours after injection. EHF-irradiation abolished this effect. Thus, the compensatory effect of EHF-irradiation on the quantity of orexin-positive neurons decreased after LPS injection was demonstrated.

Текст научной работы на тему «Морфофункциональные изменения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса при введении липополисахарида, сочетанном с электромагнитным облучением кожи волнами крайне высокой частоты»

Сер. 11. 2009. Вып. 3

ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА

УДК 612.017; 615.37

Т. В. Абрамова1, С. В. Перекрест1, Н. С. Новикова1, Ю. В. Лоскутов1, К. З. Шаинидзе1, В. Роджерс2, Е. А. Корнева1

МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ИЗМЕНЕНИЯ ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИХ НЕЙРОНОВ ГИПОТАЛАМУСА ПРИ ВВЕДЕНИИ ЛИПОПОЛИСАХАРИДА, СОЧЕТАННОМ С ЭЛЕКТРОМАГНИТНЫМ ОБЛУЧЕНИЕМ КОЖИ ВОЛНАМИ КРАЙНЕ ВЫСОКОЙ ЧАСТОТЫ

Научно-исследовательский институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург 2Институт биоинформационных исследований, Вэйн, Филадельфия, США

Как известно, функции нервной и иммунной систем тесно связаны и взаимозависимы. Установлены структуры гипоталамуса, вовлеченные в процесс центральной регуляции функций иммунной системы. Так, электростимуляция латеральной области гипоталамуса ^НА) усиливает цитотоксическую активность натуральных киллерных ^К) клеток селезенки [1, 2]. Нейроны LHA связаны полисинаптически с нейронами, иннерви-рующими селезенку [3] и красный костный мозг [4]. Кроме того, нейроны гипоталамиче-ских структур, в том числе в LHA, активируются в первые часы после введения антигенов различной природы: стафилококкового энтеротоксина В [5, 6], столбнячного анатоксина [7], липополисахарида (ЛПС) [8-11], бычьего сывороточного альбумина [10, 11].

Орексины — нейромедиаторы, участвующие в регуляции различных физиологических процессов (поддержании энергетического баланса, регуляции цикла сон — бодрствование, пищевого поведения, ответных реакций на стрессорные воздействия и механизмы восприятия боли) [12-18]. Большинство орексин-содержащих нейронов локализовано в LHA [19]. Показано снижение степени иммунореактивности орексин-содержащих клеток при внутрибрюшинном введении циклофосфамида или внутривенном введении (в/в) ЛПС [20, 21]. Выявлено увеличение экспрессии мРНК препроорексина в LHA через 4 ч после введения ЛПС [22]. Комплекс приведенных данных, а также высокая плотность отростков орексин-содержащих нейронов [19] и наличие рецепторов к орексинам [23-25] на мембранах нейронов гипоталамических структур, участвующих в регуляции иммунно-логических процессов [26, 27], на мембранах стволовых клеток (CD34+), клеток селезенки, надпочечников, печени [28-30] свидетельствуют в пользу возможного участия системы орексин-содержащих нейронов в регуляции функций иммунной системы.

Введение ЛПС вызывает изменение концентрации различных цитокинов в крови [31], которые влияют на клетки иммунной и нервной систем, в частности, на нейроны гипоталамуса [32], принимающие участие в регуляции иммунологческих процессов [33].

© Т. В. Абрамова, С. В. Перекрест, Н. С. Новикова и др., 2009

Введение ЛПС сопровождается повышением температуры тела, отказом от пищи, затаиванием, сонливостью. Не исключено, что реакции на введение ЛПС в определенной мере опосредованы изменением активации орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, так как эти нейроны участвуют в регуляции пищевого поведения, цикла сон — бодрствование, восприятия боли и уровня энергетического обмена [16, 34]. Кроме того, показано, что через 2 и 4 ч после в/в введения ЛПС иммунореактивность орексин-содержащих нейронов не изменяется, однако через 6 ч происходит снижение степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в структурах LHA, расположенных на срезах мозга, соответствующих 28-30 уровням [21]. Авторы предполагают, что данные феномены, возможно, связаны с изменением баланса синтеза и потребления орексина в орексин-содержащих нейронах в период развития индуктивной фазы иммунного ответа.

Одной из важных задач современной нейроиммунофизиологии является изучение механизмов действия различных химических и физических факторов, модулирующих интенсивность защитных функций организма. Электромагнитное облучение кожи в диапазоне крайне высоких частот широко используется в медицинской практике и оказывает положительный эффект при различных видах патологии. Так, КВЧ-облучение кожи продлевает действие анестезии [35], оказывает анальгизирующий эффект [36] и влияет на функции иммунной системы [37, 38]. Показано, например, что КВЧ-облучение кожи активирует натуральные киллерные клетки селезенки [39], а также восстанавливает их цитотоксическую активность, сниженную в результате электроболевого раздражения [40]. Эти процессы коррелируют с изменением алгоритма реакций клеток гипоталами-ческих структур, принимающих участие в центральной регуляции функций иммунной системы [41]. Предполагается, что КВЧ-облучение влияет на процессы взаимодействия нервной, эндокринной и иммунной систем [42] и характер его эффекта зависит от исходного функционального состояния этих систем [43-45].

Целью данного исследования являлось изучение реакции орексин-содержащих нейронов на введение ЛПС, сочетанное с КВЧ-облучением кожи, что позволит судить о возможности коррекции антиген-индуцированной перестройки активности орексин-содержащих нейронов с помощью КВЧ-воздействия.

Материалы и методы исследования. Проведены исследования на 19 крысах-самцах породы Wistar весом 250-300 г. Животных содержали в условиях вивария при комнатной температуре с 12-часовым циклом свет/темнота, свободным доступом к воде и пище. В течение недели животных адаптировали к экспериментальным условиям, помещая в пластиковые контейнеры, при этом задние лапы животных были фиксированы.

В качестве антигена использовали ЛПС (Sigma, L2880) в дозе 500 мкг/кг. По данным литературы эта доза является высокой, субсептической [46-48]. Ранее было показано, что через 6 ч после в/в введения 200 мкл раствора ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного происходит снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов [21], поэтому мы применили ту же схему введения антигена.

Источником КВЧ-облучения служил генератор электромагнитного поля (Г4-141, работающий в диапазоне частот 37-53 ГГц, с длиной волны 7,1 мм и мощностью 20 мВт). Крысы были облучены в 3-х точках в области коленных суставов и шеи [40] два раза по 45 мин до и после в/в введения ЛПС.

В исследовании были использованы животные, подвергнутые: ложному КВЧ-облучению и однократной в/в инъекции физиологического раствора (n = 5) — группа 1; КВЧ-облучению до и после в/в введения физиологического раствора (n = 5) — группа 2;

ложному облучению и однократной в/в инъекции ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного (n = 4) — группа 3; КВЧ-облучению до и после в/в введения ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса животного (n = 5) — группа 4.

Через 6 ч после инъекции физиологического раствора или ЛПС, наркотизированного фенобарбиталом (в/б 60 мкг/кг веса), животным проводили интракардиальную перфузию физиологическим раствором, содержащим гепарин (10 ед/мл), а затем фиксирующим раствором (100 мл 4 %-ного параформальдегида на 0,1 М фосфатно-солевом буфере (PBS) и 0,2 %-ной пикриновой кислоты, рН 7,4). Через 1 ч после перфузии мозг извлекали и погружали на 1 ч в свежий фиксирующий раствор. Затем мозг помещали в формалин с 15 %-ным раствором сахарозы на 12 ч при температуре +4 0С. Перед приготовлением замороженных фронтальных срезов мозг отмывали 20 %-ным раствором сахарозы на PBS в течение 2 ч.

Поскольку количество орексин-содержащих нейронов гипоталамуса широко варьирует на срезах мозга одного уровня [21], изготавливали максимально возможное количество серийных срезов (60-65 срезов толщиной 30 мкм), соответствующих 26-31-му уровням мозга (по атласу Swanson) [49]. Выявление орексин-содержащих нейронов гипоталамуса осуществляли авидин-биотиновым методом. В качестве первых антител использовали кроличьи антитела к орексину А (1:5000) (Sigma), в качестве вторых — моноклональные антикроличьи иммуноглобулины (клон RG-16), конъюгированные с биотином (1:1000) (Sigma), детекцию которых проводили с помощью авидин-пероксидазной метки (Sigma). Визуализацию иммуногистохимической реакции осуществляли 0,02 %-ным раствором 3'3-диаминобензидина, содержащим 0,001 % перекиси водорода, в течение 15 мин. Затем срезы монтировали на предметные стекла и заключали канадским бальзамом (Sigma).

Рассчитывали среднее количество орексин-содержащих нейронов в структурах, расположенных на каждом срезе мозга. Анализ полученных показателей проводили с помощью стандартных статистических методов.

Результаты исследования. При действии раздражителей различной природы в орексин-содержащих нейронах может происходить изменение баланса синтеза и потребления орексина, что приводит к изменению степени их иммунореактивности, наблюдаемой в эксперименте. Если количество орексина в нейронах уменьшается, то степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов может быть понижена настолько, что они не выявляются и при визуальной оценке орексин-позитивных нейронов, некоторые из них становятся невидимыми.

Количество орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса животных различных экспериментальных групп представлено на рис. 1. Через 6 ч после внутривенного введения ЛПС происходит снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, что проявляется уменьшением среднего количества этих клеток в структурах, представленных на срезах мозга 28, 29 и 30-го уровней, по сравнению с их количеством у контрольных животных.

КВЧ-облучение кожи, проведенное до и после в/в введения физиологического раствора, не вызывает изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов (рис. 1, А, Б; рис. 2). КВЧ-облучение кожи до и после в/в введения ЛПС ведет к увеличению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, сниженной в результате введения ЛПС (рис 1, В, Г; см. рис. 2), т. е. обусловливает нормализацию в этих нейронах баланса синтеза и потребления орексина. Следует подчеркнуть, что если в гипо-таламических структурах, локализованных на срезах мозга, соответствующих 28-30-му уровням, выявляются различия в степени иммунореактивности орексин-содержащих

Рис. 1. Микрофотографии орексин-позитивных нейронов гипоталамуса на срезах мозга крыс 28-го уровня (Swanson 2004) через 6 ч после в/в введения физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи (А); физиологического раствора, сочетанного с КВЧ-облучением кожи (Б); липополисахарида (500 мкг/кг), сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи (В); липополисахарида (500 мкг/кг), сочетанного с КВЧ-облучением кожи (Г)

нейронов в этих условиях, то на срезах мозга, соответствующих 26, 27 и 31-му уровням, подобные различия не выявлены.

Таким образом, КВЧ-облучение кожи нормализует сниженную в результате введения ЛПС степень иммунореактивности орексин-содержащих нейронов в структурах гипоталамуса, локализованных на срезах мозга, соответствующих 28-30-му уровням.

Обсуждение результатов. Введение ЛПС, как было показано ранее, приводит к снижению степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов [21]. Основываясь на этих данных, авторы сделали вывод о возможности участия системы орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в процессах реализации реакций мозга, развивающихся при введении антигена. Это предположение согласуется с данными о повышении экспрессии гена c-Fos в орексин-содержащих нейронах через 2 и 4 ч после введения ЛПС, тогда как через 6 ч после аппликации указанного антигена в орексин-содержащих нейронах белок c-Fos уже не выявлялся [50], и увеличении экспрессии мРНК к препроорексину в LHA через 4 ч после введения ЛПС [22]. Следует подчеркнуть, что в этих работах не исследовали изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов.

200 160 120

80 40

26

27

28

29

30

31

0

Рис. 2. Среднее количество орексин-позитивных нейронов в структурах гипоталамуса на определенных срезах мозга после в/в введения ЛПС, сочетанного с КВЧ-облучением кожи По оси абсцисс — уровень срезов мозга согласно атласу Злуашоп'в; по оси ординат — количество орексин-позитивных клеток на срезе после в/в введения: □ — физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; ЕЗ — физиологического раствора, сочетанного с КВЧ-облучением кожи; ЕЗ — ЛПС (500 мкг/кг), сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; ^—ЛПС (500 мкг/кг), сочетанного с КВЧ-облучением кожи. *P < 0,05; **P < 0,01 по сравнению с количеством орексин-позитивных нейронов после в/в введения физиологического раствора, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи; *P < 0,05 по сравнению с количеством орексин-позитивных нейронов после в/в введения липополисахарида, сочетанного с ложным КВЧ-облучением кожи.

При ограничении подвижности крыс в орексин-содержащих нейронах повышается уровень белка с^об [51] и возрастает уровень экспрессии м-РНК к препроорексину [14], при этом степень иммунореактивности нейронов снижается [52]. Полуторачасовая адаптация животных к ограничению подвижности позволила минимизировать влияние данного стрессорного воздействия: иммунореактивность орексин-содержащих нейронов после введения физиологического раствора у подобных животных не отличается от ее интенсивности у неиммобилизованных животных. Таким образом, приучение животных к условиям ограничения подвижности отменяет развитие стрессиндуцированного изменения степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов, в связи с чем в экспериментах использовали животных, адаптированных к условиям ограничения подвижности.

Анализ корригирующего действия КВЧ-облучения кожи на любые процессы требует рассмотрения его эффектов на животных, не подвергнутых другим воздействиям. Как было показано ранее, КВЧ-облучение кожи не только вызывает активацию клеток структур гипоталамуса, оцененную по наличию в них белка с^об [53], но и приводит к снижению иммунореактивности орексин-содержащих нейронов через 2 ч после воздействия [20]. Через 6 ч после такого же воздействия количество иммунореактив-ных нейронов, содержащих орексин, не отличается от их количества у животных, не подвергавшихся КВЧ-облучению кожи. Другими словами, КВЧ-облучение кожи вызывает изменения баланса между синтезом и утилизацией орексина в нейронах только в первые часы и не оказывает влияния на их иммунореактивность через 6 ч после воздействия.

При применении высоких доз ЛПС (500 мкг/кг) происходит изменение степени иммунореактивности орексин-содержащих нейронов через 6 ч, а его в/в введение, соче-танное с КВЧ-облучением кожи, нивелирует эти изменения, т. е. способствует восстановлению баланса синтеза и потребления орексина, измененного в результате введения ЛПС, что важно, учитывая высокую, субсептическую дозу вводимого препарата. Известно, что

сигнал о воздействии электромагнитых волн этого диапазона на кожу поступает в различные отделы ЦНС, достигая нейронов гипоталамуса [44, 45, 53], а иммуномодули-рующий эффект КВЧ-облучения кожи может быть опосредован через активацию клеток гипоталамических структур, участвующих в регуляции функций иммунной системы [26]. Полученные результаты конкретизируют это положение, демонстрируя, что позитивный эффект КВЧ-облучения кожи на функции иммунной системы, наблюдаемый различными авторами [38, 39, 54], может быть опосредован, в том числе, и через систему орексин-содержащих нейронов.

Таким образом, в результате проведенного исследования выявлено снижение иммунореактивности орексин-содержащих нейронов у животных, подвергнутых в/в введению ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса, и продемонстрирован корригирующий эффект КВЧ-облучения кожи на морфофункциональные изменения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса, индуцированные введением ЛПС.

Работа выполнена при поддержке Института биоинформационных исследований Ричарда Дж. Фокса, Вэйн, Филадельфия, США, и грантом РФФИ № 06-04-49265.

Литература

1. Wenner M., Kawamura M., IshikawaN. Reward linked to increased natural killer cell activity in rats // Neu-roimmunomodulat. 2000. № 7. P. 1-5.

2. Wrona D., Trojniar W. Chronic electrical stimulation of the lateral hypothalamus increases natural Killer cell cytotoxicity in rats // J. Neuroimmunol. 2003. Vol. 141. P. 20-29.

3. Cano G., SvedA.F., Rinamen L. e. a. Characterization of the central nervous system innervation of the rat spleen using viral trasneuronal tracing // J. Comp. Neurol. 2001. Vol. 439. P. 1-18.

4. Denes A., Boldogkoi Z., Uhereczky G. e. a. Central autonomic control of the bone marrow: Multisynaptic tract tracing by recombinant pseudorabies virus // Neurosci. 2005. Vol. 25. P. 1-17.

5. Gaykema R. P. A., Goehler L. E., Bol F. J. H. e. a. Bacterial endotoxin induces Fos immunoreactivity in primary afferent neurons of the vagus nerve // Neuroimmunomodulat. 1998. № 5. P. 234-240.

6. Goehler L. E, Ron P. A., Gaykema K. e. a. Staphylococcal enterotoxin B induces fever, brain c-Fos expression, and serum corticosterone in rats // Amer. J. Physiol. Regul. Integrat. Comp. Physiol. 2001.Vol. 280. P. R1434-R1439.

7. КорневаЕ. А.,Казакова Т. Б.,НосовМ. А. Экспрессия c-Fos мРНК и c-Fos-подобных белков в клетках гипоталамических структур при введении антигена // Аллергол. и иммунол. 2001. № 1. С. 37-44.

8. Elmquist J. K., Scammell T. E., Jacobson C. D., Saper C. B. Distrubution of Fos-like immunoreactivity in the rat brain following intravenous lipopolysaccharide administration // J. Comp. Neuro. 1996. Vol. 371. № 1. P. 85-103.

9. Zhang Y.-H., Jan Lu J. K., Elmquist J. K., Saper C. B. Lipopolysaccharide activates specific populations of hypothalamic and brainstem neurons that project of the spinal cord // J. Neurosci. 2000. Vol. 20. № 17. P. 6578-6586.

10. Перекрест С. В., Гаврилов Ю. В., Абрамова Т. В. и др. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов различной природы (по экспрессии c-fos гена) // Мед. иммунол. 2006. Т. 8. № 5-6. С. 631-636.

11. Гаврилов Ю. В., Перекрест С. В., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Эффекты действия электроболевого раздражения на интенсивность активации клеток гипоталамических структур, индуцированной введением различных антигенов // Физиол. и патол. иммунной сист. 2007. № 1. С. 3-10.

12. Dube M. G., Kalra S. P., Kalra P. S. Food intake elicited by central administration of orexins/hypocretins: identification of hypothalamic sites of action // Brain Res. 1999. Vol. 842. P. 473-477.

13. Ida T., Nakahara K., Katayama T. e. a. Effect of lateral cerebroventricular injection of the appetite-stimulating neuropeptide, orexin and neuropeptide Y, on the various behavioral activities of rats // Ibid. Vol. 821. P. 526-529.

14. Ida T.,NakaharaK., Murakami T. e. a. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Bio-chem. Biophys. Res. Communic. 2000. Vol. 270. P. 318-323.

15. EspanaR. A., Baldo B. A., Kelley A. E., Berridge C. W. Wake-promoting and sleep-supressing actions of hypocretin (orexin): basal forebrain sites of action // Neurosci. 2001. Vol. 106. № 4. P. 699-715.

16. Beuckmann C. T., Yanagisawa M. Orexin: from neuropeptides to energy homeostasis and sleep/wake regulation // J. Mol. Med. 2002. Vol. 80. № 6. P. 329-342.

17. Watanabe S., Kuwaki T., Yanagisawa M. e. a. Persistent pain and stress activate pain-inhibitory orexin pathways // Neuroreport. 2005. Vol. 16. № 1. P. 5-8.

18. Swanson L. W., Sanchez-Watts G., Watts A. G. Comparison of melanin-concentrating hormone and hypocretin/orexin mRNA expression patterns in a new parceling scheme of the lateral hypothalamic zone // Neurosci. Lett. 2005. Vol. 387. P. 80-84.

19. Peyron C., Tighe D. K., van den Pol A. N. e. a. Neurons containing hypocretin (orexin) project to multiple neuronal systems // J. Neurosci. 1998. Vol. 18. № 23. P. 9996-10015.

20. Abramova T. V., Novikova N. S., Perekrest S. V. e. a. Responses of hypothalamic orexin-containing neurons to cyclophosphamide, EHF-irradiation of the skin, and their combination in rats // J. Pathophysiol. 2007. Vol. 14. P. 79-85.

21. Perekrest S. V., Abramova T. V., Novikova N. S. e. a. Changes in immunoreactivity of Orexin-A-Positive Neurons after an Intravenous Lipopolysaccharide injection // Med. Sci. Monit. 2008. Vol. 14. № 7. P. BR127-133.

22. Ford G. K., Al-Baarazanji K. A., Wilson S. e. a. Orexin expression and function: glucocorticoid manipulation, stress, and feeding studies // Endocrinol. 2005. Vol. 146. № 9. P. 3724-3731.

23. Trevedi P., Yu H., MacNeil D. e. a. Distribution of orexin receptor mRNA in the rat brain // FEBS Lett. 1998. Vol. 438. P. 71-75.

24. Taheri S., Mahmoodi M., Opacka-Juffiry J. e. a. Distiribution and quantification of immunoreactive orexin A in rat tissues // Ibid. 1999. Vol. 457. P. 157-161.

25. Hervieu G. J., Cludery J. E., Harrison D. C. e. a. Gene expression and protein distribution of the orexin-1 receptor in the rat brain and spinal cord // Nuerosci. 2001. Vol. 103. P. 777-797.

26. Корнева Е. А., Хай Л. М. Влияние разрушения участков гипоталамической области на процесс иммуногенеза // Физиол. журн. СССР. 1963. Т. 49. № 1. С. 42-48.

27. КорневаЕ. А. О влиянии локального разрушения структур заднего гипоталамуса на интенсивность синтеза белков крови и органов у кроликов // Там же. 1969. Т. 55. № 1. С. 93-98.

28. RandevaH. S., KarterisE., GrammatopoulosD.,HillhouseE. W. Expression of orexin-A and functional orexin type 2 receptors in the human adult adrenals: implications for adrenal function and energy homeosta-sis // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001. Vol. 86. № 10. P. 4808-4813.

29. Steidl U., BorkS., Schaub S. e. a. Primary human CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells express functionally active receptors of neuromediators // Blood. 2004. Vol. 104. № 1. P. 81-88.

30. ZhangS.,BlacheD., VercoeP. E. e. a. Expression of orexin receptors in the brain and peripheral tissues of the male sheep // Regul. Pept. 2005. Vol. 124. № 91-93. P. 81-87.

31. Webel D. M., Finck B. N., Baker D. H., Johnson R. W. Time Course of Increased Plasma Cytokines, Cortisol, and Urea Nitrogen in Pigs Following Intraperitoneal Injection of Lipopolysaccharide // J. Anim. Sci. 1997. Vol. 75. P. 1514-1520.

32. Hopkins S. J., Rothwell N. J. Cytokines and the nervous system I: expression and regulation // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18. P. 83-88.

33. TurnbullA. V., Rivier C. L. Regulation of the Hypothalamic-Pituitary-Adrenal Axis by Cytokines: Actions and Mechanisms of Action // Physiol. Rev. 1999. Vol. 79. № 1. P. 1-71.

34. Ferguson A. V., Samson W. K. The orexin/hypocretin system: A critical regulator of neuroendocrine and autonomic function // Frontiers in Neuroendocrinal. 2002. Vol. 24. № 3. P. 141-150.

35. Rojavin M. A., Cowan A., Radzievsky A., Ziskin C. Antipruritic effect of millimeter waves in mice: evidence for opioid involvement // Life Sci. 1998. Vol. 63. № 18. P. 251-257.

36. Radzievsky A. A., Rojavin M. A, Cowan A. e. a. Peripheral neural system involvement in hypoalgesic effect of electromagnetic millimeter waves // Ibid. 2001. Vol. 68. P. 1143-1151.

37. Беспоясная В. В. Коррекция иммуногормональных нарушений у больных с гиперпластическими процессами в эндометрии // Врачеб. дело. 1999. № 3. С. 83-85.

38. Logani M. K., Ziskin M. C. Millimeter waves enhance delayed-type hypersensitivity in mouse skin // Electro- and magnetobiol. 1999. Vol. 18. P. 165-176.

39. Makar V. R., Logani M. K., Bhanushall A. e. a. Effect of millimeter waves on natural killer cell activation // Bioelectromagnetics. 2005. Vol. 26. P. 10-19.

40. Shanin S. N., Rybakina E. G., Novikova N. N. e. a. Natural killer cell cytotoxic activity and c-Fos protein synthesis in rat hypothalamic cells after painful electric stimulation of the hind limbs and EHF irradiation of the skin // Med. Sci. Monit. 2005. Vol. 11. N 9. P. BR309-315.

41. Новикова Н. С., Казакова Т. Б., Роджерс В., Корнева Е. А. Сравнительный анализ локализации и интенсивности экспресс c-fos гена в клетках определенных структур гипоталамуса при механическом и электрическом болевом раздражениях // Патогенез. 2004. Т. 2. № 2. С. 73-79.

42. ЛушниковК. В., Гапеев А. В., ЧемерисН. К. Влияние электромагнитного излучения крайне высоких частот на иммунную систему и системную регуляцию гомеостаза // Радиац. биол., радиоэк. 2002. Т. 42. № 5. С. 533-545.

43. Гапеев А. Б., Чемерис Н. К. Действие непрерывного и модулированного ЭМИ КВЧ на клетки животных. Ч. III. Биологические эффекты непрерывного ЭМИ КВЧ // Вестн. новых мед. технологий. 2000. Т. VII. С. 20-25.

44. Новикова Н. С., Казакова Т. Б., Роджерс В., Корнева Е. А. Экспрессия c-fos гена в гипоталамусе крыс при электроболевом раздражении и КВЧ-облучении кожи // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2007. Т. 88. № 11. С. 255-263.

45. Novikova N. S, Perekrest S. V., Kazakova T. B. e. a. Morphometric analysis of hypothalamic cells showing c-Fos proteins after movement restriction and EHF-irradiationi // Pathophysiol. 2008. Vol. 15. P. 19-24.

46. Quan N., Whiteside M, Herkenham M. Time course and localization patterns of interleukin-1b messenger RNA expression in brain and pituitary after peripheral administration of lipopolysaccharide // Neurosci.

1998. Vol. 83. P. 281-293.

47. Quan N., Stern E. L., Whiteside M. B., Herkenham M. Induction of pro-inflammatory cytokine mRNAs in the brain after peripheral injection of subseptic doses of lipopolysaccharide in the rat // J. Neuroimmunol.

1999. Vol. 93. P. 72-80.

48. Goto M., Deriy L. V., Chen Y. J. e. a. TNF-a increases sensitivity to LPS in chronically catheterzed rats // Amer. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 2001. Vol. 280. P. H2857-H2862.

49. Swanson L. W. Brain maps III. Structure of the rat brain. 3-rd rev. ed. San-Diego, 2004.

50. Becskei C., Riediger T., Hernadfalvy N. e. a. Inhibitory effects of lipopolysaccharide on hypothalamic nuclei implicated in the control of food intake // Brain Behav. Immun. 2008. Vol. 22. № 1. P. 56-64.

51. Sakamoto F., Yamada S., Ueta Y. Centrally administered orexin-A activates corticotrophin-releasing factor-containing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus and central amygdaloid nucleus of rats: possible involvement of central orexins on stress-activated central CRF neurons // Regul. peptides. 2004. Vol. 118. P. 183-191.

52. Шаинидзе К. З., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Иммунореактивность орексин-содержащих нейронов гипоталамуса при ограничении подвижности у крыс // Вестн. С.-Петерб. ун-та. Сер. 11. 2008. Вып. 3. С. 140-148.

53. КорневаЕ. А., НовиковаН. С., Абрамова Т. В. и др. Влияние КВЧ-облучения кожи на интенсивность активации клеток гипоталамических структур, индуцированную введением циклофосфамида // Нефрология. 2006. Т. 10. № 3. С. 74-79.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

54. Шанин Н. С., Рыбакина Е. Г., Козинец И. Л. и др. Цитотоксическая активность натуральных киллерных клеток селезенки крыс после введения циклофосфамида и КВЧ-облучения кожи // Физиол. и патол. иммунной сист. 2006. Т. 10. № 10. С. 3-6.

Статья принята к печати 18 июня 2009 г.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.