CC BY
24
48. Шпынов С.Н., Parola P, Зудаков Н.В. Распространение риккетсий группы клещевой пятнистой лихорадки на территории России и Казахстана и их экологические связи с клещами рода Dermacentor / В кн.: Природно-очаговые болезни человека: Республиканский сб. научных работ, посвященный 80-летию Омского НИИПИ. - Омск, 2001. С. 69 - 75.
49. Шпынов С.Н., Рудаков Н.В., Тарасов В.А. и др. Генотипирование риккетсий группы клещевой пятнистой лихорадки в клещах рода Dermacentor на территориях Омской и Новосибирской областей / В кн.: Актуальные проблемы обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия населения: Матер. 2-й Регион. научн.-практ. конф., посвящ. 80-летию ОГМА - Омск, 2001. С. 290 - 294.
50. Shpynov S., P Parola, N. Rudakov et al. Detection and identification of spotted fever group Rickettsiae in Dermacentor ticks from Russia and Central Kazakhstan // Eur J. Clin. Microbiol. Inf. Dis. 2001. № 20 (12). P. 903 - 905.
51. Lakos A. Tick-borne (lymphadenopathy) (TIBOLA) // Clin. Microbiol. Infect. 2001. № 7. P 228.
52. Рудаков Н.В., Самойленко И.Е., Шпынов С.Н. и др. Новые данные
о риккетсиях группы КПЛ в России и Казахстане // Журн. инфекц. па-тол. 2001. № 2 - 3. С. 75 - 80.
53. Рудаков Н.В., Матущенко А.Л., Шпынов С.Н. и др. Новые и возвращающиеся природно-очаговые инфекции / В кн.: Матер. 8-го Всероссийского съезда эпидемиологов, микробиологов и паразитологов. (В 4 т.) Т. 1. - М., 2002. С. 385, 386.
54. Шпынов С.Н., Рудаков Н.В., Танкибаев М.А. Новые данные о распространении риккетсий RpA4 и R. aeschlimannii в Северной Азии // Бюл. ВСНЦ СО РАМН. 2002. Т. 2. № 4. С. 136 - 138.
55. Beati L., Meskini M., Thiers B. et al. Rickettsia aeschlimanniisp. nov a new spotted fever group Rickettsia associated with hyalomma marginatum ticks // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. 47548 - 47594.
56. Parola Rh., Raoult D. Ticks and tick-borne bacterial disease in humans: an emerging infectious thread // Clin. Infect. Dis. 2001. № 32. Р. 897 - 928.
57. Raoult D., Fournier PE., About Ph. et al. First Documented human Rickettsia aeschlimannii infection // Emerg Infect Dis. 2002. № 8. P. 748, 749.
58. Рудаков Н.В., Самойленко И.Е., Решетникова Т.А. и др. Выявление ин-фицированности иксодовых клещей риккетсиями группы клещевой
пятнистой лихорадки на территориях с различной эпидемической активностью очагов клещевого энцефалита / В кн.: Актуальные проблемы обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия населения Омской области: Матер. областной науч.-практ. конф. - Омск, 2000. С. 194 - 196.
59. Рудаков Н.В., Самойленко И.Е., Танкибаев МЛ. и др. Новые данные об очагах клещевого риккетсиоза в азиатской части России и Казахстане / В кн.: Профилактика инфекционных заболеваний на рубеже XXI века. Раздел 2. Природно-очаговые инфекции и инвазии. - Хабаровск, 2001. С. 139-151.
60. Самойленко И.Е., Рудаков Н.В., Шпынов С.Н. и др. Экспериментальное изучение биологических свойств риккетсий трех новых генотипов из группы клещевой пятнистой лихорадки / В кн.: Природно-очаговые болезни человека: Респ. сб. научн. работ, посвящ. 80-летию Омского НИИПИ. - Омск, 2001. С. 89 - 95.
61. Samoilenko I.E., Rudakov N.V., Shpynov S.N. et al. Study of biological characteristics of spotted fever group rickettsial genotypes RpA4, DnSI4 and DnS28 // Ann. NY Acad. Sci. Rickettsiology: present and future directions. 2003, June. V. 990. P. 612 - 616.
62. Шпынов С.Н., Рудаков Н.В. «Rickettsia tarasevichiae» - новый вид риккетсий из клещей Ixodes persulcatus, собранных на различных территориях России // Актуальные проблемы обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия населения: Материалы 3-й Регион. науч.-практ. конф., посвящ. 80-летию образования гос. сан.-эпид. службы Российской Федерации. - Омск, 2002. С. 258 - 262.
63. Rudakov N.V., Shpynov S.N., Samoilenko I.E. et al. Ecology and epidemiology of spotted fever group rickettsiae and new data from their study in Russia and Kazakhstan // Ann. NY Acad. Sci. Rickettsiology: present and future directions. 2003, June. V. 990. P. 12 - 24.
64. Shpynov S., Fournier P.E., Rudakov N.V. et al. Candidatus Rickettsia tarasevichiae in Ixodes persulcatus ticks collected in Russia // Ann. NY Acad. Sci. Rickettsiology: present and future directions. 2003, June. V. 990. P. 162 - 172.
65. Fournier P.E., Raoult D. Proposal to create subspecies within the Rickettsia conorii complex and emended description of Rickettsia cono-rii / In: Proceedings of the International Congress on Rickettsiae and Rickettsial diseases. Ljubljana, Slovenia, 2002. Sep. 4 - 7. - Ljubljana: MIDA, 2002.
Молекулярно-эпидемиологические аспекты циркуляции хантавирусов на территории Липецкой области
С.Б. Гаранина1, А.Н. Мурашкина2, И.А. Ходякова2, И.А. Щукина2,
В.И. Журавлев1, М.М. Бернштейн3, С.И. Савельев2, А.Е. Платонов1
1 ФГУН «Центральный НИИ эпидемиологии» Роспотребнадзора, Москва
2 Управление Роспотребнадзора по Липецкой области
3 Управление Роспотребнадзора по Курской области
Введение
По данным Роспотребнадзора, в последние годы наблюдается активизация природных очагов геморрагической лихорадки с почечным синдромом (ГЛПС) и устойчивая тенденция роста заболеваемости практически во всех субъектах Центрального федерального округа. Участились случаи ГЛПС, ассоциированные с вирусом Добрава. Крупные зимние вспышки хантавирусной инфекции, вызванные преимущественно этим вирусом, были зарегистрированы в Центральном Черноземье: в 2001 - 2002 годах заболело 167 человек; в 2006 - 2007 (с декабря по март) было зарегистрировано 572 случая ГЛПС [2, 3]. Рассматривая особенности возникновения природных очагов хантавирусов, следует принимать во внимание влияние постоянно изменяющихся условий окру-
жающей среды и комплекса экологических факторов - биотических, абиотических, антропогенных, приводящих к изменению биологических свойств вирусов. Системный подход, включающий генетические, молекулярно-биологические и эпидемиологические методы, позволяет изучать структуру природных очагов хантавирусов, определять таксономическую принадлежность и генетическое разнообразие циркулирующих вирусов, выявлять маркеры их эпидемиологической значимости, а также и регионы повышенного риска для людей.
Изучение циркуляции хантавирусов в Липецкой области началось в 2002 году, сразу после возникновения первой зарегистрированной вспышки ГЛПС. Ретроспективно было установлено, что с ноября 2001 года по март 2002 заболели 65 человек из десяти административных территорий [1].
Ф
21
epid 2 (39).indd 21 Ф 4/16/08 5:52:14 PM
^
В течение последующих четырех лет заболеваемость в этом регионе носила спорадический характер с ежегодной регистрацией двух - десяти случаев. В конце 2006 года эпидемиологическая ситуация по ГЛПС вновь осложнилась. Численность мышевидных грызунов возросла в четыре - пять раз. Всего с декабря 2006 по март 2007 года было зарегистрировано 236 лабораторно подтвержденных случаев ГЛПС у людей [1].
Цель работы заключалась в изучении молекулярно-эпидемиологических аспектов циркуляции хантавирусов на территории Липецкой области. Задачи исследования:
• определение спектра циркулирующих хантавирусов в данном регионе; выявление основных и дополнительных видов носителей - потенциальных источников ГЛПС;
• идентификация выявленных изолятов;
• изучение гетерогенности популяций хантавирусов;
• установление степени риска отдельных территорий Липецкой области;
• обоснование необходимости использования современных технологий для дальнейшей оптимизации эпидемиологического надзора за природными очагами ГЛПС.
Материалы и методы
Ретроспективно (с 2002 г.) проанализированы эпидемиологические данные по заболеваемости людей ГЛПС, результаты зоологических, серологических и вирусологических исследований по видовому составу, численности и инфицированности мелких млекопитающих.
Молекулярно-генетическими методами были исследованы пробы от 163-х мелких млекопитающих семи видов, отловленных в декабре -январе 2006 - 2007 годов и сентябре - октябре 2007, а также клинические пробы крови от
12 больных ГЛПС из Липецкой области и 21 больного из Воронежской (январь - февраль 2007 г.). Пробы от грызунов и людей тестировали в ПЦР с использованием скрининговых наборов универсальных и вырожденных праймеров (ФГУН «ЦНИИ эпидемиологии»). Для идентификации и генотипирования изолятов хантавирусов использовали секвенирование и ПЦР-анализ с применением видоспецифичных праймеров (для детекции вирусов Пуумала, Добрава и Тула). Положительные пробы с высокой вирусной нагрузкой, не требующие дополнительных приемов очистки после амплификации в ПЦР, были секвенирова-ны. Филогенетический анализ выявленных нуклеотидных последовательностей фрагментов S- и (или) М-сегментов осуществляли с помощью программы Mega 3.1. Сиквенсы новых РНК-изоля-тов сравнивали с геновариантами хантавирусов, выявленными нами ранее в различных регионах Российской Федерации, а также с известными
хантавирусами, зарегистрированными в базе данных GenBank.
Результаты и обсуждение
По данным эпизоотологического мониторинга, проводимого с 2002 года, на территории Липецкой области была установлена естественная инфици-рованность хантавирусами мелких млекопитающих семи видов. С использованием ИФА (тест-система «Хантагност» производства ФГУП «ПИПВЭ им. М.П. Чумакова») хантавирусный антиген был обнаружен в легких мелких млекопитающих, отловленных на 20-ти административных территориях Липецкой области.
Анализ заболеваемости ГЛПС, результаты зоологических, серологических и вирусологических исследований с учетом биоценозов и особенностей ландшафта позволили выделить активные природные очаги хантавирусов луго-полевого и лесного типов. Численность мелких млекопитающих и количество инфицированных хантавирусами грызунов в межэпизоотический период с 2002 по 2005 год, превышающие среднеобластные значения, регистрировались в Добринском, Липецком, Усманском, Задонском, Измалковском и Краснинском районах.
В конце 2006 года во время обострения эпизоотической ситуации были выявлены: значительный подъем численности грызунов всех видов, выраженное доминирование в традиционных отловах рыжей полевки и полевой мыши, высокая инфици-рованность хантавирусами доминирующих видов носителей. Во время вспышки ГЛПС заболеваемость была отмечена на 11-ти административных территориях, при этом большинство случаев было зарегистрировано в шести районах, расположенных в юго-восточной части области (граничащих с Воронежской и Тамбовской областями).
В Усманском районе максимальный уровень инфицированности хантавирусами был зарегистрирован у рыжей полевки (70%) и полевой мыши (37%); в Добринском - наибольший уровень инфи-цированности был выявлен у полевых мышей (67%). Число заболевших людей в этих районах во время вспышки ГЛПС составляло 84% от общего числа заболевших, при этом 167 человек были жителями Добринского района и 32 - Усманского.
При исследовании 163 проб (легочных суспензий) от мелких млекопитающих с использованием молекулярно-генетических методов в 91 пробе от полевой мыши (46), лесной мыши (16), рыжей полевки (24), обыкновенной полевки (3) и бурозубки (2) выявлялась РНК хантавирусов.
В результате секвенирования 59 проб была установлена их таксономическая принадлежность: 47 изолятов - к вирусу Добрава (34 пробы изолированы от полевых мышей, 12 - от лесных мышей и 1 - от обыкновенной полевки). Кроме того, 10 изолятов от рыжей полевки и 1 - от лесной мыши идентифицированы как варианты вируса
— 22
epid 2 (39).indd 22 ф 4/16/08 5:52:15 PM
Пуумала; 1 изолят от обыкновенной полевки определен как вирус Тула.
При исследовании клинического материала в 29 пробах (из 33) выявлена РНК хантавирусов. В результате секвенирования 10 проб определена таксономическая принадлежность РНК-изолятов к виду Добрава.
При сравнении нуклеотидных сиквенсов новых изолятов Добрава с известными штаммами этого вируса (East Slovakia, Saaremaa, Ano-Poroia Greece и др.), зарегистрированными в базе данных GenBank, были установлены различия в пределах
13 - 22%. Липецкие изоляты оказались наиболее близки к геновариантам Добрава, обнаруженным нами в грызунах Курской, Астраханской и Омской областей, с которыми средний уровень различий составил 10 - 11% (рис. 1).
С использованием технологии генотипирова-ния была выявлена генетическая неоднородность популяций вируса Добрава, циркулирующих на территории Липецкой области. Определено, что гено-варианты из Добринского и Усманского районов формируют две хорошо выделенные линии (на филогенетическом дереве) и различаются между
Рисунок 1.
Сравнительная дендрограмма геновариантов вирусов Добрава, обнаруженных на территории Липецкой, Курской, Омской, Астраханской областей и находящихся в базе данных GenBank
Lip Dobrin 77-Ар.ag 07
— ▲Lip Dobrin 120-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 34-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 108-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 4 Hum 07
▲ Lip Dobrin 3 Hum 07
▲ Lip Dobrin 122-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 31 -Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 141-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 26-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 25-A.sylva 07
▲ Lip Dobrin 129-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 32-Ap.ag 07
—---Lip Dobrin 131-Ap.ag 07
— ▲ Lip Dobrin 14-Ap.ag 07 ▲ Lip Dobrin 72-Micr.arv 07
▲ Lip Dobrin 17-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 109-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 13-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 57-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 71 -Ap.ag 07 -▲Lip Dobrin 26 Hum 07
▲ Lip Dobrin 9 Hum 07
▲ Lip Dobrin 54-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 53-Ap.ag 07
▲ Lip Dobrin 94-Ap.ag 07 Kursk 71 3 Ap.ag 07 ]ерз
▼ Lipetsk 21 Hum 07
Gpl
h:
▼ Voronezh 83 Hum 07 -▼Voronezh 395 Hum 07
▼ Lip Usman 228-Sorex 07
▼ Lipetsk 93-Ap.ag/07
■ ▼Lip Usman 3 Hum 07
"■—▼ Lip Usman 1 54-Ap.ag 07 -▼Lip Usman 2 Hum 07
▼ Lip Usman 158-Ap.ag 07
▼ Lip Usman 196-Ap.ag 07
▼ Lip Usman 156-Ap.ag 07
— ▼Lip Usman 4 Hum 07
▼ Lip Usman 150-A.sylva 07
OMSK/1 80-Ap.ag/06
— OMSK/1 89-Ap.ag/06 OMSK/1 72-Ap.ag/06 OMSK/156-Ap.ag/06 _
2 Micr.arv Dosang 05 6 Ap.ag Dosang 05 11 Mer.tam Dosang 05 DQ061267 Ahtuba/521 -Ap.ag/04 DQ061 268 Ahtuba/518-Ap.ag/04 DQ061269 Ahtuba/523-Mus.m us/04 11 Ap.ag Enotaevo 04 13 Ap.ag Enotaevo 04
i-----AY 168578 DobV East Slovak/97
I—AY961 616 DobV strain SK/Aa Slovak _^AJ009774 Saaremaa/160V Ap agr
H
AJ009776 DobV Saar/90Aa/97
--------L33685 Dobrava-Belgrade 94
■ AY 1 68577 East Slovak/400Af/98 AJ410616 DOBV/Ano-Poroia/Afl/99 Greece
0.02
23
epid 2 (39).indd 23 4/16/08 5:52:16 PM
собой в среднем на 9,5%. Изоляты, выявленные от грызунов и людей в пределах одного района, не разтличались между собой более чем на 1 - 2%. Установлено, что усманские РНК-изоляты кластеризуются вместе с геновариантами, изолированными от больных людей из Верхнехавского района Воронежской области, при этом уровень их гомологии соответствовал 98 - 100% (см. рис. 1).
Анализ десяти новых изолятов вируса Пуума-ла показал высокую гомогенность популяции, при этом различия нуклеотидного состава анализируемых фрагментов их генома не превышали 0,6%. Генетически они наиболее близки к штаммам Пуумала, изолированным в Самарской области (уровень различий - не более 5%).
Использование молекулярно-генетических подходов при расследовании вспышки ГЛПС позволило решить проблемы, связанные с этиологической расшифровкой, быстрой идентификацией возбудителя, а также с определением идентичности изолятов, выявленных от больных людей, и источников инфекции.
Очевидно, что для оптимизации эпизоотоло-гических исследований природных очагов ханта-вирусов необходимо более широко использовать молекулярно-генетические методы. Полученная с их помощью информация может служить научнометодической основой для разработки дополнительных критериев оценки эпидемического потенциала и эпизоотической активности природных очагов ГЛПС.
Широко применяемые в настоящее время ландшафтно-эпидемиологическое районирование и картографирование местности дают возможность изучать структуру природных очагов и оценивать степень риска заражения на различных административных территориях. Однако эти методические подходы не позволяют оценивать пространственно-временную структуру природных очагов в динамике, анализировать влияние множества современных экологических факторов на популяции основных видов грызунов-носителей во взаимосвязи с хантавирусами, выяснять реальные причины расширения ареалов и возникновения новых очагов инфекции.
Рассматривая дальнейшие пути оптимизации эпидемиологического надзора за хантавирусны-ми инфекциями, следует признать необходимость скорейшего внедрения в практику географической информационной системы, позволяющей достоверно оценить связь значимых экологических, климатических, эпидемиологических параметров и картографического анализа, включающего ландшафтно-географические характеристики местности в заданном масштабе. Этот проект широко
используется за рубежом для решения различных аналитических задач, в том числе в целях эпидемиологического надзора за природно-очаговыми инфекциями, дает возможность эффективнее прогнозировать эпидемический процесс, проводить ретроспективный и оперативный эпидемиологический анализ в автоматическом режиме, оценивать риск и повышать эффективность превентивных мер по снижению заболеваемости [4, 5].
Выводы
На территории Липецкой области установлена циркуляция хантавирусов Добрава и Пуума-ла, которые формируют активные очаги инфекции. О существовании природных очагов хантавируса Тула, патогенность которого для человека пока не установлена, свидетельствуют положительные находки РНК, обнаруженные в грызунах с помощью молекулярно-генетических методов, а также результаты иммунологических и вирусологических исследований.
Наибольший процент инфицированных грызунов и максимальная заболеваемость людей (87%) во время вспышки ГЛПС (2006 - 2007 гг.) были зарегистрированы в двух районах области - Усман-ском и Добринском. Очевидно, что эти районы являются зоной наибольшего риска заражения хантавирусами.
С использованием технологии генотипирования была установлена генетическая неоднородность популяций вируса Добрава, выявленных на территории Липецкой области. Вирусные популяции в Добринском и Усманском районах включают гено-варианты вируса Добрава, различающиеся между собой в среднем на 9,5%, и, по всей видимости, формируют на территории области самостоятельные мезоочаги.
На территории Усманского района циркулируют патогенные хантавирусы двух видов - Добрава и Пуумала, которые имеют свои экологические особенности и различные эпизоотические циклы. В связи с этим территория представляет собой повышенную зону риска заражения хантавирусами.
Дальнейшие пути оптимизации эпидемиологического надзора за природными очагами ГЛПС, несомненно, должны быть тесно связаны с использованием современных технологий, в частности, с более широким применением молекулярно-генетических методов исследования, а также с внедрением в практику географической информационной системы. Это позволит достоверно оценивать реальный риск заболеваемости, эффективнее прогнозировать эпидемиологическую ситуацию и предотвращать крупные инфекционные вспышки. Ш
Литература
1. Мурашкина А.Н., Ходякова И.А., Щукина И.А. Эпидемиологические особенности вспышки геморрагической лихорадки с почечным синдромом в области // Научные труды Федерального научного центра гигиены им. Ф.Ф. Эрисмана. Вып. 19. 2007. С. 433 - 437.
2. О мерах по предупреждению заболеваний людей геморрагической лихорадкой с почечным синдромом. Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 13.06.2007 г.
№ 33.
3. Ткаченко Е.А., Берштейн А.Д., Дзагурова Т.К. и др. Сравнительный анализ эпидемических вспышек геморрагической лихорадки с почечным
— 24
ерісі 2 (39).іпсИ 24 Ф 4/16/08 5:52:16 РМ
синдромом, вызванных вирусами Пуумала и Добрава/Белград // Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2005. № 4. С. 28 - 34.
4. Eisen R.J., Glass G.E., Eisen L. et al. A spatial model of shared risk for plague and hantavirus pulmonary syndrome in the southwestern united states // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2007. № 6. P. 999 - 1004.
5. Linard C., Tersago K., Leirs H., Lambin E.F. Environmental conditions and Puumala virus transmission in Belgium // International Journal of Health Geographies. 2007. 6:55. P. 1 - 31.
Внутрибольничные инфекции и направления микробиологического мониторинга
В.И. Сергевнин1, Н.И. Маркович2
1 ГОУ ВПО «Пермская государственная медицинская академия им. акад. Е.А. Вагнера» Росздрава
2 Министерство здравоохранения Пермского края
М
икробиологический мониторинг за внутрибольничными инфекциями (ВБИ) представляет собой комплекс мероприятий, обеспечивающих постоянное слежение за циркуляцией условно-патогенных бактерий среди пациентов и на объектах больничной среды, а также изучение эпидемиологически значимых свойств этих микроорганизмов. Соответственно, в структуре микробиологического мониторинга целесообразно выделить три направления: микробиологический мониторинг пациентов, больничной среды и изучение эпидемиологически значимых свойств изолированных микроорганизмов (схема).
Микробиологический мониторинг пациентов -бактериологическое обследование пациентов лечебно-профилактических учреждений (ЛПУ) при наличии у них факторов риска или признаков ВБИ с целью прогнозирования возникновения инфекционного процесса и своевременного его выявления. До настоящего времени перечень показаний для планового бактериологического обследования пациентов групп риска развития ВБИ остается нерегламентированным. Мы считаем, что в плановом порядке целесообразно обследовать на наличие возбудителей ВБИ прежде всего больных, находящихся на искусственной вентиляции легких, пациентов с постоянными катетерами и дренажами; рожениц с длительным безводным периодом, инфекциями мочеполовой системы; новорожденных с тяжелой асфиксией и недоношенных, оперированных пациентов с тяжелым сахарным диабетом, ожирением 3 - 4-й степени, анемией 3-й степени. По клиническим показаниям необходимо бактериологически обследовать всех больных с признаками ВБИ согласно стандартным определениям случаев, а также пациентов с признаками донозологических форм ВБИ (расхождение шва у оперированных больных, отек и гиперемия конъюнктивы или пупочного кольца, серозное отделяемое из глаз или из пупочной раны у новорожденных и др.).
Микробиологический мониторинг больничной среды целесообразно, на наш взгляд, определить как комплекс мероприятий, направленных на оценку микробной обсемененности эпидемиологически значимых объектов больничной среды, а также контроль качества дезинфекции, стерилизации и антисептики. Основные направления микробиологического мониторинга больничной среды:
• исследование микробной обсемененности объектов больничной среды;
• бактериологический контроль качества:
- дезинфекции;
- стерилизации;
- обработки кожи операционного поля и рук хирургов;
- гигиенической обработки рук медицинского персонала.
Следует заметить, что действующие на сегодня документы по профилактике внутрибольничных инфекций не определяют возможных вариантов отбора смывов с объектов больничной среды. По нашему мнению, отбор этих смывов целесообразно разграничить: для исследований, ориентированных на оценку бактериальной обсемененности больничной среды, и исследований с целью контроля качества дезинфекции.
Отбор проб для оценки качества дезинфекции следует проводить через 10 - 60 минут после обработки поверхности предметов. Смывы в этом случае достаточно исследовать на наличие коли-формных бактерий и золотистого стафилококка. Соответственно, критерием качественной дезинфекции следует считать отсутствие в смывах санитарно-показательных микроорганизмов.
Отбор смывов с целью определения микробной обсемененности больничной среды необходимо осуществлять во время работы медперсонала. Бактериологическое исследование проб в этом случае должно предполагать идентификацию всего
ф
25
epid 2 (39).indd 25 Ф 4/16/08 5:52:16 PM
