МОЛЕКУЛЯРНАЯ ЭПИДЕМИОЛОГИЯ ГЕНОВ ГРУППЫ MCR Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

Том 22 №4

2020

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии

Научно-исследовательский институт антимикробной химиотерапии ФГБОУ ВО СГМУ Минздрава России Учредитель

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии Издатель

Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии www.iacmac.ru Журнал зарегистрирован Комитетом РФ по печати 30.09.1999 г. (№019273) Тираж 3000 экз.

Подписные индексы По каталогу «Журналы России» на 2020 г. агентства «Роспечать»:

82125 - единый подписной

индекс; Т6708 - для юридических лиц.

Подписка на сайте издателя

https://service.iacmac.ru

Адрес для корреспонденции

214019, г. Смоленск, а/я 5. Тел./факс: (4812)45 06 02

Электронная почта: cmac@antibiotic.ru Электронная версия журнала: www.cmac-journal.ru

Журнал входит в Перечень рецензируемых научных изданий, в которых должны быть опубликованы основные научные результаты диссертаций на соискание ученой степени кандидата наук, на соискание ученой степени доктора наук. Присланные в редакцию статьи проходят рецензирование

Мнение редакции может не совпадать с точкой зрения авторов публикуемых материалов

Ответственность за достоверность рекламных публикаций несут рекламодатели При перепечатке ссылка на журнал обязательна

© Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия, 2020.

Содержание

252 От редакции

Болезни и возбудители

Козлов Р.С., Андреева И.В., Стецюк О.У., Муравьев А.А. 254 Вакцинация против пневмококковой инфекции взрослых пациентов с сопутствующими заболеваниями: взгляд через призму клинических рекомендаций

Кожушная О.С., Солопова Г.Г., Воропаев А.Д., Маркова Ж.В., Сацук А.В., Баламожнова А.О., Новичкова Г.А.

266 Эпидемиологическое расследование вспышки кандидемий, вызванной C. parapsilosis, в центре детской гематологии/онкологии

Антибиотикорезистентность

Гординская Н.А., Беляева Е.В., Борискина Е.В., Кряжев Д.В. 272 Проблема антибиотикорезистентности стафилококков в педиатрических стационарах

Карпов О.Э., Гусаров В.Г., Замятин М.Н., Орлова О.А., Петрова Л.В., Камышова Д.А., Дементиенко М.В., Габоян Я.С., Пивкина А.И., Гриценко Е.А. 277 Управление антибиотикорезистентностью в стационаре: современные реалии и перспективы

Шедько Е.Д., Тимошина О.Ю., Азизов И.С. 287 Молекулярная эпидемиология генов группы mcr

Опыт работы

Гороховский В.С., Слободенюк Е.В., Бобровникова М.Ю., Дьяченко С.В. 302 Влияние сотовых телефонов медицинского персонала на распространение проблемных резистентных микроорганизмов

Иванова О.В., Эйдельштейн И.А., Ромашов О.И., Козлов Р.С. 306 Оценка влияния мутаций в гене 23S рРНК Mycoplasma pneumoniae, обуславливающих

устойчивость к макролидам, на тяжесть течения внебольничной пневмонии у лиц молодого возраста, находившихся на лечении в Смоленском военном госпитале

Егорова С.А., Кафтырева Л.А. 314 Методологические подходы к определению чувствительности штаммов Salmonella к фторхинолонам

RM'AX

www.cmac-journal.ru

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

пиша 1Ш

2020

DOI: 10.36488/cmac.2020.4.287-300

Обзорная статья

Молекулярная эпидемиология генов группы тег

Шедько Е.Д.1, Тимошина О.Ю.1, Азизов И.С.2

1 ФБУН «Центральный НИИ эпидемиологии» Роспотребнадзора, Москва, Россия

2 НИИ антимикробной химиотерапии ФГБОУ ВО СГМУ Минздрава России, Смоленск, Россия

Контактный адрес: Елизавета Дмитриевна Шедько Эл. почта: shedko@cmd.su

Ключевые слова: антибиотикоре-зистентность, генетические детерминанты, гены резистентности, полимиксины, тег, молекулярная диагностика.

Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.

Колистин, относящийся к классу полимиксинов, является так называемым антибиотиком последнего резерва и используется в борьбе с заболеваниями, вызванными бактериальными патогенами с множественной лекарственной устойчивостью. Стремительное распространение резистентности к по-лимиксинам, опосредованной локализованным на плазмидной ДНК геном тег, может представлять высокую эпидемиологическую опасность. Для эффективного контроля за распространением генов группы тег необходимо создание высокоточных, высокочувствительных и простых в применении тест-систем. В данном обзоре рассматриваются наиболее актуальные исследования в области молекулярной эпидемиологии, а также описываются существующие в настоящий момент подходы к микробиологической и молекулярно-биологической диагностике генов группы тег.

Review

Molecular epidemiology of mcr gene group

Shedko E.D.1, Timoshina O.Yu.1, Azizov I.S.2

1 Central Research Institute of Epidemiology, Moscow, Russia

2 Institute of Antimicrobial Chemotherapy, Smolensk, Russia

Contacts:

Elizaveta D. Shedko E-mail: shedko@cmd.su

Key words: antimicrobial resistance, genetic determinants, resistance genes, polymyxins, mcr, molecular diagnosis.

Conflicts of interest: all authors report no conflicts of interest relevant to this article.

Colistin and polymyxin B are the "last reserve" antimicrobials for the treatment of extensively drug-resistant Gram-negative bacterial infections. The rapidly increasing prevalence of polymyxin resistance mediated by the mcr gene localized on plasmid DNA currently poses a high epidemiological threat. In order to control a distribution of mcr genes, it is necessary to develop highly accurate, highly sensitive and easy-to-use diagnostic tools. This paper provides a review of the most relevant studies on the molecular epidemiology as well as current approaches to microbiological and molecular detection of mcr group genes.

Введение

Колистин относится к классу полимиксинов - катион-ных циклических полипептидных антибиотиков, содержащих липофильную жирную ацильную боковую цепь. В основе принципа действия полимиксинов лежит конкурентное связывание двухвалентных катионов кальция и магния, приводящее к дестабилизации бактериальных мембран. Начальные этапы взаимодействия молекулы полимиксина с мембраной обусловлены электростатическими взаимодействиями между положительно заряженными полимиксинами и отрицательно заряженной фосфатной группой липида А на липополисахаридах (ЛПС), локализованных на мембране бактериальных клеток [1]. Из-за неблагоприятного профиля безопасности, а также на фоне появления ряда антибиотиков, активных в отношении некоторых грамотрицательных микроорганизмов, применение полимиксинов с середины 1980-х гг. начало стремительно снижаться, и к началу 2000-х гг.

Шедько Е.Д. и соавт.

полимиксины практически не применялись в России. Однако появление и стремительное распространение полирезистентных и панрезистентных штаммов микроорганизмов, устойчивых к абсолютному большинству антимикробных препаратов, применяющихся в клинической практике, послужило причиной ренессанса полимиксинов как антибиотиков. Являясь средствами так называемого последнего резерва, в настоящее время полимик-сины используются для лечения инфекций, вызванных полирезистентными бактериями Acinetobacter baumannii [2], Pseudomonas aeruginosa [3], а также CRE (англ. carbapenem-resistant Enterobacteriaceae - карбапенемо-резистентные энтеробактерии) [4], которые, согласно глобальному приоритетному списку антибиотикорезис-тентных бактерий Всемирной организации здравоохранения, относятся к критически значимым патогенам [5].

В 2015 г. Liu Y. и соавт. впервые сообщили об обна-

ружении гена mcr-1 [6]. Гены группы mcr (англ. mobilized colistin resistance - мобилизованная резистентность к ко-листину) передаются между бактериями посредством плазмидной ДНК и кодируют белки, детерминирующие формирование устойчивости бактерий к колистину (по-лимиксинам) [7]. С момента открытия бактерии, несущие гены группы mcr, были обнаружены на 5 континентах как в клинических образцах, полученных от человека, так и в культурах, выделенных от животных и из объектов окружающей среды [7]. Высокая эпидемическая опасность широкого распространения генов резистентности к колистину (mcr) и, как следствие, существенное сокращение возможности использования жизнеспасаю-щего препарата ставит задачу по разработке новых, быстрых и точных, методов детекции в клинической диагностике и исследовательской практике.

Молекулярная эпидемиология mcr

Классические механизмы резистентности к полимик-синам

Впервые природная устойчивость грамотрицатель-ных бактерий к колистину была показана Muyembe T. и соавт. в 1973 г. [8] у бактерий вида Edwardsiella tarda. В дальнейшем природная устойчивость была описана у различных бактерий, включая представителей родов Proteus, Serratia, Providencia, Morganella, Burkholderia [9]. Вышеупомянутые микроорганизмы имеют ЛПС, модифицированный посредством присоединения к нему различных катионных групп. Таким образом, суммарный заряд ЛПС возрастает, что приводит к ослаблению связывания полимиксинов и, следовательно, к резистентности к данному классу антибиотиков.

В частности, для природно резистентного к полимик-синам Proteus mirabilis характерна модификация ЛПС 4-амино-[-арабинозой (L-Ara4N), вызванная конститутивной экспрессией оперона arnBCADTEF. Также в геноме P. mirabilis был обнаружен ген eptC, отвечающий за модификацию ЛПС фосфоэтаноламином (PEtN). Мутации в вышеупомянутых опероне и гене могут приводить к формированию полимиксиночувствительного фенотипа. Также влияние на природную резистентность P. mirabilis к полимиксинам могут оказывать мутации в гене galU, участвующем в биосинтезе L-Ara4N, и генах двухкомпонентной системы rppA/rppB, ответственной за активацию оперона arnBCADTEF. Показано, что инактивация генов arnB и arnC, входящих в состав оперона arnBCADTEF, регулируемого двухкомпонентной системой phoP/phoQ, также ведет к формированию поли-миксиночувствительного фенотипа у Serratia marcescens: мутации в этих генах приводят к снижению МПК поли-миксина B с 2048 (для штамма дикого типа) до 2 мг/л. Конститутивная экспрессия оперона arnBCADTEF, приводящая к модификации ЛПС L-Ara4N, также характерна и для природно резистентных к полимиксинам представителей рода Burkholderia.

В отличие от природно резистентных к полимикси-нам бактерий, некоторые другие виды грамотрицатель-ных микроорганизмов способны формировать устойчивые к данному классу антибиотиков фенотипы под воздействием неблагоприятных факторов внешней

среды. В частности, приобретенная резистентность к полимиксинам показана для ряда представителей порядка Enterobacterales (Salmonella enterica, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli), а также для A. baumannii и P. aeruginosa. Классическим механизмом формирования устойчивости к полимиксинам является ковалентное присоединение вышеупомянутых катионных групп (L-Ara4N и PEtN) к липиду А ЛПС клетки бактерии. Также могут наблюдаться и другие формы модификации ЛПС (деаци-лирование, гидроксилирование), вплоть до полной его утраты. Альтернативные стратегии формирования резистентности к полимиксинам включают в себя системы эффлюкса (например, AcrAB и KpnEF у K. pneumoniae), а также гиперэкспрессию некоторых белков наружной мембраны (в частности, OprH у P. aeruginosa).

Модификация липида А у S. enterica, K. pneumoniae, A. baumannii и P. aeruginosa остатками L-Ara4N и PEtN происходит посредством группы трансфераз Pmr и регулируется двухкомпонентными системами PmrA/PmrB и PhoP/PhoQ [10]. Активация двухкомпонентной системы PhoP/PhoQ приводит к экспрессии трансферазы PmrD и последующей активации системы PmrA/PmrB. Активация системы PmrA/PmrB приводит к усилению экспрессии оперонов arnBCADTEF-pmrE (также известного как pmrHFUKLM-ugd) и pmrCAB, ответственных за синтез и присоединение к липиду А остатков L-Ara4N и PEtN соответственно, что в свою очередь ведет к изменению общего заряда ЛПС. Индукция двухкомпонентных систем pmrA/pmrB и phoP/phoQ может происходить путем возникновения в них случайных мутаций, а также под воздействием полимиксинов. Интересно отметить, что у P. aeruginosa гены pmrE и pmrHFUKLM объединены в единый оперон, который также может быть индуцирован низким содержанием Mg2+[11].

Резистентность к колистину также может быть обусловлена мутациями в генах lpxA, lxpC и lpxD, которые приводят к полной потере бактериями ЛПС и липида А. Такой механизм в настоящее время был обнаружен только у бактерий вида A. baumannii [12]. Другими уникальными механизмами резистентности к полимиксинам являются продукция вязкой полисахаридной капсулы, способной захватывать антимикробные пептиды, у некоторых штаммов K. pneumoniae [13], а также экспрессия сериновой протеазы у Paenibacillus (Bacillus) polymyxa, инактивирующей колистин путем разрушения связи между остатками диаминомасляной кислоты [14].

Характеристика генов группы mcr

Интересно отметить, что первая публикация об устойчивости к полимиксинам, связанной с коньюгатив-ной плазмидой Inc-группы [15], не привлекла внимания специалистов, и вероятная роль плазмидного механизма устойчивости на долгие годы оказалась забытой. Второй «выход на сцену» плазмидных механизмов устойчивости к полимиксинам на фоне широкого распространения полирезистентных штаммов грамотрицательных бактерий оказался гораздо более выраженным. Новый плазмидо-опосредованный механизм устойчивости бактерий к по-лимиксинам обусловлен экспрессией генов группы mcr [6]. В отличие от классических механизмов, обеспечивающих лишь вертикальную передачу резистентности

Шедько Е.Д. и соавт.

внутри штамма или клональной линии, гены группы mcr могут распространяться посредством горизонтального переноса в составе трансмиссивных плазмид между разными штаммами и видами бактерий.

Гены группы mcr кодируют фосфоэтаноламинотранс-феразы, переносящие PEtN в позицию 1(4')-фос-фатной группы глюкозамина на липид А ЛПС. Образующийся в результате 4'-фосфоэтаноламин-ли-пид А препятствует связыванию полимиксинов [16, 17]. Фосфоэтаноламинотрансферазы MCR представляют из себя трансмембранные белки, локализованные на пе-риплазматической стороне внутренней мембраны, и состоят из трансмембранного домена, представляющего собой 5 а-цепей на N-конце и каталитического пери-плазматического домена на С-конце.

Наиболее близкими предками mcr являются гены группы icr (англ. intrinsic Colistin resistance - природная резистентность к колистину), обнаруженные в составе хромосомной ДНК Moraxella spp. и имеющие ~ 70% идентичности по нуклеотидной последовательности с генами групп mcr-1 и mcr-2 [18]. Трансферазы группы ICR имеют ~ 60% идентичных ферментам MCR аминокислот и аналогично модифицируют липид А, перенося на него фосфоэтаноламин [19]. Poirel L. и соавт. предполагают, что гены группы mcr произошли от генов группы icr посредством переноса в комплексе с мобильными элементами ISApll [20].

Большинство плазмид, несущих гены группы mcr, относятся к плазмидам группы несовместимости Inc [16]. Особенностью плазмид группы Inc является наличие нескольких систем токсин-антитоксин, которые обеспечивают высокую экспрессию генов в составе плазмиды [21]. Среди изученных плазмид наибольшую распространенность имели плазмиды групп IncX4 (35,2%), IncI2 (34,7%) и IncHI2 (20,5%), при этом плазмиды группы IncI2 преобладали в Азии, в то время как плазмиды группы IncHI2 -в Европе [22]. Разнообразие плазмид, несущих ген mcr, было показано как для человеческой микробиоты [23], так и для образцов, полученных от животных [24].

Перенос генов группы mcr происходит в составе транспозона Tn6330 [20], структура которого может различаться в зависимости от типа плазмиды. Инсерционная последовательность Apl1 была обнаружена перед геном mcr в 77,8% исследованных плазмид группы IncHI2 и 37,9% плазмид группы IncI2, однако полностью отсутствовала в плазмидах группы IncX4 [22]. Наиболее часто гену mcr сопутствуют такие генетические элементы, как образующая шпильку последовательность hp, белок сборки пилей IV типа - pilP и белки системы секреции IV типа - virD4 и virB4 [7, 23].

На данный момент обнаружено 10 вариантов генов, входящих в группу mcr.

В группу генов mcr-1, согласно базе данных Pathogen Detection Reference Gene Catalog [25], на сегодняшний день входит 30 гомологов, которые отличаются в основном однонуклеотидными заменами, приводящими к изменению аминокислотного состава кодируемого ими белка [26]. Гены группы mcr-2 имеют 77% идентичных нуклеотидных остатков с генами группы mcr-1 [26] и, согласно филогенетическому анализу, составляют с ними единую субкладу I [27].

Шедько Е.Д. и соавт.

Субклада II включает гены групп mcr-3, mcr-4, mcr-5, mcr-7, mcr-8, mcr-9 и mcr-10 [28, 29]. Группа генов mcr-3 является в настоящий момент наиболее широко представленной и насчитывает 40 разнообразных типов аллелей [25]. Гены семейства mcr-3 имеют 45% сходства с mcr-1 и 47% сходства с mcr-2 [26]. Также в данную субкладу входят mcr-4-подобные гены, представленные у бактерий рода Shewanella и A. baumannii [27, 30]. Вариант гена mcr-5 был впервые обнаружен Borowiak M. и соавт. у серотипа Salmonella enterica подвид enterica Paratyphi B (dTa+) [31]. Интересно отметить, что в работе Ma S. и соавт. был описан случай обнаружения варианта гена mcr-5 в бактериях вида Aeromonas hydrophila, которые относятся к семейству Aeromonadaceae порядка Aeromonadales [32]. Ген mcr-7 был обнаружен у бактерий K. pneumoniae в работе Yang Y. и соавт., где была показана 78% идентичность нуклеотидному составу mcr-3 [33]. Гены внутри группы mcr-8 отличаются между собой пятью нуклео-тидными заменами [34] и имеют 50,23% сходства с вариантом mcr-3 [35]. Гомолог mcr-9 впервые был открыт Carroll L. и соавт. в бактериях Salmonella enterica серотипа Typhimurium и при анализе представленных в базе данных GenBank последовательностей был обнаружен в 335 геномах бактерий семейства Enterobacteriaceae [36]. Ген mcr-10 был обнаружен в составе плазмиды IncFIA у клинического штамма Enterobacter roggenkampii в 2020 г. Последовательность гена mcr-10 на 79,69% идентична последовательности гена mcr-9.

К гомологам, представленным одним вариантом ал-леля, относится mcr-6 [25]. Ген mcr-6 был обнаружен в M. pluranimalium-подобном штамме MSG47-C17 и изначально был отнесен к варианту mcr-2 [37].

Белковые продукты генов субклады I - фосфоэтано-ламинаминотрансферазы MCR-1 и MCR-2 - имеют 81% идентичных аминокислотных остатков [26]. Также было экспериментально доказано, что домены белков MCR-1 и MCR-2 являются взаимозаменяемыми [38, 39]. PEtN-трансфераза субклады II - MCR-3 с температурой плавления 66,2°C - является более термостабильной, чем MCR-1, температура плавления которой составляет 61,1°C [40]. Домены белков MCR-1 не являются взаимозаменяемыми с доменами белков субклады II [27]. Однако интересно отметить, что домены трансфераз внутри субклады II, MCR-3 и MCR-4, также не являются взаимозаменяемыми [27].

Согласно представленным данным, аминокислотная последовательность MCR-5 имеет сходство 36% с MCR-1, 35% с MCR-2, 35% с MCR-3 и 34% с MCR-4. Авторы также отмечают, что в настоящее время невозможно определение предположительного происхождения варианта MCR-5 [31]. Относимая ранее к варианту MCR-2 трансфераза MCR-6 обладает высокой степенью родства с MCR-2 и имеет с ней 88% идентичных аминокислот [37]. Вариант MCR-7 имеет 70% сходство аминокислотного состава с MCR-3 и 45% с MCR-4. При этом интересно отметить, что с остальными семействами генов сходство составляет ~ 35% [41]. Аминокислотная последовательность MCR-8 в среднем имеет идентичность с остальными около 34%, однако наиболее высокое сродство (40%) - с вариантом MCR-3 [35]. MCR-9

имеет 65% идентичности аминокислотной последовательности с MCR-3, однако структурно является схожим также с вариантами гена MCR-4 и MCR-7 [36]. MCR-10 является на 83% идентичной аминокислотному составу MCR-9 [42].

Для трансферазы MCR-1 были показаны такие ключевые аминокислотные остатки, как глютаминовая кислота (E246), треонин (T285), аспарагиновая кислота (D465) и гистидин (H395, H466, H478) [16]. Для MCR-2 набор аминокислот является идентичным (E244, T283, H393, D463, H464 и H476) [17]. Активные центры ферментов, кодируемые типами генов mcr-3 и mcr-4, достаточно сильно отличаются по аминокислотному составу, хотя катализируют одинаковые биохимические реакции. Так, для трансферазы MCR-3 характерно наличие аспа-рагина (N103), глицина (G322) и лизина (K325) в дополнение к присутствующим у вариантов MCR-1 и MCR-2 треонину, глютаминовой кислоте и гистидину (T107, E111, H380, H463) [43]. Для варианта MCR-4 аминокислотный состав активного центра является схожим MCR-3 (N104, T108, E112, K326, H382, H465), однако его отличает замена глицина на серин (S323) [27].

Эпидемиология генов mcr

В настоящее время случаи возникновения резистентности к колистину, опосредованной геном mcr, были зафиксированы в 40 странах мира [44, 45]. В Российской Федерации на 2020 г., согласно представленным в базе AMRmap [46] данным, в клинической практике было зарегистрировано 35 случаев обнаружения варианта гена mcr-1. Было показано, что большая часть полимикси-норезистентных штаммов из России с множественной устойчивостью являются mcr-независимыми [47]. Это дает возможность предположить, что наиболее вероятной причиной появления mcr-позитивных изолятов в России является попадание из соседних регионов [48].

Для Китая, где проблема стоит наиболее остро, было показано, что 28% обследованных пациентов являлись носителями бактерий-комменсалов, содержащих плаз-миды с mcr-1 [49]. В период с 2006 по 2016 г. распространение гена mcr-1 в клинических изолятах бактерий рода Salmonella значительно увеличилось после 2012 г., причем 81% из них оказались полирезистентными [50]. Согласно исследованиям, проведенным Shen Y. и соавт., распространенность mcr-1 составляла в среднем 15% (95% ДИ: 14-16%) среди населения 30 различных провинций и муниципалитетов Китая [51].

Резервуары mcr в окружающей среде

В окружающей среде, согласно работе Chen K. и со-авт., бактерии, несущие ген mcr-1, в основном обнаруживаются в воде [49], в том числе в сточных водах [52, 53] и в природных водоемах [54], а также в фекалиях животных и продуктах питания. Так, множество работ по изучению распространения генов группы mcr проводились именно с использованием образцов бактериальных культур, полученных от различных сельскохозяйственных птиц [41, 55-57] и животных [58-60]. Это дает возможность предположить, что основное распространение в популяции человека гены группы mcr получили за счет интенсивного использования колистина для сель-

скохозяйственных животных за последние 50 лет [44]. Однако интересно отметить, что 8,7% образцов, полученных от животных-компаньонов, также были mcr-по-ложительными [61].

Mcr-позитивные штаммы с множественной лекарственной устойчивостью

Особое внимание стоит уделить одной из основных угроз настоящего времени - нозокомиальным инфекциям, которые могут быть вызваны в том числе анти-биотикорезистентными бактериями [62-65]. В исследовании Caselli E. и соавт. было показано, что 8,3% госпитальных изолятов Enterobacteriaceae в Италии имели устойчивость к колистину, опосредованную наличием mcr-1 [66].

В работе Haenni M. и соавт. 21% бактерий, содержащих гены бета-лактамаз расширенного спектра, были также и mcr-позитивными [67]. В другом исследовании было показано, что 39,6% плазмид совместно с геном mcr содержали blaax-M, blasHv и blajEM [68]. Также были описаны плазмиды, совместно с mcr несущие гены резистентности к карбапенемам (blaNDM-5, blaNDM-9), фосфо-мицину (fosA3), аминогликозидам (rmtB, aadAI, aadA2, aph(6)-ld, aph(3")-lb/strB), цефалоспоринам (blaCTX-M-65), фениколам (floR, cmlAI), триметоприму (dfrAI), тетрациклину (tetA) и сульфаниламидам (sull, sul3) [67, 69-71]. При этом нередко плазмиды содержат гены устойчивости сразу к нескольким классам антибиотиков [72-74].

Вероятные эпидемиологические цепочки распространения генов mcr

В связи с тем что открытие и последующее распространение mcr-1 связывают с применением колистина в фермерской промышленности Китая [75], интересным является рассмотрение различных возможных путей и факторов передачи генов группы mcr. Так, в исследовании Liu X. и соавт. было показано, что около 33% изо-лятов E. coli, полученных из образцов мясной промышленности Китая, обладали резистентностью к колистину, при этом 0,4% также обладали резистентностью к меро-пенему [76]. В исследовании факторов передачи было показано, что наиболее существенной (P < 0,05) корреляцией, связанной с высокой распространенностью mcr-1 среди людей в Китае, обладало высокое потребление продуктов мясной промышленности, особенно свинины и баранины (х2 = 0,6; P = 1> 0,05) [51]. Однако интересно отметить, что высокой корреляцией также обладала работа в аквакультурной промышленности (ОШ = 0,5; 95%-й ДИ: 0,3-0,7) и потребление в пищу большого количества морепродуктов (ОШ = 0,6; 95%-й ДИ: 0,5-0,7) [51].

Liu Y. и соавт. было показано, что несущая mcr-1 плазмида pHNSHP45 имела высокую скорость передачи in vitro среди штаммов E. coli (10-1- 10-3), а также между клиническими изолятами E. coli ST131, K. pneumoniae ST11 и P. aeruginosa HE26, причем трансконъюгаты являются стабильными даже без использования селективного давления с помощью полимиксинов [6]. В связи с этими данными важно отметить исследование Giani T. и соавт., в котором было показано, что 38,3% здоровых детей в регионе Чако в Боливии были носителями изо-

Шедько Е.Д. и соавт.

лятов бактерий, содержащих ген mcr-1, несмотря на то что лишь 1,1% из обследованных детей ранее получали антимикробные препараты [77].

Также интересно отметить исследование Tarabai H. и соавт., в котором был обнаружен ген группы mcr-1, расположенный на плазмиде группы IncI2 pDR164, у изо-лята E. coli, полученного от дикого черного коршуна [78]. Черные коршуны являются перелетными птицами, сезонно мигрирующими из Европы в Азию и Африку. Впервые наличие у перелетных птиц E. coli, являющихся носителями гена mcr-1, было показано для европейской серебристой чайки [79]. В работе Ahmed Z. и соавт. было также показано наличие у перелетных птиц бактерий, несущих ген mcr-2 [80]. Авторы статьи предполагают, что перелетные птицы могут вносить вклад в распространение генов резистентности к колистину.

Таким образом, можно предположить, что плазмиды, несущие гены группы mcr, не только быстро распространятся в кишечной микрофлоре и ключевых патогенах человека, но и их численность будет поддерживаться в популяциях бактерий различного происхождения, представленных порядком Enterobacterales.

Методы определения резистентности к колистину

На фоне многочисленных публикаций, указывающих на низкую согласованность результатов оценки чувствительности различными методами (диско-диффузионным, методами градиентной диффузии, методами разведений) [81], в 2016 г. был принят совместный документ американского Института клинических и лабораторных стандартов (CLSI) и Европейский комитет по определению чувствительности к антимикробным препаратам (EUCAST), в котором были приняты общие подходы к интерпретации результатов определения чувствительности к колистину для Enterobacterales, A. baumannii и P. aeruginosa [105], а два года спустя был опубликован еще один документ, который внес окончательную ясность в перспективы клинического применения ко-листина [82]. В соответствии с данным документом, штаммы, имеющие МПК колистина > 4 мкг/мл, являются устойчивыми и относятся к категории «R», изоляты с МПК колистина < 2мкг/мл должны быть отнесены к категории «I» (increased exposure - чувствительные, до-зозависимые), что отражено и в последней редакции клинических интерпретационных критериев CLSI [83]. Несмотря на указанный выше согласительный документ EUCAST/CLSI, единой точки зрения на интерпретационные критерии не существует, и в последней редакции клинических пограничных значений комитета EUCAST категория "S" для колистина была сохранена со значением МПК < 2 мг/л [84]. Итогом длительных дискуссий о клинических перспективах применения полимиксинов явилось «Международное согласительное руководство по оптимальному применению полимиксинов» [85].

В настоящее время «золотым стандартом» оценки чувствительности к колистину является метод микроразведений в бульоне Мюллера - Хинтон, сбалансированном по содержанию катионов. Однако методические ограничения метода микроразведений, связанные с вариативностью результатов в пределах 1-2 разведений

Шедько Е.Д. и соавт.

[86], существенно затрудняют интерпретацию результатов оценки чувствительности. Столь низкая согласованность является критичной, особенно ввиду последнего исследования Kieffer N. и соавт., где было показано, что субингибирующие концентрации колистина вызывали индукцию экспрессии mcr-9, что в свою очередь приводило к повышению МПК [29].

Фенотипические методы определения резистентности

В соответствии с согласительным документом EUCAST/ CLSI, в настоящее время BMD (англ. Broth MicroDilution -микроразведение в питательной среде) является единственным рекомендованным методом определения чувствительности к колистину [87]. Однако BMD является достаточно трудоемким, продолжительным и требующим высокой точности исполнения методом [88].

На сегодняшний день на основе BMD также существует ряд коммерческих тест-систем: Sensitest Colistin (ComASP, Италия) с 96% сходимостью результатов по отношению к BDM-тесту [89], UMIC Colistine (Biocentric, Франция) с воспроизводимостью 97,8% при тестировании МПК колистина, Sensititre System (Thermo Fisher Scientific, США) с чувствительностью < 95% при определении mcr-1-позитивных штаммов [90], MIC-Strip Colistin (MERLIN Diagnostika, Германия) [91] и Microlatest MIC Colistin (Erba Lachema, Чехия) [92], а также MAC-тест [93].

Однако существуют значительные нерешенные методические проблемы, связанные с высокой степенью сорбции колистина на полистироловых планшетах. В соответствии с согласительным документом EUCAST/CLSI

[87], «золотым стандартом» определения МПК коли-стина является метод серийных микроразведений в полистироловых планшетах. Singhal и соавт. было показано, что при использовании рекомендованного метода микроразведений в качестве референсного сходимость результатов в пределах ± 1 МПК для микроразведений в планшетах со стеклянным напылением составляла 100%, для метода серийных разведений в агаре - 92,8%, для E-теста - 16,6% и 61,9% для теста на приборе Vitek. Процент верно определенных результатов по отношению ко всем исследованным образцам для всех тестов составил 92,8%, кроме серийных разведений в агаре, для которого он составил 78,5%. Также было показано, что при определении МПК 4 мг/мл рекомендованным согласительным документом методом 7,2% образцов были определены как резистентные, хотя при использовании других методов они определялись как чувствительные [94]. В исследовании Karvanen и соавт. также было показано, что сорбция колистина на различных материалах планшетов во время использования методики микроразведений влияет на корректное определение МПК исследуемых образцов. Так, начальная концентрация в полистироловых планшетах составила 4% от ожидаемой при концентрации колистина 8 мг/л и намного ниже порога определения при концентрациях 0,25 мг/л и 0,125 мг/л [95]. Несмотря на доказанное уменьшение адсорбции при применении различных сурфактантов, таких, например, как полисорбат 80, при внесении в бактериальную культуру или в среду Мюллера - Хинтон, согласительный документ EUCAST/CLSI [87] в настоя-

щее время не оговаривает подобные модификации ре-ференсного метода [96].

Однако существуют значительные нерешенные методические проблемы, связанные с высокой степенью сорбции колистина на полистироловых планшетах. В соответствии с согласительным документом EUCAST/CLSI [87] «золотым стандартом» определения МПК колис-тина является метод серийных микроразведений в полистироловых планшетах. Singhal L. и соавт. было показано, что при использовании рекомендованного метода микроразведений в качестве референсного сходимость результатов в пределах ± 1 МПК для микроразведений в планшетах со стеклянным напылением составляла 100%, для метода серийных разведений в агаре - 92,8%, для E-теста - 16,6% и 61,9% для теста на приборе Vitek. Процент верно определенных результатов по отношению ко всем исследованным образцам для всех тестов составил 92,8%, кроме серийных разведений в агаре, для которого он составил 78,5%. Также было показано, что при определении МПК 4 мг/мл рекомендованным согласительным документом методом 7,2% образцов были определены как резистентные, хотя при использовании других методов они определялись как чувствительные [94]. В исследовании Karvanen M. и соавт. также было показано, что сорбция колистина на различных материалах планшетов во время использования методики микроразведений влияет на корректное определение МПК исследуемых образцов. Так, начальная концентрация в полистироловых планшетах составила 4% от ожидаемой при концентрации колистина 8 мг/л и намного ниже порога определения при концентрациях 0,25 мг/л и 0,125 мг/л [95]. Несмотря на доказанное уменьшение адсорбции при применении различных сурфактантов, таких, например, как полисорбат 80, при внесении в бактериальную культуру или в среду Мюллера - Хинтон, согласительный документ EUCAST/ CLSI [87] в настоящее время не оговаривает подобные модификации референсного метода [96].

Методы выявления устойчивости, основанные на BMD, включают хелаторные, а также нехелаторные тесты на основе селективных сред [97]. Механизм действия хелаторных тестов основан на сходстве строения каталитического домена фосфоэтанолтрансфераз MCR и металлопротеинов цинка [97]. К хелаторным относятся тесты на основе дипиколиновой кислоты, при которых уменьшение МПК происходит > 8 раз у mcr-позитивных штаммов [93], а также на основе эти-лендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА) с чувствительностью 100% и специфичностью 95,8% в сравнении с методом молекулярного генотипирования [98]. К нехе-латорным тестам относятся такие селективные среды, как CHROMagar™ COL-APSE (BioMérieux, Франция) [99], LBJMR на агаровой основе с бромкрезоловым пурпурным [100] и SuperPolymyxin™ (Elitech Microbio, Франция) с пороговой концентрацией определения колистина 3,5 мкг/мл [101, 102]. Также к нехелатор-ным тестам относится RPNP (англ. Rapid Polymyxin NP test - быстрый полимиксиновый NP-тест) с чувствительностью от 93,8% до 99,3% и специфичностью от 95,4% до 100%. Позже RPNP был коммерциализирован ElitechGroup (Франция) [97].

Полимеразная цепная реакция

Методы молекулярной детекции резистентности к колистину, обусловленной наличием у микроорганизмов генов mcr, также широко распространены.

Существует несколько разработанных и апробированных протоколов для проведения полимеразной цепной реакции (ПЦР) с использованием мультиплексного анализа по конечной точке с детекцией в агарозном геле для генов mcr-1, mcr-2, mcr-3, mcr-4 и mcr-5 [103, 104], причем в исследовании Rebelo A. и соавт. выбранный набор праймеров был валидирован на 49 образцах Escherichia coli и Salmonella, полученных в Европе от животных [104]. Другие протоколы используют технологию ПЦР в реальном времени для определения генов группы mcr-1 и mcr-2 с использованием технологии ПЦР-зондов TaqMan® [105, 106]. Также представлены основанные на применении ПЦР в реальном времени с использованием интеркалирующего красителя SYBR® Green методики для определения mcr-1 [107-109], mcr-2 и mcr-3 [110], а также мультиплексного определения генов mcr-1, mcr-2, mcr-3, mcr-4 и mcr-5, дифференциация которых происходит благодаря различным точкам плавления ампликонов [111]. Также Borowiak M. и соавт. разработали протокол для определения генов mcr-6, mcr-7, mcr-8 и mcr-9 [112]. При совместном использовании методик Rebelo и Borowiak и соавт. было показано, что в 254 из 407 (62,4%) изолятов Salmonella enterica, полученных из окружающей среды, кормов, животных и продуктов питания несли гены mcr-1 (n = 175), mcr-4 (n = 53), mcr-5 (n = 18) или mcr-1 и mcr-9 (n = 8) [104, 112].

Коммерческие системы детекции генов mcr включают основанную на методе петлевой изотермической амплификации eazyplex® SuperBug (Amplex Biosystems GmbH, Германия), CT103XL [113] и Amplidiag® CarbaR+MCR (Mobidiag, Финляндия) [114], основанные на использовании ДНК-чипов. Также представлены системы регентов, основанные на методе ПЦР в реальном времени Colistin - R ELITe MGB® Kit (ELITech Group, Франция) с определением вариантов генов mcr-1 и mcr-2 [114] и ARM-D® Kit, MCR (Streck, США) с определением вариантов генов mcr-1.1-1.9, 1.11-1.15, mcr-2.1 и mcr-3.1-3.16, 3.18-3.25, 4.1-4.6, 5.1-5.3 [115].

Иммунохроматографические методы

На данный момент доступными являются сведения о единственной тест-системе, основанной на принципе иммунохроматографического анализа - NG-Test MCR-1 (NG Biotech, Нидерланды). Результаты исследований показали, что тест-система обладает 100% чувствительностью и 98% специфичностью при определении MCR-1-позитивных штаммов среди 298 клинических образцов, полученных из трех различных локаций [116]. Плюсами тест-системы, основанной на данной методике, являются простота использования и быстрое время тестирования. Авторы предполагают, что исследования в данном направлении необходимо расширить.

MALDI-TOF масс-спектрометрия

Было показано, что для MCR-1-позитивных колисти-норезистентных штаммов при проведении спектрометрического анализа характерным является пик модифициро-

Шедько Е.Д. и соавт.

ванного фосфоэтаноламином липида А на 1919,2 масса/ заряд, а также дополнительный пик на 1821,2 масса/заряд [117]. Основываясь на этой особенности, был разработан тест MALDIxin для штаммов вида E. coli. Тест отличается быстротой анализа и дает возможность различить, является ли резистентность к колистину обусловленной наличием плазмидной ДНК с mcr или хромосомными мутациями [118]. Однако требуются дополнительный исследования для проверки возможности использования данного теста на бактериях других видов.

Таргетное секвенирование

Исследование mcr с использованием секвенирования не только позволяет определять новые варианты аллелей гена [74, 119], но также и дифференцировать хромосомные гены устойчивости к колистину от плазмид-ных [120], исследовать разнообразие несущих гены группы mcr плазмид [121-126], а также частоту наличия у одного изолята генов множественной лекарственной устойчивости [72-74]. Полученные сиквенсы плазмидных ДНК на наличие генов резистентности mcr анализируют с помощью таких баз данных и алгоритмов, как Comprehensive Antibiotic Resistance Database (CARD) [127], GenEpid-J [128], Antibiotic Resistance Genes Analyzer (ARGA) [129], Antibiotic Resistance Genes Database (ARGD) [130] и ResFinder [131].

Заключение

Первый вариант гена mcr был открыт в 2015 г. [6], в настоящее время известно еще 9 вариантов гена, каждый из которых также имеет большое количество разнообразных подтипов внутри варианта [127]. В мета-исследовании Khedher M. и соавт. было показано, что все варианты генов mcr имеют происхождение из ДНК бактерий окружающей среды, причем их природным резервуаром являются в основном сточные воды [132]. Учитывая, что гены резистентности mcr, вероятно, могут переносится как в составе плазмиды, так и посредствам транспозона [133], можно предположить, что чрезвычайно широкое распространение в природе таких детерминант неизбежно приведет к появлению новых вариантов генов mcr.

Стоит обратить внимание на весьма неоднородное распространение mcr среди различных грамотрица-тельных микроорганизмов. В основном распространение генов резистентности mcr характерно среди E. coli, S. enterica, K. pneumoniae и Enterobacter spp. [134]. Однако вариант гена mcr-3 распространен также среди Aeromonas spp. [135]. Генетически близкий к нему вариант гена mcr-7, возможно, также имеет сходное происхождение, однако он был обнаружен в изоляте K. pneumoniae [33]. Ген mcr-8, как правило, обнаруживается у K. pneumoniae [134], однако также описаны случаи обнаружения mcr-8 у K. quasipneumoniae [34] и Raoultella ornithinolytica [136].

Для видов A. baumannii и P. aeruginosa присуща низкая частота выделения mcr-позитивных изолятов. В настоящее время количество случаев, в которых представлено наличие генов mcr у A. baumannii, ограничивается обнаружением вариантов генов mcr-4 [119, 137-139]

Шедько Е.Д. и соавт.

и единственным случаем обнаружения варианта mcr-1 [140], в то время как у P. aeruginosa были обнаружены варианты mcr-1 [104, 140] и mcr-5 [141]. Авторы предполагают, что при наличии природной резистентности к колистину при отсутствии селективного давления бактерии быстро утрачивают плазмиду, однако эта гипотеза требует дальнейшего исследования.

Усугубляющаяся угроза антибиотикорезистентно-сти является причиной не только для поиска новых антимикробных препаратов, но также и для разработки новых систем диагностики наличия детерминант резистентности у бактериальных инфекционных агентов. Появление высокоточных и простых в использовании систем диагностики поможет контролировать распространение патогенных антибиотикорезистентных штаммов, а также на ранних этапах определять подходящий для пациента курс лечения антимикробными препаратами.

Стоит отметить, что, согласно имеющемуся документу EUCAST/CLSI, принятые интерпретационные критерии несут исключительно компромиссный характер, и даже при МПК < 2 мкг/мл данный документ все исследуемые изоляты рекомендует рассматривать как «промежуточные» [84], в то время как рекомендованная методика для определения чувствительности имеет высокую степень ошибок в определении МПК при низких концентрациях колистина. Столь низкая согласованность является критичной, так как субингибирую-щие концентрации колистина могут вызывать индукцию экспрессии генов mcr [29] или образование биопленок [142, 143].

В настоящее время 60% случаев выявления генетических детерминант устойчивости к колистину mcr в России приходится на нозокомиальные штаммы, причем большинство штаммов было получено из Сибирского федерального округа [45]. В связи с тем что природными резервуарами mcr являются в основном распространенные в окружающей среде бактерии [132], а также принимая во внимание недавние исследования, показывающие возможность переноса генов mcr перелетными птицами [78], можно предположить, что появление генов mcr в России обусловлено территориальной близостью к месту первого обнаружения [6] генов мобильной резистентности к колистину.

Антибиотикорезистентность является одной из основных проблем как в сфере здравоохранения, так и в экономическом аспекте. Так, согласно исследованиями Aslam B. и соавт., к 2050 г. неуклонно нарастающая угроза резистентности приведет к смерти около 444 млн человек, а экономические затраты на устранение проблемы составят 120 трлн долларов [144]. Однако важно акцентировать внимание не только на поиске новых средств антимикробной терапии, но также и на сохранении эффективности препаратов так называемого последнего резерва, в том числе колистина [145]. С открытием генетических детерминант резистентности, передающихся посредством плазмидной ДНК [146], исследование таких генов, механизмов их передачи и способов лечения инфекций, вызванных антибиотикоре-зистентными бактериями, является одной из приоритетных задач.

Литература

1. Wanty C., Anandan A., Piek S., Walshe J., Ganguly J., Carlson R.W., et al. The structure of the neisserial lipooligosaccharide phosphoethanolamine transferase A (LptA) required for resistance to polymyxin. J Mol Biol. 2013;425(18):3389-3402. DOI: 10.1016/J. JMB.2013.06.029

2. Dickstein Y., Lellouche J., Ben Dalak Amar M., Schwartz D., Nutman A., Daitch V., et al. Treatment outcomes of colistin and carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii infections: an exploratory subgroup analysis of a randomized clinical trial. Clin Infect Dis. 2019;69(5):769-776. DOI: 10.1093/cid/ciy988

3. Farajzadeh Sheikh A., Shahin M., Shokoohizadeh L., Halaji M., Shahcheraghi F., Ghanbari F. Molecular epidemiology of colistin-resistant Pseudomonas aeruginosa producing NDM-1 from hospitalized patients in Iran. Iran J Basic Med Sci. 2019;22(1):38-42. DOI: 10.22038/ ijbms.2018.29264.7

4. Sheu C.-C., Chang Y.-T., Lin S.-Y., Chen Y.-H., Hsueh P.-R. Infections caused by carbapenem-resistant Enterobacteriaceae: an update on therapeutic options. Front Microbiol. 2019;10:80. DOI: 10.3389/ fmicb.2019.00080

5. WHO. Global priority list of antibiotic-resistant batceria to guide research, discovery, and development of new antibiotics. Available at: www.who.int/medicines/ publications/WHO-PPL-Short_Summary_25Feb-ET_NM_ WHO.pdf.

6. Liu Y.-Y., Wang Y., Walsh T.R., Yi L.-X., Zhang R., Spencer J., et al. Emergence of plasmid-mediated colistin resistance mechanism MCR-1 in animals and human beings in China: A microbiological and molecular biological study. Lancet Infect Dis. 2016;16(2):161-168. DOI: 10.1016/S1473-3099(15)00424-7

7. Wang R., Van Dorp L., Shaw L.P., Bradley P., Wang Q., Wang X., et al. The global distribution and spread of the mobilized colistin resistance gene mcr-1. Nat Commun. 2018;9(1):1-9. DOI: 10.1038/s41467-018-03205-z

8. Muyembe T., Vandepitte J., Desmyter J. Natural colistin resistance in Edwardsiella tarda. Antimicrob Agents Chemother. 1973;4(5):521-524. DOI: 10.1128/ AAC.4.5.521

9. Moffatt J.H., Harper M., Boyce J.D. Mechanisms of polymyxin resistance. Adv Exp Med Biol. 2019;1145:55-71. DOI: 10.1007/978-3-030-16373-0_5

10. Chen H.D., Groisman E.A. The Biology of the PmrA/ PmrB Two-component system: the major regulator of lipopolysaccharide modifications. Annu Rev Microbiol. 2013;67(1):83-1 12. DOI: 10.1146/annurev-micro-092412-155751

11. Mayers D.L., Sobel J.D., Ouellette M., Kaye K.S., Marchaim D., eds. Antimicrobial Drug Resistance. Cham: Springer International Publishing; 2017. DOI: 10.1007/978-3319-46718-4

12. Da Silva G., Domingues S. Interplay between colistin resistance, virulence and fitness in Acinetobacter

baumannii. Antibiotics. 2017;6(4):28. DOI: 10.3390/ antibiotics6040028

13. Campos M.A., Vargas M.A., Regueiro V., Llompart C.M., Alberti S., Bengoechea J.A. Capsule polysaccharide mediates bacterial resistance to antimicrobial peptides. Infect Immun. 2004;72(12):7107-7114. DOI: 10.1128/ IAI.72.12.7107-7114.2004

14. Yin J., Wang G., Cheng D., Fu J., Qiu J., Yu Z. Inactivation of polymyxin by hydrolytic mechanism. Antimicrob Agents Chemother. 2019;63(6). DOI: 10.1128/ AAC.02378-18

15. Lamousin-White M., O'Callaghan R.J. Association between colistin resistance and broad-spectrum recipient deficiency in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 1986;30(6):964-965. DOI: 10.1128/AAC.30.6.964

16. Gao R., Hu Y., Li Z., Sun J., Wang Q., Lin J., et al. Dissemination and mechanism for the MCR-1 colistin resistance. PLoS Pathog. 2016;12(11):e1005957. DOI: 10.1371/journal.ppat.1005957

17. Sun J., Xu Y., Gao R., Lin J., Wei W., Srinivas S., et al. Deciphering MCR-2 colistin resistance. mBio. 2017;8(3):e00625-17. DOI: 10.1128/mBio.00625-17

18. Kieffer N., Nordmann P., Poirel L. Moraxella species as potential sources of mcr-like polymyxin resistance determinants. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(6). pii: e00129-17. DOI: 10.1128/AAC.00129-17

19. Wei W., Srinivas S., Lin J., Tang Z., Wang S., Ullah S., et al. Defining ICR-Mo, an intrinsic colistin resistance determinant from Moraxella osloensis. PLoS Genet. 2018;14(5):e1007389. DOI: 10.1371/journal. pgen.1007389

20. Poirel L., Kieffer N., Nordmann P. In vitro study of IS Apl1-mediated mobilization of the colistin resistance gene mcr-1. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(7). pii: e00127-17. DOI: 10.1128/AAC.00127-177

21. Bardaji L., Añorga M., Echeverría M., Ramos C., Murillo J. The toxic guardians - multiple toxin-antitoxin systems provide stability, avoid deletions and maintain virulence genes of Pseudomonas syringae virulence plasmids. Mob DNA. 2019;10(1):7. DOI: 10.1186/s13100-019-0149-4

22. Matamoros S., van Hattem J.M., Arcilla M.S., Willemse N., Melles D.C., Penders J., et al. Global phylogenetic analysis of Escherichia coli and plasmids carrying the mcr-1 gene indicates bacterial diversity but plasmid restriction. Sci Rep. 2017;7(1):15364. DOI: 10.1038/ s41598-017-15539-7-7

23. Ye H., Li Y., Li Z., Gao R., Zhang H., Wen R., et al. Diversified mcr-1-harbouring plasmid reservoirs confer resistance to colistin in human gut microbiota. mBio. 2016;7(2):e00177-16. DOI: 10.1128/mBio.00177-16

24. Wang Q., Li Z., Lin J., Wang X., Deng X., Feng Y. Complex dissemination of the diversified mcr-1-harbouring plasmids in Escherichia coli of different sequence types. Oncotarget. 2016;7(50):82112-82122. DOI: 10.18632/ oncotarget.12621

Шедько Е.Д. и соавт.

25. The NCBI Pathogen Detection project. Available from: www.ncbi.nlm.nih.gov/pathogens/.

26. Partridge S.R. mcr-2 in the IncX4 plasmid pKP37-BE is flanked by directly oriented copies of ISEc69. J Antimicrob Chemother. 2017;72(5):1533-1535. DOI: 10.1093/jac/ dkw575

27. Zhang H., Hou M., Xu Y., Srinivas S., Huang M., Liu L., et al. Action and mechanism of the colistin resistance enzyme mcr-4. Commun Biol. 2019;2(1):36. DOI: 10.1038/ s42003-018-0278-1

28. Zhang H., Zong Z., Lei S., Srinivas S., Sun J., Feng Y., et al. A genomic, evolutionary, and mechanistic study of mcr-5 action suggests functional unification across the mcr family of colistin resistance. Adv Sci. 2019;1900034. DOI: 10.1002/advs.201900034

29. Kieffer N., Royer G., Decousser J.-W., Bourrel A.-S., Palmieri M., Ortiz De La Rosa J.-M., et al. mcr-9, an inducible gene encoding an acquired phosphoethanolamine transferase in Escherichia coli, and its origin. Antimicrob Agents Chemother. 2019;63(9). pii: e00965-19. DOI: 10.1128/AAC.00965-19

30. Dortet L., Potron A., Bonnin R.A., Plesiat P., Naas T., Filloux A., et al. Rapid detection of colistin resistance in Acinetobacter baumannii using MALDI-TOF-based lipidomics on intact bacteria. Sci Rep. 2018;8(1):16910. DOI: 10.1038/s41598-018-35041-y

31. Borowiak M., Fischer J., Hammerl J.A., Hendriksen R.S., Szabo I., Malorny B. Identification of a novel transposon-associated phosphoethanolamine transferase gene, mcr-5, conferring colistin resistance in d-tartrate fermenting Salmonella enterica subsp. enterica serovar Paratyphi B. J Antimicrob Chemother. 2017;72(12):3317-3324. DOI: 10.1093/jac/dkx327

32. Ma S., Sun C., Hulth A., Li J., Nilsson L.E., Zhou Y., et al. Mobile colistin resistance gene mcr-5 in porcine Aeromonas hydrophila. J Antimicrob Chemother. 2018;73(7):1777-1780. DOI: 10.1093/jac/dky110

33. Yang Y.-Q., Li Y.-X., Lei C.-W., Zhang A.-Y., Wang H.-N. Novel plasmid-mediated colistin resistance gene mcr-7.1 in Klebsiella pneumoniae. J Antimicrob Chemother. 2018;73(7):1791 -1795. DOI: 10.1093/jac/dky111

34. Yang X., Liu L., Wang Z., Bai L., Li R. Emergence of mcr-8.2-bearing Klebsiella quasipneumoniae of animal origin. J Antimicrob Chemother. 2019;74(9):2814-2817. DOI: 10.1093/jac/dkz213

35. Wang X., Wang Y., Zhou Y., Li J., Yin W., Wang S., et al. Emergence of a novel mobile colistin resistance gene, mcr-8, in NDM-producing Klebsiella pneumoniae. Emerg Microbes Infect. 2018;7(1):1-9. DOI: 10.1038/s41426-018-0124-z

36. Carroll L.M., Gaballa A., Guldimann C., Sullivan G., Henderson L.O., Wiedmann M. Identification of novel mobilized colistin resistance gene mcr-9 in a multidrug-resistant, colistin-susceptible Salmonella enterica serotype Typhimurium isolate. mBio. 2019;10(3). pii: e00853-19. DOI: 10.1128/mBio.00853-19

37. AbuOun M., Stubberfield E.J., Duggett N.A., Kirchner M., Dormer L., Nunez-Garcia J., et al. mcr-1 and mcr-2 (mcr-

6.1) variant genes identified in Moraxella species isolated from pigs in Great Britain from 2014 to 2015. J Antimicrob Chemother. 2017;72(10):2745-2749. DOI: 10.1093/ jac/dkx286

38. Xu Y., Wei W., Lei S., Lin J., Srinivas S., Feng Y. An evolutionarily conserved mechanism for intrinsic and transferable polymyxin resistance. mBio. 2018;9(2): e02317-17. DOI: 10.1128/mBio.02317-17

39. Xu Y., Lin J., Cui T., Srinivas S., Feng Y. Mechanistic insights into transferable polymyxin resistance among gut bacteria. J Biol Chem. 2018;293(12):4350-4365. DOI: 10.1074/ jbc.RA117.000924

40. Li H., Yang L., Liu Z., Yin W., Liu D., Shen Y., et al. Molecular insights into functional differences between mcr-3- and mcr-?-mediated colistin resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2018;62(9). DOI: 10.1128/AAC.00366-18

41. Yang Y.-Q., Li Y.-X., Song T., Yang Y.-X., Jiang W., Zhang A.-Y., et al. Colistin resistance gene mcr-1 and its variant in Escherichia coli isolates from chickens in China. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(5). DOI: 10.1128/AAC.01204-16

42. Wang C., Feng Y., Liu L., Wei L., Kang M., Zong Z. Identification of novel mobile colistin resistance gene mcr-10. Emerg Microbes Infect. 2020;9(1):508-516. DOI: 10.1080/22221751.2020.1732231

43. Xu Y., Zhong L.-L., Srinivas S., Sun J., Huang M., Paterson D.L., et al. Spread of mcr-3 colistin resistance in China: an epidemiological, genomic and mechanistic study. EBioMedicine. 2018;34:139-157. DOI: 10.1016/J. EBIOM.2018.07.027

44. Al-Tawfiq J.A., Laxminarayan R., Mendelson M. How should we respond to the emergence of plasmid-mediated colistin resistance in humans and animals? Int J Infect Dis. 2017;54:77-84. DOI: 10.1016/j.ijid.2016.11.415

45. Azizov I., Sheck E., Sukhorukova M., Edelstein M. V. Plasmid-mediated resistance to colistin in clinical isolates of Klebsiella spp. and Escherichia coli: results of large retrospective surveillance in Russia. In: European Congeress of Clinical Microbiology and Infection Diseases. Paris; 2019:1413. DOI: 10.13140/RG.2.2.34812.59527

46. Kuzmenkov A.Yu, Trushin I.V, Avramenko A.A., Edelstein M.V., Dekhnich A.V., Kozlov R.S. AMRmap: an online platform for monitoring antibiotic resistance. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2017;19(2):84-90. Russian. (Кузьменков А.Ю., Трушин И.В., Авраменко А.А., Эйдельштейн М.В., Дехнич А.В., Козлов Р.С. AMRmap: Интернет-платформа мониторинга антибиотикорезистентности. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(2):84-90.)

47. Shaidullina E.R., Edelstein M.V., Skleenova E.Yu., Sukhorukova M.V., Kozlov R.S. Antimicrobal resistance of nosocomial carbapenemase-producing Enterobacterales in Russia: results of surveillance, 2014-2016. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2018;20(4):362-369. Russian. (Шайдуллина Э.Р., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Сухорукова М.В., Козлов Р.С. Антибиотикорезистентность нозокомиальных карба-пенемазопродуцирующих штаммов Enterobacterales в

Шедько Е.Д. и соавт.

России: результаты эпидемиологического исследования 2014-2016 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2018;20(4):362-369.) DOI: 10.36488/cmac.2018.4.362-369

48. Ageevets V., Lazareva I., Mrugova T., Gostev V., Lobzin Y., Sidorenko S. IncX4 plasmids harbouring mcr-1 genes: further dissemination. J Glob Antimicrob Resist. 2019;18:166-167. DOI: 10.1016/j.jgar.2019.07.002

49. Chen K., Chan E.W.-C., Xie M., Ye L., Dong N., Chen S. Widespread distribution of mcr-?-bearing bacteria in the ecosystem, 2015 to 2016. Eurosurveillance. 2017;22(39). DOI: 10.2807/1560-7917.ES.2017.22.39.17-00206

50. Lu X., Zeng M., Xu J., Zhou H., Gu B., Li Z., et al. Epidemiologic and genomic insights on mcr-1 -harbouring Salmonella from diarrhoeal outpatients in Shanghai, China, 2006-2016. EBioMedicine. 2019;42:133-144. DOI: 10.1016/j.ebiom.2019.03.006

51. Shen Y., Zhou H., Xu J., Wang Y., Zhang Q., Walsh T.R., et al. Anthropogenic and environmental factors associated with high incidence of mcr-1 carriage in humans across China. Nat Microbiol. 2018;3(9):1054-1062. DOI: 10.1038/s41564-018-0205-8

52. Ovejero C.M., Delgado-Blas J.F., Calero-Caceres W., Muniesa M., Gonzalez-Zorn B. Spread of mcr-1 -carrying Enterobacteriaceae in sewage water from Spain. J Antimicrob Chemother. 2017;72(4):1050-1053. DOI: 10.1093/jac/dkw533

53. Zhao F., Feng Y., Lü X., McNally A., Zong Z. An IncP plasmid carrying the colistin resistance gene mcr-1 in Klebsiella pneumoniae from hospital sewage. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(2). pii: e02229-16. DOI: 10.1128/AAC.02229-16

54. Yang D., Qiu Z., Shen Z., Zhao H., Jin M., Li H., et al. The Occurrence of the colistin resistance gene mcr-1 in the Haihe River (China). Int J Environ Res Public Health. 2017;14(6):576. DOI:10.3390/ijerph14060576

55. Schrauwen E.J.A., Huizinga P., van Spreuwel N., Verhulst C., Kluytmans-van den Bergh M.F.Q., Kluytmans J.A.J.W. High prevalence of the mcr-1 gene in retail chicken meat in the Netherlands in 2015. Antimicrob Resist Infect Control. 2017;6(1):83. DOI: 10.1186/s13756-017-0242-8

56. Carfora V., Alba P., Leekitcharoenphon P., Ballaro D., Cordaro G., Di Matteo P., et al. Colistin resistance mediated by mcr-1 in ESBL-producing, multidrug resistant Salmonella infantis in broiler chicken industry, Italy (2016-2017). Front Microbiol. 2018;9. DOI: 10.3389/ fmicb.2018.01880

57. Zaj^c M., Sztromwasser P., Bortolaia V., Leekitcharoenphon P., Cavaco L.M., Zi^tek-Barszcz A., et al. Occurrence and characterization of mcr-1-positive Escherichia coli isolated from food-producing animals in Poland, 2011-2016. Front Microbiol. 2019;10. DOI: 10.3389/fmicb.2019.01753

58. Huang X., Yu L., Chen X., Zhi C., Yao X., Liu Y., et al. high prevalence of colistin resistance and mcr-1 gene in Escherichia coli isolated from food animals in China. Front Microbiol. 2017;8:562. DOI: 10.3389/ fmicb.2017.00562

59. Hernández M., Iglesias M.R., Rodríguez-Lázaro D.,

Gallardo A., Quijada N., Miguela-Villoldo P., et al. Cooccurrence of colistin-resistance genes mcr-1 and mcr-3 among multidrug-resistant Escherichia coli isolated from cattle, Spain, September 2015. Eurosurveillance. 2017;22(31):30586. DOI: 10.2807/1560-7917. ES.2017.22.31.30586

60. Yamamoto Y., Calvopina M., Izurieta R., Villacres I., Kawahara R., Sasaki M., et al. Colistin-resistant Escherichia coli with mcr genes in the livestock of rural small-scale farms in Ecuador. BMC Res Notes. 2019;12(1):121. DOI: 10.1186/s13104-019-4144-0

61. Lei L., Wang Y., Schwarz S., Walsh T.R., Ou Y., Wu Y., et al. mcr-1 in Enterobacteriaceae from companion animals, Beijing, China, 2012-2016. Emerg Infect Dis. 2017;23(4):710-711. DOI: 10.3201/eid2304.161732

62. Hormozi S.F., Vasei N., Aminianfar M., Darvishi M., Saeedi A.A. Antibiotic resistance in patients suffering from nosocomial infections in Besat Hospital. Eur J Transl Myol. 2018;28(3). DOI: 10.4081/ejtm.2018.7594

63. Denys G.A., Relich R.F. Antibiotic resistance in nosocomial respiratory infections. Clin Lab Med. 2014;34(2):257-270. DOI: 10.1016/j.cll.2014.02.004

64. Heydarpour F., Rahmani Y., Heydarpour B., Asadmobini A. Nosocomial infections and antibiotic resistance pattern in open-heart surgery patients at Imam Ali Hospital in Kermanshah, Iran. GMS Hyg Infect Control. 2017;12:Doc07. DOI: 10.3205/dgkh000292

65. Liu S., Wang M., Zheng L., Guan W. Antimicrobial resistance profiles of nosocomial pathogens in regional China: a brief report from two tertiary hospitals in China. Med Sci Monit. 2018;24:8602-8607. DOI: 10.12659/ MSM.911229

66. Caselli E., D'Accolti M., Soffritti I., Piffanelli M., Mazzacane S. Spread of mcr-1-driven colistin resistance on hospital surfaces, Italy. Emerg Infect Dis. 2018;24(9):1752-1753. DOI: 10.3201/eid2409.171386

67. Haenni M., Poirel L., Kieffer N., Châtre P., Saras E., Métayer V., et al. Co-occurrence of extended spectrum ß lactamase and MCR-1 encoding genes on plasmids. Lancet Infect Dis. 2016;16(3):281 -282. DOI: 10.1016/S1473-3099(16)00007-4

68. Shafiq M., Huang J., ur Rahman S., Shah J.M., Chen L., Gao Y., et al. High incidence of multidrug-resistant Escherichia coli coharboring mcr-1 and blaCTX-M-15 recovered from pigs. Infect Drug Resist. 2019;12:2135-2149. DOI: 10.2147/IDR.S209473

69. Yao X., Doi Y., Zeng L., Lv L., LiuJ.-H.Carbapenem-resistant and colistin-resistant Escherichia coli co-producing NDM-9 and MCR-1. Lancet Infect Dis. 2016;16(3):288-289. DOI: 10.1016/S1473-3099(16)00057-8

70. Hammad A.M., Hoffmann M., Gonzalez-Escalona N., Abbas N.H., Yao K., Koenig S., et al. Genomic features of colistin resistant Escherichia coli ST69 strain harboring mcr-1 on IncHI2 plasmid from raw milk cheese in Egypt. Infect Genet Evol. 2019;73:126-131. DOI: 10.1016/j. meegid.2019.04.021

71. He T., Wei R., Zhang L., Sun L., Pang M., Wang R., et al. Characterization of NDM-5-positive extensively

Шедько Е.Д. и соавт.

resistant Escherichia coli isolates from dairy cows. Vet Microbiol. 2017;207:153-158. DOI: 10.1016/j. vetmic.2017.06.010

72. Wu L., Chen J., Wang L., Wu Z. Whole genome sequence of an MCR-1-carrying, extended-spectrum ß-lactamase (ESBL)-producing Escherichia coli ST746 isolate recovered from a community-acquired urinary tract infection. J Glob Antimicrob Resist. 2018;13:171-173. DOI: 10.1016/j. jgar.2018.03.014

73. Garza-Ramos U., Tamayo-Legorreta E., Arellano-Quintanilla D.M., Rodriguez-Medina N., Silva-Sanchez J., Catalan-Najera J., et al. Draft genome sequence of a multidrug- and colistin-resistant mcr-1-producing Escherichia coli isolate from a swine farm in Mexico. Genome Announc. 2018;6(10). DOI: 10.1128/genomeA.00102-18

74. Zurfluh K., Stevens M., Bucher M., Poirel L., Nordmann P., Stephan R. Full genome sequence of pT3, a multiresistant plasmid carrying the mcr-3.5 colistin resistance gene, recovered from an extended-spectrum-ß-lactamase-producing Escherichia coli isolate from crickets sold as food. Microbiol Resour Announc. 2019;8(29). pii: e00647-19. DOI: 10.1128/MRA.00647-19

75. Poirel L., Nordmann P. Emerging plasmid-encoded colistin resistance: the animal world as the culprit? J Antimicrob Chemother. 2016;71(8):2326-2327. DOI: 10.1093/jac/ dkw074

76. Liu X., Geng S., Chan E.W.-C., Chen S. Increased prevalence of Escherichia coli strains from food carrying blaNDM and mcr-1-bearing plasmids that structurally resemble those of clinical strains, China, 2015 to 2017. Eurosurveillance. 2019;24(13). DOI: 10.2807/1560-7917.ES.2019.24.13.1800113

77. Giani T., Sennati S., Antonelli A., Di Pilato V., di Maggio T., Mantella A., et al. High prevalence of carriage of mcr-1-positive enteric bacteria among healthy children from rural communities in the Chaco region, Bolivia, September to October 2016. Eurosurveillance. 2018;23(45). DOI: 10.2807/1560-7917.ES.2018.23.45.1800115

78. Tarabai H., Valcek A., Jamborova I., Vazhov S.V., Karyakin I.V., Raab R., et al. Plasmid-mediated mcr-1 colistin resistance in Escherichia coli from a black kite in Russia. Antimicrob Agents Chemother. 2019;63(9):e01266-19. DOI: 10.1128/AAC.01266-19

79. Ruzauskas M., Vaskeviciute L. Detection of the mcr-1 gene in Escherichia coli prevalent in the migratory bird species Larus argentatus. J Antimicrob Chemother. 2016;71(8):2333-2334. DOI: 10.1093/jac/dkw245

80. Ahmed Z.S., Elshafiee E.A., Khalefa H.S., Kadry M., Hamza D.A. Evidence of colistin resistance genes (mcr-1 and mcr-2) in wild birds and its public health implication in Egypt. Antimicrob Resist Infect Control. 2019;8(1):197. DOI: 10.1186/s13756-019-0657-5

81. Pfennigwerth N., Kaminski A., Korte-Berwanger M., Pfeifer Y., Simon M., Werner G., et al. Evaluation of six commercial products for colistin susceptibility testing in Enterobacterales. Clin Microbiol Infect. 2019;25(1 1):1385-1389. DOI: 10.1016/j.cmi.2019.03.017

82. Satlin M.J., Lewis J.S., Weinstein M.P., Patel J., Humphries R.M., Kahlmeter G., et al. Clinical and

Шедько Е.Д. и соавт.

Laboratory Standards Institute and European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing Position Statements on Polymyxin B and Colistin Clinical Breakpoints. Clin Infect Dis. 2020;71(9):e523-e529. DOI: 10.1093/cid/ciaa121

83. Weinstein M.P., Kirn Jr. T.J., Lewis II J.S., Limbago B., Bobenchik A.M., Mathers A.J., et al. CLSI M100-ED30:2020 Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing, 30th Edition.

84. Bardet L., Rolain J.-M. Development of new tools to detect colistin-resistance among Enterobacteriaceae strains. Can J Infect Dis Med Microbiol. 2018;2018:1-25. DOI: 10.1155/2018/3095249

85. Tsuji B.T., Pogue J.M., Zavascki A.P., Paul M., Daikos G.L., Forrest A., et al. International Consensus Guidelines for the Optimal Use of the Polymyxins: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy (ACCP), European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID), Infectious Diseases Society of America (IDS. Pharmacother J Hum Pharmacol Drug Ther. 2019;39(1):10-39. DOI: 10.1002/phar.2209

86. Mouton J.W., Muller A.E., Canton R., Giske C.G., Kahlmeter G., Turnidge J. MIC-based dose adjustment: facts and fables. J Antimicrob Chemother. 2018;73(3):564-568. DOI: 10.1093/jac/dkx427

87. CLSI-EUCAST. Recommendations for MIC determination of colistin (polymyxin E) as recommended by the joint CLSI-EUCAST Polymyxin Breakpoints Working Group. 2016. Available from: www.eucast.org/fileadmin/ src/media/PDFs/EUCAST_files/General_documents/ Recommendations_for_MIC_determination_of_colistin_ March_2016.pdf.

88. Jerke K.H., Lee M.J., Humphries R.M. Polymyxin susceptibility testing: a cold case reopened. Clin Microbiol Newsl. 2016;38(9):69-77. DOI: 10.1016/j. clinmicnews.2016.04.003

89. Carretto E., Brovarone F., Russello G., Nardini P., El-Bouseary M.M., Aboklaish A.F., et al. Clinical validation of SensiTest Colistin, a broth microdilution-based method to evaluate colistin MICs. J Clin Microbiol. 2018;56(4). pii: e01523-17. DOI: 10.1128/JCM.01523-17

90. Chew K.L., La M.-V., Lin R.T.P., Teo J.W.P. Colistin and polymyxin B susceptibility testing for carbapenem-resistant and mcr-positive Enterobacteriaceae: comparison of Sensititre, MicroScan, Vitek 2, and Etest with broth microdilution. J Clin Microbiol. 2017;55(9):2609-2616. DOI: 10.1128/JCM.00268-17

91. Matuschek E., Ähman J., Webster C., Kahlmeter G. Antimicrobial susceptibility testing of colistin - evaluation of seven commercial MIC products against standard broth microdilution for Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, and Acinetobacter spp. Clin Microbiol Infect. 2018;24(8):865-870. DOI: 10.1016/j. cmi.2017.11.020

92. Bosacka K., Kozinska A., Stefaniuk E., Rybicka J., Mikotajczyk A., Mtodzinska E., et al. Colistin antimicrobial susceptibility testing of Gram-negative bacteria - evaluation of tests available in Poland. Proceedings of 28th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, 21-24 April, 2018, Madrid, Spain. E0116.

93. Coppi M., Cannatelli A., Antonelli A., Baccani I., Di Pilato V., Sennati S., et al. A simple phenotypic method for screening of MCR-1-mediated Colistin resistance. Clin Microbiol Infect. 2018;24(2):201.e1-201.e3. DOI: 10.1016/j.cmi.2017.08.011

94. Singhal L., Sharma M., Verma S., Kaur R., Britto X.B., Kumar S.M., et al. Comparative evaluation of broth microdilution with polystyrene and glass-coated plates, agar dilution, E-Test, Vitek, and disk diffusion for susceptibility testing of colistin and polymyxin B on carbapenem-resistant clinical isolates of Acinetobacter baumannii. Microb Drug Resist. 2018;24(8):1082-1088. DOI: 10.1089/ mdr.2017.0251

95. Karvanen M., Malmberg C., Lagerbäck P., Friberg L.E., Cars O. Colistin is extensively lost during standard in vitro experimental conditions. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(11). DOI: 10.1128/AAC.00857-17

96. Hindler J.A., Humphries R.M. Colistin MIC variability by method for contemporary clinical isolates of multidrug-resistant gram-negative bacilli. J Clin Microbiol. 2013;51(6):1678-1684. DOI: 10.1128/JCM.03385-12

97. Osei Sekyere J. Mcr colistin resistance gene: a systematic review of current diagnostics and detection methods. Microbiologyopen. 2019;8(4):e00682. DOI: 10.1002/ mbo3.682

98. Bell D.T., Bergman Y., Kazmi A.Q., Lewis S., Tamma P.D., Simner P.J. A novel phenotypic method to screen for plasmid-mediated colistin resistance among Enterobacteriales. J Clin Microbiol. 2019;57(5). pii: e00040-19. DOI: 10.1128/ JCM.00040-19

99. Abdul Momin M.H.F., Bean D.C., Hendriksen R.S., Haenni M., Phee L.M., Wareham D.W. CHROMagar COL-APSE: a selective bacterial culture medium for the isolation and differentiation of colistin-resistant Gram-negative pathogens. J Med Microbiol. 2017;66(11):1554-1561. DOI: 10.1099/jmm.0.000602

100. Bardet L., Le Page S., Leangapichart T., Rolain J.-M. LBJMR medium: a new polyvalent culture medium for isolating and selecting vancomycin and colistin-resistant bacteria. BMC Microbiol. 2017;17(1):220. DOI: 10.1186/s12866-017-1128-x

101. Nordmann P., Jayol A., Poirel L. A universal culture medium for screening polymyxin-resistant Gram-negative isolates. J Clin Microbiol. 2016;54(5):1395-1399. DOI: 10.1128/ JCM.00446-16

102. Przybysz S.M., Correa-Martinez C., Köck R., Becker K., Schaumburg F. SuperPolymyxin™ medium for the screening of colistin-resistant Gram-negative bacteria in stool samples. Front Microbiol. 2018;9:2809. DOI: 10.3389/ fmicb.2018.02809

103. Lescat M., Poirel L., Nordmann P. Rapid multiplex polymerase chain reaction for detection of mcr-1 to mcr-5 genes. Diagn Microbiol Infect Dis. 2018;92(4):267-269. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2018.04.010

104. Rebelo A.R., Bortolaia V., Kjeldgaard J.S., Pedersen S.K., Leekitcharoenphon P., Hansen I.M., et al. Multiplex PCR for detection of plasmid-mediated colistin resistance determinants, mcr-1, mcr-2, mcr-3, mcr-4 and mcr-5 for surveillance purposes. Eurosurveillance. 2018;23(6). DOI: 10.2807/1560-7917.ES.2018.23.6.17-00672

105.Chabou S., Leangapichart T., Okdah L., Le Page S., HadjadjL., Rolain J.-M. Real-time quantitative PCR assay with Taqman® probe for rapid detection of MCR-1 plasmid-mediated colistin resistance. New Microbes New Infect. 2016;13:71-74. DOI: 10.1016/j. nmni.2016.06.017

106. Daniels J.B., Campbell D., Boyd S., Ansari U., Lutgring J., Rasheed J.K., et al. Development and validation of a clinical laboratory improvement amendments-compliant multiplex real-time PCR assay for detection of mcr genes. Microb Drug Resist. 2019;25(7):991-996. DOI: 10.1089/ mdr.2018.0417

107. Bontron S., Poirel L., Nordmann P. Real-time PCR for detection of plasmid-mediated polymyxin resistance (mcr-1) from cultured bacteria and stools. J Antimicrob Chemother. 2016;71(8):2318-2320. DOI:10.1093/jac/dkw139

108. Dona V., Bernasconi O.J., Kasraian S., Tinguely R., Endimiani A. A SYBR® Green-based real-time PCR method for improved detection of mcr-1-mediated colistin resistance in human stool samples. J Glob Antimicrob Resist. 2017;9:57-60. DOI: 10.1016/j.jgar.2017.01.007

109. Nijhuis R.H.T., Veldman K.T., Schelfaut J., Van Essen-Zandbergen A., Wessels E., Claas E.C.J., et al. Detection of the plasmid-mediated colistin-resistance gene mcr-1 in clinical isolates and stool specimens obtained from hospitalized patients using a newly developed real-time PCR assay: Table 1. J Antimicrob Chemother. 2016;71(8):2344-2346. DOI: 10.1093/jac/dkw192

110. Li J., Shi X., Yin W., Wang Y., Shen Z., Ding S., Wang S. A multiplex SYBR Green real-time PCR assay for the detection of three colistin resistance genes from cultured bacteria, feces, and environment samples. Front Microbiol. 2017;8:2078. DOI: 10.3389/fmicb.2017.02078

111. Tolosi R., Apostolakos I., Laconi A., Carraro L., Grilli G., Cagnardi P., et al. Rapid detection and quantification of plasmid-mediated colistin resistance genes (mcr-1 to mcr-5) by real-time PCR in bacterial and environmental samples. J Appl Microbiol. 2020;129(6):1523-1529. DOI: 10.1111/jam.14738

112. Borowiak M., Baumann B., Fischer J., Thomas K., Deneke C., Hammerl J.A., et al. Development of a novel mcr-6 to mcr-9 multiplex PCR and assessment of mcr-1 to mcr-9 occurrence in colistin-resistant Salmonella enterica isolates from environment, feed, animals and food (20112018) in Germany. Front Microbiol. 2020;11:80. DOI: 10.3389/fmicb.2020.00080

113. Bernasconi O.J., Principe L., Tinguely R., Karczmarek A., Perreten V., Luzzaro F., et al. Evaluation of a new commercial microarray platform for the simultaneous detection of ß-lactamase and mcr-1 and mcr-2 genes in Enterobacteriaceae. J Clin Microbiol. 2017;55(10):3138-3141. DOI: 10.1128/JCM.01056-17

114. WHO. Landscape of Diagnostics against Antibacterial Resistance, Gaps and Priorities.; 2019. Available at: www. who.int/publications/i/item/10665326480.

115. Alao E., Torres M.P., Cossette S., Connelly C. Detection of mobilized colistin resistance (mcr) genes by multiplex real-time PCR: improving surveillance of an emerging threat. 2019. Available at: www.streck.com/wp-content/

Шедько Е.Д. и соавт.

uploads/2020/03/Detection-of-Mobilized-Colistin-Resistance-Genes-Esther-Alao.pdf.

116. Volland H., Vogel A., Bernabeu S., Boutal H., Haenni M., Madec J.-Y., et al. A multicentric validation of a rapid detection test for MCR-1 producing bacteria. Proceedings of 28th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, 21-24 April, 2018, Madrid, Spain. P2460.

117. Liu Y.-Y., Chandler C.E., Leung L.M., McElheny C.L., Mettus R.T., Shanks R., et al. Structural modification of lipopolysaccharide conferred by mcr-1 in Gram-negative ESKAPE pathogens. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(6):e00580-17. DOI: 10.1128/AAC.00580-17

118. Dortet L., Bonnin R.A., Pennisi I., Gauthier L., Jousset A.B., Dabos L., et al. Rapid detection and discrimination of chromosome- and MCR-plasmid-mediated resistance to polymyxins by MALDI-TOF MS in Escherichia coli: the MALDIxin test. J Antimicrob Chemother. 2018;73(12):3359-3367. DOI: 10.1093/jac/dky330

119. Bitar I., Medvecky M., Gelbicova T., Jakubu V., Hrabak J., Zemlickova H., et al. Complete nucleotide sequences of mcr-4.3-carrying plasmids in Acinetobacter baumannii sequence type 345 of human and food origin from the Czech Republic, the first case in Europe. Antimicrob Agents Chemother. 2019;63(10). pii: e01166-19. DOI: 10.1128/AAC.01166-19

120. Zurfluh K., Tasara T., Poirel L., Nordmann P., Stephan R. Draft genome sequence of Escherichia coli S51, a chicken isolate harboring a chromosomally encoded mcr-1 gene. Genome Announc. 2016;4(4). pii: e00796-16. DOI: 10.1128/genomeA.00796-16

121. Gilrane V.L., Lobo S., Huang W., Zhuge J., Yin C., Chen D., et al. Complete genome sequence of a colistin-resistant Escherichia coli strain harboring mcr-1 on an IncHI2 plasmid in the United States. Genome Announc. 2017;5(42):e01095-17. DOI: 10.1128/genomeA.01095-17

122. Borowiak M., Hammerl J.A., Fischer J., Szabo I., Malorny B. Complete genome sequence of Salmonella enterica subsp. enterica serovar Paratyphi B sequence type 28 harboring mcr-1. Genome Announc. 2017;5(37):e00991-17. DOI: 10.1128/genomeA.00991 -17

123. Lindsey R.L., Batra D., Rowe L., Loparev V.N., Stripling D., Garcia-Toledo L., et al. High-quality genome sequence of an Escherichia coli O157 strain carrying an mcr-1 resistance gene isolated from a patient in the United States. Genome Announc. 2017;5(11). pii: e01725-16. DOI: 10.1128/ genomeA.01725-16

124. Ewers C., Göttig S., Bülte M., Fiedler S., Tietgen M., Leidner U., et al. Genome sequence of avian Escherichia coli strain IHIT25637, an extraintestinal pathogenic E. coli strain of ST131 encoding colistin resistance determinant mcr-1. Genome Announc. 2016;4(5):e00863-16. DOI: 10.1128/genomeA.00863-16

125. Xavier B.B., Lammens C., Butaye P., Goossens H., Malhotra-Kumar S. Complete sequence of an IncFII plasmid harbouring the colistin resistance gene mcr-1 isolated from Belgian pig farms. J Antimicrob Chemother. 2016;71(8):2342-2344. DOI: 10.1093/jac/dkw191

126. Gao R., Wang Q., Li P., Li Z., Feng Y. Genome sequence

IXIegbKO E.fl. u coaBT.

and characteristics of plasmid pWH12, a variant of the mcr-1-harbouring plasmid pHNSHP45, from the multidrug resistant E. coli. Virulence. 2016;7(6):732-735. DOI: 10.1080/21505594.2016.1193279

127.Jia B., Raphenya A.R., Alcock B., Waglechner N., Guo P., Tsang K.K., et al. CARD 2017: expansion and model-centric curation of the comprehensive antibiotic resistance database. Nucleic Acids Res. 2016;45(D1):D566-D573. DOI: 10.1093/nar/gkw1004

128. Suzuki S., Ohnishi M., Kawanishi M., Akiba M., Kuroda M. Investigation of a plasmid genome database for colistin-resistance gene mcr-1. Lancet Infect Dis. 2016;16(3):284-285. DOI: 10.1016/S1473-3099(16)00008-6

129. Gupta S.K., Padmanabhan B.R., Diene S.M., Lopez-Rojas R., Kempf M., Landraud L., et al. ARG-ANNOT, a new bioinformatic tool to discover antibiotic resistance genes in bacterial genomes. Antimicrob Agents Chemother. 2014;58(1):212-220. DOI: 10.1128/AAC.01310-13

130. Liu B., Pop M. ARDB - Antibiotic Resistance Genes Database. Nucleic Acids Res. 2009;37(Database issue):D443-D447. DOI: 10.1093/nar/gkn656

131. Zankari E., Hasman H., Cosentino S., Vestergaard M., Rasmussen S., Lund O., et al. Identification of acquired antimicrobial resistance genes. J Antimicrob Chemother. 2012;67(11):2640-2644. DOI: 10.1093/jac/dks261

132. Khedher M. Ben, Baron S.A., Riziki T., Ruimy R., Diene S.M., Rolain J.-M. Massive analysis of 64'628 bacterial genomes to decipher a water reservoir and origin of mobile colistin resistance (mcr) gene variants: is there another role for this family of enzymes? bioRxiv. 2019;(33):763474. DOI: 10.1101/763474

133. Bozcal E. Insight into the mobilome of Escherichia coli. Intech. 2016;i(tourism):13. DOI: 10.5772/57353

134. Ling Z., Yin W., Shen Z., Wang Y., Shen J., Walsh T.R. Epidemiology of mobile colistin resistance genes mcr-1 to mcr-9. J Antimicrob Chemother. 2020;75(11):3087-3095. DOI: 10.1093/jac/dkaa205

135. Eichhorn I., Feudi C., Wang Y., Kaspar H., Feßler A.T., Lübke-Becker A., et al. Identification of novel variants of the colistin resistance gene mcr-3 in Aeromonas spp. from the national resistance monitoring programme GERM-Vet and from diagnostic submissions. J Antimicrob Chemother. 2018;73(5):1217-1221. DOI: 10.1093/jac/dkx538

136. Wang X., Wang Y., Zhou Y., Wang Z., Wang Y., Zhang S., et al. Emergence of colistin resistance gene mcr-8 and its variant in Raoultella ornithinolytica. Front Microbiol. 2019;10:228. DOI: 10.3389/fmicb.2019.00228

137. Ma F., Shen C., Zheng X., Liu Y., Chen H., Zhong L., et al. Identification of a novel plasmid carrying mcr-4.3 in an Acinetobacter baumannii strain in China. Antimicrob Agents Chemother. 2019;63(6). pii: e00133-19. DOI: 10.1128/AAC.00133-19

138. Gelbicova T., Barakova A., Florianova M., Karpiskova R. [Detection of colistin-resistant Acinetobacter baumannii with the mcr-4 gene]. Klin Mikrobiol Infekc Lek. 2019;25(1):4-6. PMID: 31266086

139. Martins-Sorenson N., Snesrud E., Xavier D.E., Cacci L.C., Iavarone A.T., McGann P., et al. A novel plasmid-encoded

mcr-4.3 gene in a colistin-resistant Acinetobacter baumannii clinical strain. J Antimicrob Chemother. 2020;75(1):60-64. DOI: 10.1093/jac/dkz413

140. Hameed F., Khan M.A., Muhammad H., Sarwar T., Bilal H., Rehman T.U. Plasmid-mediated mcr-1 gene in Acinetobacter baumannii and Pseudomonas aeruginosa: first report from Pakistan. Rev Soc Bras Med Trop. 2019;52:e20190237. DOI: 10.1590/0037-8682-0237-2019

141. Snesrud E., Maybank R., Kwak Y.I., Jones A.R., Hinkle M.K., McGann P. Chromosomally encoded mcr-5 in colistin-nonsusceptible Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2018;62(8):e00679-18. DOI: 10.1128/AAC.00679-18

142. Wojnicz D., Tichaczek-Goska D. Effect of sub-minimum inhibitory concentrations of ciprofloxacin, amikacin and colistin on biofilm formation and virulence factors of Escherichia coli planktonic and biofilm forms isolated from human urine. Braz J Microbiol. 2013;44(1):259-265. DOI: 10.1590/S1517-83822013000100037

143. Sato Y., Unno Y., Ubagai T., Ono Y. Sub-minimum inhibitory concentrations of colistin and polymyxin B promote Acinetobacter baumannii biofilm formation. PLoS One. 2018;13(3):e0194556. DOI: 10.1371/journal. pone.0194556

144. Aslam B., Wang W., Arshad M.I., Khurshid M., Muzammil S., Rasool M.H., et al. Antibiotic resistance: a rundown of a global crisis. Infect Drug Resist. 2018;11:1645-1658. DOI: 10.2147/IDR.S173867

145. Sharland M., Pulcini C., Harbarth S., Zeng M., Gandra S., Mathur S., et al. Classifying antibiotics in the WHO Essential Medicines List for optimal use-be AWaRe. Lancet Infect Dis. 2018;18(1):18-20. DOI: 10.1016/S1473-3099(17)30724-7

146. Harbottle H., Thakur S., Zhao S., White D.G. Genetics of antimicrobial resistance. Anim Biotechnol. 2006;17(2):111-124. DOI: 10.1080/10495390600957092

Шедько Е.Д. и соавт.