CC BY
48
[6, 7].
В настоящей работе сделана попытка установить связь между мутациями в мтДНК, нарушениями функций митохондрий и старением клеток скелетных мышц и миокарда.
Биогенез митохондрий
Известно, что кардиомиоциты обладают высокоаэробным типом метаболизма, и в совокупности производят и потребляют в сутки до 6 кг аденозинтрифосфата (АТФ), полученного преимущественно путем окислительного фосфорилирования в митохондриях [5]. В миокарде подавляющее большинство молекул АТФ используется для мышечного сокращения [8, 9].
Митохондрии имеют собственный цикл размножения в клетке, не синхронизированный с клеточным циклом.
Продолжительность жизни одной митохондрии в клетке составляет 7-14 дней. Размножение происходит путем поперечного деления митохондрии, при этом слишком большие митохондрии уничтожаются клеткой [10]. Деление митохондрий контролируется белками Fis1, Drp1 и Mff. Митохондрии также обладают свойством к слиянию, при этом белки митофунзин-1 и митофун-зин-2 участвуют в слиянии внешних мембран митохондрий, а белок OPA1 — в слиянии внутренних мембран. Баланс между слиянием и делением митохондрий важен для функционирования митохондрий [11, 12].
Содержание митохондрий в клетке значительно варьирует в различных тканях: в клетках эндотелия сосудов, в которых до 75% АТФ вырабатывается за счет гликолиза [13, 14], суммарный объем митохондрий обычно не превышает 6% клеточного объема, в то время как в кардиомиоцитах, энергетическая потребность которых на 90% удовлетворяется за счет дыхания, совокупный объем митохондрий достигает трети от объема клетки [15], а количество митохондрий может достигать 6000/клетку [16]. В миокарде человека содержание мтДНК составляет 1,72 ± 0,92%, а в скелетной мышце (m. iliopsoas) — 1,19 ± 0,62% от общего количества ДНК [17].
Функция митохондрий зависит от их морфологии. Митохондрии представляют собой динамические образования, претерпевающие процессы движения, деления и слияния [18-20].
Митохондрии могут уничтожаться путем специфической внутриклеточной аутофагии или митофагии, опосредуемой несколькими путями сигналинга. Митофагии подвергаются преимущественно деполяризованные, т. е. потерявшие функциональные свойства, митохондрии [21-23]. Помимо митофагии, являющейся процессом, происходящем во всех клетках, при неблагоприятных условиях (например, при гипоксии и недостатке питательных веществ) может развиваться процесс аутофагии клетки, который заключается в деградации всех собственных компонентов клетки (органелл, белков и других макромолекул) лизосомами, что обеспечивает клетке на какой-то промежуток времени питание, необходимое для синтеза новых макромолекул и АТФ. Морфологически аутофагия клетки проявляется в образовании мембранных цитозольных пузырьков, окружающих митохондрии, рибосомы и эндоплазма-тический ретикулум. При истощении данных запасов клетка погибает [24].
Митохондрии также участвуют в запуске другого типа программируемой клеточной гибели — апоптоза. Митохондриальный путь запуска апоптоза регулируется соотношением белков семейства Вс1-2. Часть белков этого семейства, включая сам Вс1-2, является анти-апоптотическими, а другая часть, включая Вах и Вак — проапоптотическими. В частности, белки Bax и Bak запускают процесс открытия пор в митохондриальной мембране, например, при массивном повреждении ДНК. Это вызывает выход в цитоплазму проапоптотических белков, в первую очередь цитохрома С. Попавший в цитоплазму цитохром С участвует в создании микротелец — апоптозом, что приводит к активации инициаторных каспаз 8-, 9-, 10-, 12- и исполнительных каспаз 3-, 6-, 7-, разрушающих структуры клетки [25, 26].
В митохондриях постоянно образуются ROS. К ним относятся в первую очередь супероксидный радикал (O2-) и закись азота (NO-). Супероксидный радикал образуется как побочный продукт в комплексах I, II и III электронно-транспортной цепи (ЭТС) и различных окси-даз [27]. Супероксид, взаимодействуя с NO-, образует
пероксинитрит (ONOO-), а также с помощью супероксид-дисмутаз образует перекись водорода (H2O2), которая может быть восстановлена до гидроксильного радикала (OH-). Закись азота (NO-) производится NO-синтазой, катализирующей превращение L-аргинина в цитруллин.
Вышеперечисленные ROS являются основными веществами, окисляющими белки, липиды и ДНК митохондрий [28].
Высокая зависимость работы сердца от активности митохондрий указывает, что изменения в мтДНК кар-диомиоцитов (накопление мутаций и изменение числа мтДНК в клетке) может нарушить работу сердца как при старении, так и при развитии патологических процессов в значительно большей степени, чем нарушения работы митохондрий в ряде других органов и тканей. Вместе с тем, прижизненная биопсия миокарда у пожилых и больных людей затруднена по техническим и этическим причинам, поэтому представляет интерес изучение корреляции между изменениями мтДНК в кардиомиоцитах, лейкоцитах периферической крови и в клетках скелетных мышц, которые более доступны для биопсии.
Особенности митохондриального генома
Во всех клетках человека, кроме эритроцитов, содержатся два генома: ядерный диплоидный геном длиной 3,1х109 пар оснований, в котором насчитывается примерно 25 000 генов, и митохондриальный геном длиной 1,6569х104 пар оснований, содержащий всего 37 генов, который представляет собой кольцевую дву-спиральную ДНК [10]. Число копий митохондриальной ДНК (мтДНК) в соматических клетках варьирует в пределах 103-104 на клетку, при этом в одной митохондрии содержится в среднем 10 молекул мтДНК [29-31].
Наличие в клетках двух геномов сложилось в результате симбиотического взаимодействия — взаимовыгодного внутриклеточного паразитирования свободно живших предков современных митохондрий с анаэробными бактериями и археями, которое и привело к образованию эукариотических клеток [29]. В результате мтДНК млекопитающих, в том числе человека, сохранила некоторые свойства ДНК бактерий: она имеет кольцевую форму, в митохондриальных генах отсутствуют интроны, транскрипция происходит путем синтеза протяженных полицистронных мРНК, кроме того, в митохондриальных генах используется другой генетический код, чем в генах, кодируемых ядерной ДНК (отсюда необходимость использования в митохондриях другого набора тРНК и других, нежели в цитоплазме, рибосом). Еще одним свойством, общим для мтДНК и ДНК бактерий, является частичное, а возможно, полное отсутствие метилирования CpG последовательностей в мтДНК, в то время как, в яДНК млекопитающих данные последовательности метилированы.
Из 37 генов, содержащихся в мтДНК, 13 кодируют важные для сборки ферментных комплексов I, III, IV и V дыхательной цепи полипептиды, 22 — тРНК, 2 — рРНК (по одному гену для 12S и 16S рРНК). Все остальные гены, кодирующие митохондриальные белки (их насчитывается не менее 1200), находятся в ядерной ДНК, данные белки синтезируются в цитоплазме и затем переносятся в митохондрии. В частности, из известных 86 белков-компонентов ЭТС, 73 белка кодируются ядерной ДНК и только вышеупомянутые 13 — мтДНК [29, 32-34]. При оплодотворении яйцеклетки сперматозоидом митохондрии сперматозоида не проникают в яйцеклетку, либо элиминируются, в результате чего все митохондрии наследуются по материнской линии [35].
Изменчивость митохондриального генома
Полная последовательность митохондриального генома человека (мтДНК для данной цели выделяли из плаценты) была впервые опубликована в 1981 году [36]. Позднее при повторном секвени-ровании в ней обнаружили 11 ошибок (все они представляют собой замены нуклеотидов). Исправленная последовательность, именуемая «кэмбриджской референсной последовательностью мтДНК человека» является эталоном для анализа вариабельности мито-хондриального генома [37].
По сравнению с яДНК, мтДНК обладает высокой изменчивостью, при этом ошибки в работе мтДНК-полимеразы-у и мутации, связанные с дезаминирова-нием цитидина и аденозина являются главными мутагенными событиями в мтДНК [38]. Короткоживущие ROS, генерируемые электронно-транспортной цепью митохондрий, способны окислять в первую очередь близлежащие молекулы, в том числе ДНК митохондрий. Между тем, система репарации мтДНК менее совершенна по сравнению с системой репарации яДНК (совершает больше ошибок) и, в отличие от яДНК, мтДНК не связана с гисто-нами, которые могли бы защищать ее от воздействия ROS. Совокупность данных факторов приводит к тому, что частота замен нуклеотидов в мтДНК в 10-17 раз выше, чем аналогичный показатель яДНК [39, 40]. Средняя частота мутаций мтДНК человека оценивается в 6 мутаций/108 пар нуклеотидов/год [41].
Помимо точечных мутаций — замен, выпадений или вставок отдельных нуклеотидов, для мтДНК характерны структурные перестройки — делеции либо дупликации протяженных участков ДНК [42, 43]. Структурные перестройки возникают обычно в результате ошибок репликации ДНК и могут располагаться в любой области мтДНК. Чаще всего они появляются в области D-петли, в которой расположена точка начала репликации тяжелой цепи мтДНК [44] и могут иметь длину до нескольких тысяч пар нуклеотидов. Также чаще других встречается делеция участка длиной 4977 пар нуклеотидов (делеция 4977), которая возникает между двумя прямыми повторами в мтДНК длиной 13 пар оснований. Длина этой делеции составляет 30% длины мтДНК и захватывает 7 генов, кодирующих белки, и 5 генов тРНК [45-47].
Гетероплазмия
Поскольку мутирует одна молекула мтДНК из многих, содержащихся в клетке, в такой клетке возникает состояние гетероплазмии, т. е. в ней содержатся как мутантные молекулы мтДНК, так и мтДНК дикого типа. При этом митохондрии, содержащие мутантные мтДНК, в результате нарушений работы дыхательной цепи вырабатывают меньше АТФ, испытывают хроническую интоксикацию ROS и компенсаторно пролиферируют быстрее, чем митохондрии дикого типа, в результате чего доля мутант-ных мтДНК в клетке может постепенно повышаться [46, 48]. Постепенное повышение содержания мутантных мтДНК в клетке коррелирует с повышением продукции ROS и снижением продукции АТФ. В конце концов достигая некоего порога — дефектная клетка либо погибнет (подвергнется апоптозу), либо накопление таких клеток в ткани или органе приведет к появлению симптомов митохондриальной болезни [49]. Рассмотрение митохон-дриальных болезней, характеризуемых снижением функциональной активности митохондрий и синтеза АТФ, приведено в ряде работ [39, 42, 46] и выходит за рамки настоящего обзора. Еще один уникальный феномен — сегрегация митохондрий [49, 50] — заключается в том,
что, митохондрии со значительным количеством дефектов генома при делении низкодифференцированных клеток, как правило, оказываются в клетках, которые будут подвергаться окончательной дифференцировке. В ряде случаев это приводит к естественной элиминации клеток с патологически измененными митохондриями вследствие конститутивного апоптоза.
В результате в организме человека при наследовании мутантной мтДНК или при ее появлении в эмбриогенезе, возникает мозаицизм, связанный с тем, что в клетках разных органов и тканей содержание гетероплазмийных клеток и содержание мутантной мтДНК в разных клетках одного органа или ткани будет разным [38, 51].
Оценить состояние гетероплазмии можно путем массивного параллельного секвенирования большого числа митохондриальных ДНК, предварительно очищенных от примесей яДНК, либо фрагментов мтДНК, амплифицированных с праймерами, специфичными к митохондриальной ДНК. Также может быть использовано параллельное тотальное секвенирование генома, с помощью которого можно проанализировать мутации как в мтДНК [52], так и в генах митохондриальных белков, расположенных в яДНК, если это является целью исследования [53-55].
В частности, при параллельном секвенировании митохондриальных геномов 1327 образцов (образцами служили мазки из ротовой полости и/или цельная кровь), взятых от 8-ми этнических групп населения США, гетероплазмию по длине мтДНК обнаружили в 90,6% образцов, а гетероплазмию по заменам отдельных нуклеотидов — в 28% образцов [56].
Старение кардиомиоцитов
и волокон скелетных мышц
Старение скелетных мышц связано с неуклонным уменьшением мышечной массы и силы мышц, называемым саркопенией [57]. Саркопения обычно начинается в возрасте 40 лет и старше, к 50-60 годам в среднем теряется 10-20%, а к 80-ти годам — до 40% мышечной массы. Потеря мышечной массы происходит в результате уменьшения числа и атрофии мышечных волокон, которые замещаются жировой и соединительной тканями [58, 59].
Развитие дефектов дыхательной функции митохондрий с возрастом было обнаружено в скелетных мышцах людей, макак резусов и грызунов [58, 60].
Митохондрии стареющих клеток обладают сниженным мембранным потенциалом, повышенной утечкой протонов, повышенной продукцией ROS, повышенным количеством метаболитов цикла трикарбоновых кислот и повышенной массой [61].
В частности, в митохондриях скелетных мышц человека при старении наблюдалось прогрессирующее снижение активности цитохром С оксидазы и НАДФ-цитохром С редуктазы [62]. Также в стареющих клетках наблюдается повышенное содержание митохондрий в результате недостаточной митофагии [63-65]. Известно, что развитие митофагии может происходить при снижении мембранного потенциала митохондрий через связанные с митохондриями белки PINK1 / Parkin/Mfn2 или BNIP3/NIX с последующим вовлечением в аутофагосомы через рецептор LC3 [66, 67]. Обычно автофагия связана со снижением мембранного потенциала митохондрий и избытком ROS [68, 69]. При старении клеток, в том числе кардиомиоцитов, наблюдается значительное угнетение автофагии и митофагии с накоплением в клетках агрегатов неправильно
фолдированных белков и нефункциональных митохондрий [63, 70].
Возрастное снижение аутофагии кардиомиоцитов имеет предсказуемо негативные последствия для сердечной функции и здоровья. И наоборот, было показано, что стимуляция аутофагии улучшает здоровье клеток и сердечную функцию и увеличивает продолжительность жизни в многочисленных модельных организмах. Очевидно, что аутофагия представляет собой критический путь для клеточной жизнеспособности, а также перспективную терапевтическую мишень для лечения возрастных сердечных патологий.
Возможно, подавление митофагии и аутофагии является составной частью программы старения, воплощаемой, в частности, в кардиомиоцитах и волокон скелетных мышц.
Таким образом, снижение аутофагии с возрастом может повлиять на способность перерабатывать и деградировать поврежденные внутриклеточные компоненты, тем самым приводя к структурным и функциональным изменениям в кардиомиоцитах, что в конечном итоге приводит к неадекватной работе сердца.
Исходя из гипотезы «накопления соматических мутаций», упомянутой выше, возникает предположение о возможной важной роли изменений в мтДНК в старении клеток.
Изменения в мтДНК клеток
периферической крови при старении
Секвенирование полных геномов образцов монону-клеарных клеток периферической крови 1511 здоровых английских женщин в возрасте от 17 до 85 лет (при анализе было прочитано в среднем по 568 последовательностей мтДНК на образец) показало, что на один геном яДНК у разных индивидуумов приходится от 50 до 550 копий мтДНК (в среднем около 180 копий), т. е. данный показатель чрезвычайно вариабелен. Между тем, статистически с возрастом он неуклонно убывает со скоростью 0,4 копии мтДНК в год. С возрастом частота гетероплазмии достоверно возрастает. Так лица в возрасте 70 лет и старше содержали на 58,5% больше гетероплазмий, чем 40-летние. При этом у нескольких индивидуумов обнаружили до 12 разных гетероплазмий мтДНК, но у большинства была обнаружена только одна. [71]. В другой работе сравнивали образцы вещества головного мозга людей, полученные с помощью аутопсии. Было показано, что количество точечных мутаций в мтДНК с возрастом увеличивается, и за 80 лет жизни возрастает в 5 раз [72].
В выборке из 200 здоровых несовершеннолетних (возраст от 0,1 до 18,0 лет) и 200 взрослых (от 18,0 до 88,0 лет) китайцев диапазон числа копий мтДНК в периферической крови составил 175-602 копий / на одну клетку (в среднем: 325 копий / клетку) у несовершеннолетних и 164-500 копий / на одну клетку (в среднем: 287 копий / на одну клетку) у взрослых. Относительное число копий мтДНК достоверно снижалось с возрастом, особенно при сравнении групп лиц в возрасте 0-2 года и старше 50 лет [53].
Аналогичные результаты были получены в других работах, выполненных при изучении мтДНК клеток крови в разных популяциях людей [73, 74], что подтверждает результаты более ранних работ, выполненных менее точными методами на нейронах человека [75].
Таким образом, при старении содержание мтДНК в лейкоцитах крови уменьшается и при этом повышается содержание мутантных форм мтДНК. Однако,
вследствие высокой индивидуальной вариабельности показателей, данные изменения достоверны только при анализе больших выборок.
Изменения в мтДНК волокон скелетных
мышц и кардиомиоцитов при старении
Исследование содержания мтДНК скелетных мышц в образцах тканей 152 лиц тремя количественными методами, включая капельный дигитальный ПЦР, показало, что в мышцах при старении происходит уменьшение относительного содержания числа мтДНК, коррелирующее с увеличением гетероплазмии, причем у мужчин данное уменьшение выражено сильнее, чем у женщин. В миокарде изменения данного показателя при старении не выявлено [1 6]. Отсутствие изменений числа копий мтДНК в миокарде и мышцах при сравнении образцов новорожденных и лиц в возрасте 80 лет было найдено в работе [76], в которой использовали метод ПЦР с последующим электрофорезом продуктов реакции и денситометрией. Авторы установили, что в среднем в скелетных мышцах содержится 3650± 620 копий мтДНК/ядерный геном, а в миокарде — 6970± 920.
Таким образом, число копий мтДНК в скелетных мышцах и в миокарде не позволяет достоверно судить о роли повреждений мтДНК в старении данных клеток. Очевидно, более достоверными показателями могут служить количество и типы мутаций мтДНК.
В работе [77] изучали накопление в мтДНК часто встречающейся при митохондриальных заболеваниях делеции длиной 4977 п. н. (делеции 4977) при старении человека. Исследованию подвергались образцы ДНК, выделенные из скелетных мышц (биопсийный материал) 59 человек, при этом подбор праймеров позволил авторам определять в образце содержание как нативной, так делетированной мтДНК с помощью ПЦР с последующим электрофорезом продуктов ПЦР и денситометрией. Показано, что делеция 4977, как правило, появляется в мтДНК мышц человека на 2-3 десятке лет жизни, после чего ее содержание в мтДНК неуклонно возрастает и в интервале 70-79 лет жизни составляет 0,06% от общего количества мтДНК.
При исследовании мтДНК скелетной мышцы (musculus ileopsoas) и миокарда передней и задней стенок левого желудочка, а также миокарда правого желудочка 33 здоровых лиц, умерших в результате несчастных случаев в возрасте от 0,3 до 90 лет, также было найдено, что в большинстве образцов делеция 4977 появляется в возрасте от 20 до 40 лет и к достижению возраста 80-93 лет составляет 0,4-0,5% мтДНК [17]. В более поздней работе, с использованием более точного метода ПЦР в реальном времени, данный вывод был подтвержден при исследовании образцов тканей 92 лиц разного возраста [78].
В работе [79] исследовали содержание мутантных мтДНК в полученных post mortem образцах скелетных мышц, миокарда и почек лиц в возрасте от 1 часа до 90 лет, при этом показано, что мтДНК с делецией 4977 появлялась, начиная с возраста с 20-40 лет и ее содержание увеличивалось с возрастом во всех трех тканях Также во всех трех тканях с возрастом повышалось содержание мтДНК с мутацией 3243 A >G, хотя в ряде случаев данная мутация встречалась и у младенцев в возрасте до одного года (очевидно, в данных случаях мутации наследовались по материнской линии). Максимальное содержание в общей мтДНК образца молекул с делецией 4977 в мышцах составило 0,257%, в сердце—0,0019%, в почках—0,001%, а максимальное
содержание молекул с мутацией 3243 A>G составило 0,25% в мышцах, 0,75% в сердце, 0,75% в почках.
Таким образом, накопление мутантных форм мтДНК в кардиомиоцитах и миоцитах, происходящее при старении, на первый взгляд, в связи с незначительным их содержанием (менее 1% от общего числа молекул мтДНК) не может быть причиной изменений, наблюдаемых в метаболизме и биогенезе митохондрий при старении.
Изменение жизненного цикла клеток,
содержащих мутантную мтДНК
Показано, что при старении появляется и в последующем накапливается фракция мышечных волокон, названная, как «рваные красные волокна» (РКВ), в клетках которых при гистологических исследованиях были обнаружены потеря активности цитохром С оксидазы (СОХ, входит в комплекс IV дыхательной цепи) и сопутствующее повышение активности сукцинат дегидроге-назы (SDH), которая входит в комплекс II. Содержание РКВ достигает 15% мышечных волокон прямой мышцы бедра у старых крыс [80] и примерно 60% волокон широкой мышцы бедра у очень старых макак резусов [60], при этом данное изменение мышечных волокон приводит к их последующим разрывам и атрофии. Накопление с возрастом лишенных фермента циклооксигеназы (ЦОГ) мышечных волокон было также обнаружено в мышцах и миокарде человека при старении [81, 82]. В частности, при гистологическом исследовании мышцы человека [musculus vastus lateralis] было установлено, что содержание участков COX-SDH++ встречается в 6% мышечных волокон у мужчин в возрасте 49 лет и в 31% мышечных волокон в возрасте 90 лет [59]. Параллельно снижению активности ЦОГ в мышцах усиливается гликолиз в качестве альтернативного пути получения энергии, например, в мышцах старых крыс повышается активность фруктоза-6-фосфат киназы, альдолазы, глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназы [83].
Поскольку три субъединицы СОХ, а также субъединицы НАДФ-дегидрогеназы и АТФ-синтазы кодируются мтДНК, а SDH полностью кодируется ядерным геномом, возникло предположение о том, что первичным дефектом в РКВ может быть накопление мутантных молекул мтДНК в клетках, а повышение активности SDH, является компенсаторной реакцией [81, 82]. Действительно, анализ мтДНК из отдельных РКВ и из отдельных нормальных мышечных волокон старых крыс, выделенных c помощью лазерной техники, позволило установить, что во всех РКВ превалировала мтДНК с протяженными делециями, в то время, как в неизмененных мышечных волокнах и в мышечных волокнах молодых крыс мутантная мтДНК отсутствовала. Также у старых животных были найдены участки миофибрилл с «промежуточным» содержанием делетированных молекул в пределах 30-40%. Делетированная мтДНК обнаруживалась в разных участках одного и того же РКВ при исследовании в продольном направлении, что указывает на их клональную экспансию в клетке, при этом делеции протяженностью от 4,4 до 9,7 п. о. захватывали гены, кодирующие субъединицы ЭТС и несколько генов тРНК. Учитывая отличия генетического кода митохондрий, прекращение синтеза нескольких митохондриалных тРНК должно приводить к прекращению синтеза всех 13-ти субъединиц ферментов дыхательной цепи, кодируемых мтДНК, содержащими данные делеции [80, 84].
Последующие исследования, выполненные с помощью ПЦР в реальном времени, показали, что падение активности ЦОГ и развитие РКВ происходит в результате клональной
экспансии делетированной мтДНК, когда ее содержание достигает 90% всей мтДНК клетки [59, 85-87].
Аналогичные результаты были получены при исследовании мтДНК отдельных кардиомиоцитов человека при старении. В отличие от людей среднего возраста, у пожилых людей примерно каждый седьмой кардиоми-оцит отличался высоким содержанием делетированых мтДНК, причем в разных клетках содержались разные делеции [88].
В работе У. 1_и и соавт. (2017), рваные красные волокна и (или) цитохром с дефицитом волокон выявлены при мышечной биопсии у всех обследованных пациентов с митохондриальной миопатией (ММ), в то время как патогенные мутации при анализе мтДНК только у половины обследованных пациентов [89].
Известно, что ММ является относительно редким типом митохондриального расстройства, характеризующегося преобладающим участием скелетных мышц. Патогенным вариантом является МТШ1 т.34370>А, при этом, развитие заболевания может произойти и в раннем возрасте. Необходимо отметить, что нагрузка мутации мтДНК была выше в мышцах, чем в крови. У другой половины не было обнаружено патогенных мутаций ни при секвенировании по Сенгеру всего митохондриаль-ного генома, ни при таргетном секвенировании N08.
Показано, что миоциты и кардиомиоциты, содержащие малофункциональные митохондрии, подвергаются апоптозу либо некрозу, что неразрывно связано со старением и, в частности, обнаружено в стенке левого желудочка сердца старых крыс [90-93].
При гистологическом исследовании стенки левого желудочка 4 групп крыс (в возрасте 1, 4, 12 мес, и старых — 20 мес) установлено, что число кардиомиоцитов на площади 100000 мм2 поперечного среза ткани было одинаковым в группах очень молодых и молодых крыс, но снижалось на 30% в группе животных среднего возраста и еще на 20% в группе старых животных. Параллельно возрастала средняя площадь кардио-миоцита: в группе очень молодых животных данный показатель составил 113,7 ± 6,79 мм2, а в группе старых животных — 377,66 ± 28,38 мм2, а также возрастала и площадь экстраклеточного пространства. Данные изменения коррелировали с повышением нормализованного по актину уровня проапоптотического белка Вах и уровня активированной каспазы и снижением уровня антиапоптотического белка Вс1-2, в результате чего с возрастом соотношение Вах/Вс1-2 значительно изменялось. У очень молодых крыс данное соотношение было меньше 1, а у старых было равно 15. В данных четырех группах наблюдалось неуклонное повышение с возрастом числа ядер, окрашенных по методу ТШЕ_ (тест на фрагментацию ядерной ДНК, которая происходит при апоптотической гибели клеток). Так, у старых крыс число ТШЕ_-позитивных ядер составило 21,35 ± 0,42% от всех клеточных ядер, у взрослых — 8,46 ± 0,35%, у молодых — 1,92 ± 0,08%, у очень молодых — 0,93 ± 0,05%.
Таким образом, в течение жизни животных и особенно во второй половине жизни, наблюдается снижение числа кардиомиоцитов при увеличении их размеров и увеличении экстраклеточного пространства, заполняемого соединительной и жировой тканью. Данные процессы коррелируют с развитием апоптоза клеток. Причиной гибели клеток являются нарушения метаболизма и биогенеза митохондрий, связанные с клональной экспансией мутантных форм мтДНК в клетках, а следствием — образование и последующая гибель РКВ, что приводит к неуклонному уменьшению мышечной массы и силы миокарда, подобному саркопении.
SIRT1 считается геном долголетия, который защищает клетки от окислительного и генотоксического стресса. Активация SIRT1 может оказывать множество физиологических эффектов, включая снижение апоп-тоза, усиление митохондриального биогенеза, ингиби-рование воспаления, регуляцию метаболизма глюкозы и липидов и адаптацию к клеточным стрессам, таким как гипоксия, стресс эндоплазматического ретикулума (ER) и окислительный стресс [94].
Митохондриальная ДНК и хроническое
воспаление при старении
Известно, что в яДНК динуклеотиды Срй, (или Срй-мотивы), подвергаются метилированию, в то время, как подобные последовательности в бактериальных ДНК не метилируются. При фагоцитозе бактерий и при попадании бактерий в клеточные лизосомы неметили-рованные Срй-мотивы бактериальных ДНК узнаются рецептором TLR-9, который активирует механизмы врожденного иммунитета, в том числе синтез провос-палительных цитокинов. При разрушении в кардиоми-оцитах митохондрий путем аутофагии, мтДНК, попадая в лизосомы собственной клетки, также распознается рецептором TLR-9, как бактериальная ДНК, а при апоп-тотическом разрушении кардиомиоцитов и миоцитов вышедшая из клеток мтДНК захватывается рецептором TLR-9 моноцитов, макрофагов и дендритных клеток. Активированный TLR-9 индуцирует Nf-кВ путь провос-палительного сигналинга. Кроме того, в цитоплазме клеток вышедшая из митохондрий мтДНК взаимодействует с рецептором cGAS-STING и инфламмасомами. В результате всех взаимодействий активируется синтез интерферона и провоспалительных цитокинов, в первую очередь ИЛ-1, ИЛ-6, ИЛ-8, ФНО-а [95, 96]. Длительная активация провоспалительного сигналинга при старении приводит к хроническому вялотекущему местному (миокардит) и системному воспалению у пожилых людей (inflammaging), характеризующемуся повышенным уровнем С-реактивного белка и провоспалительных цитокинов и пониженным уровнем противоспалитель-ного ИЛ-10 в сыворотке крови. Однако усиление данного воспаления может произойти, например, при вирусных инфекциях, или при гипертонии [97-101].
Заключение
На основе вышеизложенного можно сделать нижеприведенные выводы.
ЛИТЕРАТУРА [REFERENCES]:
1. Heidenreich P.A., Albert N.M., Allen L.A. et al. Forecasting the impact of heart failure in the United States: a policy statement from the American Heart Association. Circulation: Heart Failure 2013; 6(3): 606-19.
2. World Health Statistics 2020. World Health Organization, https:// www.who.int/data/gho/whs-2020-visual-summary.
3. Липовецкий Б.М., Климов А.Н. Быть или не быть инфаркту. СПб.: Культурная Инициатива; 2002 [Lipovetskiy B.M., Klimov A.N. To be or not to be a heart attack. St. Petersburg: Cultural Initiative; 2002].
4. Martín-Fernández В., Gredilla R. Mitochondria and oxidative stress in heart aging. AGE 2016; 38(4): 225-38.
5. Woodall B.P., Gustafsson A.B. Autophagy-A key pathway for cardiac health and longevity. Acta Physiol. (Oxf.) 2018; 223(4): 13074.
6. Picca A., Guerra F., Calvani R. et al. Mitochondrial Dysfunction and Aging: Insights from the Analysis of Extracellular Vesicles. Int. J. Mol. Sci. 2019; 20(4): 805.
7. Waltz T.B., Fivenson E.M., Morevati M. et al. Sarcopenia, Aging and Prospective Interventional Strategies. Current Medicinal Chemistry 2019; 25(40): 5588-96.
8. Ren J., Bode A.M. Altered cardiac excitation-contraction coupling in ventricular myocytes from spontaneously diabetic BB rats. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2000; 279(1): H238-44.
— Накопление мутантных мтДНК и снижение содержания мтДНК в кардиомиоцитах являются причиной прогрессирующего снижения уровня окислительного фосфолирирования и повышения продукции ROS в данных клетках при старении.
— Причиной образования COX- кардиомиоцитов и РКВ скелетных мышц при старении также является накопление мутантных форм мтДНК в клетках в результате клональной экспансии.
— COX- кардиомиоциты и РКВ скелетных мышц подвергаются апоптотической гибели с последующим замещением их соединительной тканью, что лежит в основе саркопении.
— О степени старения миокарда можно судить по содержанию COX- кардиомиоцитов, определяемому с помощью гистологических методов, а также по содержанию мутантных форм мтДНК с помощью методов, основанных на ПЦР и глубоком секвениро-вании ДНК.
— Образование COX- кардиомиоцитов и накопление мутантных форм мтДНК в кардиомиоцитах при старении происходит параллельно (но, возможно, с иной скоростью) с аналогичными процессами в скелетных мышцах, а также в клетках периферической крови, таким образом, исследование более доступного для исследования материала — биопсийных образцов скелетных мышц и выделенных мононуклеарных клеток периферической крови, возможно, позволит судить о степени старения кардиомиоцитов.
— Гибель COX- кардиомиоцитов и COX- волокон скелетных мышц приводит к уничтожению мутантных форм мтДНК, в результате чего содержание мутантных форм мтДНК, постоянно увеличиваясь с возрастом, не превышает в итоге 1-2% от общего числа молекул мтДНК.
— Гибель COX- кардиомиоцитов и COX- волокон скелетных мышц, сопровождающаяся выходом из клеток не содержащей метилированных CpG-мотивов мтДНК является причиной местного (миокардит) и общего хронического воспаления в пожилом возрасте.
— Для борьбы с образованием COX- кардиомиоцитов и COX- волокон скелетных мышц необходимо полностью понять молекулярно-клеточный механизм ингибирования митофагии при старении и научиться его блокировать.
— При лечении пожилых больных желательно учитывать степень старения («биологический возраст») их миокарда и наличие у них хронического миокардита, для чего следует разработать соответствующие методы диагностики.
9. Neubauer S. The failing heart — an engine out of fuel. N. Engl. J. Med. 2007; 356(11): 1140-51.
10. Taanman J.W. The mitochondrial genome: structure, transcription, translation and replication. Biochim. Biophys. Acta 1999; 1410(2): 103-23.
11. Rangaraju V., Lewis T.L., Hirabayashi Y. et al. Pleiotropic Mitochondria: The Influence of Mitochondria on Neuronal Development and Disease. J. Neurosc. 2019; 39(42): 8200-8.
12. Sebastián D., Sorianello E., Segalés J. et al. Mfn2 deficiency links age-related sarcopenia and impaired autophagy to activation of an adaptive mitophagy pathway. EMBO J. 2016; 35(15): 1677-93.
13. Zhu Q., Glazier B.J., Hinkel B.C. et al. Neuroendocrine regulation of energy metabolism involving different types of adipose tissues. Int. J. Mol. Sci. 2019; 20(11): 2707.
14. Gruwel M.L., Culíc O., Schrader J. A 133Cs nuclear magnetic resonance study of endothelial Na(+)-K(+)-ATPase activity: can actin regulate its activity? Biophys. J. 1997; 72(6): 2775-82.
15. Kluge M.A., Fetterman J.L., Vita J.A. Mitochondria and endothelial function. Circ. Res. 2013; 112(8): 1171-88.
16. Wachsmuth M., Hübner A., Li M. et al. Age-related and hetero-plasmy-related variation in human mtDNA copy number. PLoS Genet. 2016; 12(3): e1005939.
17. Mohamed S.A., Hanke T., Erasmi A.W. et al. Mitochondrial DNA deletions and the aging heart. Exp. Gerontol. 2006; 41(5): 508-17.
18. Favaro G., Romanello V., Varanita T. et al. DRP1-mediated mitochondrial shape controls calcium homeostasis and muscle mass. Nature Comm. 2019; 10: 2576.
19. Pfanner N., Warscheid B., Wiedemann N. Mitochondrial proteins: from biogenesis to functional networks. Nature Reviews Mol. Cell Biol. 2019; 20: 267-84.
20. Larsen T.D., Sabey K.H., Knutson A.J. et al. Diabetic pregnancy and maternal high-fat diet impair mitochondrial dynamism in the developing fetal rat heart by sex-specific mechanisms. Int. J. Mol. Sci. 2019; 20(12): 3090.
21. Drake J.C., Yan Z. Mitophagy in maintaining skeletal muscle mitochondrial proteostasis and metabolic health with ageing. J. Physiol. 2017; 595(20): 6391-9.
22. Tong M., Sadoshima J. Mitochondrial autophagy in cardiomyopathy. Curr. Opin. Genet. Dev. 2016; 38: 8-15.
23. Yoo S.M., Jung Y.K., Yoo S.M. et al. A Molecular Approach to Mitophagy and Mitochondrial Dynamics. Mol. Cells 2018; 41(1): 18-26.
24. Parzych K.R., Klionsky D.J. An overview of autophagy: morphology, mechanism, and regulation. Antioxid. Redox Signal. 2014; 20(3): 460-73.
25. Del Re D.P., Amgalan D., Linkermann A. et al. Fundamental mechanisms of regulated cell death and implications for heart disease. Physiol. Rev. 2019; 99(4): 1765-817.
26. Moe G.W., Marín-García J. Role of cell death in the progression of heart failure. Heart Fail. Rev. 2016; 21(2): 157-67.
27. Goncalves R.L., Quinlan C.L., Perevoshchikova I.V. et al. Sites of superoxide and hydrogen peroxide production by muscle mitochondria assessed ex vivo under conditions mimicking rest and exercise. J. Biol. Chem. 2015; 290(1): 209-27.
28. Thoma A., Akter-Miah T., Reade R.L. et al. Targeting reactive oxygen species (ROS) to combat the age-related loss of muscle mass and function. Biogeront. 2020; 21(4): 475-84.
29. Gongalves V.F., Gongalves V.F. Mitochondrial Genetics. Adv. Exp. Med. Biol. 2019; 1158: 247-55.
30. O'Hara R., Tedone., Ludlow A. et al. Quantitative mitochondrial DNA copy number determination using droplet digital PCR with single-cell resolution. Genome Res. 2019; 29(11): 1878-88.
31. Jiang M., Kauppila T.E.S., Motori E. et al. Increased total mtDNA copy number cures male infertility despite unaltered mtdna mutation load. Cell Metabol. 2017; 26(2): 429-36.e4.
32. Chatterjee A., Mambo E., Sidransky D. Mitochondrial DNA mutations in human cancer. Oncogene 2006; 25(34): 4663-74.
33. Calvo S.E., Mootha V.K. The mitochondrial proteome and human disease. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 2010; 11: 25-44.
34. Bonawitz N.D., Clayton D.A., Shadel G.S. Initiation and beyond: multiple functions of the human mitochondrial transcription machinery. Mol. Cell 2006; 24(6): 813-25.
35. Yan C., Duanmu X., Zeng L. et al. Mitochondrial DNA: distribution, mutations, and elimination. Cells 2019; 8(4): 379.
36. Anderson S., Bankier A.T., Barrell B.G. et al. Sequence and organization of the human mitochondrial genome. Nature 1981; 290(5806): 457-65.
37. Andrews R.M., Kubacka I., Chinnery P.F. et al. Reanalysis and revision of the Cambridge reference sequence for human mitochondrial DNA. Nat. Genet. 1999; 23(2): 147.
38. Sevini F., Giuliani C., Vianello D. et al. mtDNA mutations in human aging and longevity: Controversies and new perspectives opened by high-throughput technologies. Exp. Geront. 2014; 56: 234-44.
39. Мазунин И.О., Володько Н.В., Стариковская Е.Б. и др. Митохон-дриальный геном и митохондриальные заболевания человека. Мол. Биол. 2010; 44(5): 755-72 [Mazunin I.O., Volodko N.V., Starikovskaya E.B. et al. The mitochondrial genome and human mitochondrial diseases. Mol. Biol. 2010; 44 (5): 755-72].
40. Shen C.M., Hu L., Yang C.H. et al. А Genetic polymorphisms of 54 mitochondrial DNA SNP loci in Chinese Xibe ethnic minority group. Sci. Rep. 2017; 7: 44407.
41. Herbst A., Lee C.C., Vandiver A.R. et al. Mitochondrial DNA deletion mutations increase exponentially with age in human skeletal muscle. Aging Clin. Exp. Res. 2021; 33(7): 1811-20.
42. Alston C.L., Rocha M.C., Lax N.Z. et al. The genetics and pathology of mitochondrial disease. J. Pathol. 2017; 241(2): 236-50.
43. Dubie J.J., Caraway A.R., Stout M.M. et al. The conflict within: origin, proliferation and persistence of a spontaneously arising selfish mitochondrial genome. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B: Biol. Sci. 2020; 375(1790): 20190174.
44. Fontana G.A., Gahlon H.L. Mechanisms of replication and repair in mitochondrial DNA deletion formation. Nucl. Acids Res. 2020; 48(20): 11244-58.
45. Cortopassi G.A., Arnheim N. Detection of a specific mitochondrial DNA deletion in tissues of older humans. Nucl. Acids Res. 1990; 18(23): 6927-33.
46. Сукерник Р.И., Дербенева О.А., Стариковская Е.Б. и др. Мито-хондриальный геном и митохондриальные болезни человека. Генетика 2002; 38(2): 1-10 [Sukernik R.I., Derbeneva O.A., Starikovskaya E.B. et al. Mitochondrial genome and mitochondrial diseases in humans. Genetics 2002; 38(2): 1-10].
47. Aziz M.Y., Salihah A., Nashwa M.K. et al. A comprehensive overview of mitochondrial DNA 4977-bp deletion in cancer studies. Oncology Reviews 2019; 13(1): 409.
48. Elson J.L., Samuels D.C., Turnbull D.M. et al. Random intracellular drift explains the clonal expansion of mitochondrial DNA mutations with age. Am. J. Hum. Genet. 2001; 68(3): 802-6.
49. Jokinen R., Battersby B.J. Insight into mammalian mitochondrial DNA segregation. Ann. Med. 2012; 45(2): 149-55.
50. Chan D.C. Mitochondrial Dynamics and Its Involvement in Disease. Annu. Rev. Pathol. 2020; 15(1): 235-59.
51. Nicolás-Ávila J.A., Lechuga-Vieco A.V., Esteban-Martínez L. et al. A Network of Macrophages Supports Mitochondrial Homeostasis in the Heart. Cell 2020; 183(1): 94-109.
52. Duan M., Chen L., Ge Q. et al. Evaluating heteroplasmic variations of the mitochondrial genome from whole genome sequencing data. Gene 2019; 699: 145-54.
53. Just R.S., Irwin J.A., Parson W. Mitochondrial DNA heteroplasmy in the emerging field of massively parallel sequencing. Forensic Sci. Int. Genet. 2015; 18: 131-9.
54. Duan M., Tu J., Lu Z. Recent Advances in Detecting Mitochondrial DNA Heteroplasmic Variations. Molecules 2018; 23(2): 323.
55. Venegas V., Halberg M.C. Quantification of mtDNA mutation heteroplasmy (ARMS qPCR). Methods Mol. Biol. 2012; 837: 313-26.
56. Taylor C.R., Kiesler K.M., Sturk-Andreaggi K. et al. Platinum-Quality Mitogenome Haplotypes from United States Populations. Genes (Basel) 2020; 11(11): 1290.
57. Rosenberg I.H. Sarcopenia: origins and clinical relevance. Clin. Geri-atr. Med. 2011; 27(3): 337-9.
58. Lee C.M., Lopez M.E., Weindruch R. et al. Association of age-related mitochondrial abnormalities with skeletal muscle fiber atrophy. Free Radic. Biol. Med. 1998; 25(8): 964-72.
59. Zhang X., Trevino M.B., Wang M. et al. Impaired mitochondrial energetics characterize poor early recovery of muscle mass following hind limb unloading in old mice. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 2018; 73(10): 1313-22.
60. Lopez M.E., Van Zeeland N.L., Dahl D.B. et al. Cellular phenotypes of age-associated skeletal muscle mitochondrial abnormalities in rhesus monkeys. Mutat. Res. 2000; 452(1): 123-38.
61. Song S., Lam E.W., Tchkonia T. et al. Senescent cells: emerging targets for human aging and age-related diseases. Trends Biochem. Sci. 2020; 45(7): 578-92.
62. Hsieh R.H., Hou J.H., Hsu H.S. et al. Age-dependent respiratory function decline and DNA deletions in human muscle mitochondria. Biochem. Mol. Biol. Int. 1994; 32(60): 1009-22.
63. Tai H., Wang Z., Gong H. et al. Autophagy impairment with lysosomal and mitochondrial dysfunction is an important characteristic of oxidative stress-induced senescence. Autophagy 2017; 13: 99-113.
64. Korolchuk V.I., Miwa S., Carroll B. et al. Mitochondria in cell senescence: is mitophagy the weakest link? EBioMedicine 2017; 21: 7-13.
65. Dalle Pezze P., Nelson G., Otten E.G. et al. Dynamic modelling of pathways to cellular senescence reveals strategies for targeted interventions. PLoS Comput. Biol. 2014; 10(8): e1003728.
66. Lazarou M., Sliter D.A., Kane L.A. et al. The ubiquitin kinase PINK1 recruits autophagy receptors to induce mitophagy. Nature 2015; 524(7565): 309-14.
67. Urbina-Varela R., Castillo N., Videla L.A. et al. Impact of mitophagy and mitochondrial unfolded protein response as new adaptive mechanisms underlying old pathologies: sarcopenia and non-alcoholic fatty liver disease. Int. J. Mol. Sci. 2020; 21(20): 7704.
68. Lee J., Giordano S., Zhang J. Autophagy, mitochondria and oxidative stress: cross-talk and redox signalling. Biochem. J. 2012; 441(2): 523-40.
69. Chen Z., Liu X., Ma S. The Roles of Mitochondria in Autophagic Cell Death. Cancer Biother. Radiopharm. 2016; 31(8): 269-76.
70. Ghosh R., Vinod V., Symons J.D. et al. Protein and Mitochondria Quality Control Mechanisms and Cardiac Aging. Cells 2020; 9(4): 933.
71. Zhang R., Wang Y., Ye K. et al. Independent impacts of aging on mitochondrial DNA quantity and quality in humans. BMC Genomics 2017; 18(1): 890.
72. Kennedy S.R., Salk J.J., Schmitt M.W. et al. Ultra-sensitive sequencing reveals an age-related increase in somatic mitochondrial mutations that are inconsistent with oxidative damage. PLoS Genet. 2013; 9(9): e1003794.
73. Ziada A.S., Lu M.Y., Ignas-Menzies J. et al. Mitochondrial DNA somatic mutation burden and heteroplasmy are associated with chronological age, smoking, and HIV infection. Aging Cell 2019; 18(6): e13018.
74. Ding J., Sidore C., Butler T.J. et al. Assessing Mitochondrial DNA Variation and Copy Number in Lymphocytes of ~2,000 Sardinians Using Tailored Sequencing Analysis Tools. PLoS Genet. 2015; 11(7): e1005306.
75. Kraytsberg Y., Kudryavtseva E., McKee A.C. et al. Mitochondrial DNA deletions are abundant and cause functional impairment in aged human substantia nigra neurons. Nat. Genet. 2006; 38: 518-20.
76. Miller F.J., Rosenfeldt F.L., Zhang C. et al. Precise determination of mitochondrial DNA copy number in human skeletal and cardiac muscle by a PCR-based assay: lack of change of copy number with age. Nucleic Acids Res. 2003; 31(11): e61.
77. Lee H.C., Pang C.Y., Hsu H.S. et al. Differential accumulations of 4,977 bp deletion in mitochondrial DNA of various tissues in human ageing. Biochim. Biophys. Acta 1994; 1226(1): 37-43.
78. Meissner C., Bruse P., Mohamed S.A. et al. The 4977 bp deletion of mitochondrial DNA in human skeletal muscle, heart and different areas of the brain: a useful biomarker or more? Exp. Gerontol. 2008; 43(7): 645-52.
79. Liu V.W., Zhang C., Nagley P. Mutations in mitochondrial DNA accumulate differentially in three different human tissues during ageing. Nucleic Acids Res. 1998; 26(5): 1268-75.
80. Cao J., Cao Z., Pathare P. et al. Mitochondrial DNA deletion mutations colocalize with segmental electron transport system abnormalities, muscle fiber atrophy, fiber splitting, and oxidative damage in sarcopenia. FASEB J. 2001; 15(2): 322-32.
81. Müller-Höcker J. Cytochrome c oxidase deficient cardiomyocytes in the human heart an age-related phenomenon: A histochemical ultracyto-chemical study. Am. J. Pathol. 1989; 134(5): 1167-73.
82. Müller-Höcker J. Cytochrome c oxidase deficient fibres in the limb muscle and diaphragm of man without muscular disease: an age-related alteration. J. Neurol. Sci. 1990; 100(1-2): 14-21.
83. Kopsidas G., Kovalenko S.A., Heffernan D.R. et al. Tissue mitochondrial DNA changes. A stochastic system. Ann. N-Y Acad. Sci. 2000; 908: 226-43.
84. Cao Z., Wanagat J., McKiernan S.H. et al. Mitochondrial DNA deletion mutations are concomitant with ragged red regions of individual, aged muscle fibers: analysis by laser-capture microdissection. Nucleic Acids Res. 2001; 29(21): 4502-8.
85. Herbst A., Pak J.W., McKenzie D. et al. Accumulation of mitochondrial DNA deletion mutations in aged muscle fibers: evidence for a causal role in muscle fiber loss. J. Gerontol. A: Bio. Sci. Med. Sci. 2007; 62(3): 235-45.
86. Fayet G., Jansson M., Sternberg D. et al. Ageing muscle: clonal expansions of mitochondrial DNA point mutations and deletions cause focal impairment of mitochondrial function. Neuromuscul. Disord. 2002; 12(5): 484-93.
87. Wei Y.H., Wu S.B., Ma Y.S. et al. Respiratory function decline and DNA mutation in mitochondria, oxidative stress and altered gene expression during aging. Chang Gung Med. J. 2009; 32(2): 113-32.
88. Khrapko K., Bodyak N., Thilly W.G. et al. Cell-by-cell scanning of whole mitochondrial genomes in aged human heart reveals a significant fraction
of myocytes with clonally expanded deletions. Nucleic Acids Res. 1999; 27(11): 2434-41.
89. Lu Y., Zhao D., Yao S. et al. Mitochondrial tRNA genes are hotspots for mutations in a cohort of patients with exercise intolerance and mitochondrial myopathy. J. Neurol. Sci. 2017; 379: 137-43.
90. Higami Y., Shimokawa I. Apoptosis in the aging process. Cell Tissue Res. 2000; 301(1): 125-32.
91. Kajstura J., Cheng W., Sarangarajan R. et al. Necrotic and apoptotic myocyte cell death in the aging heart of Fischer 344 rats. Am. J. Physiol. 1996; 271(3 Pt 2): H1215-28.
92. Konstantinidis K., Whelan R.S., Kitsis R.N. Mechanisms of cell death in heart disease. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2012; 32(7): 1552-62.
93. No M.H., Choi Y., Cho J. et al. Aging Promotes Mitochondria-Mediated Apoptosis in Rat Hearts. Life (Basel) 2020; 10(9): 178.
94. Quan Y., Xin Y., Tian G. et al. Mitochondrial ROS-Modulated mtDNA: A Potential Target for Cardiac Aging. Oxidative Medicine and Cellular Longevity 2020; 2020: 9423593.
95. Riley J.S., Tait S.W. Mitochondrial DNA in inflammation and immunity. EMBO Rep. 2020; 21(4): e49799.
96. Lightfoot A.P., McCormick R., Nye G.A. et al. Mechanisms of skeletal muscle ageing; avenues for therapeutic intervention. Curr. Opin. Pharmacol. 2014; 16: 116-21.
97. Collins L.V., Hajizadeh S., Holme E. et al. Endogenously oxidized mitochondrial DNA induces in vivo and in vitro inflammatory responses. J. Leukoc. Biol. 2004; 75(6): 995-1000.
98. Collins T., Hikoso S., Yamaguchi O. et al. Mitochondrial DNA that escapes from autophagy causes inflammation and heart failure. Nature 2012; 485(7397): 251-5.
99. Kirkland J.L., Tchkonia T. Cellular Senescence: A Translational Perspective. EbioMed. 2017; 21: 21-8.
100. Incalza M.A., D'Oria R., Natalicchio A. et al. Oxidative stress and reactive oxygen species in endothelial dysfunction associated with cardiovascular and metabolic diseases. Vascul. Pharmacol. 2018; 100: 1-19.
101. Konstantinidis K., Kitsis R.N. Cardiovascular biology: Escaped DNA inflames the heart. Nature 2012; 485(7397): 179-80.
