CC BY
65
УДК 576.315
Микроскопия сверхвысокого разрешения в изучении структуры и функционирования клеточного ядра
С. С. Рябичко1, А. Н. Ибрагимов1, Л. А. Лебедева1, Е. Н. Козлов1, Ю. В. Шидловский1,2* 'Институт биологии гена РАН, 119334, Москва, ул. Вавилова, 34/5 2Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации, 119048, Москва, ул. Трубецкая, 8, стр. 2
*E-mail: [email protected] Поступила в редакцию 03.04.2017 Принята к печати 07.11.2017
РЕФЕРАТ В последние десятилетия были разработаны новые микроскопические технологии, получившие общее название микроскопия сверхвысокого разрешения. Эти технологии позволяют получать изображения клетки в свете видимого диапазона с разрешением до 10 нм. Применение микроскопии нового типа представляет большой интерес для изучения строения и функционирования клеточного ядра. В обзоре рассмотрены основные данные, полученные в этой области.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА гистоны, ДНК, микроскопия сверхвысокого разрешения, хроматин, хромосома, ядро клетки.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ МСВР - микроскопия сверхвысокого разрешения; BALM - binding activated localization microscopy (активированная связыванием локализационная микроскопия); FISH - fluorescence in situ hybridization (флуоресцентная гибридизация in situ); PALM - photoactivated localization microscopy (фотоактивированная локализационная микроскопия); SIM - structured illumination microscopy (микроскопия структурированного освещения); SMLM - single molecule localization microscopy (микроскопия единичных молекул); STED - stimulated emission depletion (истощение стимулированной эмиссией); STORM - stochastic optical reconstruction microscopy (стохастическая оптическая реконструкция).
ВВЕДЕНИЕ
Ядро клетки выполняет важнейшую функцию хранения и реализации наследственной информации. Прогресс в изучении структуры и функций ядра долгое время тормозился недостатком адекватных методов, применимых к внутриядерным структурам. Наиболее востребованный в настоящее время метод изучения структуры ядра - сканирующая конфокальная микроскопия - имеет предел разрешающей способности около 200 и 500 нм (латеральное и аксиальное разрешение соответственно). В распоряжении исследователей имеются также и другие микроскопические методы, позволяющие изучать процессы в ядре на молекулярном уровне [1]. Однако изучение ядра в масштабах 20-200 нм представляет техническую сложность. Лишь развитие методов группы 3С и появление метода Ш-С позволило приблизиться к пониманию принципов организации хроматина на этом уровне [2, 3]. В последние десятилетия активно развивается еще один подход, который позволил сделать прорыв в области изучения деталей
строения и функционирования клеточного ядра -микроскопия сверхвысокого разрешения (МСВР). В МСВР дифракционный предел преодолевается с использованием различных технологий, включающих как технические решения в конструкции микроскопа, так и реконструкцию изображения с помощью вычислительного аппарата [4].
ПРИНЦИПЫ И ВОЗМОЖНОСТИ МСВР
Наиболее значительные успехи в визуализации со сверхвысоким разрешением были достигнуты при использовании микроскопии дальнего поля [5]. В 4Р^микроскопии используются две противоположно направленные объективные линзы, фокусируемые в одной точке, что позволяет улучшить аксиальное разрешение до 100 нм. В других методах МСВР преодоление дифракционного предела достигается двумя путями. Первый - пространственное и/или временное модулирование перехода между двумя молекулярными состояниями флуорофора. Второй -сужение пика функции рассеяния точки, получае-
мой от большого количества изображений группы флуорофоров, локализованных вблизи друг друга. Основными методами первой группы являются методы истощения стимулированной эмиссией (STED), истощения основного состояния (GSD), структурированного освещения (SIM) и их некоторые комбинации с FM-микроскопией (вариацией 4Pi) [6, 7]. Основные методы второй группы - фотоактивированная и флуоресцентная фотоактивированная локализационная микроскопия (PALM, FPALM), стохастическая оптическая реконструкция (STORM), активированная связыванием локализационная микроскопия (BALM)
[7, 8].
В технологии SIM используется определенным образом структурированное освещение объекта, что позволяет удвоить разрешающую способность по каждой оси и достичь 100 нм для латерального и 300 нм для аксиального разрешения. В объеме это улучшение становится уже восьмикратным. Частое использование этого типа микроскопии связано с тем, что образцы можно готовить стандартным способом и применять стандартные флуорофоры. В методе STED образец подвергается практически одновременной обработке двумя лазерами с разной длиной волны - возбуждающим и истощающим, благодаря сочетанию которых возбуждение флуоресценции достигается в узкой области фокального центра размером порядка 50-80 нм. С помощью данного метода можно достичь разрешения 20 нм в фокальной плоскости и 45 нм во всех трех направлениях.
Методы PALM, FPALM, BALM и STORM относятся к микроскопии единичных молекул (SMLM). Образец подвергается многократному действию возбуждающего лазера малой мощности, в каждом акте активируется и точно локализуется (на основании функции рассеяния точки) небольшая доля флуоро-форов. Разрешение изображения, полученного этими методами, зависит от соотношения количества фотонов от отдельного флуорофора к общему фону флуоресценции и может быть доведено в теории до 1 нм
[9].
Более подробную информацию о принципах упомянутых методов, их преимуществах и недостатках можно почерпнуть в недавних обзорах, например, [10, 11]. Одна из последних разработок МСВР - методика W-4PiSMSN - позволяет визуализировать целую клетку с разрешением 10-20 нм, причем толщина клетки может достигать 10 мкм [12].
Как правило, для визуализации глобальной структуры ядра используют мечение гистонов флуоресцентными белками [13] либо флуоресцентные метки, связывающиеся с ДНК и РНК [14-16]. Гистоны могут быть слиты с флуоресцентными белками, а также модифицироваться химически [17, 18]. ДНК в опытах
с МСВР можно пометить с помощью классических красителей, таких, как Hoechst и DAPI [19], также созданы более фотостабильные и фотопереключа-емые флуорофоры [15, 20, 21]. МСВР совместима с клик-химией, позволяющей ввести флуоресцентные метки в ДНК [22, 23]. Предложен метод визуализации ДНК на основе собственной флуоресценции нуклеотидов [24].
Детектировать специфические последовательности ДНК в МСВР можно с помощью классического метода флуоресцентной гибридизации in situ (FISH), который сохраняет в целом тонкую структуру ядра [25]. Предложены метод DNA-PAINT, позволяющий получать многоцветное изображение с разрешением менее 10 нм [26], методы мультиплексного FISH со сменой зондов [27, 28]. Специфические последовательности ДНК могут быть также локализованы с помощью программируемых gRNA/dCas9-комплексов [29].
При визуализации ДНК с помощью SMLM разрешение составляет обычно около 25 нм, что соответствует примерно 70 п.н. линейной двухцепочечной ДНК [30, 31]. В живых клетках достигнуто разрешение 70 нм [32]. В настоящее время в методах с использованием гибридизации олигонуклеотидов удалось добиться разрешения 5 нм в плотно меченных образцах [33]. Таким образом, МСВР открыла возможность оптического генетического картирования высокого разрешения [34]. Так, изучены повторы ДНК на участке гетерохроматина Yq12 генома человека [35]. Подсчитано количество тринуклеотидных повторов в 5'-нетранслируемой области гена FMR1 [36]. Микроскопия единичных молекул, соединенная с методикой Oligopaint, позволяет детектировать одно-нуклеотидные полиморфизмы и отличать таким образом гомологичные хромосомы друг от друга [37]. Предложен комплементарный метод молекулярных маяков, с помощью которого удалось визуализировать уникальную последовательность ДНК длиной 2.5 т.п.н. [38]. МСВР позволяет с высокой точностью измерять объем, который занимают отдельные генные локусы в пространстве ядра и оценивать уровень их компактизации [39], детектировать точное взаимное расположение отдельных локусов [40, 41]. Также с высокой точностью можно локализовать в ядре эпигенетические маркеры [42, 43].
Белок, который нужно обнаружить в ядре с помощью МСВР, обычно синтезируют в клетке в слитом виде с другим флуоресцентным белком. Важно, что МСВР позволяет не только локализовать флу-орофор, но и определить его количество в месте локализации с точностью до одной молекулы [44-46]. Созданы методы одновременной детекции нескольких белков (в настоящее время до девяти) на одном препарате [47, 48].
МСВР применяют во многих исследованиях. Далее приведены основные результаты, полученные этим методом при изучении структуры и функций клеточного ядра.
ОБЩАЯ АРХИТЕКТУРА КЛЕТОЧНОГО ЯДРА И УПАКОВКА ХРОМАТИНА
Общая архитектура ядра была изучена с высоким разрешением в различных типах клеток [49]. Например, описаны перестройки структуры клеточного ядра в процессе миелопоэза у человека [50], ней-рогенеза у мыши [51], в клетках ранних эмбрионов и клонированных клеток быка [52, 53], в клеточном цикле дрожжей [54]. Подобные работы часто имеют описательный характер, так как о механизмах формирования тонкой структуры ядра известно очень немного.
В одной из ранних работ тонкую организацию клеточного ядра млекопитающих изучали с помощью 3D-SIM [55]. В нуклеоплазме выявлены каналы и лакуны, начинающиеся у ядерной поры и идущей в глубь ядра (интерхроматиновый компартмент). В пределах каждой хромосомной территории внутренние участки высокоструктурированных доменов хроматина отделены от интерхроматина слоем деконденсированного, транскрипционно активного хроматина толщиной 100-200 нм (периферический хроматин). Последний обогащен маркерами активной транскрипции и репликации, в то время как маркеры сплайсинга преимущественно локализуются в ин-терхроматиновом компартменте. Выявлены кластеры РНК-полимеразы II, в то же время существенная доля транскрипции обнаружена вне этих кластеров. Данные, полученные с помощью МСВР и 3С-методов, позволили создать модель организации ядра, в которой активный хроматин кластеризуется и выстраивается на границах сети внутриклеточных каналов, пронизывающих основную массу неактивного хроматина [56]. Локализация областей регуляции транскрипции на периферии доменов хроматина подтверждена с помощью FISH [57].
Изучение периферии ядра в клетках человека методом SIM показало, что у ядерных пор в целом снижается количество маркеров гетерохроматина, однако как эу-, так и гетерохроматин может формировать контакты с порой. С ядерными порами ассоциированы хроматинмодифицирующие ферменты, что может говорить о роли поры в организации структуры хроматина в ядре [58].
Одна из первых работ, в которой использовали меченые гистоны, показала, что общая плотность ги-стонов отличается в разных типах клеток человека. С помощью dSTORM обнаружены глобальные флуктуации плотности гистонов в ядре масштаба 1-2 мкм
[59]. Измерение общей плотности гистона H2B в ядрах клеточной линии U2OS человека методом PALM позволило определить параметры модели распределения хроматина в ядре, а также подтвердить модель фрактальной глобулы [60]. Изучение динамики гистона H2B с помощью dSTORM в клетках HeLa показало, что гистоны формируют кластеры, разделенные расстоянием около 100 нм и двигающиеся со скоростью 3 нм/с в интерфазном ядре [18]. С применением PALM в клетках человека описаны кластеры гистонов со средним диаметром 160 нм, формирование которых зависит от когезина и межнуклеосом-ных взаимодействий, но не зависит от транскрипции. Эти домены представлены и в митотических хромосомах, и в интерфазном ядре. Возможно, они являются строительными блоками хромосом [61].
Методом PALM показано существование фила-ментов диаметром 70 нм в метафазном хроматине дрозофилы [62]. STED-микроскопию использовали для изучения структуры хроматина в кардиомиоци-тах, в которых выявлены домены хроматина размером 40-70 нм [63]. Детальный анализ распределения нуклеосом вдоль ДНК проведен с помощью STORM в клетках мыши и человека [64]. Показано, что ну-клеосомы формируют в ядре гетерогенные группы различного размера (клатчи). Среднее количество нуклеосом в группе и их плотность зависят от типа клеток: в плюрипотентных клетках эти группы менее плотные и содержат меньше нуклеосом. РНК-полимераза II преимущественно локализуется с клатчами наименьшего размера, а гистон H1 и ге-терохроматин - с наибольшими клатчами.
С помощью метода 3D-STORM проведено масштабное исследование упаковки ДНК в хроматине различного типа в клетках дрозофилы [65]. Изучены транскрипционно активные, неактивные и поликомб-домены. Первые оказались наименее компактными, последние - наиболее плотными. Степень упаковки указанных доменов по-разному зависит от размера домена: чем больше размер активного домена, тем менее он плотный, тогда как, чем больше размер по-ликомб-домена, тем выше его плотность. Показано, что для поликомб-доменов, в отличие от доменов двух других типов, характерна высокая степень перемешивания ДНК внутри отдельного домена и практически полное отсутствие перемешивания с соседними доменами другого типа. Созданы модели укладки хроматина в доменах разного типа.
Таким образом, к настоящему времени описаны внутриядерные домены хроматина различного масштаба. Для выяснения соотношения внутриядерных доменов друг с другом и с топологически ассоциированными доменами, выявляемыми при Hi-C-анализе, требуются дальнейшие исследования.
ГЕТЕРОХРОМАТИН
Детали строения гетерохроматина сателлитной ДНК в стареющих клетках человека изучали с применением STED-микроскопии [66]. Как в стареющих, так и в делящихся клетках сателлитная ДНК упакована в набор компактных глобул, разделенных линкерами, однако в процессе старения расстояние между глобулами увеличивается. Микроскопия LSBM (light-sheet Bayesian super-resolution microscopy) позволила увидеть, что основной белок гетерохроматина HP1 формирует в ядрах человека сетку [67].
В клетках дрожжей, как показано с помощью SIM, в интерфазе транскрипционно неактивный хроматин менее компактен, чем эухроматин. В то же время обнаружены высококонденсированные тельца, включающие около 50 т.п.н., фланкирующие неактивные теломерные области. Формирование этих телец не зависит от белка HP1, но зависит от метилирования остатка H3K36 [68].
3D-STORM в сочетании с методом Oligopaint был использован для визуализации хроматина, связанного с фактором поликомб, в эмбриональных стволовых клетках и предшественниках нейрональных клеток мыши [69]. Обнаружено формирование компактных областей в локусе генов Hox, причем при удалении белка Phcl наблюдалась декомпактизация хроматина. Эти области состоят из небольших дискретных доменов, содержащих 20-140 т.п.н. ДНК, которые отличаются от топологически ассоциированных доменов (ТАД). В другой работе в ядрах клеток дрозофилы выявлено несколько сотен поликомб-кластеров, которые отличаются от поликомб-телец, изученных ранее. Количество кластеров зависит от целостности полимеризующего-ся SAM-мотива белка Ph и его содержания в клетке. Возможно, найденные кластеры формируют сеть дальних взаимодействий по всему геному и таким образом поддерживают глобальную архитектуру ядра [70].
Использование метода 3D-SIM позволило установить структуру телец Барра в клетках мышей [71]. Несмотря на значительное уменьшение в размерах, инактивированная Х-хромосома сохраняет общую структуру, характерную для нормальной хромосомной территории. Однако при этом значительно уменьшается объем внутренних каналов. Этим же методом определена локализация РНК-связывающих белков Rbm15, Spen, Wtap на Xist РНК [72]. STORM-анализ инактивированной Х-хромосомы в фибробластах мыши позволил подсчитать, что на ней присутствует лишь 50-100 молекул Xist и около 50 скоплений комплекса PRC2 [73].
СТРУКТУРА КОНДЕНСИРОВАННЫХ ХРОМОСОМ
Хроматин расположен определенным образом не только вдоль хромосомы (полосы на политен-
ных хромосомах), но и радиально. На митотической Х-хромосоме самцов дрозофилы методом SIM продемонстрирована периферическая локализация активно транскрибируемых локусов, начиная с профазы. В целом, в конденсированной митотической хромосоме молчащие области локализуются ближе к ее оси, а активные - ближе к поверхности [74]. 3D-SIM использовали для изучения явления дифференциальной доступности разных локусов метафазой хромосомы в лимфобластах человека [75].
Схожим образом визуализация хромосом мыши на стадии пахитены с помощью SMLM позволила выявить три типа хроматина [76]. Первый расположен радиально (несет маркер активной транскрипции H3K4me3) и формирует петлеподобные структуры. Второй расположен вдоль оси хромосомы и несет маркер H3K27me3. Наконец, имеется центромерный хроматин, несущий маркер H3K9me3.
С помощью 3D-SIM изучено участие различных форм конденсина в формировании остова хромосомы в клетках курицы. В клетках с нокаутом субъединиц конденсина I митотические хромосомы становились короче и толще, имели размытый остов, а с нокаутом субъединиц конденсина II остов был более четким, хромосомы - более удлиненными и теряли жесткость в аксиальном направлении [77]. Пространственную организацию мейотической хромосомы изучали с использованием различных методов МСВР [78]. В клетках дрожжей методом 3D-SIM показано формирование оси хромосомы из мейотического когезина, а также нарушения в строении хромосом в отсутствие когезина [79, 80].
С помощью STORM визуализированы так называемые T-петли на теломерах мыши. Изучение структуры петли на фоне различных мутаций показало значимость фактора TRF2 для формирования этой структуры [81].
Микроскопию единичных молекул применили к изучению организации центромеры в клетках курицы: центромерный хроматин в них представлен слоями с чередующимися доменами, обогащенными гистонами CENP-A или H3. Во время митоза CENP-C-зависимый механизм сшивает CENP-A-блоки
[82]. В клетках дрожжей с помощью PALM проведен подсчет молекул CENP-A в центромере и показано, что этот гистон загружается у дрожжей на центромеру в фазе G2, в отличие от клеток многоклеточных
[83].
Методом SIM на клетках различных видов растений показано, что гистон CENH3 и модифицированный гистон H2AThr120P встраиваются в различные нуклеосомы, которые формируют различные домены
[84]. У ячменя два варианта центромерного гистона, альфа- и бета-CEN^, встраиваются в различные
домены центромерного хроматина в интерфазе, причем паттерн встраивания тканеспецифичен [85].
ТРАНСКРИПЦИЯ
МСВР использовали для визуализации процессов, происходящих при активации транскрипции генов. Методом STORM показано, что при активации гена Hoxd млекопитающих его локус декомпактизуется и принимает вытянутую конфигурацию [86]. В клетках мыши с помощью 3D-SIM визуализирован локус бета-глобина: неактивный локус имеет несколько различных конформаций, в процессе дифференцировки клеток локус уменьшается в размере, и его структура становится более упорядоченной [87]. На препаратах расправленного хроматина из клеток HeLa методом BALM была визуализирована локальная деконден-сация хроматина в локусах активной транскрипции также. Стимуляция клеток приводила к появлению областей открытого хроматина длиной около 388 нм и толщиной около 60 нм, обогащенных активной формой РНК-полимеразы II [88]. С помощью этого же метода визуализированы дальние контакты, возникающие в геноме отдельной клетки при участии факторов транскрипции YAP, SRF, NF-kappaB [89].
Микроскопия единичных молекул, соединенная с микроскопией светового листа, позволила провести количественный анализ транскрипционных фабрик в клетках млекопитающих [90]. Обнаружено, что более 70% сайтов транскрипции содержат только одну молекулу РНК-полимеразы II, что противоречит существующим моделям. Изучена динамика транскрипционных фабрик [31, 91]: эти фабрики не являются статичными структурами, они могут формироваться в ядре при стимуляции клетки. Формирование фабрик не блокируется ингибиторами элонгации РНК-полимеразы II, т.е. они формируются на стадии инициации транскрипции.
Концепция транскрипции на иммобилизованной транскрипционной фабрике получила подтверждение с помощью МСВР. Индукция клеток человека цитокином приводит к сближению в ядре двух генов, удаленно расположенных в геноме, причем их транскрипты также локализуются вблизи друг друга [92]. В этой же модели проведена визуализация процесса индуцированной транскрипции на матрице длинного гена (221 т.п.н.) [93]. Транскрипционная фабрика первоначально связывает промотор гена, после чего начинается протягивание матрицы ДНК через эту транскрипционную фабрику. Промотор при этом некоторое время остается рядом с РНК-полимеразой, однако затем он может терять связь и реинициация может произойти на другой фабрике.
Визуализация транскрипции на хромосомах типа ламповых щеток позволила увидеть процесс упа-
ковки новосинтезированной РНК с помощью метода dSTORM. Сплайсинг и плотная упаковка мРНК приводят к тому, что толщина транскрибируемой петли хроматина в целом остается практически неизменной вдоль активного гена [94].
У растений изучение распределения различных форм РНК-полимеразы II с помощью SIM и PALM показало существование сеток этих молекул в эухроматине, причем разные формы формируют различные сетки [95, 96]. Обнаружено увеличение количества молекул полимеразы в ядре полиплоидных клеток, в целом пропорциональное общему количеству генов. Возможно, что у растений существует другой способ организации транскрипции, отличный от транскрипционных фабрик млекопитающих.
Локализацию факторов транскрипции в ядре изучают, в основном, с помощью SMLM. Показано, что сайты связывания фактора транскрипции Sox2 у мышей кластеризуются в ядре, что играет важную роль в регуляции транскрипции его генов-мишеней [97]. Схожим образом фактор STAT1 человека формирует кластеры, причем размер и количество этих кластеров существенно возрастают при переходе от G1- к G2-фазе клеточного цикла, а также при стимуляции клетки цитокином [98]. Фактор транскрипции FoxP3 в Т-клетках формирует два типа комплексов с другими факторами - актива-ционный, располагающийся ближе к центру ядра, и репрессионный, локализующийся на периферии ядра [99]. МСВР применяли для изучения распределения гистона H2A и субъединицы хроматинремоде-лирующего фактора Snf2H [100], белка эухроматина MAD2L2 [101].
4Р^микроскопию применили к изучению внутреннего строения телец PML в клетках человека. Транскрипционные факторы Sp100 и PML формируют оболочку телец толщиной 50-100 нм, проницаемую для белков. Внутренняя область телец содержит полимеризованные остатки белка SUMO, что служит основой концентрации SUMO-связывающих факторов в тельцах [102].
Изучение ядрышка в клетках человека с помощью SMLM показало, что, как и ядро в целом, оно имеет очень неоднородную структуру: содержит области с высокой и низкой концентрацией новосинтезированной РНК [103].
РЕПЛИКАЦИЯ
Методом STED-микроскопии с использованием меченых белков PCNA и RPA изучена структура ре-пликационных фабрик в клетках человека [104]. Показано, что диаметр репликационных фабрик составляет в среднем 160 нм. В ранней S-фазе детектируется до 1400 фабрик с двумя-тремя вилка-
ми репликации каждая. Размер фабрик в клетках мыши, оцененный с применением SIM и SMI, составил 125 нм [105]. В клетках млекопитающих в S-фазе с помощью SIM выявлено около 5000 репликацион-ных фабрик, каждая из которых представляла отдельный сайт репликации [106].
Изучение процесса репликации в клетках дрожжей с применением SIM показало, что кластеризация репликонов в отдельных репликационных фабриках является стохастическим процессом и сильно варьирует от клетки к клетке, однако, однажды объединившись в одной фабрике, репликоны остаются стабильно связанными [107]. С помощью SIM показано, что в клетках млекопитающих репликация периферического гетерохроматина, тесно связанного с ламиной, происходит без разборки последней [108].
МСВР позволила увидеть новую функцию фактора репликации Cdt1 в формировании протяженной конформации кинетохорного комплекса Ndc80 и его стабильной связи с микротрубочками в митозе клеток человека [109]. Получены данные о расположении компонентов кинетохора хромосом дрозофилы и роли белка Spc105 в сборке этой структуры [110]. Также изучено строение кинетохора в клетках дрожжей [111] и человека [112]. Визуализация митоза позволила проследить динамику переключения направления движения сестринских кинетохоров при прохождении метафазы [113].
Координация репликации и транскрипции изучена в клетках млекопитающих [114]. Показано, что в ядрышках, где активно транскрибируются гены рРНК, между этими процессами наблюдается сильная отрицательная корреляция. В то же время в ну-клеоплазме эта корреляция не выявлена.
РЕПАРАЦИЯ И РЕКОМБИНАЦИЯ
Процесс репарации также изучен с помощью МСВР [115]. Паттерн локализации гистона gamma-H2AX (маркера двухцепочечных разрывов ДНК) и динамика сайтов его локализации изучены в ряде работ разными методами [116-118]. Также изучено взаимное расположение gamma-H2AX и репарационного комплекса Ku, подсчитано количество молекул этого комплекса на сайте репарации [119]. dSTORM был использован для выяснения молекулярных основ процесса негомологичного соединения концов в клетках человека: установлено, что концы ДНК сначала взаимодействуют друг с другом посредством белковых филаментов, затем выравниваются друг относительно друга и происходит лигирование [120].
С помощью 3D-SIM показано, что в клетках HeLa паттерн белков BRCA1 и 53BP1 внутри фокусов репарации является взаимоисключающим. Возможно, их взаимное расположение определяет выбор пути
репарации [121]. STED-микроскопию использовали для визуализации факторов репарации gamma-Н2АХ, 53ВР1 и Rad51 в клетках HeLa после воздействия ионизирующего излучения. Первые два белка формируют области, размеры которых зависят от энергии излучения (540 нм для сильного и 412 нм для более слабого излучения), причем эти области имеют внутреннюю структуру и наблюдается отрицательная корреляция в распределении этих двух белков. Rad51 формирует области, лишенные внутренней структуры, размер которых (135 нм) не зависит от энергии излучения [122]. С помощью dSTORM установлено, что в клетках человека партнеры BRCA2 и Rad51 локализуются в разных сайтах репарируемой ДНК, что говорит об различной динамике их взаимодействия с ДНК [123]. С использованием STED и 3D-SIM на клетках человека показано, что маркер разрыва gamma-H2AX распределяется по близлежащим петлям хроматина, этот процесс контролируется белком CTCF. Таким образом, фокус репарации представляет собой тесную группу «нанофокусов», каждый из которых является петлей хроматина [124].
С использованием различных методов МСВР в клетках ячменя и пшеницы [125, 126], мыши [127], Caenorhabditis еЫдаш [128], а также дрожжей [129] был визуализирован и изучен синаптонемный комплекс, формирующийся при мейозе между гомологичными хромосомами.
ЯДЕРНАЯ ОБОЛОЧКА
Ядерная мембрана содержит множество трансмембранных белков. Для их локализации разработаны методы МСВР, имеющие аксиальное разрешение менее 10 нм [130, 131].
Структура важнейшего из компонентов периферии ядра - ядерной поры - изучена с помощью различных методов МСВР с высокой точностью. У разных организмов определены размеры поры [132], положение основных субъединиц [133, 134], визуализирован процесс ее сборки [135]. Суммирование изображений нескольких тысяч индивидуальных ядерных пор позволило провести структурный анализ поры с точностью менее 1 нм [136]. Определены локализация и распределение по оболочке отдельных субъединиц ядерной поры [137-141]. С помощью МСВР изучен контакт нуклеопоринов с транспортными рецепторами [142], показан контакт ядерной поры с активным локусом [143].
Высокоскоростная SPEED-микроскопия с разрешением 8 нм в пространстве и 2 мс во времени позволила проследить процесс транспорта через ядерную пору в клетках человека [144]. Показано, что только 36% молекул мРНК, входящих в пору, успешно
экспортируются в цитоплазму, причем время непосредственного транспорта занимает около 12 мс. Изучена также кинетика транспорта мРНК через ядерные поры в клетках мыши с разрешением 26 нм в пространстве и 20 мс по времени [145]. Показано, что процесс экспорта - это трехстадийный процесс, включающий в посадку на пору (80 мс), перенос (5-20 мс) и освобождение (80 мс) транскрипта.
Изучение периферии ядра показало, что в ламине существуют инвагинации, неразличимые с помощью конфокальной микроскопии [146]. Инвагинации описаны в интерфазном ядре в различных типах клеток, однако их функции остаются неясными. Возможно, они играют роль в транспорте мРНК [147].
SIM-микроскопия позволила изучить связь ядерной ламины с актиновым цитоскелетом в клетках человека. Оказалось, что механическое давление ак-тиновой нити вызывает формирование впячивания на ламине и появление доменов конденсированного хроматина [148].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Актуальность световой микроскопии всегда оставалась высокой для изучения внутриядерных процессов. Интенсивно развивающаяся группа методов МСВР открывает новые перспективы в этой области [149]. Важно отметить, что теоретически МСВР мо-
жет достигнуть разрешения вплоть до 1 нм, поэтому она является уникальным инструментом, позволяющим изучать процессы в масштабе от отдельной молекулы до целой клетки. Помимо решения фундаментальных задач, МСВР находит свое применение в изучении процессов, происходящих в ядрах клеток при различных патологиях. МСВР была использована при изучении детской геродермии [150], болезни Альцгеймера [151], гипоксии и голодания кардиомио-цитов, онкогенеза [21, 152], вирусных инфекций [150, 151]. Разрабатываются методы диагностики заболеваний, в частности онкологических, с применением МСВР [153].
Приведенные в обзоре данные показывают, что МСВР уже позволила существенно расширить наши знания о функционировании ядра на разных уровнях его организации. В то же время можно видеть, насколько мало использован ресурс этого мощного метода к настоящему моменту. Несомненно, сочетание МСВР с другими современными методами станет в ближайшем будущем основой новых открытий в области биологии клеточного ядра. •
Работа выполнена при поддержке гранта Министерства образования и науки РФ 14.613.21.0036 (уникальный идентификатор RFMEFI61315X0036).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Vivante A., Brozgol E., Bronshtein I., Garini Y. // Methods. 2017. V. 123. P. 128-137.
2. Flyamer I.M., Gassler J., Imakaev M., Brandao H.B., Ulianov S.V., Abdennur N., Razin S.V., Mirny L.A., Tachibana-Konwalski K. // Nature. 2017. V. 544. № 7648. P. 110-114.
3. Sati S., Cavalli G. // Chromosoma. 2017. V. 126. № 1. P. 33-44.
4. Candes E.J., Fernandez-Granda C. // Commun. Pure Appl. Mathematics. 2014. V. 67. № 6. P. 906-956.
5. Hell S.W. // Science. 2007. V. 316. № 5828. P. 1153-1158.
6. Nienhaus K., Nienhaus G.U. // J. Mol. Biol. 2016. V. 428. № 2 Pt A. P. 308-322.
7. Turkowyd B., Virant D., Endesfelder U. // Analyt. Bioanalyt. Chem. 2016. V. 408. № 25. P. 6885-6911.
8. Han R., Li Z., Fan Y., Jiang Y. // J. Genet. Genom. = Yi chuan xue bao. 2013. V. 40. № 12. P. 583-595.
9. Yildiz A., Forkey J.N., McKinney S.A., Ha T., Goldman Y.E., Selvin P.R. // Science. 2003. V. 300. № 5628. P. 2061-2065.
10. Cremer C., Szczurek A., Schock F., Gourram A., Birk U. // Methods. 2017. V. 123. P. 11-32.
11. Klementieva N.V., Zagaynova E.V., Lukyanov K.A., Mishin A.S. // Sovrem. Tehnol. Med. 2016. V. 8. № 2. P. 130-138.
12. Huang F., Sirinakis G., Allgeyer E.S., Schroeder L.K., Duim W.C., Kromann E.B., Phan T., Rivera-Molina F.E., Myers J.R., Irnov I., et al. // Cell. 2016. V. 166. № 4. P. 1028-1040.
13. Watanabe S., Punge A., Hollopeter G., Willig K.I., Hobson R.J., Davis M.W., Hell S.W., Jorgensen E.M. // Nat. Methods. 2011. V. 8. № 1. P. 80-84.
14. Benke A., Olivier N., Gunzenhauser J., Manley S. // Nano Lett. 2012. V. 12. № 5. P. 2619-2624.
15. Flors C. // Biopolymers. 2011. V. 95. № 5. P. 290-297.
16. Flors C. // J. Microsc. 2013. V. 251. № 1. P. 1-4.
17. Klein T., Loschberger A., Proppert S., Wolter S., van de Linde S., Sauer M. // Nat. Methods. 2011. V. 8. № 1. P. 7-9.
18. Wombacher R., Heidbreder M., van de Linde S., Sheetz M.P., Heilemann M., Cornish V.W., Sauer M. // Nat. Methods. 2010. V. 7. № 9. P. 717-719.
19. Szczurek A.T., Prakash K., Lee H.K., Zurek-Biesiada D.J., Best G., Hagmann M., Dobrucki J.W., Cremer C., Birk U. // Nucleus. 2014. V. 5. № 4. P. 331-340.
20. Sreedharan S., Gill M.R., Garcia E., Saeed H.K., Robinson D., Byrne A., Cadby A., Keyes T.E., Smythe C., Pellett P., et al. // J. Am. Chem. Soc. 2017. V. 139. № 44. P. 15907-15913.
21. Szczurek A., Klewes L., Xing J., Gourram A., Birk U., Knecht H., Dobrucki J.W., Mai S., Cremer C. // Nucl. Acids Res. 2017.
V. 45. № 8. P. e56.
22. Vranken C., Deen J., Dirix L., Stakenborg T., Dehaen W., Leen V., Hofkens J., Neely R.K. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 7. P. e50.
23. Zessin P. J., Finan K., Heilemann M. // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. № 2. P. 344-348.
24. Dong B., Almassalha L.M., Stypula-Cyrus Y., Urban B.E., Chandler J.E., Nguyen T.Q., Sun C., Zhang H.F., Backman V. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. № 35. P. 9716-9721.
25. Markaki Y., Smeets D., Fiedler S., Schmid V.J., Schermelleh L., Cremer T., Cremer M. // Bioessays. 2012. V. 34. № 5. P. 412-426.
26. Jungmann R., Avendano M.S., Woehrstein J.B., Dai M., Shih W.M., Yin P. // Nat. Methods. 2014. V. 11. № 3. P. 313-318.
27. Schueder F., Strauss M.T., Hoerl D., Schnitzbauer J., Schlichthaerle T., Strauss S., Yin P., Harz H., Leonhardt H.,
Jungmann R. // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2017. V. 56. № 14. P. 4052-4055.
28. Wang Y., Woehrstein J.B., Donoghue N., Dai M., Avendano M.S., Schackmann R.C.J., Zoeller J.J., Wang S.S.H., Tillberg P.W., Park D., et al. // Nano Lett. 2017. V. 17. № 10. P. 6131-6139.
29. Anton T., Bultmann S., Leonhardt H., Markaki Y. // Nucleus. 2014. V. 5. № 2. P. 163-172.
30. Baday M., Cravens A., Hastie A., Kim H., Kudeki D.E., Kwok P.Y., Xiao M., Selvin P.R. // Nano Lett. 2012. V. 12. № 7. P. 3861-3866.
31. Kamiyama D., Huang B. // Developmental Cell. 2012. V. 23. № 6. P. 1103-1110.
32. Benke A., Manley S. // Chembiochem. 2012. V. 13. № 2. P. 298-301.
33. Dai M., Jungmann R., Yin P. // Nat. Nanotechnol. 2016. V. 11. № 9. P. 798-807.
34. Jeffet J., Kobo A., Su T., Grunwald A., Green O., Nilsson A.N., Eisenberg E., Ambjornsson T., Westerlund F., Weinhold E., et al. // ACS Nano. 2016. V. 10. № 11. P. 9823-9830.
35. Weiland Y., Lemmer P., Cremer C. // Chromosome Res. 2011. V. 19. № 1. P. 5-23.
36. Stuhlmuller M., Schwarz-Finsterle J., Fey E., Lux J., Bach M., Cremer C., Hinderhofer K., Hausmann M., Hildenbrand G. // Nanoscale. 2015. V. 7. № 42. P. 17938-17946.
37. Beliveau B.J., Boettiger A.N., Avendano M.S., Jungmann R., McCole R.B., Joyce E.F., Kim-Kiselak C., Bantignies F., Fonseka C.Y., Erceg J., et al. // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 7147.
38. Ni Y., Cao B., Ma T., Niu G., Huo Y., Huang J., Chen D., Liu Y., Yu B., Zhang M.Q., et al. // Elife. 2017. V. 6. P. e21660.
39. Hildenbrand G., Rapp A., Spori U., Wagner C., Cremer C., Hausmann M. // Biophys. J. 2005. V. 88. № 6. P. 4312-4318.
40. Esa A., Edelmann P., Kreth G., Trakhtenbrot L., Amariglio N., Rechavi G., Hausmann M., Cremer C. // J. Microsc. 2000. V. 199. № 2. P. 96-105.
41. Rauch J., Knoch T.A., Solovei I., Teller K., Stein S., Buiting K., Horsthemke B., Langowski J., Cremer T., Hausmann M., et al. // Differentiation; Res. Biolog. Diversity. 2008. V. 76. № 1. P. 66-82.
42. Hewitson T.D., Holt S.G., Tan S.J., Wigg B., Samuel C.S., Smith E.R. // Front. Pharmacol. 2017. V. 8. P. 307.
43. Tajbakhsh J., Stefanovski D., Tang G., Wawrowsky K., Liu N., Fair J.H. // Exp. Cell. Res. 2015. V. 332. № 2. P. 190-201.
44. Karathanasis C., Fricke F., Hummer G., Heilemann M. // Chemphyschem.: Eur. J. Chem. Phys. Phys. Chem. 2017. V. 18. № 8. P. 942-948.
45. Wollman A.J., Leake M.C. // Faraday Discuss. 2015. V. 184. P. 401-424.
46. Zanacchi F.C., Manzo C., Alvarez A.S., Derr N.D., Garcia-Parajo M.F., Lakadamyali M. // Nat. Methods. 2017. V. 14. № 8. P. 789-792.
47. Agasti S.S., Wang Y., Schueder F., Sukumar A., Jungmann R., Yin P. // Chem. Sci. 2017. V. 8. № 4. P. 3080-3091.
48. Georgieva M., Cattoni D.I., Fiche J.B., Mutin T., Chamousset D., Nollmann M. // Methods. 2016. V. 105. P. 44-55.
49. Ricci M.A., Cosma M.P., Lakadamyali M. // Curr. Opin. Genet. Dev. 2017. V. 46. P. 186-193.
50. Hubner B., Lomiento M., Mammoli F., Illner D., Markaki Y., Ferrari S., Cremer M., Cremer T. // Epigenet. Chromatin. 2015. V. 8. P. 47.
51. Patel N.S., Rhinn M., Semprich C.I., Halley P.A., Dolle P., Bickmore W.A., Storey K.G. // PLoS Genet. 2013. V. 9. № 7. P. e1003614.
52. Popken J., Graf A., Krebs S., Blum H., Schmid V.J., Strauss A., Guengoer T., Zakhartchenko V., Wolf E., Cremer T. // PLoS One. 2015. V. 10. № 5. P. e0124619.
53. Popken J., Koehler D., Brero A., Wuensch A., Guengoer T., Thormeyer T., Wolf E., Cremer T., Zakhartchenko V. // Nucleus. 2014. V. 5. № 6. P. 542-554.
54. Wang R., Kamgoue A., Normand C., Leger-Silvestre I., Mangeat T., Gadal O. // J. Cell. Sci. 2016. V. 129. № 24. P. 4480-4495.
55. Markaki Y., Gunkel M., Schermelleh L., Beichmanis S., Neumann J., Heidemann M., Leonhardt H., Eick D., Cremer C., Cremer T. // Cold Spring Harb. Symp. Quant Biol. 2010. V. 75. P. 475-492.
56. Cremer T., Cremer M., Hubner B., Strickfaden H., Smeets D., Popken J., Sterr M., Markaki Y., Rippe K., Cremer C. // FEBS Lett. 2015. V. 589. № 20 Pt A. P. 2931-2943.
57. Cremer M., Schmid V.J., Kraus F., Markaki Y., Hellmann I., Maiser A., Leonhardt H., John S., Stamatoyannopoulos J., Cremer T. // Epigenetics Chromatin. 2017. V. 10. № 1. P. 39.
58. Fiserova J., Efenberkova M., Sieger T., Maninova M., Uhlirova J., Hozak P. // J. Cell Sci. 2017. V. 130. № 12. P. 2066-2077.
59. Bohn M., Diesinger P., Kaufmann R., Weiland Y., Muller P., Gunkel M., von Ketteler A., Lemmer P., Hausmann M., Heermann D.W., et al. // Biophys. J. 2010. V. 99. № 5. P. 13581367.
60. Recamier V., Izeddin I., Bosanac L., Dahan M., Proux F., Darzacq X. // Nucleus. 2014. V. 5. № 1. P. 75-84.
61. Nozaki T., Imai R., Tanbo M., Nagashima R., Tamura S., Tani T., Joti Y., Tomita M., Hibino K., Kanemaki M.T., et al. // Mol. Cell. 2017. V. 67. № 2. P. 282-293.
62. Matsuda A., Shao L., Boulanger J., Kervrann C., Carlton P.M., Kner P., Agard D., Sedat J.W. // PLoS One. 2010. V. 5. № 9. P. e12768.
63. Mitchell-Jordan S., Chen H., Franklin S., Stefani E., Bentolila L.A., Vondriska T.M. // J. Mol. Cell. Cardiol. 2012. V. 53. № 4.
P. 552-558.
64. Ricci M.A., Manzo C., Garcia-Parajo M.F., Lakadamyali M., Cosma M.P. // Cell. 2015. V. 160. № 6. P. 1145-1158.
65. Boettiger A.N., Bintu B., Moffitt J.R., Wang S., Beliveau B.J., Fudenberg G., Imakaev M., Mirny L.A., Wu C.T., Zhuang X. // Nature. 2016. V. 529. № 7586. P. 418-422.
66. Swanson E.C., Rapkin L.M., Bazett-Jones D.P., Lawrence J.B. // Nucleus. 2015. V. 6. № 4. P. 254-260.
67. Hu Y.S., Zhu Q., Elkins K., Tse K., Li Y., Fitzpatrick J.A., Verma I.M., Cang H. // Opt. Nanoscopy. 2013. V. 2. № 1. P. e7.
68. Matsuda A., Chikashige Y., Ding D.Q., Ohtsuki C., Mori C., Asakawa H., Kimura H., Haraguchi T., Hiraoka Y. // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 7753.
69. Kundu S., Ji F., Sunwoo H., Jain G., Lee J.T., Sadreyev R.I., Dekker J., Kingston R.E. // Mol. Cell. 2017. V. 65. № 3. P. 432-446.
70. Wani A.H., Boettiger A.N., Schorderet P., Ergun A., Munger C., Sadreyev R.I., Zhuang X., Kingston R.E., Francis N.J. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 10291.
71. Smeets D., Markaki Y., Schmid V.J., Kraus F., Tattermusch A., Cerase A., Sterr M., Fiedler S., Demmerle J., Popken J., et al. // Epigenetics Chromatin. 2014. V. 7. P. 8.
72. Moindrot B., Cerase A., Coker H., Masui O., Grijzenhout A., Pintacuda G., Schermelleh L., Nesterova T.B., Brockdorff N. // Cell. Rep. 2015. V. 12. № 4. P. 562-572.
73. Sunwoo H., Wu J.Y., Lee J.T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 31. P. E4216-4225.
74. Strukov Y.G., Sural T.H., Kuroda M.I., Sedat J.W. // PLoS Biol. 2011. V. 9. № 1. P. e1000574.
75. Khan W.A., Rogan P.K., Knoll J.H. // Mol. Cytogenet. 2015. V. 8. P. 65.
76. Prakash K., Fournier D., Redl S., Best G., Borsos M., Tiwari V.K., Tachibana-Konwalski K., Ketting R.F., Parekh S.H.,
Cremer C., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 47. P. 14635-14640.
77. Green L.C., Kalitsis P., Chang T.M., Cipetic M., Kim J.H., Marshall O., Turnbull L., Whitchurch C.B., Vagnarelli P., Samejima K., et al. // J. Cell. Sci. 2012. V. 125. № 6. P. 15911604.
78. Carlton P.M. // Biophys. Rev. 2013. V. 5. № 4. P. 313-322.
79. Ding D.Q., Haraguchi T., Hiraoka Y. // Curr. Genet. 2016. V. 62. № 3. P. 499-502.
80. Ding D.Q., Matsuda A., Okamasa K., Nagahama Y., Haraguchi T., Hiraoka Y. // Chromosoma. 2016. V. 125. № 2. P. 205-214.
81. Doksani Y., Wu J.Y., de Lange T., Zhuang X. // Cell. 2013. V. 155. № 2. P. 345-356.
82. Ribeiro S.A., Vagnarelli P., Dong Y., Hori T., McEwen B.F., Fukagawa T., Flors C., Earnshaw W.C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 23. P. 10484-10489.
83. Lando D., Endesfelder U., Berger H., Subramanian L., Dunne P.D., McColl J., Klenerman D., Carr A.M., Sauer M., Allshire R.C., et al. // Open Biol. 2012. V. 2. № 7. P. 120078.
84. Demidov D., Schubert V., Kumke K., Weiss O., Karimi-Ashtiyani R., Buttlar J., Heckmann S., Wanner G., Dong Q., Han F., et al. // Cytogenet. Genome Res. 2014. V. 143. № 1-3. P. 150-156.
85. Ishii T., Karimi-Ashtiyani R., Banaei-Moghaddam A.M., Schubert V., Fuchs J., Houben A. // Chromosome Res. 2015. V. 23. № 2. P. 277-284.
86. Fabre P.J., Benke A., Joye E., Nguyen Huynh T.H., Manley S., Duboule D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 45. P. 13964-13969.
87. van de Corput M.P., de Boer E., Knoch T.A., van Cappellen W.A., Quintanilla A., Ferrand L., Grosveld F.G. // J. Cell Sci. 2012. V. 125. № 19. P. 4630-4639.
88. Wang Y., Maharana S., Wang M.D., Shivashankar G.V. // Sci. Rep. 2014. V. 4. P. 4477.
89. Wang Y., Ratna P., Shivashankar G.V. // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 42422.
90. Zhao Z.W., Roy R., Gebhardt J.C., Suter D.M., Chapman A.R., Xie X.S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. № 2. P. 681-686.
91. Chen X., Wei M., Zheng M.M., Zhao J., Hao H., Chang L., Xi P., Sun Y. // ACS Nano. 2016. V. 10. № 2. P. 2447-2454.
92. Papantonis A., Larkin J.D., Wada Y., Ohta Y., Ihara S., Kodama T., Cook P.R. // PLoS Biol. 2010. V. 8. № 7. P. e1000419.
93. Larkin J.D., Papantonis A., Cook P.R., Marenduzzo D. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 4. P. 2216-2227.
94. Kaufmann R., Cremer C., Gall J.G. // Chromosome Res. 2012. V. 20. № 8. P. 1009-1015.
95. Schubert V. // Cytogenet Genome Res. 2014. V. 143. № 1-3. P. 69-77.
96. Schubert V., Weisshart K. // J. Exp. Botany. 2015. V. 66. № 6. P. 1687-1698.
97. Liu Z., Legant W.R., Chen B.C., Li L., Grimm J.B., Lavis L.D., Betzig E., Tjian R. // Elife. 2014. V. 3. P. e04236.
98. Gao J., Wang F., Liu Y., Cai M., Xu H., Jiang J., Wang H. // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 9045.
99. Kwon H.K., Chen H.M., Mathis D., Benoist C. // Nat. Immunol. 2017. V. 18. № 11. P. 1238-1248.
100. Gunkel M., Erdel F., Rippe K., Lemmer P., Kaufmann R., Hormann C., Amberger R., Cremer C. // Biotechnol. J. 2009. V. 4. № 6. P. 927-938.
101. Rahjouei A., Pirouz M., Di Virgilio M., Kamin D., Kessel M. // Stem Cell Repts. 2017. V. 8. № 4. P. 813-821.
102. Lang M., Jegou T., Chung I., Richter K., Munch S., Udvarhelyi A., Cremer C., Hemmerich P., Engelhardt J., Hell
S.W., et al. // J. Cell. Sci. 2010. V. 123. № 3. P. 392-400.
103. Szczurek A., Xing J., Birk U.J., Cremer C. // Front. Genet.
2016. V. 7. P. 114.
104. Cseresnyes Z., Schwarz U., Green C.M. // BMC Cell. Biol. 2009. V. 10. P. 88.
105. Baddeley D., Chagin V.O., Schermelleh L., Martin S., Pombo A., Carlton P.M., Gahl A., Domaing P., Birk U., Leonhardt H., et al. // Nucl. Acids Res. 2010. V. 38. № 2. P. e8.
106. Chagin V.O., Casas-Delucchi C.S., Reinhart M., Schermelleh L., Markaki Y., Maiser A., Bolius J.J., Bensimon A., Fillies M., Domaing P., et al. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 11231.
107. Saner N., Karschau J., Natsume T., Gierlinski M., Retkute R., Hawkins M., Nieduszynski C.A., Blow J.J., de Moura A.P., Tanaka T.U. // J. Cell. Biol. 2013. V. 202. № 7. P. 1001-1012.
108. Zhironkina O.A., Kurchashova S.Y., Bratseva A.L., Cherepanynets V.D., Strelkova O.S., Belmont A.S., Kireev, II. // Tsitologiia. 2014. V. 56. № 12. P. 899-906.
109. Varma D., Chandrasekaran S., Sundin L.J., Reidy K.T., Wan X., Chasse D.A., Nevis K.R., DeLuca J.G., Salmon E.D., Cook J.G. // Nat. Cell. Biol. 2012. V. 14. № 6. P. 593-603.
110. Venkei Z., Przewloka M.R., Ladak Y., Albadri S., Sossick A., Juhasz G., Novak B., Glover D.M. // Open Biol. 2012. V. 2. № 2. P. 110032.
111. Joglekar A.P., Bloom K., Salmon E.D. // Curr. Biol. 2009. V. 19. № 8. P. 694-699.
112. Wan X., O'Quinn R.P., Pierce H.L., Joglekar A.P., Gall W.E., DeLuca J.G., Carroll C.W., Liu S.T., Yen T.J., McEwen B.F., et al. // Cell. 2009. V. 137. № 4. P. 672-684.
113. Burroughs N.J., Harry E.F., McAinsh A.D. // Elife. 2015. V. 4. P. e09500.
114. Smirnov E., Borkovec J., Kovacik L., Svidenska S., Schrofel A., Skalnikova M., Svindrych Z., Krizek P., Ovesny M., Hagen G.M., et al. // J. Struct. Biol. 2014. V. 188. № 3. P. 259-266.
115. Uphoff S., Kapanidis A.N. // DNA Repair (Amst.). 2014. V. 20. P. 32-40.
116. Bach M., Savini C., Krufczik M., Cremer C., Rosl F., Hausmann M. // Int. J. Mol. Sci. 2017. V. 18. № 8. P. 1726.
117. Bewersdorf J., Bennett B.T., Knight K.L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. № 48. P. 18137-18142.
118. D'Abrantes S., Gratton S., Reynolds P., Kriechbaumer V., McKenna J., Barnard S., Clarke D., Botchway S.W. // Radiat. Res. 2017. doi: 10.1667/RR14594.1.
119. Britton S., Coates J., Jackson S.P. // J. Cell. Biol. 2013. V. 202. № 3. P. 579-595.
120. Reid D.A., Keegan S., Leo-Macias A., Watanabe G., Strande N.T., Chang H.H., Oksuz B.A., Fenyo D., Lieber M.R., Ramsden D.A., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 20. P. E2575-2584.
121. Chapman J.R., Sossick A.J., Boulton S.J., Jackson S.P. // J. Cell. Sci. 2012. V. 125. № 15. P. 3529-3534.
122. Reindl J., Girst S., Walsh D.W., Greubel C., Schwarz B., Siebenwirth C., Drexler G.A., Friedl A.A., Dollinger G. // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 40616.
123. Sanchez H., Paul M.W., Grosbart M., van Rossum-Fikkert S.E., Lebbink J.H.G., Kanaar R., Houtsmuller A.B., Wyman C. // Nucl. Acids Res. 2017. V. 45. № 8. P. 4507-4518.
124. Natale F., Rapp A., Yu W., Maiser A., Harz H., Scholl A., Grulich S., Anton T., Horl D., Chen W., et al. // Nat. Commun.
2017. V. 8. P. 15760.
125. Colas I., Darrier B., Arrieta M., Mittmann S.U., Ramsay L., Sourdille P., Waugh R. // Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 1235.
126. Phillips D., Nibau C., Wnetrzak J., Jenkins G. // PLoS One. 2012. V. 7. № 6. P. e39539.
127. Qiao H., Chen J.K., Reynolds A., Hoog C., Paddy M., Hunter N. // PLoS Genet. 2012. V. 8. № 6. P. e1002790.
128. Sato-Carlton A., Li X., Crawley O., Testori S., Martinez-Perez E., Sugimoto A., Carlton P.M. // PLoS Genet. 2014. V. 10. № 10. P. e1004638.
129. Lao J.P., Cloud V., Huang C.C., Grubb J., Thacker D., Lee C.Y., Dresser M.E., Hunter N., Bishop D.K. // PLoS Genet. 2013. V. 9. № 12. P. e1003978.
130. Chizhik A.M., Ruhlandt D., Pfaff J., Karedla N., Chizhik
A.I., Gregor I., Kehlenbach R.H., Enderlein J. // ACS Nano. 2017. doi: 10.1021/acsnano.7b04671.
131. Mudumbi K.C., Schirmer E.C., Yang W. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 12562.
132. Huve J., Wesselmann R., Kahms M., Peters R. // Biophys. J. 2008. V. 95. № 2. P. 877-885.
133. Loschberger A., Franke C., Krohne G., van de Linde S., Sauer M. // J. Cell. Sci. 2014. V. 127. № 20. P. 4351-4355.
134. Loschberger A., van de Linde S., Dabauvalle M.C., Rieger
B., Heilemann M., Krohne G., Sauer M. // J. Cell. Sci. 2012. V. 125. № 3. P. 570-575.
135. Otsuka S., Szymborska A., Ellenberg J. // Meth. Cell. Biol. 2014. V. 122. P. 219-238.
136. Szymborska A., de Marco A., Daigle N., Cordes V.C., Briggs J.A., Ellenberg J. // Science. 2013. V. 341. № 6146. P. 655-658.
137. Chatel G., Desai S.H., Mattheyses A.L., Powers M.A., Fahrenkrog B. // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. № 1. P. 81-89.
138. Dahan-Pasternak N., Nasereddin A., Kolevzon N., Pe'er M., Wong W., Shinder V., Turnbull L., Whitchurch C.B., Elbaum M., Gilberger T.W., et al. // J. Cell. Sci. 2013. V. 126. № 14.
P. 3055-3069.
139. Gottfert F., Wurm C.A., Mueller V., Berning S., Cordes V.C., Honigmann A., Hell S.W. // Biophys. J. 2013. V. 105. № 1. P. L01-03.
140. Kinoshita Y., Kalir T., Dottino P., Kohtz D.S. // PLoS One. 2012. V. 7. № 4. P. e36137.
141. Ma J., Kelich J.M., Junod S.L., Yang W. // J. Cell. Sci. 2017. V. 130. № 7. P. 1299-1306.
142. Ma J., Goryaynov A., Yang W. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. V. 23. № 3. P. 239-247.
143. Rohner S., Kalck V., Wang X., Ikegami K., Lieb J.D., Gasser S.M., Meister P. // J. Cell. Biol. 2013. V. 200. № 5. P. 589-604.
144. Ma J., Liu Z., Michelotti N., Pitchiaya S., Veerapaneni R., Androsavich J.R., Walter N.G., Yang W. // Nat. Commun. 2013. V. 4. P. 2414.
145. Grunwald D., Singer R.H. // Nature. 2010. V. 467. № 7315. P. 604-607.
146. Schermelleh L., Carlton P.M., Haase S., Shao L., Winoto L., Kner P., Burke B., Cardoso M.C., Agard D.A., Gustafsson M.G., et al. // Science. 2008. V. 320. № 5881. P. 1332-1336.
147. Schoen I., Aires L., Ries J., Vogel V. // Nucleus. 2017. P. 506-514.
148. Versaevel M., Braquenier J.B., Riaz M., Grevesse T., Lantoine J., Gabriele S. // Sci. Rep. 2014. V. 4. P. 7362.
149. Cremer C., Birk U. // Front. Physics. 2016. V. 4. P. 11.
150. Chojnowski A., Ong P.F., Wong E.S., Lim J.S., Mutalif R.A., Navasankari R., Dutta B., Yang H., Liow Y.Y., Sze S.K., et al. // Elife. 2015. V. 4. P. e07759.
151. Garcia A., Huang D., Righolt A., Righolt C., Kalaw M.C., Mathur S., McAvoy E., Anderson J., Luedke A., Itorralba J., et al. // J. Cell. Physiol. 2016. V. 232. № 9. P. 2387-2395.
152. Kirmes I., Szczurek A., Prakash K., Charapitsa I., Heiser C., Musheev M., Schock F., Fornalczyk K., Ma D., Birk U., et al. // Genome Biol. 2015. V. 16. P. 246.
153. Hausmann M., Ilic N., Pilarczyk G., Lee J.H., Logeswaran A., Borroni A.P., Krufczik M., Theda F., Waltrich N., Bestvater F., et al. // Int. J. Mol. Sci. 2017. V. 18. № 10. P. 2066.
