CC BY
52
DOI: 10.23868/201903005
МикроРНК В РЕГУЛЯЦИИ ОСТЕОГЕНЕЗА iN ViTRO И iN ViVO: ОТ ФУНДАМЕНТАЛЬНЫХ МЕХАНИЗМОВ К ПАТОГЕНЕЗУ ЗАБОЛЕВАНИЙ КОСТНОЙ ТКАНИ
Е.В. Галицына1, Т.Б. Бухарова1, А.В. Васильев1, 2, Д.В. Гольдштейн1, 3
1 Медико-генетический научный центр, Москва, Россия
2 Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии, Москва, Россия
3 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Москва, Россия
MICRORNAS iW THE REGULATION OF OSTEOGENESIS iN ViTRO AND iN ViVO: FROM FUNDAMENTAL MECHANiSMS TO BONE DiSEASES PATHOGENESiS
E.V. Galitsyna1, T.B. Bukharova1, A.V. Vasilyev1, 2, D.V. Goldshtein1, 3
1 Research Centre for Medical Genetics, Moscow, Russia
2 Central Research Institute of Dental and Maxillofacial Surgery, Ministry of Health of the Russian Federation, Moscow, Russia
3 M.V. Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia
e-mail: [email protected]
В обзоре рассмотрено участие микроРНК в посттранскрипционной регуляции генов двух основных сигнальных путей остеогенной дифференцировки — канонических BMP/SMAD и WNT/p-катенин. Обозначено позитивное и негативное влияние микроРНК на остеогенную дифференцировку в различных клеточных культурах человека и животных, в том числе при выборе направления между адипо-, хондро- и остеогенезом. Описана роль микрорНК в патогенезе заболеваний костной ткани и перспективы разработки методов их диагностики и терапии.
Ключевые слова: микроРНК, BMP/SMAD сигнальный путь, WNT/p-катенин сигнальный путь, остеогенная дифферен-цировка, Runx2, Osterix.
The review examined the participation of microRNA in the posttranscriptional regulation of the genes of the two main signaling pathways of osteogenic differentiation — canonical BMP/ SMAD and WNT/p-catenin. The positive and negative effects of microRNA on osteogenic differentiation in various cell cultures of humans and animals, including the choice of directions between adipo-, chondro- and osteogenesis, are indicated. The role of miRNA in the pathogenesis of bone tissue diseases and the prospects for developing methods for their diagnosis and therapy are described.
Keywords: microRNA, BMP/SMAD signaling pathway, WNT/p-catenin signaling pathway, osteogenic differentiation, Runx2, Osterix.
Введение
За два последних десятилетия появилось много сведений о значимой роли молекул микроРНК в регуляции генов при реализации программ остеогенной дифференцировки. Многочисленные исследования in vitro на культурах остеогенных предшественников и in vivo в модельных системах, как в норме, так и при различной патологии, вносят значимый вклад в понимание фундаментальных процессов остеогенной дифференцировки и могут быть использованы для разработки новых способов диагностики и лечения тяжелых заболеваний, связанных с нарушением формирования или регенерации костной ткани, таких как остеопороз, несовершенный остеогенез, клейдокраниальная дисплазия и др.
Механизм РНК-интерференции, открытый в 1998 г. [1], обеспечивает сайленсинг (замалчивание) генов на посттранскрипционном этапе экспрессии при помощи регуляторных некодирующих малых молекул РНК, таких как piPHK (piwi-interacting RNA), siPHK (small interfering RNA), rasiPHK (repeat associated small interfering RNA) и микроРНК. МикроРНК являются эндогенными двухцепочечными молекулами РНК длинной 18-25 нуклеотидов, экспрессирующимися в ядерном геноме. МикроРНК кодируются как отдельными генами, так и целыми кластерами. Последовательность микроРНК может находиться в интроне, некодирую-щей мРНК области экзона кодирующего белок гена или межгенном участке рядом с геном, с которого транскрибируется ее целевая мРНК [2, 3]. Молекулы микроРНК, пройдя необходимые стадии «созревания», связываются с З'-нетранслируемой областью (3'-UTR) мРНК-мишеней в цитоплазме клетки, вызывая их деградацию, деаденилирование или ингибирование трансляции [4] (рис. 1). Обычно последовательность
микроРНК комплементарна только небольшому участку целевой мРНК. Так называемая "seed"-последовательность на 5'-конце молекулы микроРНК, состоящая из 2-8 нуклеотидов, распознает уникальную последовательность 3'-1_1ТП ее целевой мРНК [2, 5]. Явление неполной комплементарности позволяет одной молекуле микроРНК распознавать ряд транс-криптов мРНК с одного или нескольких генов [6].
Молекулы микроРНК для научно-исследовательских целей или возможной терапии могут быть синтезированы
леградоция мРНК
Рис. 1. Биогенез и механизм действия микроРНК
Рис. 2. Участие молекул микроРНК в реализации WNT/p-катенин и ВМР/БМДй сигнальных путей при остеогенной дифференцировке
in vitro. Такие молекулы, используемые для усиления действия (сверхэкспрессии) исследуемых микроРНК, называются микроРНК-мимиками, а применяемые в качестве антагонистов, вызывающих деградацию микроРНК, — анти-микроРНК или антагомирами.
Сигнальные пути остеогенной дифференцировки
Индукция остеогенной дифференцировки может осуществляться с помощью нескольких сигнальных путей, наиболее хорошо изученными из которых являются Bone morphogenetic protein (BMP)/Small mothers against decapentaplegic (SMAD) и Wingless/Integrated (WND/p-катенин канонические пути. Передача сигналов по этим путям активирует экспрессию двух ключевых транскрипционных факторов программ остеогенной дифференцировки: Runt-related transcription factor 2 (Runx2) и Osterix (Osx) [7].
Сигнальный путь BMP-2/SMAD
Связывание внеклеточных лигандов семейства BMP с рецепторами Bone morphogenetic protein receptor (BMPR) инициирует их киназную активность, обеспечивая фосфорилирование сигнальных молекул SMAD1/5/8 и их связывание со SMAD4. Образовавшийся комплекс транслоцируется в ядро и инициирует экспрессию гена Runx2. В свою очередь, Runx2 стимулирует экспрессию более позднего маркера остеогенной дифференцировки — гена Osterix, совместно с которым осуществляется регуляция генов-маркеров, находящихся ниже в генном каскаде — Alkaline phosphatase (ALP), Bone sialoprotein (BSP), Osteocalcin (OCN), Osteopontin (OPN), Collagen type 1 (COL1) и др. [7]. SMAD6/7 выступают отрицательными регуляторными
молекулами, контролируя синтез Runx2 через Е3-убиквитинлигазы Smurfl и Smurf2, вызывая его про-теосомную деградацию [8, 9].
Сигнальный путь WNT/p-катенин
р-катенин является ключевой сигнальной молекулой канонического пути WNT/p-катенин. В отсутствие сигналов от внеклеточных лигандов WNT цитоплазма-тический р-катенин связан с комплексом деградации, состоящим из Casein kinase 1 (CK1), Axin, Glycogen synthase kinase-3p (GSK3p) и др. GSK3p и CK1 фосфо-рилируют р-катенин [10], после чего он подвергается убиквитинированию и последующей протеасомной деградации [11].
При взаимодействии внеклеточных лигандов WNT с трансмембранными рецепторами Frizzled (FZD) и Low density lipoprotein receptor-related protein (LRP), происходит активация цитоплазматического белка Dishevelled (DSH), который вместе с рецептором LRP связывается с комплексом деградации, вызывая его инактивацию. В результате прекращается фосфо-рилирование и деградация р-катенина, он накапливается в цитоплазме и транслоцируется в ядро, где в комплексе с транскрипционными факторами T-cell factor/lymphoid enhancer factor (TCF/LEF) активирует экспрессию гена Runx2 [12].
Лиганды Dickkopf-related protein 1 и 2 (DKK1, DKK2), Kremen2, Secreted frizzled related protein 2 (sFRP2), Sclerostin (SOST) и др. препятствуют связыванию белков WNT с рецепторами на поверхности клетки, предотвращая образование комплекса Frizzled/WNT/LRP и, таким образом, выступают негативными регуляторами WNT/p-катенин сигнального пути [13-15].
Регуляция экспрессии ключевых
транскрипционных факторов остеогенеза
В регуляции экспрессии гена Runx2 участвуют члены семейства Homeobox protein (Hox) белков, способные инициировать или репрессировать его активность. Muscle segment homeobox 2 (Msx2) активно экспрессируется в преостеобластах и подавляет транскрипционную активность Runx2. Уровень Distal-less homeobox 3/5 (Dlx3/5) возрастает на более поздних стадиях остеогенной диф-ференцировки, предотвращая ингибирующее воздействие Msx2, и активирует экспрессию гена Runx2. Кроме того, Msx2 и Dlx5 положительно регулируют экспрессию Osx с помощью независимого от Runx2 механизма [7, 16]. Special AT-rich sequence-binding protein 2 (SATB2) — белок ядерного матрикса, который ингибирует экспрессию Hoxa2 — отрицательного регулятора экспрессии Runx2 [17]. Транскрипционный регулятор Hoxa10 принимает участие в активации экспрессии Runx2, а также генов ALP, OCN и BSP независимо от Runx2 [18].
Участие микроРНК в регуляции остеогенеза in vitro и in vivo
МикроРНК участвуют в позитивной и негативной регуляции дифференцировки клеток костного диффе-рона посредством воздействия на различные гены, вовлеченные в пути реализации программ остеогенеза. МикроРНК участвуют во всех этапах передачи сигнала, воздействуя на мРНК лигандов, рецепторов, сигнальных молекул и регуляторов транскрипции (рис. 2).
BMP/SMAD сигнальный путь
Лиганды сигнального пути BMP/SMAD. В муль-типотентных мезенхимальных стромальных клетках человека (mesenchymal stem cells, MSC, ММСК) из различных источников найдены молекулы микроРНК-93^, микроРНК-106b-5p и микроРНК-140-5p, а в клетках линии остеобластов мыши MC3T3-E1 — микроРНК-370, нацеленные на 3'-UTR мРНК BMP-2, сверхэкспрессия которых ингибирует остеогенную дифференцировку [1922]. Подавление функции микроРНК-542-3p, мишенью которой является BMP-7, способствует экспрессии остеогенных генов-маркеров, увеличению активности Alp и минерализации внеклеточного матрикса (ВКМ) в остеобластах мыши, а у мышей с овариопорозом увеличивает объем костной ткани [23]. Сверхэкспрессия микроРНК-378, распознающей 3'-UTR мРНК BMP-4, препятствует развитию остеогенной дифференцировки в клетках линии миобластов мыши С2С12 [24].
Таким образом, микроРНК-93^, микроR-106b-5p, микроРНК-140-5p, микроРНК-370, микроРНК-378 и микроРНК-542^ оказывают негативное влияние на остеогенную дифференцировку, снижая количество внеклеточных лигандов группы BMP.
Рецепторы сигнального пути BMP/SMAD. Сверхэкспрессия микроРНК-125b, одним из целевых генов которой является 3'-UTR мРНК BMPR1B, снижает активность Alp и экспрессию Ocn в культурах ММСК костного мозга мыши mBMSC и ST2 при BMP-4-опосредованной остеогенной дифференцировке [25]. В культурах ММСК жировой ткани человека hADSC и hBMSCs сверхэкспрессия ориентированных на BMPR2 микроРНК-100 и микроРНК-153, соответственно, также негативно влияет на реализацию остеогенного потенциала [26, 27].
МикроРНК-100, микроРНК-153 и микроРНК-125b препятствуют образованию рецепторов BMP, снижая восприимчивость клеток к действию лигандов-аго-нистов, и таким образом ингибируют остеогенную дифференцировку.
Сигнальные молекулы пути BMP/SMAD. Область 3'-UTR мРНК Smadl является мишенью микроРНК-26a при остеогенной дифференцировке клеток в культуре ADSCs [28] и членов семейства микроРНК-30, играющих роль в подавлении остеогенеза in vitro в клетках линии остеобластов мыши MC3T3-E1 [29]. В процессе BMP-2-опосредованной дифференцировки клеток линий C2C12 и MC3T3 значительно снижается экспрессия микроРНК-135, микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p, нацеленных на 3'-UTR мРНК Smad5. Сверхэкспрессия данных молекул ингибирует остеогенную дифференцировку in vitro [30, 31]. Деградация микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p у мышей в модели ложной овариэктомии увеличивает формирование костной ткани и приводит к улучшению трабекулярной микроархитектуры кости [31]. SMAD5 является одной из мишеней микроРНК-21. Уровень белка SMAD5 возрастает при остеогенной дифференцировке клеток культуры hPDLSC, полученной из периодонтальной связки человека, а сверхэкспрессия микроРНК-21 подавляет остеогенез в этой культуре [32]. Та же молекула микроРНК-21 оказывает противоположное действие, усиливая остеогенез в клетках MC3T3-E1, и участвует в ингибировании трансляции Smad7, но не деградирует ее мРНК [33]. Показано, что при BMP-2-опосредованной дифферен-цировке SMAD7 является целью также для микроРНК-590-5p. При трансфекции клеточных культур hBMSC данными молекулами увеличивается минерализация ВКМ и экспрессия генов ALP и COL1 [8].
таргетирующие внутриклеточные сигнальные молекулы SMAD1/5 микроРНК-135, микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p ингибируют остеогенную дифференцировку, а микроРНК-590^, приводящая к деградации SMAD7, усиливает остеогенез in vitro. МикроРНК-21 вызывает противоположные эффекты в различных культурах, воздействуя на мРНК генов-мишеней SMAD5 и SMAD7.
WNT/ß-катенин сигнальный путь
Лиганды сигнального пути WNT/ß-катенин. Сверхэкспрессия микроРНК-410, связывающейся с 3'-UTR мРНК WNT3a, снижает уровень белка WNT3a и увеличивает транскрипцию и трансляцию хондро-генных маркеров: Collagen type 2 alpha 1 (COL2A1), Sex-determining region Y (SRY)-box 9 (SOX9), Aggrecan (ACAN) и Hyaluronan synthase 2 (HAS2) в культурах hBMSC [34]. МикроРНК-410 способствует хондроген-ной дифференцировке и является негативным регулятором остеогенеза.
Экспрессия микроРНК-29a в культурах остеобластов человека повышается при остеогенной дифферен-цировке. Сверхэкспрессия микроРНК-29a снижает уровень белков-лигандов DKK1, Kremen2 и sFRP2, способствуя передаче сигнала по пути Wnt/ß-катенин. Генами-мишенями данной микроРНК являются Dkk1, Kremen2 и sFRP2 [13]. Уровень микроРНК-218, нацеленной на Dkk2, sFRP2 и Sost, повышается при дифференцировке mBMSC [15]. В культурах hASC сверхэкспрессия микроРНК-218 увеличивает продукцию ALP, RUNX2, BSP и OCN, а ингибирование данной молекулы подавляет остеогенез [14]. При этом показано, что экспрессия микроРНК-29a индуцируется факторами, задействованными в Wnt/ß-катенин сигнальном пути. Таким образом, наблюдается положительная взаимная регуляция: молекулы микроРНК-29a и микроРНК-218 потен-циируют Wnt/ß-катенин-сигналинг, который в свою очередь индуцирует транскрипцию данных молекул [13, 14].
DKK1 также является мишенью для микроРНК-335-5р, сверхэкспрессия которой увеличивает фосфорилирова-ние GSK3ß и повышает уровень ß-катенина, способствуя передаче сигналов по пути Wnt/ß-катенин [35].
МикроРНК-29а, микроРНК-218 и микроРНК-335-5р, ингибирующие внеклеточные отрицательные регуляторы сигнального пути Wnt/ß-катенин, действуют как индукторы остеогенеза.
Рецепторы сигнального пути WNT/ß-катенин. Ингибирование молекул микроРНК-139-5р в культурах hBMSC усиливает остеогенную дифференцировку, повышая экспрессию генов ALP, RUNX2, COLI и OCN [36]. МикроРНК-139-5р деградирует мРНК рецептора FZD4 и тем самым ингибирует остеогенную дифференцировку. Рецептор этого же семейства FZD1 является мишенью микроРНК-204, также оказывающей негативное влияние на остеогенез in vitro [37].
Экспрессия микроРНК-23а, ориентированной на мРНК рецептора LRP5, снижается при остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMSCs, а инги-бирование данной молекулы способствует остеогенезу in vitro [38]. В клетках линии мышиных остеобластов MC3T3-E1 сверхэкспрессия микроРНК-375-3р, нацеленной на LRP5 и ß-катенин, приводит к резкому снижению экспрессии гена Runx2 и повышает уровень белка-лиганда Sost, ингибируя остеогенную дифферен-цировку [39]. МикроРНК-4739 также подавляет осте-огенез и стимулирует адипогенез в культурах hBMSC, таргетируя LRP3 [40].
Таким образом, микроРНК-23а, микроРНК-139-5р, микроРНК-204, микроРНК-375-3р и микроРНК-4739 ингибируют WNT-опосредованную остеогенную диффе-ренцировку, предотвращая формирование рецепторного комплекса fZd/LrP. МикроРНК-4739 является регу-ляторной молекулой, задействованной в переключении программы дифференцировки между адипогенезом и остеогенезом.
Сигнальные молекулы пути WNT/ß-катенин. При остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMMSC экспрессия микроРНК-150-3р и микроРнК-496, индуцированная цитокинами TNF-a и IL-1ß, соответственно, понижает уровень ß-катенина и маркеров остеогенеза, а также уменьшает минерализацию ВКМ. Мишенью данных микроРНК является 3'-UTR мРНК ß-катенина [41, 42]. С этим же транскриптом связывается микроРНК-139-5р, сверхэкспрессия которой ингибирует остеогенную диффе-ренцировку hBMSC [36].
МикроРНК-139-5р, микроРНК-496 и микроРНК-150-3р, деградирующие мРНК ß-катенина, ингибируют остеогенную дифференцировку hBMSC, при этом микроРНК-496 и микроРНК-150-3р могут участвовать в регуляции остеогенеза при воспалении.
сверхэкспрессия микроРНК-26а и микроРНК-346 способствует Wnt-опосредованной остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMSC, увеличивая экспрессию ß-катенина, его накопление в ядре, а также экспрессию генов Cyclin D1, c-Myc, TCF-1 и LEF-1. Целью микроРНК-26а и микроРНК-346 является 3'-UTR мРНК GSK3ß [43, 44]. Следовательно, микроРНК-26а и микроРНК-346 стимулируют осте-огенную дифференцировку, подавляя трансляцию GSK3ß. При этом, как было сказано выше, в ММСК, полученных из жировой ткани мыши, микроРНК-26а ингибирует остеогенную дифференцировку, тарге-тируя Smad1, тем самым подавляя сигнальный путь BMP [28]. таким образом, одна и та же молекула микроРНК-26а выполняет различную функцию в зависимости от тканевой принадлежности клеток.
МикроРНК-17-5p, мишенью которой является SMAD7, способствует ядерной транслокации ß-катенина, повышению экспрессии COL1A1, и в результате приводит к пролиферации и остеогенной дифференцировке клеток hBMSC [45].
МикроРНК, нацеленные на негативные регуляторы остеогенеза GSK3ß и SMAD7, способствуют остеогенезу в культурах hBMSC.
регуляторы экспрессии ключевых транскрипционных факторов остеогенеза
Были найдены 11 микроРНК, таргетирующие 3'-UTR мРНК Runx2 и негативно регулирующие остеогенную дифференцировку в клетках различных мышиных линий: микроРНК-23а, микроРНК-30с, микроРНК-34с, микроРНК-133а, микроРНК-135а, микроРНК-137, микроРНК-204, микроРНК-205, микроРНК-217, микроРНК-218 и микроРНК-338. При этом в клетках линии MC3T3-E1 микроРНК-218, вероятно, связывается и с другими мишенями, умеренно увеличивая уровень белка Runx2 [46]. На клетках той же линии подтверждено участие членов семейства микроРНК-30 (а, b, с и d) в отрицательной регуляции BMP-2-опосредованной остеогенной дифференцировке путем таргетирования Runx2, а также Smad1 [29]. Ингибирующее действие микроРНК-133, также ориентированной на Runx2, при BMP-индуцированном сигналинге показано на клеточных линиях C2C12 и MC3T3 [30]. При остеогенной дифференцировке остеобластов линии hFOB 1.19, индуцированной циклическим механическим растяжением (CMS), снижается экспрессия микроРНК-103, непосредственно нацеленной на мРНК гена RUNX2, а ее ингибирование увеличивает уровень белка RUNX2. Роль механочувстви-тельной микроРНК-103 в подавлении остеогенеза была подтверждена in vivo [47]. Ранее было показано участие данной молекулы в активации адипогенеза in vitro: эктопическая экспрессия микроРНК-103 способствовала дифференцировке адипоцитов, увеличивая экспрессию маркера адипогенеза Peroxisome proliferator-activated receptor у2 (PPARy2) [48]. Также в выборе пути между адипогенной и остеогенной дифференцировкой участвуют микроРНК-204, микроРНК-211, микроРНК-705 и микроРНК-3077-5р, мишенью которых является RUNX2. Уровень экспрессии этих молекул обратно пропорционален количеству белка RUNX2 в культурах BMSC. Данные микроРНК опосредуют коммитирование культур BMSC в направлении адипогенеза [49, 50]. Наконец, найдена еще одна микроРНК, также таргетирующая RUNX2, микроРНК-335, подавляющая пролиферацию, миграцию, а также остеогенный и адипогенный потенциалы hBMSC [51]. Таким образом, выявлен большой пул микроРНК, геном-мишенью которой является RUNX2. Все обнаруженные молекулы подавляют остеогенную диффе-ренцировку, а некоторые играют важную роль в переключении путей между остеогенезом и адипогенезом in vitro.
МикроРНК-31 активно экспрессируется в клетках линии остеосаркомы человека MG63s [52], а в культурах rBMSCs экспрессия этой молекулы постепенно снижается во время остеогенной дифференцировки [53]. Ингибирование микроРНК-31 приводит к увеличению уровня белков OSX и OCN в этих клетках [52, 53]. Сверхэкспрессия микроРНК-31 в культуре BMSCs значительно уменьшает экспрессию остеогенных маркеров OPN, BSP, OSX и OCN, но не транскрипционного фактора Runx2. Выявлено, что микроРНК-31 ингибирует экспрессию OSX, связываясь с его мРНК [54]. Также OSX является мишенью для микроРНК-143 [55], микроРНК-145 [56] и микроРНК-214 [57], которые подавляют остеогенную
дифференцировку в клеточных линиях С2С12 и MC3T3-E1. При этом воздействие микроРНК-145 на культуры хондроцитов человека вызывает снижение экспрессии генов внеклеточного матрикса хряща — COL2A1 и ACAN и повышение экспрессии RUNX2. Было показано, что прямой мишенью микроРНК-145 является Sox9 — ключевой транскрипционный фактор хондрогенеза [58]. Позднее была обнаружена обратная связь между экспрессией микроРНК-145 и PpARy — маркера адипоге-неза. Показано, что промотор гена PPARj имеет сайты связывания для микроРНК-145, а трансфекция мимиками микроРНК-145 повышает уровень мРНК PPARy [59]. Нацеленная на тот же транскрипт микроРНК-637, участвует в регуляции как остеогенной, так и адипогенной дифференцировки, являясь переключателем данных программ [60]. Сверхэкспрессия молекулы микроРНК-93, таргетирующей Osx в остеобластах мыши, останавливает остеогенную дифференцировку во время минерализации остеоидного матрикса, снижая экспрессию белка Osx, и не влияя на уровень ее мРНК. Сверхэкспрессия Osx уменьшает транскрипцию микроРНК-93, тогда как блокирование его экспрессии усиливает транскрипцию данной молекулы [61]. МикроРНК-31, микроРНК-93, микроРНК-143, микроРНК-145 и микроРНК-637, ингибирующие активность гена OSX, играют важную роль в регуляции не только остеогенеза, а также адипо- и хондрогенеза.
Экспрессия микроРНК-141 и микроРНК-200a снижается во время ранней BMP-2-индуцированной остеогенной дифференцировки, а сверхэкспрессия этих молекул значительно ингибирует данный процесс, снижая экспрессию остеогенных маркеров и активность ALP. Общей мишенью этих молекул является мРНК Dlx5 [62]. Экспрессия ориентированной на тот же транскрипт микроРНК-124а снижается при BMP-4-опосредованном остеогенезе в культуре плюрипотентных клеток мыши [63].
Транскрипт гена HOXA10 является прямой мишенью микроРНК-320a, микроРНК-705 и микроРНК-3077-5p [50, 64]. Сверхэкспрессия микроРНК-320a значительно подавляет остеогенез, вызывая снижение экспрессии H0XA10, RUNX2, ALP и OC, минерализации ВКМ и ингибирование активности ALP в клеточной культуре hBMSC, тогда как ингибирование микроРНК-320a имеет противоположные эффекты [64].
МикроРНК-34Ь и микроРнК-34c ингибируют пролиферацию остеобластов, подавляя накопление Cyclin D1, Cyclin-dependent kinase 4 и 6 (Cdk4 и Cdk6), и блокируют их терминальную дифференцировку, деградируя мРНК белка-лиганда Satb2 в культуре первичных остеобластов мыши [65]. Анализ in vivo показал, что микроРНК-34Ь и микроРНК-34c подавляют дифференцировку и пролиферацию остеобластов, снижая костную массу, но не вызывая резорбцию кости, что подчеркивает важность этих молекул в процессах развития и регенерации костной ткани [65]. Сверхэкспрессия микроРНК-31 и микроРНК-205 ингибирует остеогенную дифференци-ровку в культурах hMSC и rBMSC, соответственно. Обе молекулы также нацелены на SATB2 и их воздействие зависит от уровня SATB2 [66, 67].
Экспрессия микроРНК-24, связывающейся с 3'-UTR Tcf-1, снижается во время остеогенной дифференцировки mBMSCs и клеток линии MC3T3-E1. Сверхэкспрессия данной молекулы значительно ингибирует остеогенную дифференцировку. В клетках остеосаркомы SaOS-2 геном-мишенью микроРНК-24 является TCF-3 [68, 69].
В культуре ST2, полученной из костного мозга мыши, было обнаружено, что микроРНК-2861 и микроРНК-3960 транскрибируются вместе с одного полицистрона и способствуют BMP-2-индуцированной
остеогенной дифференцировке, увеличивая экспрессию Runx2. Их генами-мишенями являются ингибиторы Runx2: Histone deacetylase 5 (HDAC5) — для микроРНК-2861 и HOXA2 — для микроРНК-3960. Показано, что сверхэкспрессия Runx2 индуцирует транскрипцию микроРНК-2861 и микроРНК-3960, а нокдаун Runx2, напротив, ослабляет транскрипцию микроРНК-2861 и микроРНК-3960 [70, 71].
Таким образом, выявлено большое число микроРНК, мишенями которых являются факторы, принимающие непосредственное участие в регуляции транскрипции при остеогенной дифференцировке, инициированной BMP/SMAD и WNT/ß-катенин сигнальными путями.
Участие микроРНК в развитии заболеваний костной ткани
Остеопороз
У пожилых пациентов с частыми переломами, свидетельствующими о развитии остеопороза (ОП), в образцах бедренных костей было обнаружено повышение уровня микроРНК-214, а в сыворотке крови — микроРНК-96, нацеленных на ген OSX [72, 73]. В in vivo моделях ОП, вызванного овариоэктомией и(или) снижением нагрузки на заднюю конечность, увеличение объема и плотности костной ткани наблюдались при подавлении функций микроРНК-103a, микроРНК-705, микроРНК-3077^ (мишень — мРНК гена Runx2), микроРНК-542^ (мишень — мРНК гена BMP-7), микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p (мишень — мРНК гена Smad5), а также при повышении уровня микроРНК-21 (мишень — мРНК гена Spryl) [23, 31, 47, 50, 74]. В культурах hBMSC, полученных из костного мозга бедренной кости, предплечья или позвоночника пациентов с ОП, ингибирование микроРНК-96, усиливало остеогенную дифференцировку [73]. Экспериментальные данные свидетельствуют о важной роли микроРНК-17-5p, микроРНК-96, микроРНК-103a, микроРНК-106b-5p, микроРНК-214, микроРНК-542^, микроРНК-705 и микроРНК-3077^ в патогенезе ОП. Ингибирование активности данных молекул может быть потенциальной терапевтической стратегией для улучшения состояния больных ОП, а сами молекулы могут рассматриваться как биомаркеры заболевания [23, 31, 47, 50, 72, 73].
Несовершенный остеогенез
В сыворотке крови пациентов с несовершенным остеогенезом (НО) было обнаружено повышение уровня микроРНК-21, микроРНК-26a, микроРНК-30e и снижение количества микроРНК-29a, микроРНК-29b, микроРНК-34а микроРНК-133a, микроРНК-145, микроРНК-210, микроРНК-489 и микроРНК-1297 [75]. Участие микроРНК-145, мишенью которой является OSX, в развитии НО было подтверждено позднее на культурах остеобластов пациентов с НО: наблюдалось уменьшение уровня микроРНК-145 и экспрессии RUNX2. При транс-фекции культур мимиками микроРНК-145 возрастали уровни OSX, RUNX2, TCF-1 и ß-катенина, подтверждая участие микроРНК-145 в активации сигнального пути WNT [76]. В клеточных культурах hBМSC, полученных из костного мозга гребня подвздошной кости от пациентов с НО, было зафиксировано снижение экспрессии COL1A1 и микроРнК-29Ь. Предполагается, что активация транскрипции микроРНК-29Ь зависит от количества мРНК COL1A1, и низкий уровень экспрессии COL1A1 у пациентов с НО недостаточен для индукции микроРНК-29b [77]. Таким образом, для пациентов с НО может быть актуальна терапия, направленная на увеличение экспрессии определенных микроРНК.
Клейдокраниальная дисплазия
В культурах клеток, выделенных из зубных фолликулов (DFC) пациентов с клейдокраниальной дисплазией (ККД), было обнаружено повышение экспрессии 69 микроРНК и снижение уровня 54 микроРНК (в числе которых микроРНК-23Ь, микроРНК-93, микроРНК-204, микроРНК-214, микроРНК-218) [78]. В клеточной культуре DFCs, полученной из зубных фолликулов пациента с мутацией p.634T>G,p.T212P в гене RUNX2, при остеогенной дифференцировке был повышен уровень микроРНК-31 (ориентированной на SATB2 и OSX) и снижена экспрессия генов RUNX2 и SATB2. Эндогенный нокдаун микроРНК-31 приводил к увеличению экспрессии SATB2 и RUNX2 [79]. Перекрестное ингибирование между экспрессией гена RUNX2 и микроРНК может быть одним из ключевых регуляторных механизмов диффе-ренцировки DFC при ККД и являться причиной задержки прорезывания зубов у пациентов. При трансфекции клеток линий LS8 и MC3T3-E1 векторами, несущими ген RUNX2 с одной из трех точечных мутаций — R190W13x, R225Q14 и A362V4, зафиксировано увеличение экспрессии микроРНК-185-5p, нацеленной на ген Dlx2. Сверхэкспрессия данной молекулы снижала экспрессию Alp при остеогенной дифференцировки клеток линии MC3T3-E1. Таким образом, было показано, что точечные мутации в гене Runx2 при ККД индуцируют экспрессию микроРНК, выполняющей роль отрицательного регулятора остеогенеза [80]. Поиск регуляторных молекул, задействованных в патогенезе ККД, является важным шагом на пути к эффективной терапии этих заболеваний.
Нетравматический остеонекроз
В культурах hBMSC, полученных их костного мозга проксимального отдела бедренной кости пациентов с нетравматическим остеонекрозом, был значительно снижен уровень экспрессии микроРНК-17-bp, связывающейся с транскриптом гена SMAD7. Ингибирование микроРНК-17-5p усиливало пролиферацию и остеоген-ную дифференцировку клеток hBMSC. Предполагается, что нарушение взаимодействий микроРНК-17-5p, SMAD7 и р-катенина, может способствовать патогенезу нетравматического остеонекроза [45].
заключение
В настоящее время обнаружено много молекул микроРНК, участвующих в регуляции остеогенной дифференцировки на всех ее этапах от взаимодействия
ЛИТЕРАТУРА:
1. Fire A., Xu S., Montgomery M.K. et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature 1998; 391(6669): 806-11.
2. Лебедев Т.Д., Спирин П.В., Прасолов В.С. Перенос и экспрессия малых интерферирующих РНК в клетках млекопитающих с помощью лентивирусных векторов. Acta naturae 2013; 2(17): 7-18. (Lebedev T.D., Spirin P.V., Prasolov V.S. Transfer and expression of small interfering RNA in mammalian cells using lentiviral vectors. Acta naturae 2013; 2 (17): 7-18).
3. Monteys A.M., Spengler R.M., Wan J. et al. Structure and activity of putative intronic miRNA promoters. RNA 2010; 16(3): 495-505.
4. Никитенко Н.А., Прасолов В.С. Невирусные методы доставки и терапевтическое применение малых интерферирующих РНК. Acta naturae 2013; 3(18): 36-56. (Nikitenko N.A., Prasolov V.S. Non-viral delivery methods and therapeutic uses of small interfering RNAs. Acta naturae 2013; 3 (18): 36-56).
5. Carthew R.W., Sontheimer E.J. Origins and Mechanisms of miR-NAs and siRNAs. Cell 2009; 136(4): 642-55.
6. Alexander R., Lodish H., Sun L. MicroRNAs in adipogenesis and as therapeutic targets for obesity. Expert Opin. Ther. Targets 2011; 15(5): 623-36.
7. Кожевникова М.Н., Микаелян А.С., Старостин В.И. Молекулярно-генетические основы регуляции остеогенной дифференцировки мезен-химных стромальных клеток. Известия РАН. Серия биологическая 2008; 3: 261-71. (Kozhevnikova M.N., Mikaelyan A.S., Starostin V.I. Molecular and
лигандов сигнальных путей с рецепторами до транскрипции. В зависимости от мишени, микроРНК могут являться как негативными регуляторами остеогенеза, так и инициировать этот процесс. Выявлены молекулы, выступающие в роли триггерных переключателей при выборе судьбы мультипотентных предшественников — дифференцировке в клетки костной, хрящевой или жировой ткани.
Обнаружено изменение уровня экспрессии целого ряда микрорНК у пациентов с различными заболеваниями костной ткани, что может служить ключом к расшифровке патогенетических механизмов развития этих состояний и являться значимым диагностическим биомаркером при постановке диагноза. Подходы, направленные на увеличение или уменьшение количества аномально-экспрессирующихся микроРНК, могут быть использованы в терапевтических стратегиях для многих заболеваний. Эффективность применения таких потенциальных терапевтических приемов, основанных на подавлении функций микроРНК путем введения анти-микроРНК, уже показана в in vivo моделях остеопо-роза и других заболеваний костной ткани. Кроме того, в настоящее время проводится ряд клинических исследований I или II фазы с использованием анти-микроРНК или микроРНК-мимик для терапии гепатита С, диабета II типа и ряда онкологических заболеваний [81], что обозначает тенденцию к применению данных стратегий в клинической практике.
следует отметить, что залогом успеха разрабатываемых терапевтических методов является применение безопасных и эффективных способов доставки анти-микроРНК в клетки. Используемые в настоящее время липофильные и поликатионные трансфицирующие агенты обладают недостаточной эффективностью, а вирусные методы доставки небезопасны, что требует их серьезной доработки для широкого применения в клинической практике. Разработка и модификация систем доставки анти-микроРНК в сочетании с новыми данными о роли микроРНК в патогенезе заболеваний костной ткани может привести к разработке современных терапевтических платформ для эффективного лечения тяжелых инвалидизирующих дегенеративно-дистрофических заболеваний костей.
Благодарности
Работа выполнена за средства государственного задания для ФГБНУ «МГНЦ».
genetic regulation of osteogenic differentiation of mesenchymal stromal cells. Biology Bulletin 2008; 3: 261-71).
8. Vishal M., Vimalraj S., Ajeetha R. et al. MicroRNA-590-5p Stabilizes Runx2 by Targeting Smad7 During Osteoblast Differentiation. Cell. Physiol. 2017; 232(2): 371-80.
9. Shen R., Chen M., Wang Y.J. et al. Smad6 interacts with Runx2 and mediates Smad ubiquitin regulatory factor 1-induced Runx2 degradation. Biol. Chem. 2006; 281(6): 3569-76.
10. Polakis P. Casein kinase 1: a Wnt'er of disconnect. Curr. Biol. 2002; 12(14): R499-R501.
11. Hart M., Concordet J.P., Lassot I. et al. The F-box protein beta-TrCP associates with phosphorylated beta-catenin and regulates its activity in the cell. Curr. Biol. 1999; 9(4): 207-10.
12. Cadigan K.M., Liu Y.I. Wnt signaling: complexity at the surface. Cell Sci. 2006; 119(Pt 3): 395-402.
13. Kapinas K., Kessler C., Ricks T. et al. MiR-29 modulates Wnt signaling in human osteoblasts through a positive feedback loop. Biol. Chem. 2010; 285(33): 25221-31.
14. Zhang W.B., Zhong W.J., Wang L. A signal-amplification circuit between miR-218 and Wnt/beta-catenin signal promotes human adipose tissue-derived stem cells osteogenic differentiation. Bone 2014; 58: 59-66.
15. Hassan M.Q., Maeda Y., Taipaleenmaki H. et al. miR-218 directs a Wnt signaling circuit to promote differentiation of osteoblasts and osteo-mimicry of metastatic cancer cells. Biol. Chem. 2012; 287(50): 42084-92.
16. Matsubara T., Kida K., Yamaguchi A. et al. BMP2 regulates Osterix through Msx2 and Runx2 during osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2008; 283(43): 29119-25.
17. Dobreva G., Chahrour M., Dautzenberg M. et al. SATB2 is a multifunctional determinant of craniofacial patterning and osteoblast differentiation. Cell 2006; 125(5): 971-86.
18. Hassan M.Q., Tare R., Lee S.H. et al. H0XA10 Controls Osteoblasto-genesis by Directly Activating Bone Regulatory and Phenotypic Genes. Mol. Cell. Biol. 2007; 27(9): 3337-52.
19. Hwang S., Park S.K., Lee H.Y. et al. Mir-140-5p suppresses BMP2-mediated osteogenesis in undifferentiated human mesenchymal stem cells. FEBS Lett. 2014; 588(17): 2957-63.
20. Zhang Y., Wei Q.S., Ding W.B. et al. Increased microRNA-93-5p inhibits osteogenic differentiation by targeting bone morphogenetic pro-tein-2. PLoS One 2017; 12(8): e0182678.
21. Liu K., Jing Y., Zhang W. et al. Silencing miR-106b accelerates osteogenesis of mesenchymal stem cells and rescues against glucocorticoid-induced osteoporosis by targeting BMP2. Bone 2017; 97: 130-8.
22. Itoh T., Ando M., Tsukamasa Y. et al. Expression of BMP-2 and Ets1 in BMP-2-stimulated mouse pre-osteoblast differentiation is regulated by microRNA-370. FEBS Lett. 2012; 586(12): 1693-701.
23. Kureel J., Dixit M., Tyagi A.M. et al. MiR-542-3p suppresses osteoblast cell proliferation and differentiation, targets BMP-7 signaling and inhibits bone formation. Cell Death Dis. 2014; 5: e1050.
24. Ju H., Yang Y., Sheng A. et al. MicroRNA-378 promotes myogenic differentiation by targeting BMP4. Mol. Med. Rep. 2016; 13(3): 2194-200.
25. Yao Y., Reheman A., Xu Y. et al. MiR-125b Contributes to Ovarian Granulosa Cell Apoptosis Through Targeting BMPR1B, a Major Gene for Sheep Prolificacy. Reprod. Sci. 2019; 26(2): 295-305.
26. Zeng Y., Qu X., Li H. et al. MicroRNA-100 regulates osteogenic differentiation of human adipose-derived mesenchymal stem cells by targeting BMPR2. FEBS lett. 2012; 586(16): 2375-81.
27. Cao Y., LV Q., LV C. MicroRNA-1 53 suppresses the osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells by targeting bone morpho-genetic protein receptor type II. Int. J. Mol. Med. 2015; 36(3): 760-6.
28. Su X., Liao L., Shuai Y. et al. MiR-26a functions oppositely in osteo-genic differentiation of BMSCs and ADSCs depending on distinct activation and roles of Wnt and BMP signaling pathway. Cell Death Dis. 2015; 6(8): e1851.
29. Wu T., Zhou H., Hong Y. et al. MiR-30 family members negatively regulate osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2012; 287(10): 7503-11.
30. Li Z., Hassan M.Q., Volinia S. et al. A microRNA signature for a BMP2-induced osteoblast lineage commitment program. PNAS USA 2008; 105(37): 13906-11.
31. Fang T., Wu Q., Zhou L. et al. miR-106b-5p and miR-17-5p suppress osteogenic differentiation by targeting Smad5 and inhibit bone formation. Exp. Cell Res. 2016; 347(1): 74-82.
32. Wei F., Yang S., Guo Q. MicroRNA-21 regulates Osteogenic Differentiation of Periodontal Ligament Stem Cells by targeting Smad5. Sci. Rep. 2017; 7(1): 16608.
33. Li H., Yang F., Wang Z. et al. MicroRNA-21 promotes osteogenic differentiation by targeting small mothers against decapentaplegic 7. Mol. Med. Rep. 2015; 12(1): 1561-7.
34. Zhang Y., Huang X., Yuan Y. MicroRNA-410 promotes chon-drogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells through down-regulating Wnt3a. Am. J. Transl. Res. 2017; 9(1): 136-145.
35. Zhang J., Tu Q., Bonewald L.F. et al. Effects of miR-335-5p in modulating osteogenic differentiation by specifically downregulating Wnt antagonist DKK1. Bone Miner. Res. 2011; 26(8): 1953-63.
36. Long H., Sun B., Cheng L. et al. miR-139-5p Represses BMSC Osteogenesis via Targeting Wnt/ß-Catenin Signaling Pathway. DNA Cell Biol. 2017; 36(8): 715-24.
37. Li G., Luna C., Qiu J. et al. Role of miR-204 in the regulation of apoptosis, endoplasmic reticulum stress response, and inflammation in human trabecular meshwork cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52(6): 2999-3007.
38. Li T., Li H., Wang Y. et al. microRNA-23a inhibits osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by targeting LRP5. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2016; 72: 55-62.
39. Sun T., Li C.T., Xiong L. et al. MiR-375-3p negatively regulates osteogenesis by targeting and decreasing the expression levels of LRP5 and ß-catenin. PLoS One 2017; 12(2): e0171281.
40. Elsafadi M., Manikandan M., Alajez N.M. et al. MicroRNA-4739 regulates osteogenic and adipocytic differentiation of immortalized human bone marrow stromal cells via targeting LRP3. Stem Cell Res. 2017; 20: 94-104.
41. Wang N., Zhou Z., Wu T. et al. TNF-alpha-induced NF-kappaB activation upregulates microRNA-150-3p and inhibits osteogenesis of mesenchymal stem cells by targeting beta-catenin. Open Biol. 2016; 6(3): 150258.
42. Huang J., Chen L. IL-1 ß inhibits osteogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by activating FoxD3/ microRNA-496 to repress wnt signaling. Genesis 2017; 55(7).
43. Lin G., Liu B., Meng Z. et al. MiR-26a enhances invasive capacity by suppressing GSK3ß in human lung cancer cells. Exp. Cell Res. 2017; 352(2): 364-74.
44. Wang Q., Cai J., Cai X.H. et al. MiR-346 Regulates Osteogenic Differentiation of Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells by Targeting the Wnt/b-Catenin Pathway. PLoS One 2013; 8(9): e72266.
45. Jia J., Feng X., Xu W. et al. MiR-17-5p modulates osteoblastic differentiation and cell proliferation by targeting SMAD7 in non-traumatic osteonecrosis. Exp. Mol. Med. 2014; 46: e107.
46. Zhang Y., Xie R.L., Croce C.M. et al. A program of microRNAs controls osteogenic lineage progression by targeting transcription factor Runx2. PNAS USA 2011; 108(24): 9863-8.
47. Zuo B., Zhu J.F., Li J. et al. MicroRNA-103a functions as a mechano-sensitive microRNA to inhibit bone formation through targeting Runx2. Bone Miner. Res. 2015; 30(2): 330-45.
48. Xie H., Lim B., Lodish H.F. MicroRNAs induced during adipogenesis that accelerate fat cell development are downregulated in obesity. Diabetes 2009; 58(5): 1050-7.
49. Huang J., Zhao L., Xing L. et al. MicroRNA-204 regulates Runx2 protein expression and mesenchymal progenitor cell differentiation. Stem Cells 2010; 28(2): 357-64.
50. Liao L., Yang X., Su X. et al. Redundant miR-3077-5p and miR-705 mediate the shift of mesenchymal stem cell lineage commitment to adipocyte in osteoporosis bone marrow. Cell Death Dis. 2013; 4: e600.
51. Tomé M., Lôpez-Romero P., Albo C. et al. MUKpoPHK-335 orchestrates cell proliferation, migration and differentiation in human mesenchymal stem cells. Cell Death Differ. 2011; 18(6): 985-95.
52. McCully M., Conde J., Baptista P.V. et al. Nanoparticle-antagomiR based targeting of miR-31 to induce osterix and osteocalcin expression in mesenchymal stem cells. PLoS One 2018; 13(2): e0192562.
53. Deng Y., Wu S., Zhou H. et al. Effects of a miR-31, Runx2 and Satb2 regulatory loop on the osteogenic differentiation of bone mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2013; 22(16): 2278-86.
54. Baglio S.R., Devescovi V., Granchi D. et al. MicroRNA expression profiling of human bone marrow mesenchymal stem cells during osteogenic differentiation reveals Osterix regulation by miR-31. Gene 2013; 527(1): 321-31.
55. Li E., Zhang J., Yuan T. et al. MiR-143 suppresses osteogenic differentiation by targeting Osterix. Mol. Cell. Biochem. 2014; 390(1-2): 69-74.
56. Jia J., Tian Q., Ling S. et al. miR-145 suppresses osteogenic differentiation by targeting Sp7. FEBS Lett. 2013; 587(18): 3027-31.
57. Shi K., Lu J., Zhao Y. et al. MicroRNA-214 suppresses osteogenic differentiation of C2C12 myoblast cells by targeting Osterix. Bone 2013; 55(2): 487-94.
58. Martinez-Sanchez A., Dudek K.A., Murphy C.L. Regulation of Human Chondrocyte Function through Direct Inhibition of Cartilage Master Regulator SOX9 by MicroRNA-145 (miRNA-145). Biol. Chem. 2012; 287(2): 916-24.
59. Dharap A., Pokrzywa C., Murali S. et al. Mutual induction of transcription factor PPARy and microRNAs miR-145 and miR-329. Neurochem. 2015; 135(1): 139-46.
60. Zhang J.F., Fu W.M., He M.L. et al. MiR-637 maintains the balance between adipocytes and osteoblasts by directly targeting Osterix. Mol. Biol. Cell 2011; 22(21): 3955-61.
61. Yang L., Cheng P., Chen C. et al. MiR-93/Sp7 function loop mediates osteoblast mineralization. Bone Miner. Res. 2012; 27(7): 1598-606.
62. Itoh T., Nozawa Y., Akao Y. MicroRNA-141 and -200a are involved in bone morphogenetic protein-2-induced mouse pre-osteoblast differentiation by targeting distal-less homeobox 5. Biol. Chem. 2009; 284(29): 19272-9.
63. Okamoto H., Matsumi Y., Hoshikawa Y. et al. Involvement of microRNAs in regulation of osteoblastic differentiation in mouse induced pluripotent stem cells. PLoS One 2012; 7(8): e43800.
64. Huang J., Meng Y., Liu Y. et al. MicroRNA-320a regulates the osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by targeting HOXA10. Cell. Physiol. Biochem. 2016; 38(1): 40-8.
65. Wei J., Shi Y., Zheng L. et al. miR-34s inhibit osteoblast proliferation and differentiation in the mouse by targeting SATB2. J. Cell Biol. 2012; 197(4): 509-21.
66. Xie Q., Wang Z., Bi X. et al. Effects of miR-31 on the osteogenesis of human mesenchymal stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014; 446(1): 98-104.
67. Hu N., Feng C., Jiang Y. et al. Regulative Effect of Mir-205 on Osteo-genic Differentiation of Bone Mesenchymal Stem Cells (BMSCs): Possible Role of SATB2/Runx2 and ERK/MAPK Pathway. Int. J. Mol. Sci. 201 5; 16(5): 10491-506.
68. Zhao W., Wu C., Dong Y. et al. MicroRNA-24 Regulates Osteogenic Differentiation via Targeting T-Cell Factor-1. Int. J. Mol. Sci. 2015; 16(5): 11699-712.
69. Amelio I., Lena A.M., Bonanno E. et al. miR-24 affects hair follicle morphogenesis targeting Tcf-3. Cell Death Dis. 2013; 4(11): e922.
70. Li H., Xie H., Liu W. et al. A novel microRNA targeting HDAC5 regulates osteoblast differentiation in mice and contributes to primary osteoporosis in humans. Clin. Invest. 2009; 119(12): 3666-77.
71. Hu R., Liu W., Li H. et al. A Runx2/miR-3960/miR-2861 regulatory feedback loop during mouse osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2011; 286(14): 12328-39.
72. Wang X., Guo B., Li Q. et al. MiR-214 targets ATF4 to inhibit bone formation. Nat. Med. 2013; 19: 93-100.
73. Liu H., Liu Q., Wu X.P. et al. MiR-96 regulates bone metabolism by targeting osterix. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2018; 45(6): 602-13.
74. Yang N., Wang G., Hu C. et al. Tumor necrosis factor alpha suppresses the mesenchymal stem cell osteogenesis promoter miR-21 in estrogen deficiency-induced osteoporosis. Bone Miner. Res. 2013; 28(3): 559-73.
75. Wang Z., Lu Y., Zhang X. et al. Serum microRNA is a promising biomarker for osteogenesis imperfecta. Intractable Rare Dis. Res. 2012; 1(2): 81-5.
76. Sun K., Wang J., Liu F. et al. Ossotide promotes cell differentiation of human osteoblasts from osteogenesis imperfecta patients by up-regulating miR-145. Biomed. Pharmacother. 2016; 83: 1105-10.
77. Kaneto C.M., Lima P.S., Zanette D.L. et al. COL1A1 and miR-29b show lower expression levels during osteoblast differentiation of bone marrow stromal cells from Osteogenesis Imperfecta patients. BMC Med. Genet. 2014; 15: 45.
78. Chen P., Wei D., Xie B. et al. Effect and possible mechanism of network between microRNAs and RUNX2 gene on human dental follicle cells. J. Cell. Biochem. 2014; 115(2): 340-8.
79. Ge J., Guo S., Fu Y. et al. Dental Follicle Cells Participate in Tooth Eruption via the RUNX2-MiR-31-SATB2 Loop. Dent. Res. 2015; 94(7): 936-44.
80. Chang H., Wang Y., Liu H. et al. Mutant Runx2 regulates amelo-genesis and osteogenesis through a miR-185-5p-Dlx2 axis. Cell Death Dis. 2017; 8(12): 3221.
81. Rupaimoole R., Slack F.J. MicroRNA therapeutics: towards a new era for the management of cancer and other diseases. Nat. Rev. Drug Discov. 2017; 16(3): 203-22.
Поступила: 26.10.18
