Научная статья на тему 'МикроРНК в регуляции остеогенеза in vitro и in vivo: от фундаментальных механизмов к патогенезу заболеваний костной ткани'

МикроРНК в регуляции остеогенеза in vitro и in vivo: от фундаментальных механизмов к патогенезу заболеваний костной ткани Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

CC BY
248
57
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.
Ключевые слова
МИКРОРНК / BMP/SMAD СИГНАЛЬНЫЙ ПУТЬ / WNT/P-КАТЕНИН СИГНАЛЬНЫЙ ПУТЬ / ОСТЕОГЕННАЯ ДИФФЕРЕНЦИРОВКА / RUNX2 / OSTERIX / MICRORNA / BMP/SMAD SIGNALING PATHWAY / WNT/P-CATENIN SIGNALING PATHWAY / OSTEOGENIC DIFFERENTIATION

Аннотация научной статьи по фундаментальной медицине, автор научной работы — Галицына Е.В., Бухарова Т.Б., Васильев А.В., Гольдштейн Д.В.

В обзоре рассмотрено участие микрорНК в посттранскрипционной регуляции генов двух основных сигнальных путей остеогенной дифференцировки канонических BMP/SMAD и WNT/p-катенин. обозначено позитивное и негативное влияние микрорНК на остеогенную дифференцировку в различных клеточных культурах человека и животных, в том числе при выборе направления между адипо-, хондрои остеогенезом. описана роль микрорНК в патогенезе заболеваний костной ткани и перспективы разработки методов их диагностики и терапии.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Похожие темы научных работ по фундаментальной медицине , автор научной работы — Галицына Е.В., Бухарова Т.Б., Васильев А.В., Гольдштейн Д.В.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

MicroRNAs in the regulation of osteogenesis in vitro and in vivo: from fundamental mechanisms to bone diseases pathogenesis

The review examined the participation of microRNA in the posttranscriptional regulation of the genes of the two main signaling pathways of osteogenic differentiation canonical BMP/ SMAD and WNT/p-catenin. The positive and negative effects of microRNA on osteogenic differentiation in various cell cultures of humans and animals, including the choice of directions between adipo-, chondroand osteogenesis, are indicated. The role of miRNA in the pathogenesis of bone tissue diseases and the prospects for developing methods for their diagnosis and therapy are described.

Текст научной работы на тему «МикроРНК в регуляции остеогенеза in vitro и in vivo: от фундаментальных механизмов к патогенезу заболеваний костной ткани»

DOI: 10.23868/201903005

МикроРНК В РЕГУЛЯЦИИ ОСТЕОГЕНЕЗА iN ViTRO И iN ViVO: ОТ ФУНДАМЕНТАЛЬНЫХ МЕХАНИЗМОВ К ПАТОГЕНЕЗУ ЗАБОЛЕВАНИЙ КОСТНОЙ ТКАНИ

Е.В. Галицына1, Т.Б. Бухарова1, А.В. Васильев1, 2, Д.В. Гольдштейн1, 3

1 Медико-генетический научный центр, Москва, Россия

2 Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии, Москва, Россия

3 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Москва, Россия

MICRORNAS iW THE REGULATION OF OSTEOGENESIS iN ViTRO AND iN ViVO: FROM FUNDAMENTAL MECHANiSMS TO BONE DiSEASES PATHOGENESiS

E.V. Galitsyna1, T.B. Bukharova1, A.V. Vasilyev1, 2, D.V. Goldshtein1, 3

1 Research Centre for Medical Genetics, Moscow, Russia

2 Central Research Institute of Dental and Maxillofacial Surgery, Ministry of Health of the Russian Federation, Moscow, Russia

3 M.V. Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia

e-mail: snowbars888@yandex.ru

В обзоре рассмотрено участие микроРНК в посттранскрипционной регуляции генов двух основных сигнальных путей остеогенной дифференцировки — канонических BMP/SMAD и WNT/p-катенин. Обозначено позитивное и негативное влияние микроРНК на остеогенную дифференцировку в различных клеточных культурах человека и животных, в том числе при выборе направления между адипо-, хондро- и остеогенезом. Описана роль микрорНК в патогенезе заболеваний костной ткани и перспективы разработки методов их диагностики и терапии.

Ключевые слова: микроРНК, BMP/SMAD сигнальный путь, WNT/p-катенин сигнальный путь, остеогенная дифферен-цировка, Runx2, Osterix.

The review examined the participation of microRNA in the posttranscriptional regulation of the genes of the two main signaling pathways of osteogenic differentiation — canonical BMP/ SMAD and WNT/p-catenin. The positive and negative effects of microRNA on osteogenic differentiation in various cell cultures of humans and animals, including the choice of directions between adipo-, chondro- and osteogenesis, are indicated. The role of miRNA in the pathogenesis of bone tissue diseases and the prospects for developing methods for their diagnosis and therapy are described.

Keywords: microRNA, BMP/SMAD signaling pathway, WNT/p-catenin signaling pathway, osteogenic differentiation, Runx2, Osterix.

Введение

За два последних десятилетия появилось много сведений о значимой роли молекул микроРНК в регуляции генов при реализации программ остеогенной дифференцировки. Многочисленные исследования in vitro на культурах остеогенных предшественников и in vivo в модельных системах, как в норме, так и при различной патологии, вносят значимый вклад в понимание фундаментальных процессов остеогенной дифференцировки и могут быть использованы для разработки новых способов диагностики и лечения тяжелых заболеваний, связанных с нарушением формирования или регенерации костной ткани, таких как остеопороз, несовершенный остеогенез, клейдокраниальная дисплазия и др.

Механизм РНК-интерференции, открытый в 1998 г. [1], обеспечивает сайленсинг (замалчивание) генов на посттранскрипционном этапе экспрессии при помощи регуляторных некодирующих малых молекул РНК, таких как piPHK (piwi-interacting RNA), siPHK (small interfering RNA), rasiPHK (repeat associated small interfering RNA) и микроРНК. МикроРНК являются эндогенными двухцепочечными молекулами РНК длинной 18-25 нуклеотидов, экспрессирующимися в ядерном геноме. МикроРНК кодируются как отдельными генами, так и целыми кластерами. Последовательность микроРНК может находиться в интроне, некодирую-щей мРНК области экзона кодирующего белок гена или межгенном участке рядом с геном, с которого транскрибируется ее целевая мРНК [2, 3]. Молекулы микроРНК, пройдя необходимые стадии «созревания», связываются с З'-нетранслируемой областью (3'-UTR) мРНК-мишеней в цитоплазме клетки, вызывая их деградацию, деаденилирование или ингибирование трансляции [4] (рис. 1). Обычно последовательность

микроРНК комплементарна только небольшому участку целевой мРНК. Так называемая "seed"-последовательность на 5'-конце молекулы микроРНК, состоящая из 2-8 нуклеотидов, распознает уникальную последовательность 3'-1_1ТП ее целевой мРНК [2, 5]. Явление неполной комплементарности позволяет одной молекуле микроРНК распознавать ряд транс-криптов мРНК с одного или нескольких генов [6].

Молекулы микроРНК для научно-исследовательских целей или возможной терапии могут быть синтезированы

леградоция мРНК

Рис. 1. Биогенез и механизм действия микроРНК

Рис. 2. Участие молекул микроРНК в реализации WNT/p-катенин и ВМР/БМДй сигнальных путей при остеогенной дифференцировке

in vitro. Такие молекулы, используемые для усиления действия (сверхэкспрессии) исследуемых микроРНК, называются микроРНК-мимиками, а применяемые в качестве антагонистов, вызывающих деградацию микроРНК, — анти-микроРНК или антагомирами.

Сигнальные пути остеогенной дифференцировки

Индукция остеогенной дифференцировки может осуществляться с помощью нескольких сигнальных путей, наиболее хорошо изученными из которых являются Bone morphogenetic protein (BMP)/Small mothers against decapentaplegic (SMAD) и Wingless/Integrated (WND/p-катенин канонические пути. Передача сигналов по этим путям активирует экспрессию двух ключевых транскрипционных факторов программ остеогенной дифференцировки: Runt-related transcription factor 2 (Runx2) и Osterix (Osx) [7].

Сигнальный путь BMP-2/SMAD

Связывание внеклеточных лигандов семейства BMP с рецепторами Bone morphogenetic protein receptor (BMPR) инициирует их киназную активность, обеспечивая фосфорилирование сигнальных молекул SMAD1/5/8 и их связывание со SMAD4. Образовавшийся комплекс транслоцируется в ядро и инициирует экспрессию гена Runx2. В свою очередь, Runx2 стимулирует экспрессию более позднего маркера остеогенной дифференцировки — гена Osterix, совместно с которым осуществляется регуляция генов-маркеров, находящихся ниже в генном каскаде — Alkaline phosphatase (ALP), Bone sialoprotein (BSP), Osteocalcin (OCN), Osteopontin (OPN), Collagen type 1 (COL1) и др. [7]. SMAD6/7 выступают отрицательными регуляторными

молекулами, контролируя синтез Runx2 через Е3-убиквитинлигазы Smurfl и Smurf2, вызывая его про-теосомную деградацию [8, 9].

Сигнальный путь WNT/p-катенин

р-катенин является ключевой сигнальной молекулой канонического пути WNT/p-катенин. В отсутствие сигналов от внеклеточных лигандов WNT цитоплазма-тический р-катенин связан с комплексом деградации, состоящим из Casein kinase 1 (CK1), Axin, Glycogen synthase kinase-3p (GSK3p) и др. GSK3p и CK1 фосфо-рилируют р-катенин [10], после чего он подвергается убиквитинированию и последующей протеасомной деградации [11].

При взаимодействии внеклеточных лигандов WNT с трансмембранными рецепторами Frizzled (FZD) и Low density lipoprotein receptor-related protein (LRP), происходит активация цитоплазматического белка Dishevelled (DSH), который вместе с рецептором LRP связывается с комплексом деградации, вызывая его инактивацию. В результате прекращается фосфо-рилирование и деградация р-катенина, он накапливается в цитоплазме и транслоцируется в ядро, где в комплексе с транскрипционными факторами T-cell factor/lymphoid enhancer factor (TCF/LEF) активирует экспрессию гена Runx2 [12].

Лиганды Dickkopf-related protein 1 и 2 (DKK1, DKK2), Kremen2, Secreted frizzled related protein 2 (sFRP2), Sclerostin (SOST) и др. препятствуют связыванию белков WNT с рецепторами на поверхности клетки, предотвращая образование комплекса Frizzled/WNT/LRP и, таким образом, выступают негативными регуляторами WNT/p-катенин сигнального пути [13-15].

Регуляция экспрессии ключевых

транскрипционных факторов остеогенеза

В регуляции экспрессии гена Runx2 участвуют члены семейства Homeobox protein (Hox) белков, способные инициировать или репрессировать его активность. Muscle segment homeobox 2 (Msx2) активно экспрессируется в преостеобластах и подавляет транскрипционную активность Runx2. Уровень Distal-less homeobox 3/5 (Dlx3/5) возрастает на более поздних стадиях остеогенной диф-ференцировки, предотвращая ингибирующее воздействие Msx2, и активирует экспрессию гена Runx2. Кроме того, Msx2 и Dlx5 положительно регулируют экспрессию Osx с помощью независимого от Runx2 механизма [7, 16]. Special AT-rich sequence-binding protein 2 (SATB2) — белок ядерного матрикса, который ингибирует экспрессию Hoxa2 — отрицательного регулятора экспрессии Runx2 [17]. Транскрипционный регулятор Hoxa10 принимает участие в активации экспрессии Runx2, а также генов ALP, OCN и BSP независимо от Runx2 [18].

Участие микроРНК в регуляции остеогенеза in vitro и in vivo

МикроРНК участвуют в позитивной и негативной регуляции дифференцировки клеток костного диффе-рона посредством воздействия на различные гены, вовлеченные в пути реализации программ остеогенеза. МикроРНК участвуют во всех этапах передачи сигнала, воздействуя на мРНК лигандов, рецепторов, сигнальных молекул и регуляторов транскрипции (рис. 2).

BMP/SMAD сигнальный путь

Лиганды сигнального пути BMP/SMAD. В муль-типотентных мезенхимальных стромальных клетках человека (mesenchymal stem cells, MSC, ММСК) из различных источников найдены молекулы микроРНК-93^, микроРНК-106b-5p и микроРНК-140-5p, а в клетках линии остеобластов мыши MC3T3-E1 — микроРНК-370, нацеленные на 3'-UTR мРНК BMP-2, сверхэкспрессия которых ингибирует остеогенную дифференцировку [1922]. Подавление функции микроРНК-542-3p, мишенью которой является BMP-7, способствует экспрессии остеогенных генов-маркеров, увеличению активности Alp и минерализации внеклеточного матрикса (ВКМ) в остеобластах мыши, а у мышей с овариопорозом увеличивает объем костной ткани [23]. Сверхэкспрессия микроРНК-378, распознающей 3'-UTR мРНК BMP-4, препятствует развитию остеогенной дифференцировки в клетках линии миобластов мыши С2С12 [24].

Таким образом, микроРНК-93^, микроR-106b-5p, микроРНК-140-5p, микроРНК-370, микроРНК-378 и микроРНК-542^ оказывают негативное влияние на остеогенную дифференцировку, снижая количество внеклеточных лигандов группы BMP.

Рецепторы сигнального пути BMP/SMAD. Сверхэкспрессия микроРНК-125b, одним из целевых генов которой является 3'-UTR мРНК BMPR1B, снижает активность Alp и экспрессию Ocn в культурах ММСК костного мозга мыши mBMSC и ST2 при BMP-4-опосредованной остеогенной дифференцировке [25]. В культурах ММСК жировой ткани человека hADSC и hBMSCs сверхэкспрессия ориентированных на BMPR2 микроРНК-100 и микроРНК-153, соответственно, также негативно влияет на реализацию остеогенного потенциала [26, 27].

МикроРНК-100, микроРНК-153 и микроРНК-125b препятствуют образованию рецепторов BMP, снижая восприимчивость клеток к действию лигандов-аго-нистов, и таким образом ингибируют остеогенную дифференцировку.

Сигнальные молекулы пути BMP/SMAD. Область 3'-UTR мРНК Smadl является мишенью микроРНК-26a при остеогенной дифференцировке клеток в культуре ADSCs [28] и членов семейства микроРНК-30, играющих роль в подавлении остеогенеза in vitro в клетках линии остеобластов мыши MC3T3-E1 [29]. В процессе BMP-2-опосредованной дифференцировки клеток линий C2C12 и MC3T3 значительно снижается экспрессия микроРНК-135, микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p, нацеленных на 3'-UTR мРНК Smad5. Сверхэкспрессия данных молекул ингибирует остеогенную дифференцировку in vitro [30, 31]. Деградация микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p у мышей в модели ложной овариэктомии увеличивает формирование костной ткани и приводит к улучшению трабекулярной микроархитектуры кости [31]. SMAD5 является одной из мишеней микроРНК-21. Уровень белка SMAD5 возрастает при остеогенной дифференцировке клеток культуры hPDLSC, полученной из периодонтальной связки человека, а сверхэкспрессия микроРНК-21 подавляет остеогенез в этой культуре [32]. Та же молекула микроРНК-21 оказывает противоположное действие, усиливая остеогенез в клетках MC3T3-E1, и участвует в ингибировании трансляции Smad7, но не деградирует ее мРНК [33]. Показано, что при BMP-2-опосредованной дифферен-цировке SMAD7 является целью также для микроРНК-590-5p. При трансфекции клеточных культур hBMSC данными молекулами увеличивается минерализация ВКМ и экспрессия генов ALP и COL1 [8].

таргетирующие внутриклеточные сигнальные молекулы SMAD1/5 микроРНК-135, микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p ингибируют остеогенную дифференцировку, а микроРНК-590^, приводящая к деградации SMAD7, усиливает остеогенез in vitro. МикроРНК-21 вызывает противоположные эффекты в различных культурах, воздействуя на мРНК генов-мишеней SMAD5 и SMAD7.

WNT/ß-катенин сигнальный путь

Лиганды сигнального пути WNT/ß-катенин. Сверхэкспрессия микроРНК-410, связывающейся с 3'-UTR мРНК WNT3a, снижает уровень белка WNT3a и увеличивает транскрипцию и трансляцию хондро-генных маркеров: Collagen type 2 alpha 1 (COL2A1), Sex-determining region Y (SRY)-box 9 (SOX9), Aggrecan (ACAN) и Hyaluronan synthase 2 (HAS2) в культурах hBMSC [34]. МикроРНК-410 способствует хондроген-ной дифференцировке и является негативным регулятором остеогенеза.

Экспрессия микроРНК-29a в культурах остеобластов человека повышается при остеогенной дифферен-цировке. Сверхэкспрессия микроРНК-29a снижает уровень белков-лигандов DKK1, Kremen2 и sFRP2, способствуя передаче сигнала по пути Wnt/ß-катенин. Генами-мишенями данной микроРНК являются Dkk1, Kremen2 и sFRP2 [13]. Уровень микроРНК-218, нацеленной на Dkk2, sFRP2 и Sost, повышается при дифференцировке mBMSC [15]. В культурах hASC сверхэкспрессия микроРНК-218 увеличивает продукцию ALP, RUNX2, BSP и OCN, а ингибирование данной молекулы подавляет остеогенез [14]. При этом показано, что экспрессия микроРНК-29a индуцируется факторами, задействованными в Wnt/ß-катенин сигнальном пути. Таким образом, наблюдается положительная взаимная регуляция: молекулы микроРНК-29a и микроРНК-218 потен-циируют Wnt/ß-катенин-сигналинг, который в свою очередь индуцирует транскрипцию данных молекул [13, 14].

DKK1 также является мишенью для микроРНК-335-5р, сверхэкспрессия которой увеличивает фосфорилирова-ние GSK3ß и повышает уровень ß-катенина, способствуя передаче сигналов по пути Wnt/ß-катенин [35].

МикроРНК-29а, микроРНК-218 и микроРНК-335-5р, ингибирующие внеклеточные отрицательные регуляторы сигнального пути Wnt/ß-катенин, действуют как индукторы остеогенеза.

Рецепторы сигнального пути WNT/ß-катенин. Ингибирование молекул микроРНК-139-5р в культурах hBMSC усиливает остеогенную дифференцировку, повышая экспрессию генов ALP, RUNX2, COLI и OCN [36]. МикроРНК-139-5р деградирует мРНК рецептора FZD4 и тем самым ингибирует остеогенную дифференцировку. Рецептор этого же семейства FZD1 является мишенью микроРНК-204, также оказывающей негативное влияние на остеогенез in vitro [37].

Экспрессия микроРНК-23а, ориентированной на мРНК рецептора LRP5, снижается при остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMSCs, а инги-бирование данной молекулы способствует остеогенезу in vitro [38]. В клетках линии мышиных остеобластов MC3T3-E1 сверхэкспрессия микроРНК-375-3р, нацеленной на LRP5 и ß-катенин, приводит к резкому снижению экспрессии гена Runx2 и повышает уровень белка-лиганда Sost, ингибируя остеогенную дифферен-цировку [39]. МикроРНК-4739 также подавляет осте-огенез и стимулирует адипогенез в культурах hBMSC, таргетируя LRP3 [40].

Таким образом, микроРНК-23а, микроРНК-139-5р, микроРНК-204, микроРНК-375-3р и микроРНК-4739 ингибируют WNT-опосредованную остеогенную диффе-ренцировку, предотвращая формирование рецепторного комплекса fZd/LrP. МикроРНК-4739 является регу-ляторной молекулой, задействованной в переключении программы дифференцировки между адипогенезом и остеогенезом.

Сигнальные молекулы пути WNT/ß-катенин. При остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMMSC экспрессия микроРНК-150-3р и микроРнК-496, индуцированная цитокинами TNF-a и IL-1ß, соответственно, понижает уровень ß-катенина и маркеров остеогенеза, а также уменьшает минерализацию ВКМ. Мишенью данных микроРНК является 3'-UTR мРНК ß-катенина [41, 42]. С этим же транскриптом связывается микроРНК-139-5р, сверхэкспрессия которой ингибирует остеогенную диффе-ренцировку hBMSC [36].

МикроРНК-139-5р, микроРНК-496 и микроРНК-150-3р, деградирующие мРНК ß-катенина, ингибируют остеогенную дифференцировку hBMSC, при этом микроРНК-496 и микроРНК-150-3р могут участвовать в регуляции остеогенеза при воспалении.

сверхэкспрессия микроРНК-26а и микроРНК-346 способствует Wnt-опосредованной остеогенной дифференцировке клеток в культуре hBMSC, увеличивая экспрессию ß-катенина, его накопление в ядре, а также экспрессию генов Cyclin D1, c-Myc, TCF-1 и LEF-1. Целью микроРНК-26а и микроРНК-346 является 3'-UTR мРНК GSK3ß [43, 44]. Следовательно, микроРНК-26а и микроРНК-346 стимулируют осте-огенную дифференцировку, подавляя трансляцию GSK3ß. При этом, как было сказано выше, в ММСК, полученных из жировой ткани мыши, микроРНК-26а ингибирует остеогенную дифференцировку, тарге-тируя Smad1, тем самым подавляя сигнальный путь BMP [28]. таким образом, одна и та же молекула микроРНК-26а выполняет различную функцию в зависимости от тканевой принадлежности клеток.

МикроРНК-17-5p, мишенью которой является SMAD7, способствует ядерной транслокации ß-катенина, повышению экспрессии COL1A1, и в результате приводит к пролиферации и остеогенной дифференцировке клеток hBMSC [45].

МикроРНК, нацеленные на негативные регуляторы остеогенеза GSK3ß и SMAD7, способствуют остеогенезу в культурах hBMSC.

регуляторы экспрессии ключевых транскрипционных факторов остеогенеза

Были найдены 11 микроРНК, таргетирующие 3'-UTR мРНК Runx2 и негативно регулирующие остеогенную дифференцировку в клетках различных мышиных линий: микроРНК-23а, микроРНК-30с, микроРНК-34с, микроРНК-133а, микроРНК-135а, микроРНК-137, микроРНК-204, микроРНК-205, микроРНК-217, микроРНК-218 и микроРНК-338. При этом в клетках линии MC3T3-E1 микроРНК-218, вероятно, связывается и с другими мишенями, умеренно увеличивая уровень белка Runx2 [46]. На клетках той же линии подтверждено участие членов семейства микроРНК-30 (а, b, с и d) в отрицательной регуляции BMP-2-опосредованной остеогенной дифференцировке путем таргетирования Runx2, а также Smad1 [29]. Ингибирующее действие микроРНК-133, также ориентированной на Runx2, при BMP-индуцированном сигналинге показано на клеточных линиях C2C12 и MC3T3 [30]. При остеогенной дифференцировке остеобластов линии hFOB 1.19, индуцированной циклическим механическим растяжением (CMS), снижается экспрессия микроРНК-103, непосредственно нацеленной на мРНК гена RUNX2, а ее ингибирование увеличивает уровень белка RUNX2. Роль механочувстви-тельной микроРНК-103 в подавлении остеогенеза была подтверждена in vivo [47]. Ранее было показано участие данной молекулы в активации адипогенеза in vitro: эктопическая экспрессия микроРНК-103 способствовала дифференцировке адипоцитов, увеличивая экспрессию маркера адипогенеза Peroxisome proliferator-activated receptor у2 (PPARy2) [48]. Также в выборе пути между адипогенной и остеогенной дифференцировкой участвуют микроРНК-204, микроРНК-211, микроРНК-705 и микроРНК-3077-5р, мишенью которых является RUNX2. Уровень экспрессии этих молекул обратно пропорционален количеству белка RUNX2 в культурах BMSC. Данные микроРНК опосредуют коммитирование культур BMSC в направлении адипогенеза [49, 50]. Наконец, найдена еще одна микроРНК, также таргетирующая RUNX2, микроРНК-335, подавляющая пролиферацию, миграцию, а также остеогенный и адипогенный потенциалы hBMSC [51]. Таким образом, выявлен большой пул микроРНК, геном-мишенью которой является RUNX2. Все обнаруженные молекулы подавляют остеогенную диффе-ренцировку, а некоторые играют важную роль в переключении путей между остеогенезом и адипогенезом in vitro.

МикроРНК-31 активно экспрессируется в клетках линии остеосаркомы человека MG63s [52], а в культурах rBMSCs экспрессия этой молекулы постепенно снижается во время остеогенной дифференцировки [53]. Ингибирование микроРНК-31 приводит к увеличению уровня белков OSX и OCN в этих клетках [52, 53]. Сверхэкспрессия микроРНК-31 в культуре BMSCs значительно уменьшает экспрессию остеогенных маркеров OPN, BSP, OSX и OCN, но не транскрипционного фактора Runx2. Выявлено, что микроРНК-31 ингибирует экспрессию OSX, связываясь с его мРНК [54]. Также OSX является мишенью для микроРНК-143 [55], микроРНК-145 [56] и микроРНК-214 [57], которые подавляют остеогенную

дифференцировку в клеточных линиях С2С12 и MC3T3-E1. При этом воздействие микроРНК-145 на культуры хондроцитов человека вызывает снижение экспрессии генов внеклеточного матрикса хряща — COL2A1 и ACAN и повышение экспрессии RUNX2. Было показано, что прямой мишенью микроРНК-145 является Sox9 — ключевой транскрипционный фактор хондрогенеза [58]. Позднее была обнаружена обратная связь между экспрессией микроРНК-145 и PpARy — маркера адипоге-неза. Показано, что промотор гена PPARj имеет сайты связывания для микроРНК-145, а трансфекция мимиками микроРНК-145 повышает уровень мРНК PPARy [59]. Нацеленная на тот же транскрипт микроРНК-637, участвует в регуляции как остеогенной, так и адипогенной дифференцировки, являясь переключателем данных программ [60]. Сверхэкспрессия молекулы микроРНК-93, таргетирующей Osx в остеобластах мыши, останавливает остеогенную дифференцировку во время минерализации остеоидного матрикса, снижая экспрессию белка Osx, и не влияя на уровень ее мРНК. Сверхэкспрессия Osx уменьшает транскрипцию микроРНК-93, тогда как блокирование его экспрессии усиливает транскрипцию данной молекулы [61]. МикроРНК-31, микроРНК-93, микроРНК-143, микроРНК-145 и микроРНК-637, ингибирующие активность гена OSX, играют важную роль в регуляции не только остеогенеза, а также адипо- и хондрогенеза.

Экспрессия микроРНК-141 и микроРНК-200a снижается во время ранней BMP-2-индуцированной остеогенной дифференцировки, а сверхэкспрессия этих молекул значительно ингибирует данный процесс, снижая экспрессию остеогенных маркеров и активность ALP. Общей мишенью этих молекул является мРНК Dlx5 [62]. Экспрессия ориентированной на тот же транскрипт микроРНК-124а снижается при BMP-4-опосредованном остеогенезе в культуре плюрипотентных клеток мыши [63].

Транскрипт гена HOXA10 является прямой мишенью микроРНК-320a, микроРНК-705 и микроРНК-3077-5p [50, 64]. Сверхэкспрессия микроРНК-320a значительно подавляет остеогенез, вызывая снижение экспрессии H0XA10, RUNX2, ALP и OC, минерализации ВКМ и ингибирование активности ALP в клеточной культуре hBMSC, тогда как ингибирование микроРНК-320a имеет противоположные эффекты [64].

МикроРНК-34Ь и микроРнК-34c ингибируют пролиферацию остеобластов, подавляя накопление Cyclin D1, Cyclin-dependent kinase 4 и 6 (Cdk4 и Cdk6), и блокируют их терминальную дифференцировку, деградируя мРНК белка-лиганда Satb2 в культуре первичных остеобластов мыши [65]. Анализ in vivo показал, что микроРНК-34Ь и микроРНК-34c подавляют дифференцировку и пролиферацию остеобластов, снижая костную массу, но не вызывая резорбцию кости, что подчеркивает важность этих молекул в процессах развития и регенерации костной ткани [65]. Сверхэкспрессия микроРНК-31 и микроРНК-205 ингибирует остеогенную дифференци-ровку в культурах hMSC и rBMSC, соответственно. Обе молекулы также нацелены на SATB2 и их воздействие зависит от уровня SATB2 [66, 67].

Экспрессия микроРНК-24, связывающейся с 3'-UTR Tcf-1, снижается во время остеогенной дифференцировки mBMSCs и клеток линии MC3T3-E1. Сверхэкспрессия данной молекулы значительно ингибирует остеогенную дифференцировку. В клетках остеосаркомы SaOS-2 геном-мишенью микроРНК-24 является TCF-3 [68, 69].

В культуре ST2, полученной из костного мозга мыши, было обнаружено, что микроРНК-2861 и микроРНК-3960 транскрибируются вместе с одного полицистрона и способствуют BMP-2-индуцированной

остеогенной дифференцировке, увеличивая экспрессию Runx2. Их генами-мишенями являются ингибиторы Runx2: Histone deacetylase 5 (HDAC5) — для микроРНК-2861 и HOXA2 — для микроРНК-3960. Показано, что сверхэкспрессия Runx2 индуцирует транскрипцию микроРНК-2861 и микроРНК-3960, а нокдаун Runx2, напротив, ослабляет транскрипцию микроРНК-2861 и микроРНК-3960 [70, 71].

Таким образом, выявлено большое число микроРНК, мишенями которых являются факторы, принимающие непосредственное участие в регуляции транскрипции при остеогенной дифференцировке, инициированной BMP/SMAD и WNT/ß-катенин сигнальными путями.

Участие микроРНК в развитии заболеваний костной ткани

Остеопороз

У пожилых пациентов с частыми переломами, свидетельствующими о развитии остеопороза (ОП), в образцах бедренных костей было обнаружено повышение уровня микроРНК-214, а в сыворотке крови — микроРНК-96, нацеленных на ген OSX [72, 73]. В in vivo моделях ОП, вызванного овариоэктомией и(или) снижением нагрузки на заднюю конечность, увеличение объема и плотности костной ткани наблюдались при подавлении функций микроРНК-103a, микроРНК-705, микроРНК-3077^ (мишень — мРНК гена Runx2), микроРНК-542^ (мишень — мРНК гена BMP-7), микроРНК-106b-5p и микроРНК-17-5p (мишень — мРНК гена Smad5), а также при повышении уровня микроРНК-21 (мишень — мРНК гена Spryl) [23, 31, 47, 50, 74]. В культурах hBMSC, полученных из костного мозга бедренной кости, предплечья или позвоночника пациентов с ОП, ингибирование микроРНК-96, усиливало остеогенную дифференцировку [73]. Экспериментальные данные свидетельствуют о важной роли микроРНК-17-5p, микроРНК-96, микроРНК-103a, микроРНК-106b-5p, микроРНК-214, микроРНК-542^, микроРНК-705 и микроРНК-3077^ в патогенезе ОП. Ингибирование активности данных молекул может быть потенциальной терапевтической стратегией для улучшения состояния больных ОП, а сами молекулы могут рассматриваться как биомаркеры заболевания [23, 31, 47, 50, 72, 73].

Несовершенный остеогенез

В сыворотке крови пациентов с несовершенным остеогенезом (НО) было обнаружено повышение уровня микроРНК-21, микроРНК-26a, микроРНК-30e и снижение количества микроРНК-29a, микроРНК-29b, микроРНК-34а микроРНК-133a, микроРНК-145, микроРНК-210, микроРНК-489 и микроРНК-1297 [75]. Участие микроРНК-145, мишенью которой является OSX, в развитии НО было подтверждено позднее на культурах остеобластов пациентов с НО: наблюдалось уменьшение уровня микроРНК-145 и экспрессии RUNX2. При транс-фекции культур мимиками микроРНК-145 возрастали уровни OSX, RUNX2, TCF-1 и ß-катенина, подтверждая участие микроРНК-145 в активации сигнального пути WNT [76]. В клеточных культурах hBМSC, полученных из костного мозга гребня подвздошной кости от пациентов с НО, было зафиксировано снижение экспрессии COL1A1 и микроРнК-29Ь. Предполагается, что активация транскрипции микроРНК-29Ь зависит от количества мРНК COL1A1, и низкий уровень экспрессии COL1A1 у пациентов с НО недостаточен для индукции микроРНК-29b [77]. Таким образом, для пациентов с НО может быть актуальна терапия, направленная на увеличение экспрессии определенных микроРНК.

Клейдокраниальная дисплазия

В культурах клеток, выделенных из зубных фолликулов (DFC) пациентов с клейдокраниальной дисплазией (ККД), было обнаружено повышение экспрессии 69 микроРНК и снижение уровня 54 микроРНК (в числе которых микроРНК-23Ь, микроРНК-93, микроРНК-204, микроРНК-214, микроРНК-218) [78]. В клеточной культуре DFCs, полученной из зубных фолликулов пациента с мутацией p.634T>G,p.T212P в гене RUNX2, при остеогенной дифференцировке был повышен уровень микроРНК-31 (ориентированной на SATB2 и OSX) и снижена экспрессия генов RUNX2 и SATB2. Эндогенный нокдаун микроРНК-31 приводил к увеличению экспрессии SATB2 и RUNX2 [79]. Перекрестное ингибирование между экспрессией гена RUNX2 и микроРНК может быть одним из ключевых регуляторных механизмов диффе-ренцировки DFC при ККД и являться причиной задержки прорезывания зубов у пациентов. При трансфекции клеток линий LS8 и MC3T3-E1 векторами, несущими ген RUNX2 с одной из трех точечных мутаций — R190W13x, R225Q14 и A362V4, зафиксировано увеличение экспрессии микроРНК-185-5p, нацеленной на ген Dlx2. Сверхэкспрессия данной молекулы снижала экспрессию Alp при остеогенной дифференцировки клеток линии MC3T3-E1. Таким образом, было показано, что точечные мутации в гене Runx2 при ККД индуцируют экспрессию микроРНК, выполняющей роль отрицательного регулятора остеогенеза [80]. Поиск регуляторных молекул, задействованных в патогенезе ККД, является важным шагом на пути к эффективной терапии этих заболеваний.

Нетравматический остеонекроз

В культурах hBMSC, полученных их костного мозга проксимального отдела бедренной кости пациентов с нетравматическим остеонекрозом, был значительно снижен уровень экспрессии микроРНК-17-bp, связывающейся с транскриптом гена SMAD7. Ингибирование микроРНК-17-5p усиливало пролиферацию и остеоген-ную дифференцировку клеток hBMSC. Предполагается, что нарушение взаимодействий микроРНК-17-5p, SMAD7 и р-катенина, может способствовать патогенезу нетравматического остеонекроза [45].

заключение

В настоящее время обнаружено много молекул микроРНК, участвующих в регуляции остеогенной дифференцировки на всех ее этапах от взаимодействия

ЛИТЕРАТУРА:

1. Fire A., Xu S., Montgomery M.K. et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature 1998; 391(6669): 806-11.

2. Лебедев Т.Д., Спирин П.В., Прасолов В.С. Перенос и экспрессия малых интерферирующих РНК в клетках млекопитающих с помощью лентивирусных векторов. Acta naturae 2013; 2(17): 7-18. (Lebedev T.D., Spirin P.V., Prasolov V.S. Transfer and expression of small interfering RNA in mammalian cells using lentiviral vectors. Acta naturae 2013; 2 (17): 7-18).

3. Monteys A.M., Spengler R.M., Wan J. et al. Structure and activity of putative intronic miRNA promoters. RNA 2010; 16(3): 495-505.

4. Никитенко Н.А., Прасолов В.С. Невирусные методы доставки и терапевтическое применение малых интерферирующих РНК. Acta naturae 2013; 3(18): 36-56. (Nikitenko N.A., Prasolov V.S. Non-viral delivery methods and therapeutic uses of small interfering RNAs. Acta naturae 2013; 3 (18): 36-56).

5. Carthew R.W., Sontheimer E.J. Origins and Mechanisms of miR-NAs and siRNAs. Cell 2009; 136(4): 642-55.

6. Alexander R., Lodish H., Sun L. MicroRNAs in adipogenesis and as therapeutic targets for obesity. Expert Opin. Ther. Targets 2011; 15(5): 623-36.

7. Кожевникова М.Н., Микаелян А.С., Старостин В.И. Молекулярно-генетические основы регуляции остеогенной дифференцировки мезен-химных стромальных клеток. Известия РАН. Серия биологическая 2008; 3: 261-71. (Kozhevnikova M.N., Mikaelyan A.S., Starostin V.I. Molecular and

лигандов сигнальных путей с рецепторами до транскрипции. В зависимости от мишени, микроРНК могут являться как негативными регуляторами остеогенеза, так и инициировать этот процесс. Выявлены молекулы, выступающие в роли триггерных переключателей при выборе судьбы мультипотентных предшественников — дифференцировке в клетки костной, хрящевой или жировой ткани.

Обнаружено изменение уровня экспрессии целого ряда микрорНК у пациентов с различными заболеваниями костной ткани, что может служить ключом к расшифровке патогенетических механизмов развития этих состояний и являться значимым диагностическим биомаркером при постановке диагноза. Подходы, направленные на увеличение или уменьшение количества аномально-экспрессирующихся микроРНК, могут быть использованы в терапевтических стратегиях для многих заболеваний. Эффективность применения таких потенциальных терапевтических приемов, основанных на подавлении функций микроРНК путем введения анти-микроРНК, уже показана в in vivo моделях остеопо-роза и других заболеваний костной ткани. Кроме того, в настоящее время проводится ряд клинических исследований I или II фазы с использованием анти-микроРНК или микроРНК-мимик для терапии гепатита С, диабета II типа и ряда онкологических заболеваний [81], что обозначает тенденцию к применению данных стратегий в клинической практике.

следует отметить, что залогом успеха разрабатываемых терапевтических методов является применение безопасных и эффективных способов доставки анти-микроРНК в клетки. Используемые в настоящее время липофильные и поликатионные трансфицирующие агенты обладают недостаточной эффективностью, а вирусные методы доставки небезопасны, что требует их серьезной доработки для широкого применения в клинической практике. Разработка и модификация систем доставки анти-микроРНК в сочетании с новыми данными о роли микроРНК в патогенезе заболеваний костной ткани может привести к разработке современных терапевтических платформ для эффективного лечения тяжелых инвалидизирующих дегенеративно-дистрофических заболеваний костей.

Благодарности

Работа выполнена за средства государственного задания для ФГБНУ «МГНЦ».

genetic regulation of osteogenic differentiation of mesenchymal stromal cells. Biology Bulletin 2008; 3: 261-71).

8. Vishal M., Vimalraj S., Ajeetha R. et al. MicroRNA-590-5p Stabilizes Runx2 by Targeting Smad7 During Osteoblast Differentiation. Cell. Physiol. 2017; 232(2): 371-80.

9. Shen R., Chen M., Wang Y.J. et al. Smad6 interacts with Runx2 and mediates Smad ubiquitin regulatory factor 1-induced Runx2 degradation. Biol. Chem. 2006; 281(6): 3569-76.

10. Polakis P. Casein kinase 1: a Wnt'er of disconnect. Curr. Biol. 2002; 12(14): R499-R501.

11. Hart M., Concordet J.P., Lassot I. et al. The F-box protein beta-TrCP associates with phosphorylated beta-catenin and regulates its activity in the cell. Curr. Biol. 1999; 9(4): 207-10.

12. Cadigan K.M., Liu Y.I. Wnt signaling: complexity at the surface. Cell Sci. 2006; 119(Pt 3): 395-402.

13. Kapinas K., Kessler C., Ricks T. et al. MiR-29 modulates Wnt signaling in human osteoblasts through a positive feedback loop. Biol. Chem. 2010; 285(33): 25221-31.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

14. Zhang W.B., Zhong W.J., Wang L. A signal-amplification circuit between miR-218 and Wnt/beta-catenin signal promotes human adipose tissue-derived stem cells osteogenic differentiation. Bone 2014; 58: 59-66.

15. Hassan M.Q., Maeda Y., Taipaleenmaki H. et al. miR-218 directs a Wnt signaling circuit to promote differentiation of osteoblasts and osteo-mimicry of metastatic cancer cells. Biol. Chem. 2012; 287(50): 42084-92.

16. Matsubara T., Kida K., Yamaguchi A. et al. BMP2 regulates Osterix through Msx2 and Runx2 during osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2008; 283(43): 29119-25.

17. Dobreva G., Chahrour M., Dautzenberg M. et al. SATB2 is a multifunctional determinant of craniofacial patterning and osteoblast differentiation. Cell 2006; 125(5): 971-86.

18. Hassan M.Q., Tare R., Lee S.H. et al. H0XA10 Controls Osteoblasto-genesis by Directly Activating Bone Regulatory and Phenotypic Genes. Mol. Cell. Biol. 2007; 27(9): 3337-52.

19. Hwang S., Park S.K., Lee H.Y. et al. Mir-140-5p suppresses BMP2-mediated osteogenesis in undifferentiated human mesenchymal stem cells. FEBS Lett. 2014; 588(17): 2957-63.

20. Zhang Y., Wei Q.S., Ding W.B. et al. Increased microRNA-93-5p inhibits osteogenic differentiation by targeting bone morphogenetic pro-tein-2. PLoS One 2017; 12(8): e0182678.

21. Liu K., Jing Y., Zhang W. et al. Silencing miR-106b accelerates osteogenesis of mesenchymal stem cells and rescues against glucocorticoid-induced osteoporosis by targeting BMP2. Bone 2017; 97: 130-8.

22. Itoh T., Ando M., Tsukamasa Y. et al. Expression of BMP-2 and Ets1 in BMP-2-stimulated mouse pre-osteoblast differentiation is regulated by microRNA-370. FEBS Lett. 2012; 586(12): 1693-701.

23. Kureel J., Dixit M., Tyagi A.M. et al. MiR-542-3p suppresses osteoblast cell proliferation and differentiation, targets BMP-7 signaling and inhibits bone formation. Cell Death Dis. 2014; 5: e1050.

24. Ju H., Yang Y., Sheng A. et al. MicroRNA-378 promotes myogenic differentiation by targeting BMP4. Mol. Med. Rep. 2016; 13(3): 2194-200.

25. Yao Y., Reheman A., Xu Y. et al. MiR-125b Contributes to Ovarian Granulosa Cell Apoptosis Through Targeting BMPR1B, a Major Gene for Sheep Prolificacy. Reprod. Sci. 2019; 26(2): 295-305.

26. Zeng Y., Qu X., Li H. et al. MicroRNA-100 regulates osteogenic differentiation of human adipose-derived mesenchymal stem cells by targeting BMPR2. FEBS lett. 2012; 586(16): 2375-81.

27. Cao Y., LV Q., LV C. MicroRNA-1 53 suppresses the osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells by targeting bone morpho-genetic protein receptor type II. Int. J. Mol. Med. 2015; 36(3): 760-6.

28. Su X., Liao L., Shuai Y. et al. MiR-26a functions oppositely in osteo-genic differentiation of BMSCs and ADSCs depending on distinct activation and roles of Wnt and BMP signaling pathway. Cell Death Dis. 2015; 6(8): e1851.

29. Wu T., Zhou H., Hong Y. et al. MiR-30 family members negatively regulate osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2012; 287(10): 7503-11.

30. Li Z., Hassan M.Q., Volinia S. et al. A microRNA signature for a BMP2-induced osteoblast lineage commitment program. PNAS USA 2008; 105(37): 13906-11.

31. Fang T., Wu Q., Zhou L. et al. miR-106b-5p and miR-17-5p suppress osteogenic differentiation by targeting Smad5 and inhibit bone formation. Exp. Cell Res. 2016; 347(1): 74-82.

32. Wei F., Yang S., Guo Q. MicroRNA-21 regulates Osteogenic Differentiation of Periodontal Ligament Stem Cells by targeting Smad5. Sci. Rep. 2017; 7(1): 16608.

33. Li H., Yang F., Wang Z. et al. MicroRNA-21 promotes osteogenic differentiation by targeting small mothers against decapentaplegic 7. Mol. Med. Rep. 2015; 12(1): 1561-7.

34. Zhang Y., Huang X., Yuan Y. MicroRNA-410 promotes chon-drogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells through down-regulating Wnt3a. Am. J. Transl. Res. 2017; 9(1): 136-145.

35. Zhang J., Tu Q., Bonewald L.F. et al. Effects of miR-335-5p in modulating osteogenic differentiation by specifically downregulating Wnt antagonist DKK1. Bone Miner. Res. 2011; 26(8): 1953-63.

36. Long H., Sun B., Cheng L. et al. miR-139-5p Represses BMSC Osteogenesis via Targeting Wnt/ß-Catenin Signaling Pathway. DNA Cell Biol. 2017; 36(8): 715-24.

37. Li G., Luna C., Qiu J. et al. Role of miR-204 in the regulation of apoptosis, endoplasmic reticulum stress response, and inflammation in human trabecular meshwork cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52(6): 2999-3007.

38. Li T., Li H., Wang Y. et al. microRNA-23a inhibits osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by targeting LRP5. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2016; 72: 55-62.

39. Sun T., Li C.T., Xiong L. et al. MiR-375-3p negatively regulates osteogenesis by targeting and decreasing the expression levels of LRP5 and ß-catenin. PLoS One 2017; 12(2): e0171281.

40. Elsafadi M., Manikandan M., Alajez N.M. et al. MicroRNA-4739 regulates osteogenic and adipocytic differentiation of immortalized human bone marrow stromal cells via targeting LRP3. Stem Cell Res. 2017; 20: 94-104.

41. Wang N., Zhou Z., Wu T. et al. TNF-alpha-induced NF-kappaB activation upregulates microRNA-150-3p and inhibits osteogenesis of mesenchymal stem cells by targeting beta-catenin. Open Biol. 2016; 6(3): 150258.

42. Huang J., Chen L. IL-1 ß inhibits osteogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by activating FoxD3/ microRNA-496 to repress wnt signaling. Genesis 2017; 55(7).

43. Lin G., Liu B., Meng Z. et al. MiR-26a enhances invasive capacity by suppressing GSK3ß in human lung cancer cells. Exp. Cell Res. 2017; 352(2): 364-74.

44. Wang Q., Cai J., Cai X.H. et al. MiR-346 Regulates Osteogenic Differentiation of Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells by Targeting the Wnt/b-Catenin Pathway. PLoS One 2013; 8(9): e72266.

45. Jia J., Feng X., Xu W. et al. MiR-17-5p modulates osteoblastic differentiation and cell proliferation by targeting SMAD7 in non-traumatic osteonecrosis. Exp. Mol. Med. 2014; 46: e107.

46. Zhang Y., Xie R.L., Croce C.M. et al. A program of microRNAs controls osteogenic lineage progression by targeting transcription factor Runx2. PNAS USA 2011; 108(24): 9863-8.

47. Zuo B., Zhu J.F., Li J. et al. MicroRNA-103a functions as a mechano-sensitive microRNA to inhibit bone formation through targeting Runx2. Bone Miner. Res. 2015; 30(2): 330-45.

48. Xie H., Lim B., Lodish H.F. MicroRNAs induced during adipogenesis that accelerate fat cell development are downregulated in obesity. Diabetes 2009; 58(5): 1050-7.

49. Huang J., Zhao L., Xing L. et al. MicroRNA-204 regulates Runx2 protein expression and mesenchymal progenitor cell differentiation. Stem Cells 2010; 28(2): 357-64.

50. Liao L., Yang X., Su X. et al. Redundant miR-3077-5p and miR-705 mediate the shift of mesenchymal stem cell lineage commitment to adipocyte in osteoporosis bone marrow. Cell Death Dis. 2013; 4: e600.

51. Tomé M., Lôpez-Romero P., Albo C. et al. MUKpoPHK-335 orchestrates cell proliferation, migration and differentiation in human mesenchymal stem cells. Cell Death Differ. 2011; 18(6): 985-95.

52. McCully M., Conde J., Baptista P.V. et al. Nanoparticle-antagomiR based targeting of miR-31 to induce osterix and osteocalcin expression in mesenchymal stem cells. PLoS One 2018; 13(2): e0192562.

53. Deng Y., Wu S., Zhou H. et al. Effects of a miR-31, Runx2 and Satb2 regulatory loop on the osteogenic differentiation of bone mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2013; 22(16): 2278-86.

54. Baglio S.R., Devescovi V., Granchi D. et al. MicroRNA expression profiling of human bone marrow mesenchymal stem cells during osteogenic differentiation reveals Osterix regulation by miR-31. Gene 2013; 527(1): 321-31.

55. Li E., Zhang J., Yuan T. et al. MiR-143 suppresses osteogenic differentiation by targeting Osterix. Mol. Cell. Biochem. 2014; 390(1-2): 69-74.

56. Jia J., Tian Q., Ling S. et al. miR-145 suppresses osteogenic differentiation by targeting Sp7. FEBS Lett. 2013; 587(18): 3027-31.

57. Shi K., Lu J., Zhao Y. et al. MicroRNA-214 suppresses osteogenic differentiation of C2C12 myoblast cells by targeting Osterix. Bone 2013; 55(2): 487-94.

58. Martinez-Sanchez A., Dudek K.A., Murphy C.L. Regulation of Human Chondrocyte Function through Direct Inhibition of Cartilage Master Regulator SOX9 by MicroRNA-145 (miRNA-145). Biol. Chem. 2012; 287(2): 916-24.

59. Dharap A., Pokrzywa C., Murali S. et al. Mutual induction of transcription factor PPARy and microRNAs miR-145 and miR-329. Neurochem. 2015; 135(1): 139-46.

60. Zhang J.F., Fu W.M., He M.L. et al. MiR-637 maintains the balance between adipocytes and osteoblasts by directly targeting Osterix. Mol. Biol. Cell 2011; 22(21): 3955-61.

61. Yang L., Cheng P., Chen C. et al. MiR-93/Sp7 function loop mediates osteoblast mineralization. Bone Miner. Res. 2012; 27(7): 1598-606.

62. Itoh T., Nozawa Y., Akao Y. MicroRNA-141 and -200a are involved in bone morphogenetic protein-2-induced mouse pre-osteoblast differentiation by targeting distal-less homeobox 5. Biol. Chem. 2009; 284(29): 19272-9.

63. Okamoto H., Matsumi Y., Hoshikawa Y. et al. Involvement of microRNAs in regulation of osteoblastic differentiation in mouse induced pluripotent stem cells. PLoS One 2012; 7(8): e43800.

64. Huang J., Meng Y., Liu Y. et al. MicroRNA-320a regulates the osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells by targeting HOXA10. Cell. Physiol. Biochem. 2016; 38(1): 40-8.

65. Wei J., Shi Y., Zheng L. et al. miR-34s inhibit osteoblast proliferation and differentiation in the mouse by targeting SATB2. J. Cell Biol. 2012; 197(4): 509-21.

66. Xie Q., Wang Z., Bi X. et al. Effects of miR-31 on the osteogenesis of human mesenchymal stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014; 446(1): 98-104.

67. Hu N., Feng C., Jiang Y. et al. Regulative Effect of Mir-205 on Osteo-genic Differentiation of Bone Mesenchymal Stem Cells (BMSCs): Possible Role of SATB2/Runx2 and ERK/MAPK Pathway. Int. J. Mol. Sci. 201 5; 16(5): 10491-506.

68. Zhao W., Wu C., Dong Y. et al. MicroRNA-24 Regulates Osteogenic Differentiation via Targeting T-Cell Factor-1. Int. J. Mol. Sci. 2015; 16(5): 11699-712.

69. Amelio I., Lena A.M., Bonanno E. et al. miR-24 affects hair follicle morphogenesis targeting Tcf-3. Cell Death Dis. 2013; 4(11): e922.

70. Li H., Xie H., Liu W. et al. A novel microRNA targeting HDAC5 regulates osteoblast differentiation in mice and contributes to primary osteoporosis in humans. Clin. Invest. 2009; 119(12): 3666-77.

71. Hu R., Liu W., Li H. et al. A Runx2/miR-3960/miR-2861 regulatory feedback loop during mouse osteoblast differentiation. Biol. Chem. 2011; 286(14): 12328-39.

72. Wang X., Guo B., Li Q. et al. MiR-214 targets ATF4 to inhibit bone formation. Nat. Med. 2013; 19: 93-100.

73. Liu H., Liu Q., Wu X.P. et al. MiR-96 regulates bone metabolism by targeting osterix. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2018; 45(6): 602-13.

74. Yang N., Wang G., Hu C. et al. Tumor necrosis factor alpha suppresses the mesenchymal stem cell osteogenesis promoter miR-21 in estrogen deficiency-induced osteoporosis. Bone Miner. Res. 2013; 28(3): 559-73.

75. Wang Z., Lu Y., Zhang X. et al. Serum microRNA is a promising biomarker for osteogenesis imperfecta. Intractable Rare Dis. Res. 2012; 1(2): 81-5.

76. Sun K., Wang J., Liu F. et al. Ossotide promotes cell differentiation of human osteoblasts from osteogenesis imperfecta patients by up-regulating miR-145. Biomed. Pharmacother. 2016; 83: 1105-10.

77. Kaneto C.M., Lima P.S., Zanette D.L. et al. COL1A1 and miR-29b show lower expression levels during osteoblast differentiation of bone marrow stromal cells from Osteogenesis Imperfecta patients. BMC Med. Genet. 2014; 15: 45.

78. Chen P., Wei D., Xie B. et al. Effect and possible mechanism of network between microRNAs and RUNX2 gene on human dental follicle cells. J. Cell. Biochem. 2014; 115(2): 340-8.

79. Ge J., Guo S., Fu Y. et al. Dental Follicle Cells Participate in Tooth Eruption via the RUNX2-MiR-31-SATB2 Loop. Dent. Res. 2015; 94(7): 936-44.

80. Chang H., Wang Y., Liu H. et al. Mutant Runx2 regulates amelo-genesis and osteogenesis through a miR-185-5p-Dlx2 axis. Cell Death Dis. 2017; 8(12): 3221.

81. Rupaimoole R., Slack F.J. MicroRNA therapeutics: towards a new era for the management of cancer and other diseases. Nat. Rev. Drug Discov. 2017; 16(3): 203-22.

Поступила: 26.10.18

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.