МИКРОБИОТА КИШЕЧНИКА СПОРТСМЕНОВ Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

Для корреспонденции

Елизарова Елена Викторовна - кандидат медицинских наук,

доцент кафедры гигиены питания и токсикологии

ИПО ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова

Минздрава России (Сеченовский Университет)

Адрес: 119991, Российская Федерация, г. Москва,

ул. Трубецкая, д. 8, стр. 2

Телефон: (916) 561-16-56

E-mail: enota--@mail.ru

https://orcid.org/0000-0001-5300-8688

Брагина Т.В.1, Елизарова Е.В.1, Шевелева С.А.2

Микробиота кишечника спортсменов

Intestinal microbiote of athletes

Bragina T.V.1, Elizarova E.V.1, Sheveleva S.A.2

1 Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования Первый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации (Сеченовский Университет), 119991, г. Москва, Российская Федерация

2 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Федеральный исследовательский центр питания, биотехнологии и безопасности пищи, 109240, г. Москва, Российская Федерация

1 I.M. Sechenov First Moscow State Medical University of Ministry of Healthcare of the Russian Federation (Sechenov University), 119991, Moscow, Russian Federation

2 Federal Research Centre of Nutrition, Biotechnology and Food Safety, 109240, Moscow, Russian Federation

В силу новых данных, полученных в последнее десятилетие, микробиота кишечника стала таргетной точкой воздействия на организм. Но на сегодняшний день знания о возможном влиянии физической активности и занятий спортом на состав микробиоты кишечника и, как следствие, на организм ограничены. Цель данного обзора - обобщить текущие знания о микробиоте кишечника здоровых людей с разными уровнями физической активности: от спортсменов до физически неактивных людей, выявить закономерности в составе микробиоты различных обследуемых групп.

Материал и методы. Был проведен систематический поиск в электронных базах данных, включая EMBASE, MEDLINE, Web of Science, Google Scholar и еLIBRARY. Поиск был проведен с использованием ключевых слов и логических операторов. В обзор включены следующие исследования: а) перекрестные исследования, направленные на сравнение микробиома кишечника субъектов с различной физической активностью; б) исследования с участием здоровых взрослых женщин и мужчин (18-45 лет); в) исследования, написанные на английском и русском языках. Исключены исследования, содержащие изменение питания, потребление пробиотиков или пребиотиков, а также исследования, посвященные физической активности у больных людей.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки. Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Для цитирования: Брагина ТВ., Елизарова Е.В., Шевелева С.А. Микробиота кишечника спортсменов // Вопросы питания. 2021. Т. 90, № 4. С. 36-52. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2021-90-4-36-52 Статья поступила в редакцию 18.06.2021. Принята в печать 22.07.2021.

Funding. The study was not sponsored.

Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.

For citation: Bragina T.V., Elizarova E.V., Sheveleva S.A. Intestinal microbiote of athletes. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2021; 90 (4): 36-52. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2021-90-4-36-52 (in Russian) Received 18.06.2021. Accepted 22.07.2021.

Результаты. Всего было получено 743 статьи, из них полностью соответствовали критериям поиска 14 статей, частично соответствовала 101 статья. Анализ данных этих работ свидетельствовал о заметных различиях в микро-биоте между спортсменами и людьми, ведущими неактивный образ жизни: у спортсменов зарегистрировано большее а-разнообразие микробиоты, при этом снижен уровень микроорганизмов филума Bacteroidetes; и у спортсменов, и у людей, ведущих активный образ жизни, повышено количество бактерий Akkermansiaceae и Faecalibacterium. Разные уровни физической активности у физически активных людей, согласно уровням кардиореспираторной выносливости, не влияли на уровень а- и р-разнообразия. При анализе влияния на микробиоту нагрузок при различных спортивных дисциплинах и уровней квалификаций обнаружена связь с повышением а-разнообразия у профессионалов и спортсменов высокой квалификации с относительным содержанием ряда бактерий (Methanobrevibacter smithii у профессиональных велосипедистов; Parabacteroides, Phascolarctobacterium, Oscillibacter, Bilophila, Megasphaera у спортсменов высокой квалификации боевых искусств ушу; Eubacterium rectale, Polynucleobacter needarius, Faecalibacterium prausnitzii, Bacteroides vulgatus, Gordonibacter massiliensis у спортсменов международного уровня различных видов спорта) и выявлены определенные роды бактерий (Parabacteroides, Phascolarctobacterium, Oscillibacter, Bilophila) у высокоэффективных спортсменов. Заключение. Полученные данные свидетельствуют о более высоких относительных долях эффективных членов микробиоты, которые участвуют в ферментации сложных полисахаридов и продукции короткоцепочечных жирных кислот, таких как Faecalibacterium prausnitzii, Eubacterium hallii, Phascolarctobacterium, Eubacterium rectale, а также Methanobrevibacter smithii, который увеличивает эффективность ферментации у многих таксонов бактерий в кишечнике за счет использования газообразного водорода (H2) и формиата для восстановления диоксида углерода (CO2) до метана. Необходимо изучение других членов микроэкологического сообщества, которое приведет к лучшему пониманию адаптации микробиоты кишечника к уровню физической активности и ее потенциально положительного воздействия на метаболизм и выносливость организма.

Ключевые слова: упражнения, физическая активность, спортсмены, микробиота кишечника

The intestinal microbiota, due to new data on its functions obtained in the last decade, has become a new target point of influence on the organism. However, nowadays knowledge about the possible impact of physical activity and sports on the composition of the gut microbiota and, as a result, on the organism is limited.

The aim of this review was to summarize current knowledge about the gut microbiota of healthy people with different levels of physical activity (from athletes to physically inactive people), and to identify patterns in the composition of the microbiota of various surveyed groups.

Material and methods. A systematic search was carried out in electronic databases including EMBASE, MEDLINE, Web of Science, Google Scholar and eLIBRA RY. The search process was carried out using keywords and logical operators. We included the following studies in our review: a) crossover studies comparing the gut microbiome of subjects with different physical activity; b) studies involving healthy adult women and men (18-45 years old); c) studies written in English and Russian. We excluded studies containing dietary changes, consumption of probiotics or prebiotics, and studies of physical activity in sick people.

Results and discussion. Total 743 articles were received, of which 14 articles fully met the search criteria, and 101 articles partially corresponded. An analysis of the data from these studies indicated noticeable differences in the microbiota between athletes and people leading an sedentary lifestyle: the athletes had a greater а-diversity of the microbiota, while the level of microorganisms of the phylum Bacteroidetes was reduced; Akkermansiaceae and Faecalibacterium bacteria are elevated in athletes and people with active lifestyles. Different levels of physical activity in physically active people according to the levels of cardiorespiratory endurance did not affect the level of а- and p-diversity. When analyzing the effect of loads on the microbiota in various sports disciplines and skill levels, a connection was found with an increase in а-diversity in professionals and highly qualified athletes, with the relative content of series of bacteria (Methanobrevibacter smithii in professional cyclists; Parabacteroides, Phascolarctobacterium, Oscillibacter, Bilophila, Megasphaera in athletes of high martial arts qualifications of wushu; Eubacterium rectale, Polynucleobacter needarius, Faecalibacterium prausnitzii, Bacteroides vulgatus, Gordonibacter massiliensis in athletes of international level of various sports), and certain genera of bacteria have been identified (Parabacteroides, Phascolarctobacterium, Besilibacterium). Conclusion. The data obtained indicate a higher relative proportion of microbiota effective members, which are involved in the fermentation of complex polysaccharides and the production of short-chain fatty acids such as Faecalibacterium prausnitzii, Eubacterium hallii, Phascolarctobacterium, Eubacterium rectale, and Methanobrevibacter smithii, which increases the fermentation efficiency of many bacterial taxa in the gut by using hydrogen gas (H2) and formate to reduce carbon dioxide (CO2) to methane. There is a need to study other members of the microecological community, leading to a better understanding of the adaptation of the gut microbiota to levels of physical activity and its potentially positive effects on metabolism and endurance. Keywords: exercise, physical activity, athletes, intestinal microbiota

Микробиота кишечника - это сложноорганизован-ная экосистема, состоящая из бактерий, архей, грибов, простейших и вирусов, которые воздействуют на иммунитет и метаболизм организма-хозяина. В ней преобладают такие бактериальные филумы, как Firmicutes, Bacteroidetes, Actinobacteria, Proteobacteria, а также постоянно присутствуют представители филу-мов Verrucomicrobia, Fusobacteria, Euryarchaeota [1].

На состав микробиоты кишечника влияет множество факторов, от внешних (рацион питания [2-4], циркадные

ритмы [5], физическая активность [6], прием препаратов [7]) до внутренних факторов (генетика [8, 9], возраст хозяина [10], наличие заболеваний [11]), которые изменяют численность и разнообразие бактерий в кишечнике. Состав микробиоты при воспалительных заболеваниях кишечника [12], сахарном диабете 2 типа [13], артериальной гипертензии [14], колоректаль-ном раке [15] отличается от микробиоты контрольных здоровых групп. Поскольку при исследовании микро-биоты кишечника не удается одновременно оценить

такое множество факторов, это приводит к тому, что понятие «здоровый микробиом» [11, 16, 17] до сих пор не сформировано. Изменение разнообразия микроорганизмов с уменьшением количества полезных микроорганизмов, с компенсаторным разрастанием условно-патогенных микроорганизмов влияет на метаболизм организма [18, 19]. При ожирении увеличивается отношение Bacteroidetes к Firmicutes [20, 21] по сравнению с таковым у обследуемых с нормальной массой тела, что отражает способность Bacteroidetes к аккумуляции энергии из поступивших пищевых веществ [22]. Несколько исследований указывают на то, что микробиота кишечника способствует метаболическому синдрому через модуляцию энергетического метаболизма организма-хозяина. Сначала доказательства были получены в результате экспериментов на мышах-гнотобионтах (мыши, лишенные кишечных микробов). Мыши-гното-бионты набирали массу тела медленнее на «западной диете» (41% жир; 41% легкоусвояемых углеводов) по сравнению с обычными мышами, в частности за счет повышенной активации АМФ-активированной проте-инкиназы в печени и мышцах, что привело к более высокому окислению жирных кислот в периферических органах [23]. В 2006 г. P.J. Turnbaugh и соавт. показали, что микробиота кишечника мышей c ожирением широко представлена генами, участвующими в абсорбции и преобразовании неперевариваемых полисахаридов в доступные субстраты для хозяина, что приводит к увеличению биодоступности энергии. Более того, колонизация мышей-гнотобионтов микробиотой мышей с ожирением вызвала более высокий прирост жировой массы, чем наблюдаемый прирост у мышей, колонизированных кишечными микробами от тощих мышей, независимо от структуры питания [24]. Подобные результаты наблюдали у людей. При трансплантации микробиоты кишечника от близнецов к мышам-гнотобионтам мыши, колонизированные микробами от тучного близнеца, набирали больше жировой массы, чем мыши, получавшие микробиоту от близнеца с нормальной массой тела, хотя обе группы получали диету с низким содержанием жиров и высоким содержанием клетчатки. Эти результаты дополнительно демонстрируют роль кишечных микробов в расходовании и запасании энергии и развитии ожирения и других метаболических изменений, при которых энергетический обмен может усиливаться. Физические упражнения являются состоянием, при котором повышается расходование энергии, и при этом она должна направляться организмом на выполнение мышечной работы.

На сегодняшний день опубликовано много работ, посвященных изменению состава микробиоты кишечника при различных патологических состояниях и влиянию физических нагрузок на ее состав при этих нозологиях. Физические упражнения оказывают влияние не только на модуляцию кишечной микробиоты, но и снижают уровень эндотоксинемии у людей, ведущих малоподвижный образ жизни [25]. При исследовании влияния различных режимов тренировок (спринтерских забегов и длительных тренировок средней интенсивности) на

метаболизм и микробиоту кишечника у лиц, ведущих малоподвижный образ жизни, с инсулинорезистент-ностью, было показано, что тренировка модифицировала профиль микробиоты за счет увеличения фи-лума Bacteroidetes (р=0,03) и уменьшения отношения Firmicutes/Bacteroidetes (р=0,04); снижались системные и кишечные воспалительные маркеры: фактор некроза опухоли а, липополисахарид (ЛПС) (р<0,05). Всасывание в кишечнике глюкозы, стимулированное инсулином, прямо пропорционально коррелировало с уровнем фи-лума Bacteroidetes и обратно пропорционально с уровнем филума Firmicutes в толстой кишке.

Но до сих пор неясно, может ли активный образ жизни, сбалансированная диета или их сочетание влиять на состав кишечной микробиоты в сторону здорового состояния [26]. Модели на животных позволили исследователям разработать физиологические и биохимические протоколы [27-36] для изучения функционального воздействия физических нагрузок на микробиом [35-38], а поперечные и продольные исследования описывали эффекты физической активности на состав микробиома активных и неактивных взрослых людей. При этом неоднородность методологических подходов и отсутствие стандартизированных критериев для физически активных/неактивных людей - одна из самых больших проблем в этой области исследований.

Цель обзора - обобщить результаты исследований, сравнивающих состав микробиома здоровых людей с разным уровнем физической активности: от физически неактивных людей до спортсменов.

Материал и методы

Данное исследование было выполнено в соответствии с методическими рекомендациями по написанию систематического обзора и метаанализа [39].

Стратегия поиска. В 2021 г. был проведен поиск по базам данных EMBASE, MEDLINE, Web of Science, Google Scholar и еLIBRARY с использованием поисковых запросов на русском и английском языке, присвоенных индексами MeSH и EMTRE с использованием логических операторов OR/AND: «endurance» OR «physical activity» AND «human» OR «athletes» AND «microbiota» OR «gut mi-crobiota»; ИЛИ/И «упражнения» ИЛИ «физическая активность» И «человек» ИЛИ «спортсмены» И «микробиота» ИЛИ «микробиота кишечника».

Критерии включения и исключения. В обзор включены: а) перекрестные исследования, направленные на сравнение микробиома кишечника субъектов с различной физической активностью; б) исследования с участием здоровых взрослых женщин и мужчин (18-45 лет); в) исследования, написанные на английском и русском языках.

Исключены исследования, содержащие изменение питания, потребление про- или пребиотиков, а также исследования, посвященные физическим нагрузкам при сахарном диабете, артериальной гипертензии.

Поиск литературы. Всего из баз данных извлечены 743 статьи. Повторяющиеся исследования были выявлены и удалены. После этого записи были отсортированы по заголовку и аннотации, после внимательного прочтения методологии оставшихся потенциально подходящих статей были применены критерии исключения. В итоге в обзоре 14 исследований были ключевыми, оставшиеся 101 работа использованы в анализе для оценки отдельных аспектов рассмотренной темы. Основные сопоставляемые показатели включали различия в а- и ß-разнообразии и относительной численности популяций, родов и видов бактерий (p<0,05). Для классификации результатов неактивных, активных и спортивных субъектов использовались измерение или описание уровня физической активности.

Результаты

В таблице показаны результаты основных исследований, в которых определялось влияние физической активности и ее уровней на состав микробиоты.

На основании анализа представленных в таблице данных оценены состав кишечной микробиоты и закономерности изменения ее ключевых показателей у спортсменов, включая различные спортивные дисциплины и уровни квалификации, и физически активных людей по сравнению с неактивными.

Показаны заметные различия между спортсменами и людьми, ведущими неактивный образ жизни: так, у спортсменов зарегистрировано большее а-разно-образие микробиоты [52], которое при этом в значительной степени было связано со структурой рациона и коррелировало с уровнем потребляемого белка, клетчатки и общей калорийности рациона [40, 41]. У спортсменов и ведущих активный образ жизни лиц было повышено количество бактерий Akkermansiaceae [40, 41, 43] и Faecalibacterium [43, 45, 48, 50, 52].

В работах [3, 52, 49] у спортсменов отмечен сниженный уровень филума Bacteroidetes по сравнению со здоровой группой контроля, которую составляли люди, ведущие малоподвижный образ жизни. При этом у физически активных людей, независимо от пола, при разных уровнях физической активности, согласно уровню кардиореспираторной выносливости, не наблюдалось различий в а-и ß-разнообразии между высоким, средним и низким максимальным потреблением кислорода (VO2 max) [42, 46, 47]. VO2 max был значимым предиктором а-разнообразия, при этом индекс видового богатства значимо (p=0,011) ассоциировался с увеличением VO2 max (Radj2=0,204) [42].

Что касается влияния нагрузок при различных спортивных дисциплинах [3, 44, 49, 50-52], то было заметно, что некоторые дисциплины оказывали влияние на большее содержание бактерий: Methanobrevibacter smithii у профессиональных велосипедистов [44]; Para-bacteroides, Phascolarctobacterium, Oscillibacter, Bilophila, Megasphaera у спортсменов высокой квалификации

боевых искусств ушу [49]; Eubacterium rectale, Polynucleobacter needarius, Faecalibacterium prausnitzii, Bacteroides vulgatus, Gordonibacter massiliensis у спортсменов международного уровня различных видов спорта [50]. У профессионалов [44] и спортсменов высокой квалификации [50] было повышено а-разнообразие. У высокоэффективных спортсменов отмечалась более высокая численность родов Parabacteroides, Phascolarctobacterium, Oscillibacter, Bilophila и более низкая численность Megasphaera [49]. У спортсменов с положительным энергетическим балансом было снижено содержание родов Coriobacteriaceae, Gammaproteobacteria, Shewanella, Xanthomonas и повышено Barnesiella, Roseburia spp. по сравнению с группой контроля на сбалансированном по калорийности рационе [51].

В другом исследовании, где динамические и статические компоненты спортивной тренировки [53] использовали для кластеризации выборки олимпийских спортсменов, не выявлено существенных различий в индексах разнообразия в группах, классифицированных по потребности в энергии, при этом вся выборка демонстрировала обилие видов Eubacterium rectale, Polynucleobacter necessarius, Faecalibacterium prausnitzii, Bacteroides vulgatus и Gordonibacter massiliensis [50].

Обсуждение

Исследование влияния физической активности на состав микробиоты кишечника представляет собой достаточно новую тему научного поиска. В ее рамках сочтено целесообразным проанализировать состояние популяций микробиоты у спортсменов и физически активных людей, описанных в исследованиях, включенных в таблицу, с точки зрения их функционала и влияния на организм хозяина.

Так, некоторые виды микроорганизмов, обнаруженные в желудочно-кишечном тракте (ЖКТ) физически активных людей и профессиональных спортсменов, классифицируются как полезные бактерии, т.е. выполняющие определенные функции в кишечнике, способствующие поддержанию кишечного гомео-стаза. Такие результаты, обнаруженные у спортсменов [40, 41] и физически активных людей [43], получены именно для Akkermansia muciniphila, одной из бактерий филума Verrucomicrobia, которую связывают со здоровой кишечной микробиотой из-за ее способности колонизировать слизистый слой и улучшать метаболические и иммунные ответы организма за счет увеличения толщины слизи [54, 55]. Akkermansia muciniphila также играет роль в метаболической активности, участвуя в синтезе основных короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК) [54-56]. Примечательно, что снижение уровня A. muciniphila наблюдается у пациентов с воспалительными заболеваниями кишечника (в основном с язвенным колитом) и нарушениями обмена веществ [57], что позволяет предположить участие этого

о

Исследования, сравнивающие микробиоту кишечника между группами с разным уровнем физической активности

оп

со

"О О"

Обследуемые группы, условия исследования Сравниваемые группы Общее число обследуемых Результаты Страна Источник

Регбисты мужчины (/7=40; 29±4 года); 29,1 ±2,9 кг/м2) и 2 контрольные группы здоровых мужчин (29±6 лет) с разным индексом массы тела (ИМТ): нормальным ИМТ (/7=23, ИМТ <25 кг/м2) или с высоким ИМТ (/7=23, ИМТ >28 кг/м2) Спортсмены и здоровые добровольцы с разным ИМТ (<25 и >28 кг/м2) 86 Более высокое а-разнообразие в группе спортсменов (индекс Шеннона, р=0,0064). а-Разнообразие между контрольными группами особо не различалось. Спортсмены при сравнении со здоровыми людьми с ИМТ<25 кг/м2 t40 таксонов, iBacteroidetes, lLactobacillaceae, ILactobacillus Спортсмены при сравнении со здоровыми людьми с ИМТ >28 кг/м2 t48 таксонов, tAkkermarisiaceae (семейство), tAkkermarisiaceae (род), iBacteroidetes (род) Ирландия "[40]. [41]

Здоровые юноши и девушки (26,2±5,5 года) с низкой (/7=14), средней (/7=12) и высокой (/7=13) кардиореспираторной выносливостью Категории кардиореспираторной выносливости согласно V02 max: высокая, средняя, низкая 39 Нет различий в а- и р-разнообразии Канада [42]

Женщины, ведущие активный образ жизни (/7=19; 30,7±5,9 года; ИМТ 24,4±4,5 кг/м2), здоровые женщины, ведущие малоподвижный образ жизни (/7=21; 32,2±8,7 года; ИМТ22,9±3,0 кг/м2) Уровень физической активности 40 Нет различий в а- и р-разнообразии Здоровые женщины, ведущие малоподвижный образ жизни fBarnesiellaceae (семейство и род), f Odoribacteraceae (семейство и род), ТBifidobacterium fpofl), tTuricibacter (род), tClostridium (род), tCoprococcus (род), \Ruminococcus (род) Здоровые женщины, ведущие активный образ жизни tFaecalibacterium prausnitzii (spp.), tRoseburia hominis (spp.), tAkkermarisia muciniphila (spp.) Испания [43]

Велосипедисты [женщины (/7=11) и мужчины (/7=22) от 19 до 49 лет], участвующие в соревнованиях Уровень физической подготовки: профессионалы [категория 1 (CAT 1), категория 2 (CAT 2) и категория 3 (CAT 3)] и любители 71 Разделились на 3 таксономических кластера, характеризующихся либо высоким содержанием Prevotella, либо высоким содержанием Bacteroides, либо содержанием многих родов, включая Bacteroides, Prevotella, Eubacterium, Ruminococcus и Akkermansia с более высоким разнообразием (11 профессиональных велосипедистов и 3 велосипедиста-любителя) (индекс Шеннона, р=0,0004). Prevotella (>2,5%) достоверно коррелировала со временем выполнения упражнения в течение 1 нед в среднем. У ряда профессиональных велосипедистов было повышенное количество транскриптов Methanobrevibacter smithii по сравнению с велосипедистами-любителями США [44]

Женщины в возрасте от 19 до 49 лет Категории кардиореспираторной выносливости согласно V02 max: высокая, средняя, низкая 71 Высокая кардиореспираторная выносливость: fBacteroides, lEubacterium rectale Финляндия [45]

Студенты вузов (18,4±0,6 года): мужчины (/7=27) и женщины (/7=41) Уровень физической активности 82 Нет различий в а-и р-разнообразии США [46]

Здоровые взрослые (25,7±2,2 года): мужчины (/7=20) и женщины (/7=17) Категории кардиореспираторной выносливости согласно V02 max 37 Нет различий в а-и р-разнообразии США [47]

ш

о

~о

о о

О"

CD

о

ю о ю

ш

о

"О

о о

О"

Исследования, сравнивающие микробиоту кишечника между группами с разным уровнем физической активности (окончание)

СО

о

ю о ю

Обследуемые группы, условия исследования Сравниваемые группы Общее число обследуемых Результаты Страна Источник

Мужчины-бодибилдеры (/7=15; 25±3 года; ИМТ 28,1 ±2,6 кг/м2), мужчины марафонцы (/7=15; 20±1 год; ИМТ 20,5±0,8 кг/м2), контрольная группа, не занимающаяся спортом (/7=15; 26±2 года; ИМТ25,9±4,2 кг/м2) Уровень физической активности и категория спорта 45 Нет различий в а- и ß-разнообразии Бодибилдеры (/><0,05) tFaecalibacterium. \Sutterella. tClostridium. THaemophilus. tEisenbergiella. IBifidobacterium. IParasutterella Марафонцы и контрольная группа (/><0,05) tBifidobacterium adolescentis. TBifidobacterium longum. tLactobacillus sakei. tBIautia wexlerae. tEubacterium hallii Южная Корея [48]

Спортсмены, занимающиеся боевыми искусствами ушу (20,1 ±1,8 года), с высоким (Н) (/7=12) и низким (L) (/7=16) уровнем квалификации Различия между спортивными классификационными группами квалификации 28 Группа H по сравнению с L Более высокое а-разнообразие (индекс Шеннона, р=0,019 и индекс разнообразия Симпсона, р=0,001) tParabacteroides. tPhascolarctobacterium. tOscillibacter. tBilophila, iMegasphaera Китай [49]

Спортсмены международного уровня по разным квалификационным группам вида спорта Различия между спортивными классификационными группами 37 Нет различий в а- и ß-разнообразии в разных видах спорта. В образцах доминировали один или комбинация из видов: tEubacterium rectale. tPolynucleobacter needarius. tFaecalibacterium prausnitzii. \Bacteroides vulgatus. tGordonibacter massiliensis Спортсмены с высоким динамическим /-компонентом fBifidobacterium animalis. tLactobacillus acidophilus, tPrevotella intermedia и 1Т. prausnitzii Спортсмены с высоким динамическим и статическим Аг-компонентом \Bacteroides сассае Ирландия [50]

Спортсмены высокого класса: марафонцы (/7=14), лыжники (/7=11) и контрольная группа здоровых людей, ведущих малоподвижный образ жизни (/7=46), из них 31 женщина и 14 мужчин в возрасте от 14 до 72 лет (данные по одному участнику отсутствуют) Уровень физической активности и категория спорта 71 Марафонцы и лыжники Более высокое a-разнообразие (индекс разнообразия Симпсона р=0,0025) iBacteroidetes, tPrevotella. а также отличия по 20 и 5 таксонам, соответственно, у марафонцев и лыжников от контрольной группы Польша [17]

Худые спортсмены мужчины с положительным энергетическим балансом (LA) (/7=12; от 23 лет до 31 года; ИМТ 20,14 кг/м2) и спортсмены мужчины контрольной группы (CTRL) (/7=12; от 25 до 34лет; ИМТ 24,1 кг/м2) Различия между энергетическим балансом 24 Худые спортсмены мужчины с положительным энергетическим балансом (LA) iCoriobacteriaceae. iGammaproteobacteria, IShewanella, iXanthomonas. tBarnesiella. tRoseburia Словакия [51]

Команда профессиональных спортсменов гребцов женщин: взрослые чемпионы (АЕ) (/7=7; от 19 до 26 лет), молодые чемпионы (YE) (/7=6; от 12 до 17 лет) и молодые не чемпионы (YN) (/7=6; от 12 до 16 лет) Различия между классификационными группами 19 Гребцы чемпионы (AE), (YE) Более высокое a-разнообразие (индекс Шеннона, индекс разнообразия Симпсона, р<0,01). \Flrmicutes. tProteobacteria Гребцы не чемпионы (YN) \Bacteroidetes Гребцы молодые чемпионы (YE) \Euryarchaeota Гребцы молодые чемпионы (YE) и не чемпионы (YN) tBacteroides. tPrevotella Гребцы взрослые чемпионы (АЕ) tRiminococcaceae unclassified. tClostridiales unclassified. tFaecalibacterium. tLachnospiraceae unclassified Китай [52]

Примечание.* - стрелки обозначают увеличение (Т) или уменьшение (-1) относительных долей видов бактерий в сообществе. Показаны только достоверные результаты (р<0,05); ** -исследования с участием одной и той же группы обследуемых; ИМТ - индекс массы тела.

оп -о

ш

ш —I 00

ш -о о со ш m

Ьо

ш

о >

вида в формировании воспалительного ответа. Еще одна распространенная бактерия, численность которой у активных индивидуумов повышена по сравнению с людьми, ведущими малоподвижный образ жизни, -Faecalibacterium prausnitzii [50]. Этот вид, Firmicutes, как сегодня доказано [58], обладает иммуномодулиру-ющими свойствами, снижая уровень интерлейкина-2, продукции интерферона-у и увеличивая секрецию противовоспалительного цитокина интерлейкина-10. Имеются данные о связи F. prausnitzii с началом воспалительных заболеваний кишечника: снижение уровня F. prausnitzii наблюдалось у пациентов с воспалительными заболеваниями кишечника (в основном c язвенным колитом) [59]. Но наиболее важной функцией F. prausnitzii, как продемонстрировали исследования [60, 61], является продуцирование бутирата - главного источника энергии для колоноцитов. Это основа взаимодействия данной популяции бактерий с эукариотиче-скими клетками кишечника и их участия в энергетическом гомеостазе. Недавно была показана связь между дефицитом этого представителя кишечной микробиоты и наличием саркопении в небольших группах пожилых людей [62]. Методом метагеномного секвенирования («метод дробовика»), использованным в этом исследовании, установлено не только уменьшение уровня бактерий, включая F. prausnitzii, но и уменьшение экспрессии генов, участвующих в нескольких путях метаболизма бактерий, в основном это синтез КЦЖК, биотрансформация каротиноидов и изофлавонов и взаимопревращение аминокислот у взрослых с саркопенией по сравнению с контрольной здоровой группой [62], что позволило доказать гипотезу о связи между кишечной микробио-той и саркопенией и необходимость изучения участия популяции F. prausnitzii в метаболическом гомеостазе, связанном с физической активностью [63, 64].

У ряда профессиональных велосипедистов [44] было повышено количество транскриптов Methanobrevibacter smithii. M. smithii увеличивает эффективность ферментации сложных полисахаридов многими таксонами бактерий в кишечнике за счет использования газообразного водорода (H2) и формиата для восстановления диоксида углерода (CO2) до метана [65, 66]. При дефиците метаносинтезирующей бактерии, такой как M. smithii, происходит накопление H2 в дистальном отделе толстой кишки, что непосредственно инги-бирует бактериальные НАДН-дегидрогеназы, снижая продукцию аденозинтрифосфата, КЦЖК и других важных соединений [65, 66]. Таким образом, метаболизм M. smithii позволяет микробному сообществу быть более энергетически эффективным. Это было подтверждено на модели гнотобиотических мышей [67]. Также у долгожителей (в возрасте 100 лет и более) на фоне более высокого разнообразия основных видов микробиоты и микробных генов, в том числе увеличения продуцентов H2, по сравнению с группами молодого и пожилого возраста фиксировались более высокие уровни M. smithii [68]. Предполагается, что поддержание оптимального уровня M. smithii может приводить к сокра-

щению времени восстановления после интенсивных упражнений и даже может повлиять на результативность в соревнованиях за счет полноценной ферментации органических веществ в дистальном отделе кишечника, при котором увеличивается количество продуктов обмена, таких как КЦЖК, которые будут абсорбироваться и использоваться организмом, в том числе для энергетических целей. Это требует дальнейших исследований.

Еще один микроорганизм, доля которого преобладала у спортсменов, - Eubacterium hallii [48], коммен-сальный вид бактерий, способствующий образованию бутирата в результате ферментации полисахаридов [69]. Как известно из других работ, E. halli имеет трофические взаимодействия с бактериями из семейства Bifidobacteriaceae, которые являются признанными представителями защитной микрофлоры и полезны для метаболизма хозяина [70]. Так, в частности, недавно стал известен многоступенчатый путь превращения образующегося в ЖКТ при липолизе глицерина до 3-гидроксипропиональдегида (3-HPA) [71] с помощью кобаламин-зависимой глицерин/диолдегидратазы (PduCDE), которая также метаболизирует 1,2-пропан-диол (1,2-PD), полученный из лактальдегида при протекании гликолитических реакций [72], для синтеза пропионата [69]. 3-HPA идентифицирован как реутерин -это антимикробное вещество, которое регулирует гоме-остаз кишечного микробного сообщества и подавляет патогенные микроорганизмы [69]. Известно, что подобное вещество также продуцируют некоторые виды Lactobacterium, которые являются типичными представителями микрофлоры толстой кишки и выполняют защитную функцию [71], что ассоциируется со здоровым кишечником.

У спортсменов, занимающихся боевыми искусствами, с высоким уровнем квалификации был распространен род Parabacteroides семейства Phascolarctobacterium [49]. Уровень этого рода бактерий положительно коррелирует с физическими упражнениями (уровень физической нагрузки) и функцией сердечно-сосудистой системы (эхокардиографические показатели), а виды этого семейства отрицательно коррелируют с метаболическими нарушениями (уровень липидов крови) [73-75]. Phascolarctobacterium spp. продуцируют КЦЖК, включая пропионат и ацетат, которые связаны с состоянием обмена веществ, физическими упражнениями [76] и, в свою очередь, могут положительно влиять на метаболические способности и производительность спортсменов.

Eubacterium rectale [50] доминировал в образцах кала спортсменов международного уровня с высокими показателями спортивных результатов. Известно, что E. rectale (член филума Firmicutes, принадлежит к семейству Lachnospiraceae, палочковидный, грамположи-тельный, строгий анаэробный микроб [77]) продуцирует из углеводов бутират и другие КЦЖК, оказывающие положительное влияние на состояние кишечника [78]. Так, во многих исследованиях наличие E. rectale связы-

вают с укреплением здоровья кишечника и показывают их дефицит при заболеваниях кишечника по сравнению с контрольной группой [79, 80].

Кроме того, в том же исследовании [50] у спортсменов с высокими показателями спортивных результатов доминировал Bacteroides vulgatus. На сегодняшний день только появляются данные экспериментальных исследований о роли других представителей микробиоты при физической нагрузке. Например, как показано в работе [81], обогащение кишечной микробиоты мышей Bacteroides vulgatus уменьшало количество ЛПС, снижало тем самым уровень эндотоксинемии и подавляло провоспалительный иммунный ответ при атеросклерозе. Кроме того, в этом же исследовании уровни ЛПС в кале у пациентов с ишемической болезнью сердца были значительно выше и отрицательно коррелировали с численностью B. vulgatus, что может быть важным для увеличения результативности в спорте.

Другим представителем кишечной микробиоты, который обнаруживали у спортсменов международного уровня в данном исследовании [50], являлся Gordo-nibacter massiliensis, грамположительная, подвижная, не образующая спор облигатно-анаэробная коккоба-цилла, принадлежащая к семейству Eggerthellaceae, филума Actinobacteria [82]. Данный представитель указанной популяции способен метаболизировать полифенолы, поступающие в составе рациона, в уролитин [83], повышая их биодоступность. Этот метаболит был протестирован на клеточных линиях и на мышиных моделях в качестве нового регулятора трофики мышц [35]. Показано его участие в андрогенных (анаболических) путях, возможно, через АМФ-активируемые протеинкиназы для усиления роста мышечных трубок и синтеза белка [35, 84]. Помимо этого, уролитин обладает противовоспалительными и антиоксидантными свойствами, которые играют защитную роль при его проникновении в центральную нервную систему [85].

Анализ литературы показывает, что связь между физическими упражнениями и составом микробиоты кишечника, по-видимому, двусторонняя. Исследования [86-88] влияния физических упражнений на микробиоту человека показали, что регулярная физическая активность отражается на микробном составе кишечника, увеличивая его биоразнообразие, повышая уровни популяций бактерий, участвующих в энергетическом обмене и в утилизации водорода, тем самым косвенно повышая уровень адаптации организма-хозяина к физическим нагрузкам. Такое влияние на физическую работоспособность также продемонстрировано на животных [89, 90].

При этом состав и метаболическая активность кишечной микробиоты могут способствовать не только улучшению переваривания пищи, но и аккумулированию энергии у людей с высоким уровнем физической активности. Это происходит путем прямого взаимодействия в ЖКТ через передачу энергии, заключенной в КЦЖК, при их поглощении колоноцитами, а также через участие КЦЖК в метаболических путях, как регуляторов сбора энергии через рецептор-опосредованное влияние на липо-

генез [91], глюконеогенез [92] и экспрессию генов, связанных с термогенезом [93]. Ацетат, образованный микроорганизмами при ферментации полисахаридов [93], снижает липолиз и аккумуляцию жира в белой жировой ткани, снижает активность нейронов головного мозга, модулирующих аппетит, увеличивает экспрессию генов, связанных с окислением жиров в печени. Он также способствует трансформации белой жировой ткани в бурую. Бутират контролирует использование глюкозы из ЖКТ, снижает размеры адипоцитов и усиливает липолиз в белой жировой ткани и окисление жирных кислот в мышцах.

В дополнение к их влиянию на липогенез и глюко-неогенез, микробные КЦЖК участвуют и в каскадных метаболических путях сбора энергии путем стимуляции глюкагоноподобного пептида-1 и пептида YY, контролирующих энергетический гомеостаз [93]. Эти метаболические эффекты опосредованы специфическими рецепторами, связанными с G-белком ^РЯ-41, 43, 109А) и активируемыми пролифератором перокси-сом в колоноцитах. В свою очередь, последний регулирует экспрессию генов, участвующих в р-окислении жирных кислот. Это подтверждает, что кишечные бактерии действуют на энергетический гомеостаз хозяина и, в конечном счете, на состав тела. А присутствие специфических видов бактерий, способных участвовать в данных каскадах, может стимулировать или отменять сбор энергии, запущенный микробными метаболитами КЦЖК, и обеспечивать метаболические преимущества спортсменов при выполнении физических упражнений высокой интенсивности либо увеличивать скорость восстановления после них.

Исследования также показывают, что в микробиоте спортсменов по сравнению с людьми, ведущими малоподвижный образ жизни, увеличивается метаболическая активность и усиливается скорость метаболических процессов, связанных с усвоением аминокислот и углеводов [41, 44]. Например, у спортсменов более высокий метаболический профиль: большее количество метаболических путей (29 из 34 известных), приводящих к эффективной утилизации углеводов, синтеза кофакторов и энергетического метаболизма [41], что способствует более полной деградации пищевого белка и, в частности, более высокому уровню конечных метаболитов аминокислот, задействованных в серотони-нергической нейротрансмиссии в центральной нервной системе. В основе этих процессов лежат механизмы, связанные с метаболизмом триптофана [44, 94].

Прослеживается связь регулярных тренировок с повышенным содержанием в кале у людей основных КЦЖК [41, 86], образующихся из неперевариваемых углеводов, в то время как определенные КЦЖК, всасываясь в кровь (ацетат и пропионат), обеспечивают адекватное протекание метаболизма. Например, ацетат ме-таболизируется в мышечной ткани [95] и участвует в процессе липолиза [96], в исследовании на животных [36] было показано улучшение физической работоспособности при повышенном уровне ацетата. Пропионат может быть использован в качестве предшественника

синтезируемой глюкозы в печени [97]. Бутират используется в основном эпителиальными клетками толстой кишки как источник энергии [60], улучшая целостность кишечного барьера, снижая риск местного и системного воспаления. Как уже известно, синтез КЦЖК осуществляется в толстой кишке и в значимой мере обеспечивает энергией колоноциты [60], из этих КЦЖК часть (до 95%) абсорбируется из кишечного тракта, обеспечивая регуляцию метаболических [36, 97] и энергетических процессов [99]. Доклинические исследования тоже убедительно показали, что КЦЖК могут представлять собой ключевые модуляторы физической работоспособности [86, 100].

Несколько исследований с участием спортсменов распространялось на другие виды микроорганизмов в микробиоте: археи [44], вирусы [101], в то время как роль простейших и грибов еще не определена. Изучение других членов сообщества может помочь понять роль ми-кробиоты кишечника в адаптации к физическим нагрузкам, особенно в росте мышц и передаче биохимических сигналов. В одном из экспериментальных исследований сообщалось об использовании аденоассоциированного вируса 9 (ААУ9) в качестве вектора для доставки белка фоллистатина с целью улучшения мышечной деятельности и уменьшения тяжести последствий смоделированного остеоартрита, включая воспаление и ожирение у мышей [102]. Хотя при таком подходе к генной терапии нельзя игнорировать возможность того, что определенные вирусы могут опосредовать сигнальные пути, которые участвуют в краткосрочной и долгосрочной адаптации к упражнениям. Метасообщество кишечника, включающее бактерии, грибы, простейшие и вирусы, и их потенциальные пути взаимодействия могут напрямую влиять на ответные реакции на физическую и спортивную нагрузку [103].

Важно отметить, что организм человека сам может становиться источником эндогенных субстратов для определенных представителей микробиоты, включающихся в энергетический метаболизм. В частности, исследование на мышах показало [98], что 13С3-меченый лактат у мышей, продуцируемый скелетными мышцами во время анаэробных упражнений, попадает в просвет кишечника через систему кровообращения, обеспечивая избирательное преимущество для определенных видов (Veillonella atypica) бактерий толстой кишки, использующих его в качестве субстрата. В свою очередь, бактерии производят метаболиты, такие как пропионат, которые приносят пользу тренирующемуся человеку. Эти исследования показывают, что V. atypica ускоряет метаболизм лактата, вызванный физической нагрузкой, за счет его превращения в пропионат, тем самым инициируя естественный ферментативный процесс, кодируемый у представителей микробиоты, который улучшает спортивные результаты.

Хотя описанные исследования состава микробиоты кишечника (см. таблицу) высококвалифицированных спортсменов ограничены, тем не менее они достаточно четко демонстрируют наличие взаимосвязи между уровнем квалификации и разнообразием/численностью

определенных таксонов [44, 49, 52]. Важно проводить дальнейшее изучение состава микробиоты при разных фенотипах, физиологических адаптациях, которые могут существенно различаться у спортсменов разных спортивных дисциплин.

Актуально изучение структуры питания и качества пищи при исследовании состава микробиоты кишечника у спортсменов. Если использование опросников о частоте приема пищи определяет его качественную оценку [104], то использование таких методов оценки, как дневники питания [105], позволяет оценивать не только качественное, но и количественное потребление макро-и микронутриентов [106], которые оказывают влияние на состав микробиоты кишечника [51]. Также необходимо до исследования микробиоты собирать информацию о приеме про- и пребиотиков, поскольку их потребление стало регулярным у спортсменов, что связано с появившимися исследованиями о регенеративных и иммунологических преимуществах родов Lactobacillus и Bifidobacterium [106-108].

Существует значительный пробел в данных по развивающимся регионам, особенно по Южной Америке и Африке, которые демонстрируют существенные отличия в рационах питания от развитых стран [109], в первую очередь в сторону повышения содержания растительных компонентов, в том числе пищевых волокон. Представители этих регионов зачастую показывают высокие спортивные результаты и уровни выносливости. Например, при изменении рациона питания афроамери-канцами всего на 2 нед (рацион с большим количеством овощей и фруктов, как в сельских районах Африки) увеличивалось количество бактерий, продуцирующих бутират [110]. Кроме исследования состава микробиоты кишечника может оказаться полезным измерение провоспалитель-ных и метаболических маркеров, которое предоставит дополнительную информацию о метаболизме и физическом состоянии организма. В этой области также следует изучить потребление эргогенных и биологически активных добавок спортсменами [111, 112].

Некоторые виды бактерий, обнаруженные у здоровых и спортивных людей, рассматриваются как потенциальные кандидаты в пробиотики из-за их положительного воздействия на результативность спортсменов через оптимизацию микробиоты. Это подтверждается на таком примере: Bifidobacterium longum OLP-01, выделенный у элитного олимпийского спортсмена, в составе пробио-тического продукта у тренирующихся людей и ведущих сидячий образ жизни (контрольная группа) значительно уменьшил показатели воспаления и повреждения (соотношение тромбоцитов/лимфоцитов, активность алани-наминотрансферазы и креатинкиназы), вызванные длительной нагрузкой на выносливость. Более того, уровни ацетата, пропионата и бутирата были значительно выше в группе тренирующихся людей, чем в группе контроля [113], тем самым доказывая, что добавление определенных пробиотических штаммов тренирующимся спортсменам улучшает их физиологическую адаптацию и работоспособность при физических нагрузках.

Заключение

В этом обзоре предпринята попытка обобщить основные результаты, оценивающие разнообразие и относительную численность представителей кишечной микробиоты, полученные в исследованиях с участием лиц с разной физической активностью. Хотя эти исследования предоставили подходы к выяснению возможных механизмов, важно учитывать действие индивидуальных характеристик и многочисленных факторов, которые также могут влиять на состав микробиома. Исследования, включенные в этот обзор, были выполнены в развитых странах с высоким уровнем доходов. В Российской Федерации такие исследования пока отсутствуют. Проанализировав информацию о возможности того, что физические упражнения способствуют

повышению количества определенных кишечных бактерий, которые могут вызывать полезные метаболические изменения в организме человека, можно сделать выводы, что необходимы дальнейшие исследования в форме контролируемых клинических наблюдений с учетом различных типов упражнений (например, тренировки на выносливость и высокоинтенсивные тренировки), которые должны включать отдельные возрастные группы, большие выборки и использовать многопрофильные оценки для обеспечения должных уровней достоверности доказательств. Будущие исследования связи микробиоты с физической и спортивной нагрузкой также должны быть нацелены на то, чтобы как можно подробнее описать аспекты образа жизни обследуемых, в первую очередь рацион питания, уровень физических нагрузок и возраст.

Сведения об авторах

Брагина Таисья Владимировна (Taisya V. Bragina) - аспирант кафедры гигиены питания и токсикологии ИПО ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет) (Москва, Российская Федерация)

E-mail: dr.taisya@gmail.com https://orcid.org/0000-0001-7475-134X

Елизарова Елена Викторовна (Elena V. Elizarova) - кандидат медицинских наук, доцент кафедры гигиены питания и токсикологии ИПО ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет) (Москва, Российская Федерация) E-mail: enota--@mail.ru https://orcid.org/0000-0001-5300-8688

Шевелева Светлана Анатольевна (Svetlana A. Sheveleva) - доктор медицинских наук, заведующий лабораторией биобезопасности и анализа нутримикробиома ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация)

E-mail: sheveleva@ion.ru https://orcid.org/0000-0001-5647-9709

Литература

Jandhyala S.M., Talukdar R., Subramanyam C., Vuyyuru H., Sasi-kala M., Nageshwar Reddy D. Role of the normal gut microbiota // World J. Gastroenterol. 2015. Vol. 21. P. 8787-8803. DOI: https:// doi.org/10.3748/wjg.v21.i29.8787

Wilson A. S., Koller K.R., Ramaboli M.C., Nesengani L .T., Ocvirk S., Chen C. et al. Diet and the human gut microbiome: an international -review // Dig. Dis. Sci. 2020. Vol. 65. P. 723-740. DOI: https://doi. org/10.1007/s10620-020-06112-w

Moszak M., Szulinska M., Bogdanski P. You are what you eat — the relationship between diet, microbiota, and metabolic disorders -a review // Nutrients 2020. Vol. 12. Article ID 1096. DOI: https:// doi.org/10.3390/nu12041096

Yang Q., Liang Q., Balakrishnan B., Belobrajdic D.P., Feng Q.-J., Zhang W. Role of dietary nutrients in the modulation of gut micro-biota: a narrative review // Nutrients. 2020. Vol. 12. Article ID 12020381. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12020381 Matenchuk B.A., Mandhane P.J., Kozyrskyj A.L. Sleep, circa-dian rhythm, and gut microbiota // Sleep Med. Rev. 2020. Vol. 53. Article ID 101340. DOI: https://doi.org/10.1016/j.smrv.2020. 101340

Marttinen M., Ala-Jaakkola R., Laitila A., Lehtinen M.J. Gut microbiota, probiotics and physical performance in athletes and physically active individuals // Nutrients. 2020. Vol. 12. P. 1-39. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12102936

10.

11.

12.

Mu C., Zhu W. Antibiotic effects on gut microbiota, metabolism, and beyond // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019. Vol. 103. P. 9277—9285. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-019-10165-x

Rothschild D., Weissbrod O., Barkan E., Kurilshikov A., Korem T., Zeevi D. et al. Environment dominates over host genetics in shaping human gut microbiota // Nature. 2018. Vol. 555. P. 210—215. DOI: https://doi.org/10.1038/nature25973

Scepanovic P., Hodel F., Mondot S., Partula V., Byrd A., Hammer C. et al. A comprehensive assessment of demographic, environmental, and host genetic associations with gut microbiome diversity in healthy individuals // Microbiome 2019. Vol. 7. P. 130. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-019-0747-x

Derrien M., Alvarez A.-S., de Vos W.M. The gut microbiota in the

first decade of life // Trends Microbiol. 2019. Vol. 27. P. 997—1010.

DOI: https://doi.org/10.1016Zj.tim.2019.08.001

Holmes E., Li J.V., Marchesi J.R., Nicholson J.K. Gut microbiota

composition and activity in relation to host metabolic phenotype

and disease risk // Cell Metab. 2012. Vol. 16. P. 559—564. DOI:

https://doi.org/10.1016/j.cmet.2012.10.007

Nishida A., Inoue R., Inatomi O., Bamba S., Naito Y., Andoh A. Gut microbiota in the pathogenesis of inflammatory bowel disease // Clin. J. Gastroenterol. 2018. Vol. 11. P. 1—10. https://doi. org/10.1007/s12328-017-0813-5

1.

7.

2

8

9

4

6.

13. Moreno-Indias I., Cardona F., Tinahones F.J., Queipo-Ortuno M.I. Impact of the gut microbiota on the development of obesity and type 2 diabetes mellitus // Front. Microbiol. 2014. Vol. 5. P. 190. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2014.00190

14. Verhaar B.J.H., Prodan A., Nieuwdorp M., Muller M. Gut micro-biota in hypertension and atherosclerosis: a review // Nutrients. 2020. Vol. 12. Article ID 12102982. DOI: https://doi.org/10.3390/ nu12102982

15. Sabit H., Cevik E., Tombuloglu H. Colorectal cancer: the epi-genetic role of microbiome // World J. Clin. Cases. 2019. Vol. 7. P. 3683-3697. DOI: https://doi.org/10.12998/wjcc.v7.i22.3683

16. Шевелева С.А., Куваева И.Б., Ефимочкина Н.Р., Маркова Ю.М., Просянников М.Ю. Микробиом кишечника: от эталона нормы к патологии // Вопросы питания. 2020. Т. 89, № 4. С. 35-51. DOI: https://doi.org/10.24411/0042-8833-2020-10040

17. Kulecka M., Fraczek B., Mikula M., Zeber-Lubecka N., Karcz-marski J., Paziewska A. et al. The composition and richness of the gut microbiota differentiate the top Polish endurance athletes from sedentary controls // Gut Microbes. 2020. Vol. 11. P. 1374-1384. DOI: https://doi.org/10.1080/19490976.2020.1758009

18. Tremaroli V., Backhed F. Functional interactions between the gut microbiota and host metabolism // Nature. 2012. Vol. 489. P. 242-249. DOI: https://doi.org/10.1038/nature11552

19. Zeng M.Y., Inohara N., Nunez G. Mechanisms of inflammation-driven bacterial dysbiosis in the gut // Mucosal Immunol. 2017. Vol. 10. P. 18-26. DOI: https://doi.org/10.1038/mi.2016.75

20. Indiani C.M.D.S.P., Rizzardi K.F., Castelo P.M., Ferraz L.F.C., Darrieux M., Parisotto T.M. Childhood obesity and flrmicutes/ bacteroidetes ratio in the gut microbiota: a systematic review // Child Obes. 2018. Vol. 14. P. 501-509. DOI: https://doi.org/10.1089/ chi.2018.0040

21. Magne F., Gotteland M., Gauthier L., Zazueta A., Pesoa S., Navarrete P. et al. The Firmicutes/bacteroidetes ratio: a relevant marker of gut dysbiosis in obese patients? // Nutrients. 2020. Vol. 12. Article ID 12051474. DOI: https://doi.org/10.3390/ nu12051474

22. Plovier H., Cani P.D. Microbial impact on host metabolism: opportunities for novel treatments of nutritional disorders? // Microbiol. Spectr. 2017. Vol. 5. DOI: https://doi.org/10.1128/microbiolspec. BAD-0002-2016

23. Backhed F., Manchester J.K., Semenkovich C.F., Gordon J.I. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2007. Vol. 104. P. 979-984. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0605374104

24. Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest // Nature. 2006. Vol. 444. P. 1027. DOI: https://doi.org/10.1038/nature05414

25. Motiani K.K., Collado M.C., Eskelinen J.-J., Virtanen K.A., Loyt-tyniemi E., Salminen S. et al. Exercise training modulates gut microbiota proflle and improves endotoxemia // Med. Sci. Sports Exerc. 2020. Vol. 52. P. 94-104. DOI: https://doi.org/10.1249/ MSS.0000000000002112

26. Álvarez J., Fernández Real J.M., Guarner F., Gueimonde M., Rodríguez J.M., Saenz de Pipaon M. et al. Gut microbes and health // Gastroenterol. Hepatol. 2021. DOI: https://doi. org/10.1016/j.gastrohep.2021.01.009

27. Evans C.C., LePard K.J., Kwak J.W., Stancukas M.C., Laskowski S., Dougherty J. et al. Exercise prevents weight gain and alters the gut microbiota in a mouse model of high fat diet-induced obesity // PLoS One. 2014. Vol. 9, N 3. Article ID e92193. DOI: https://doi. org/10.1371/journal.pone.0092193

28. Brandt N., Kotowska D., Kristensen C.M., Olesen J., Lützhoft D.O., Halling J.F. et al. The impact of exercise training and resveratrol supplementation on gut microbiota composition in high-fat diet fed mice // Physiol. Rep. 2018. Vol. 6. Article ID e13881. DOI: https:// doi.org/10.14814/phy2.13881

29. McCabe L.R., Irwin R., Tekalur A., Evans C., Schepper J.D., Parameswaran N. et al. Exercise prevents high fat diet-induced bone

loss, marrow adiposity and dysbiosis in male mice // Bone. 2019. Vol. 118. P. 20-31. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bone.2018.03.024

30. Nagano T., Yano H. Effect of dietary cellulose nanofiber and exercise on obesity and gut microbiota in mice fed a high-fat-diet // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2020. Vol. 84. P. 613-620. DOI: https://doi.org/10.1080/09168451.2019.1690975

31. Yu C., Liu S., Chen L., Shen J., Niu Y., Wang T. et al. Effect of exercise and butyrate supplementation on microbiota composition and lipid metabolism // J. Endocrinol. 2019. Vol. 243. P. 125-135. DOI: https://doi.org/10.1530/J0E-19-0122

32. Hsu Y.J., Chiu C.C., Li Y.P., Huang W.C., Huang Y.T., Huang C.C. et al. Effect of intestinal microbiota on exercise performance in mice // J. Strength Cond. Res. 2015. Vol. 29. P. 552-558.

33. Kim D., Kang H. Exercise training modifies gut microbiota with attenuated host responses to sepsis in wild-type mice // FASEB J. 2019. Vol. 33. P. 5772-5781. DOI: https://doi.org/10.1096/ fj.201802481R

34. Allen J.M., Berg Miller M.E., Pence B.D., Whitlock K., Nehra V., Gaskins H.R. et al. Voluntary and forced exercise differentially alters the gut microbiome in C57BL/6J mice // J. Appl. Physiol. 2015. Vol. 118. P. 1059-1066. DOI: https://doi.org/10.1152/jap-plphysiol.01077.2014

35. Denou E., Marcinko K., Surette M.G., Steinberg G.R., Schertzer J.D. High-intensity exercise training increases the diversity and metabolic capacity of the mouse distal gut microbiota during diet-induced obesity // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2016. Vol. 310. P. E982-E993. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpen-do.00537.2015

36. Okamoto T., Morino K., Ugi S., Nakagawa F., Lemecha M., Ida S. et al. Microbiome potentiates endurance exercise through intestinal acetate production // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019. Vol. 316. P. E956-E966. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpen-do.00510.2018

37. Yuan X., Xu S., Huang H., Liang J., Wu Y., Li C. et al. Influence of excessive exercise on immunity, metabolism, and gut micro-bial diversity in an overtraining mice model // Scand. J. Med. Sci. Sports. 2018. Vol. 28. P. 1541-1551. DOI: https://doi.org/10.1111/ sms.13060

38. Houghton D., Stewart C.J., Stamp C., Nelson A., Aj Ami N.J., Petrosino J.F. et al. Impact of age-related mitochondrial dysfunction and exercise on intestinal microbiota composition // J. Geron-tol. A Biol. Sci. Med. Sci. 2018. Vol. 73. P. 571-578. DOI: https:// doi.org/10.1093/gerona/glx197

39. Muka T., Glisic M., Milic J., Verhoog S., Bohlius J., Bramer W. et al. A 24-step guide on how to design, conduct, and successfully publish a systematic review and meta-analysis in medical research // Eur. J. Epidemiol. 2020. Vol. 35. P. 49-60. DOI: https:// doi.org/10.1007/s10654-019-00576-5

40. Clarke S.F., Murphy E.F., O'Sullivan O., LuceyA.J., Humphreys M., Hogan A. et al. Exercise and associated dietary extremes impact on gut microbial diversity // Gut. 2014. Vol. 63. P. 1913-1920. DOI: https://doi.org/10.1136/gutjnl-2013-306541

41. Barton W., Penney N.C., Cronin O., Garcia-Perez I., Molloy M.G., Holmes E. et al. The microbiome of professional athletes differs from that of more sedentary subjects in composition and particularly at the functional metabolic level // Gut. 2018. Vol. 67. P. 625-633. DOI: https://doi.org/10.1136/gutjnl-2016-313627

42. Estaki M., Pither J., Baumeister P., Little J.P., Gill S.K., Ghosh S. et al. Cardiorespiratory fitness as a predictor of intestinal microbial diversity and distinct metagenomic functions // Microbiome. 2016. Vol. 4. P. 42. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-016-0189-7

43. Bressa C., Bailén-Andrino M., Pérez-Santiago J., González-Soltero R., Pérez M., Montalvo-Lominchar M.G. et al. Differences in gut microbiota profile between women with active lifestyle and sedentary women // PLoS One. 2017. Vol. 12. Article ID e0171352. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0171352

44. Petersen L.M., Bautista E.J., Nguyen H., Hanson B.M., Chen L., Lek S.H. et al. Community characteristics of the gut microbiomes of competitive cyclists // Microbiome. 2017. Vol. 5. P. 98. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-017-0320-4

45. Yang Y., Shi Y., Wiklund P., Tan X., Wu N., Zhang X. et al. The association between cardiorespiratory fitness and gut microbiota composition in premenopausal women // Nutrients. 2017. Vol. 9. P. 792. DOI: https://doi.org/10.3390/nu9080792

46. Whisner C.M., Maldonado J., Dente B., Krajmalnik-Brown R., Bruening M. Diet, physical activity and screen time but not body mass index are associated with the gut microbiome of a diverse cohort of college students living in university housing: a cross-sectional study // BMC Microbiol. 2018. Vol. 18. P. 210. DOI: https:// doi.org/10.1186/s12866-018-1362-x

47. Durk R.P., Castillo E., Márquez-Magaña L., Grosicki G.J., Bolter N.D., Lee C.M. et al. Gut microbiota composition is related to cardiorespiratory fitness in healthy young adults // Int. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2019. Vol. 29. P. 249-253. DOI: https://doi. org/10.1123/ijsnem.2018-0024

48. Jang L.-G., Choi G., Kim S.-W., Kim B.-Y., Lee S., Park H. The combination of sport and sport-specific diet is associated with characteristics of gut microbiota: an observational study // J. Int. Soc. Sports Nutr. 2019. Vol. 16. P. 21. DOI: https://doi.org/10.1186/ s12970-019-0290-y

49. Liang R., Zhang S., Peng X., Yang W., Xu Y., Wu P. et al. Characteristics of the gut microbiota in professional martial arts athletes: a comparison between different competition levels // PLoS One.

2019. Vol. 14. Article ID e0226240. DOI: https://doi.org/10.1371/ journal.pone.0226240

50. O'Donovan C.M., Madigan S.M., Garcia-Perez I., Rankin A., O' Sullivan O., Cotter P.D. Distinct microbiome composition and metabolome exists across subgroups of elite Irish athletes // J. Sci. Med. Sport. 2020. Vol. 23. P. 63-68. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.jsams.2019.08.290

51. Bielik V., Hric I., Baláz V., Penesová A., Vávrová S., Grones J. et al. Gut microbiota diversity in lean athletes is associated with positive energy balance // Ann. Nutr. Metab. 2020. Vol. 76. P. 242-250. DOI: https://doi.org/10.1159/000509833

52. Han M., Yang K., Yang P., Zhong C., Chen C., Wang S., et al. Stratification of athletes' gut microbiota: the multifaceted hubs associated with dietary factors, physical characteristics and performance // Gut Microbes. 2020. Vol. 12. P. 1-18. DOI: https://doi. org/10.1080/19490976.2020.1842991

53. Mitchell J.H., Haskell W., Snell P., Van Camp S.P. Task Force 8: classification of sports // J. Am. Coll. Cardiol. 2005. Vol. 45. P. 1364-1367. DOI: https://doi.org/10.1016/jjacc.2005.02.015

54. Derrien M., Belzer C., de Vos W.M. Akkermansia muciniph-ila and its role in regulating host functions // Microb. Pathog. 2017. Vol. 106. P. 171-181. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mic-path.2016.02.005

55. Ottman N., Geerlings S.Y., Aalvink S., de Vos W.M., Belzer C. Action and function of Akkermansia muciniphila in microbiome ecology, health and disease // Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 2017. Vol. 31. P. 637-642. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.bpg.2017.10.001

56. Verhoog S., Taneri P.E., Roa Díaz Z.M., Marques-Vidal P., Troup J.P., Bally L. et al. Dietary factors and modulation of bacteria strains of Akkermansia muciniphila and Faecalibacterium prausnitzii: a systematic review // Nutrients. 2019. Vol. 11. Article ID 1565. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11071565

57. Macchione I.G., Lopetuso L.R., Ianiro G., Napoli M., Gibiino G., Rizzatti G. et al. Akkermansia muciniphila: key player in metabolic and gastrointestinal disorders // Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2019. Vol. 23. P. 8075-8083. DOI: https://doi.org/10.26355/ eurrev_201909_19024

58. Leylabadlo H.E., Ghotaslou R., Feizabadi M.M., Farajnia S., Moaddab S.Y., Ganbarov K. et al. The critical role of Faecalibac-terium prausnitzii in human health: an overview // Microb. Pathog.

2020. Vol. 149. Article ID 104344. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.micpath.2020.104344

59. Lopez-Siles M., Enrich-Capó N., Aldeguer X., Sabat-Mir M., Duncan S.H., Garcia-Gil L.J. et al. Alterations in the abundance and co-occurrence of Akkermansia muciniphila and Faecalibac-terium prausnitzii in the colonic mucosa of inflammatory bowel

disease subjects // Front. Cell. Infect. Microbiol. 2018. Vol. 8. P. 281. DOI: https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00281

60. Fu X., Liu Z., Zhu C., Mou H., Kong Q. Nondigestible carbohydrates, butyrate, and butyrate-producing bacteria // Crit. Rev. Food Sci Nutr. 2019. Vol. 59. P. S130-S152. DOI: https://doi.org/ 10.1080/10408398.2018.1542587

61. Louis P., Flint H.J. Diversity, metabolism and microbial ecology of butyrate-producing bacteria from the human large intestine // FEMS Microbiol. Lett. 2009. Vol. 294. P. 1-8. DOI: https://doi. org/10.1111/j.1574-6968.2009.01514.x

62. Ticinesi A., Mancabelli L., Tagliaferri S., Nouvenne A., Milani C., Del Rio D. et al. The Gut-muscle axis in older subjects with low muscle mass and performance: a proof of concept study exploring fecal microbiota composition and function with shotgun metage-nomics sequencing // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21. Article ID 8946. DOI: https://doi.org/10.3390/yms21238946

63. Ticinesi A., Tana C., Nouvenne A. The intestinal microbiome and its relevance for functionality in older persons // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2019. Vol. 22. P. 4-12. DOI: https://doi. org/10.1097/Mœ.0000000000000521

64. Ticinesi A., Nouvenne A., Cerundolo N., Catania P., Prati B., Tana C. et al. Gut microbiota, muscle mass and function in aging: a focus on physical frailty and sarcopenia // Nutrients. 2019. Vol. 11. Article ID 1633. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11071633

65. Nakamura N., Lin H.C., McSweeney C.S., Mackie R.I., Gas-kins H.R. Mechanisms of microbial hydrogen disposal in the human colon and implications for health and disease // Annu. Rev. Food Sci. Technol. 2010. Vol. 1. P. 363-395. DOI: https://doi. org/10.1146/annurev.food.102308.124101

66. Samuel B.S., Hansen E.E., Manchester J.K., Coutinho P.M., Henrissat B., Fulton R. et al. Genomic and metabolic adaptations of Methanobrevibacter smithii to the human gut // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2007. Vol. 104. P. 10 643-10 648. DOI: https://doi. org/10.1073/pnas.0704189104

67. Samuel B.S., Gordon J.I. A humanized gnotobiotic mouse model of host-archaeal-bacterial mutualism // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2006. Vol. 103. P. 10 011-10 016. DOI: https://doi.org/10.1073/ pnas.0602187103

68. Wu L., Zeng T., Zinellu A., Rubino S., Kelvin D.J., Carru C. A cross-sectional study of compositional and functional profiles of gut microbiota in Sardinian centenarians // mSystems. 2019. Vol. 4. Article ID e00325-19. DOI: https://doi.org/10.1128/mSys-tems.00325-19

69. Engels C., Ruscheweyh H.-J., Beerenwinkel N., Lacroix C., Schwab C. The common gut microbe Eubacterium hallii also contributes to intestinal propionate formation // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7. Article ID 713. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2016.00713

70. Bunesova V., Lacroix C., Schwab C. Mucin cross-feeding of infant Bifidobacteria and Eubacterium hallii // Microb. Ecol. 2018. Vol. 75. P. 228-238. DOI: https://doi.org/10.1007/s00248-017-1037-4

71. Fekry M.I., Engels C., Zhang J., Schwab C., Lacroix C., Sturla S.J. et al. The strict anaerobic gut microbe Eubacte-rium hallii transforms the carcinogenic dietary heterocyclic amine 2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo[4,5-b]pyridine (PhIP) // Environ. Microbiol. Rep. 2016. Vol. 8. P. 201-209. DOI: https:// doi.org/10.1111/1758-2229.12369

72. Bennett G.N., San K.Y. Microbial formation, biotechnological production and applications of 1,2-propanediol // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. Vol. 55. P. 1-9. DOI: https://doi.org/10.1007/ s002530000476

73. Liu Z., Liu H.-Y., Zhou H., Zhan Q., Lai W., Zeng Q. et al. Moderate-intensity exercise affects gut microbiome composition and influences cardiac function in myocardial infarction mice // Front. Microbiol. 2017. Vol. 8. Article ID 1687. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2017.01687

74. Matziouridou C., Marungruang N., Nguyen T.D., Nyman M., Fak F. Lingonberries reduce atherosclerosis in Apoe(-/-) mice in association with altered gut microbiota composition and improved

lipid profile // Mol. Nutr. Food Res. 2016. Vol. 60. P. 1150-1160. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201500738

75. Haro C., Montes-Borrego M., Rangel-Zúñiga O.A., Alcalá-Díaz J.F., Gómez-Delgado F., Pérez-Martínez P. et al. Two healthy diets modulate gut microbial community improving insulin sensitivity in a human obese population // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2016. Vol. 101. P. 233-242. DOI: https://doi.org/10.1210/jc. 2015-3351

76. Li L., Su Q., Xie B., Duan L., Zhao W., Hu D. et al. Gut microbes in correlation with mood: case study in a closed experimental human life support system // Neurogastroenterol. Motil. 2016. Vol. 28. P. 1233-1240. DOI: https://doi.org/10.1111/nmo.12822

77. Duncan S.H., Flint H.J. Proposal of a neotype strain (A1-86) for Eubacterium rectale. Request for an opinion // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58. P. 1735-1736. DOI: https://doi. org/10.1099/ijs.0.2008/004580-0

78. Ríos-Covián D., Ruas-Madiedo P., Margolles A., Gueimonde M., de Los Reyes-Gavilán C.G., Salazar N. Intestinal short chain fatty acids and their link with diet and human health // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7. P. 185. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00185

79. Kabeerdoss J., Jayakanthan P., Pugazhendhi S., Ramakrishna B.S.

Alterations of mucosal microbiota in the colon of patients with inflammatory bowel disease revealed by real time polymerase chain reaction amplification of 16S ribosomal ribonucleic acid // Indian J. Med. Res. 2015. Vol. 142. P. 23-32. DOI: https:// doi.org/10.4103/0971-5916.162091

80. Fite A., Macfarlane S., Furrie E., Bahrami B., Cummings J.H., Steinke D.T. et al. Longitudinal analyses of gut mucosal microbio-tas in ulcerative colitis in relation to patient age and disease severity and duration // J. Clin. Microbiol. 2013. Vol. 51. P. 849-856. DOI: https://doi.org/10.1128/JCM.02574-12

81. Yoshida N., Emoto T., Yamashita T., Watanabe H., Hayashi T., Tabata T. et al. Bacteroides vulgatus and Bacteroides dorei reduce gut microbial lipopolysaccharide production and inhibit atherosclerosis // Circulation. 2018. Vol. 138. P. 2486-2498. DOI: https:// doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.118.033714

82. Ngom 1.1., Hasni I., Lo C.I., Traore S.I., Fontanini A., Raoult D. et al. Taxono-genomics and description of Gordonibacter mas-siliensis sp. nov., a new bacterium isolated from stool of healthy patient // New Microbes New Infect. 2020. Vol. 33. Article ID 100624. DOI: https://doi.org/10.1016/j.nmni.2019.100624

83. Selma M.V., Tomás-Barberán F.A., Beltrán D., García-Villalba R., Espín J.C. Gordonibacter urolithinfaciens sp. nov., a urolithin-producing bacterium isolated from the human gut // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2014. Vol. 64. P. 2346-2352. DOI: https://doi. org/10.1099/ijs.0.055095-0

84. Rodriguez J., Pierre N., Naslain D., Bontemps F., Ferreira D., Priem F. et al. Urolithin B, a newly identified regulator of skeletal muscle mass // J. Cachexia Sarcopenia Muscle. 2017. Vol. 8. P. 583-597. DOI: https://doi.org/10.1002/jcsm.12190

85. Toney A.M., Fox D., Chaidez V., Ramer-Tait A.E., Chung S. Immunomodulatory role of urolithin a on metabolic diseases // Biomedicines. 2021. Vol. 9. P. 192. DOI: https://doi.org/10.3390/ biomedicines9020192

86. Allen J.M., Mailing L.J., Niemiro G.M., Moore R., Cook M.D., White B.A. et al. Exercise alters gut microbiota composition and function in lean and obese humans // Med. Sci. Sports Exerc. 2018. Vol. 50. P. 747-757. DOI: https://doi.org/10.1249/ MSS.0000000000001495

87. Munukka E., Ahtiainen J.P., Puigbó P., Jalkanen S., Pahkala K., Keskitalo A. et al. Six-week endurance exercise alters gut metagenome that is not reflected in systemic metabolism in over-weight women // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. Article ID 2323. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02323

88. Morita E., Yokoyama H., Imai D., Takeda R., Ota A., Kawai E. et al. Aerobic exercise training with brisk walking increases intestinal bacteroides in healthy elderly women // Nutrients. 2019. Vol. 11. Article ID 868. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11040868

89. Nay K., Jollet M., Goustard B., Baati N., Vernus B., Pontones M. et al. Gut bacteria are critical for optimal muscle function: a poten-

tial link with glucose homeostasis // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019. Vol. 317. P. E158-E171. DOI: https://doi.org/10.1152/ ajpendo.00521.2018

90. Okamoto T., Morino K., Ugi S., Nakagawa F., Lemecha M., Ida S. et al. Gut bacteria are critical for optimal muscle function: a potential link with glucose homeosta intestinal acetate production // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019. Vol. 316. P. E956-E966. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpendo.00510.2018

91. Singh V., Chassaing B., Zhang L., San Yeoh B., Xiao X., Kumar M. et al. Microbiota-dependent hepatic lipogenesis mediated by stea-royl CoA desaturase 1 (SCD1) promotes metabolic syndrome in TLR5-deficient mice // Cell Metab. 2015. Vol. 22. P. 983-996. DOI: https://doi.org/10.1016Zj.cmet.2015.09.028

92. De Vadder F., Kovatcheva-Datchary P., Zitoun C., Duchampt A., Bäckhed F., Mithieux G. Microbiota-produced succinate improves glucose homeostasis via intestinal gluconeogenesis // Cell Metab. 2016. Vol. 24. P. 151-157. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.cmet.2016.06.013

93. Cani P.D., Van Hul M., Lefort C., Depommier C., Rastelli M., Everard A. Microbial regulation of organismal energy homeo-stasis // Nat. Metab. 2019. Vol. 1. P. 34-46. DOI: https://doi. org/10.1038/s42255-018-0017-4

94. O'Mahony S.M., Clarke G., Borre Y.E., Dinan T.G., Cryan J.F. Serotonin, tryptophan metabolism and the brain-gut-microbiome axis // Behav. Brain Res. 2015. Vol. 277. P. 32-48. DOI: https://doi. org/10.1016/j.bbr.2014.07.027

95. Frampton J., Murphy K.G., Frost G., Chambers E.S. Short-chain fatty acids as potential regulators of skeletal muscle metabolism and function // Nat. Metab. 2020. Vol. 2. P. 840-848. DOI: https://doi. org/10.1038/s42255-020-0188-7

96. van de Wouw M., Boehme M., Lyte J.M., Wiley N., Strain C., O'Sullivan O. et al. Short-chain fatty acids: microbial metabolites that alleviate stress-induced brain-gut axis alterations // J. Physi-ol. 2018. Vol. 596:. P. 4923-4944. DOI: https://doi.org/10.1113/ JP276431

97. LeBlanc J.G., Chain F., Martín R., Bermúdez-Humarán L.G., Courau S., Langella P. Beneficial effects on host energy metabolism of short-chain fatty acids and vitamins produced by commensal and probiotic bacteria // Microb. Cell Fact. 2017. Vol. 16. P. 79. DOI: https://doi.org/10.1186/s12934-017-0691-z

98. Scheiman J., Luber J.M., Chavkin T.A., MacDonald T., Tung A., Pham L.-D. et al. Meta-omics analysis of elite athletes identifies a performance-enhancing microbe that functions via lactate metabolism // Nat. Med. 2019. Vol. 25. P. 1104-1109. DOI: https:// doi.org/10.1038/s41591-019-0485-4

99. Boets E., Gomand S.V., Deroover L., Preston T., Vermeulen K., De Preter V. et al. Systemic availability and metabolism of colonic-derived short-chain fatty acids in healthy subjects: a stable isotope study // J. Physiol. 2017. Vol. 595. P. 541-555. DOI: https://doi. org/10.1113/JP272613

100. Zhao X., Zhang Z., Hu B., Huang W., Yuan C., Zou L. Response of gut microbiota to metabolite changes induced by endurance exercise // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. Article ID 765. DOI: https:// doi.org/10.3389/fmicb.2018.00765

101. Cronin O., Barton W., Skuse P., Penney N.C., Garcia-Perez I., Murphy E.F. et al. A prospective metagenomic and metabolomic analysis of the impact of exercise and/or whey protein supplementation on the gut microbiome of sedentary adults // mSystems. 2018. Vol. 3. Article ID e00044-18. DOI: https://doi.org/10.1128/mSys-tems.00044-18

102. Tang R., Harasymowicz N.S., Wu C.-L., Collins K.H., Choi Y.-R., Oswald S.J. et al. Gene therapy for follistatin mitigates systemic metabolic inflammation and post-traumatic arthritis in high-fat diet-induced obesity // Sci. Adv. 2020. Vol. 6. Article ID eaaz7492. DOI: https://doi.org/10.1126/sciadv.aaz7492

103. Rakoff-Nahoum S., Foster K.R., Comstock L.E. The evolution of cooperation within the gut microbiota // Nature. 2016. Vol. 533. P. 255-259. DOI: https://doi.org/10.1038/nature17626

104. Bautista L.E., Herrán O.F., Pryer J.A. Development and simulated validation of a food-frequency questionnaire for the Colombian

population // Public Health Nutr. 2005. Vol. 8. P. 181-188. DOI: https://doi.org/10.1079/phn2004672

105. Ortega R.M., Pérez-Rodrigo C., López-Sobaler A.M. Dietary assessment methods: dietary records // Nutr. Hosp. 2015. Vol. 31, suppl. 3. P. 38-45. DOI: https://doi.org/10.3305/nh.2015.31. sup3.8749

106. Wolters M., Ahrens J., Romaní-Pérez M., Watkins C., Sanz Y., Benítez-Páez A. et al. Dietary fat, the gut microbiota, and metabolic health — a systematic review conducted within the MyNewGut project // Clin. Nutr. 2019. Vol. 38. P. 2504—2520. DOI: https://doi. org/10.1016/j.clnu.2018.12.024

107. Möller G.B., Da Cunha Goulart M.J.V., Nicoletto B.B., Alves F.D., Schneider C.D. Supplementation of probiotics and its effects on physically active individuals and athletes: systematic review // Int. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2019. Vol. 29. P. 481—492. DOI: https:// doi.org/10.1123/ysnem.2018-0227

108. Miles M.P. Probiotics and gut health in athletes // Curr. Nutr. Rep. 2020. Vol. 9. P. 129—136. DOI: https://doi.org/10.1007/s13668-020-00316-2

109. Zinócker M.K., Lindseth I.A. The Western diet-microbiome-host interaction and its role in metabolic disease // Nutrients. 2018. Vol. 10. P. 365. DOI: https://doi.org/10.3390/nu10030365

110. O'Keefe S.J.D., Li J.V., Lahti L., Ou J., Carbonero F., Mohammed K. et al. Fat, fibre and cancer risk in African Americans and rural Africans // Nat. Commun. 2015. Vol. 6. P. 1-14. DOI: https://doi. org/10.1038/ncomms7342

111. Donati Zeppa S., Agostini D., Gervasi M., Annibalini G., Ama-tori S., Ferrini F. et al. Mutual interactions among exercise, sport supplements and microbiota // Nutrients. 2019. Vol. 12. P. 17. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12010017

112. Zeppa S.D., Agostini D., Gervasi M., Annibalini G., Amatori S., Ferrini F. et al. Mutual interactions among exercise, sport supplements and microbiota // Nutrients. 2020. Vol. 12. P. 17. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12010017

113. Huang W.-C., Hsu Y.-J., Huang C.-C., Liu H.-C., Lee M.-C. Exercise training combined with bifidobacterium longum OLP-01 supplementation improves exercise physiological adaption and performance // Nutrients. 2020. Vol. 12. P. 1145. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12041145

References

1. Jandhyala S.M., Talukdar R., Subramanyam C., Vuyyuru H., Sasikala M., Nageshwar Reddy D. Role of the normal gut microbiota. World J Gastroenterol. 2015; 21: 8787-803. DOI: https://doi. org/10.3748/wjg.v21.i29.8787

2. Wilson A.S., Koller K.R., Ramaboli M.C., Nesengani L.T., Ocvirk S., Chen C., et al. Diet and the human gut microbiome: an international review. Dig Dis Sci. 2020; 65: 723-40. DOI: https:// doi.org/10.1007/s10620-020-06112-w

3. Moszak M., Szulinska M., Bogdanski P. You are what you eat — the relationship between diet, microbiota, and metabolic disorders -a review. Nutrients 2020; 12: 1096. DOI: https://doi.org/10.3390/ nu12041096

4. Yang Q., Liang Q., Balakrishnan B., Belobrajdic D.P., Feng Q.-J., Zhang W. Role of dietary nutrients in the modulation of gut micro-biota: a narrative review. Nutrients. 2020; 12: 12020381. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12020381

5. Matenchuk B.A., Mandhane P.J., Kozyrskyj A.L. Sleep, circadian rhythm, and gut microbiota. Sleep Med Rev. 2020; 53: 101340. DOI: https://doi.org/10.1016/j.smrv.2020.101340

6. Marttinen M., Ala-Jaakkola R., Laitila A., Lehtinen M.J. Gut microbiota, probiotics and physical performance in athletes and physically active individuals. Nutrients. 2020; 12: 1-39. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12102936

7. Mu C., Zhu W. Antibiotic effects on gut microbiota, metabolism, and beyond. Appl Microbiol Biotechnol. 2019; 103: 9277—85. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-019-10165-x

8. Rothschild D., Weissbrod O., Barkan E., Kurilshikov A., Korem T., Zeevi D., et al. Environment dominates over host genetics in shaping human gut microbiota. Nature. 2018; 555: 210—5. DOI: https:// doi.org/10.1038/nature25973

9. Scepanovic P., Hodel F., Mondot S., Partula V., Byrd A., Hammer C., et al. A comprehensive assessment of demographic, environmental, and host genetic associations with gut microbiome diversity in healthy individuals. Microbiome 2019; 7: 130. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-019-0747-x

10. Derrien M., Alvarez A.-S., de Vos W.M. The gut microbiota in the first decade of life. Trends Microbiol. 2019; 27: 997—1010. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tim.2019.08.001

11. Holmes E., Li J.V., Marchesi J.R., Nicholson J.K. Gut microbiota composition and activity in relation to host metabolic phenotype and disease risk. Cell Metab. 2012; 16: 559—64. DOI: https://doi. org/10.1016/j.cmet.2012.10.007

12. Nishida A., Inoue R., Inatomi O., Bamba S., Naito Y., Andoh A. Gut microbiota in the pathogenesis of inflammatory bowel disease. Clin J Gastroenterol. 2018; 11: 1—10. https://doi.org/10.1007/ s12328-017-0813-5

13. Moreno-Indias I., Cardona F., Tinahones F.J., Queipo-Ortuno M.I. Impact of the gut microbiota on the development of obesity and type 2 diabetes mellitus. Front Microbiol. 2014; 5: 190. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2014.00190

14. Verhaar B.J.H., Prodan A., Nieuwdorp M., Muller M. Gut microbiota in hypertension and atherosclerosis: a review. Nutrients. 2020; 12: 12102982. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12102982

15. Sabit H., Cevik E., Tombuloglu H. Colorectal cancer: the epigen-etic role of microbiome. World J Clin Cases. 2019; 7: 3683-97. DOI: https://doi.org/10.12998/wjcc.v7.i22.3683

16. Sheveleva S.A., Kuvaeva I.B., Efimochkina N.R., Markova Yu.M., Prosyannikov M.Yu. The intestinal microbiome: from the standard of the norm to the pathology. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2020; 89 (4): 35-51. DOI: https://doi.org/10.24411/0042-8833-2020-10040 (in Russian)

17. Kulecka M., Fraczek B., Mikula M., Zeber-Lubecka N., Karcz-marski J., Paziewska A., et al. The composition and richness of the gut microbiota differentiate the top Polish endurance athletes from sedentary controls. Gut Microbes. 2020; 11: 1374-84. DOI: https:// doi.org/10.1080/19490976.2020.1758009

18. Tremaroli V., Bäckhed F. Functional interactions between the gut microbiota and host metabolism. Nature. 2012; 489: 242-9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature11552

19. Zeng M.Y., Inohara N., Nunez G. Mechanisms of inflammation-driven bacterial dysbiosis in the gut. Mucosal Immunol. 2017; 10: 18-26. DOI: https://doi.org/10.1038/mi.2016.75

20. Indiani C.M.D.S.P., Rizzardi K.F., Castelo P.M., Ferraz L.F.C., Darrieux M., Parisotto T. M. Childhood obesity and firmicutes/ bacteroidetes ratio in the gut microbiota: a systematic review. Child Obes. 2018; 14: 501-9. DOI: https://doi.org/10.1089/chi.2018.0040

21. Magne F., Gotteland M., Gauthier L., Zazueta A., Pesoa S., Navarrete P., et al. The Firmicutes/bacteroidetes ratio: a relevant marker of gut dysbiosis in obese patients? Nutrients. 2020; 12: 12051474. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12051474

22. Plovier H., Cani P.D. Microbial impact on host metabolism: opportunities for novel treatments of nutritional disorders? Microbiol Spectr. 2017; 5. DOI: https://doi.org/10.1128/microbiolspec.BAD-0002-2016

23. Bäckhed F., Manchester J.K., Semenkovich C.F., Gordon J.I. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104: 979-84. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0605374104

24. Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 2006; 444: 1027. DOI: https://doi.org/10.1038/nature05414

25. Motiani K.K., Collado M.C., Eskelinen J.-J., Virtanen K.A., 41. Löyttyniemi E., Salminen S., et al. Exercise training modulates gut microbiota profile and improves endotoxemia. Med Sci Sports Exerc. 2020; 52: 94-104. DOI: https://doi.org/10.1249/ MSS.0000000000002112

26. Álvarez J., Fernández Real J.M., Guarner F., Gueimonde M., 42. Rodríguez J.M., Saenz de Pipaon M., et al. Gut microbes and health. Gastroenterol Hepatol. 2021. DOI: https://doi.org/10.1016/). gastrohep.2021.01.009

27. Evans C.C., LePard K.J., Kwak J.W., Stancukas M.C., Laskowski S., 43. Dougherty J., et al. Exercise prevents weight gain and alters the gut microbiota in a mouse model of high fat diet-induced obesity. PLoS One. 2014; 9 (3): e92193. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pone.0092193

28. Brandt N., Kotowska D., Kristensen C.M., Olesen J., Lützhoft D.O., 44. Halling J.F., et al. The impact of exercise training and resveratrol supplementation on gut microbiota composition in high-fat diet fed mice. Physiol Rep. 2018; 6: e13881. DOI: https://doi.org/10.14814/ phy2.13881 45.

29. McCabe L.R., Irwin R., Tekalur A., Evans C., Schepper J.D., Parameswaran N., et al. Exercise prevents high fat diet-induced bone loss, marrow adiposity and dysbiosis in male mice. Bone. 2019; 118: 20-31. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bone.2018.03.024 46.

30. Nagano T., Yano H. Effect of dietary cellulose nanofiber and exercise on obesity and gut microbiota in mice fed a high-fat-diet. Bios-ci Biotechnol Biochem. 2020; 84: 613-20. DOI: https://doi.org/ 10.1080/09168451.2019.1690975

31. Yu C., Liu S., Chen L., Shen J., Niu Y., Wang T., et al. Effect of exercise and butyrate supplementation on microbiota composi- 47. tion and lipid metabolism. J Endocrinol. 2019; 243: 125-35. DOI: https://doi.org/10.1530/JOE-19-0122

32. Hsu Y.J., Chiu C.C., Li Y.P., Huang W.C., Huang Y.T., Huang C.C., et al. Effect of intestinal microbiota on exercise performance in mice. J Strength Cond Res. 2015; 29: 552-8. 48.

33. Kim D., Kang H. Exercise training modifies gut microbiota with attenuated host responses to sepsis in wild-type mice. FASEB J. 2019; 33: 5772-81. DOI: https://doi.org/10.1096/fj.201802481R

34. Allen J.M., Berg Miller M.E., Pence B.D., Whitlock K., Nehra V., Gaskins H.R., et al. Voluntary and forced exercise differen- 49. tially alters the gut microbiome in C57BL/6J mice. J Appl Physiol. 2015; 118: 1059-66. DOI: https://doi.org/10.1152/japplphysi-ol.01077.2014

35. Denou E., Marcinko K., Surette M.G., Steinberg G.R., Schertzer J.D. High-intensity exercise training increases the diversity and 50. metabolic capacity of the mouse distal gut microbiota during diet-induced obesity. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2016;

310: E982-93. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpendo.00537. 2015

36. Okamoto T., Morino K., Ugi S., Nakagawa F., Lemecha M., Ida S., 51. et al. Microbiome potentiates endurance exercise through intestinal acetate production. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2019; 316: E956-66. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpendo.00510.2018

37. Yuan X., Xu S., Huang H., Liang J., Wu Y., Li C., et al. Influence 52. of excessive exercise on immunity, metabolism, and gut microbial diversity in an overtraining mice model. Scand J Med Sci Sports. 2018; 28: 1541-51. DOI: https://doi.org/10.1111/sms.13060

38. Houghton D., Stewart C.J., Stamp C., Nelson A., Aj Ami N.J., Petrosino J.F., et al. Impact of age-related mitochondrial dysfunc- 53. tion and exercise on intestinal microbiota composition. J Gerontol

A Biol Sci Med Sci. 2018; 73: 571-8. DOI: https://doi.org/10.1093/ gerona/glx197 54.

39. Muka T., Glisic M., Milic J., Verhoog S., Bohlius J., Bramer W., et al. A 24-step guide on how to design, conduct, and successfully publish a systematic review and meta-analysis in medical research. 55. Eur J Epidemiol. 2020; 35: 49-60. DOI: https://doi.org/10.1007/ s10654-019-00576-5

40. Clarke S.F., Murphy E.F., O'Sullivan O., Lucey A.J., Humphreys M., Hogan A., et al. Exercise and associated dietary extremes impact 56. on gut microbial diversity. Gut. 2014; 63: 1913-20. DOI: https://doi. org/10.1136/gutjnl-2013-306541

Barton W., Penney N.C., Cronin O., Garcia-Perez I., Molloy M.G., Holmes E., et al. The microbiome of professional athletes differs from that of more sedentary subjects in composition and particularly at the functional metabolic level. Gut. 2018; 67: 625-33. DOI: https://doi.org/10.1136/gutjnl-2016-313627

Estaki M., Pither J., Baumeister P., Little J.P., Gill S.K., Ghosh S., et al. Cardiorespiratory fitness as a predictor of intestinal microbial diversity and distinct metagenomic functions. Microbiome. 2016; 4: 42. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-016-0189-7 Bressa C., Bailén-Andrino M., Pérez-Santiago J., González-Soltero R., Pérez M., Montalvo-Lominchar M.G., et al. Differences in gut microbiota profile between women with active lifestyle and sedentary women. PLoS One. 2017; 12: e0171352. DOI: https://doi. org/10.1371/journal.pone.0171352

Petersen L.M., Bautista E.J., Nguyen H., Hanson B.M., Chen L., Lek S.H., et al. Community characteristics of the gut microbiomes of competitive cyclists. Microbiome. 2017; 5: 98. DOI: https://doi. org/10.1186/s40168-017-0320-4

Yang Y., Shi Y., Wiklund P., Tan X., Wu N., Zhang X., et al. The association between cardiorespiratory fitness and gut microbiota composition in premenopausal women. Nutrients. 2017; 9: 792. DOI: https://doi.org/10.3390/nu9080792

Whisner C.M., Maldonado J., Dente B., Krajmalnik-Brown R., Bruening M. Diet, physical activity and screen time but not body mass index are associated with the gut microbiome of a diverse cohort of college students living in university housing: a cross-sectional study. BMC Microbiol. 2018; 18: 210. DOI: https://doi. org/10.1186/s12866-018-1362-x

Durk R.P., Castillo E., Márquez-Magaña L., Grosicki G.J., Bolter N.D., Lee C.M., et al. Gut microbiota composition is related to cardiorespiratory fitness in healthy young adults. Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2019; 29: 249-53. DOI: https://doi.org/10.1123/

ij snem.2018-0024

Jang L.-G., Choi G., Kim S.-W., Kim B.-Y., Lee S., Park H. The combination of sport and sport-specific diet is associated with characteristics of gut microbiota: an observational study. J Int Soc Sports Nutr. 2019; 16: 21. DOI: https://doi.org/10.1186/s12970-019-0290-y

Liang R., Zhang S., Peng X., Yang W., Xu Y., Wu P., et al. Characteristics of the gut microbiota in professional martial arts athletes: a comparison between different competition levels. PLoS One. 2019; 14: e0226240. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone. 0226240

O'Donovan C.M., Madigan S.M., Garcia-Perez I., Rankin A., O' Sullivan O., Cotter P.D. Distinct microbiome composition and metabolome exists across subgroups of elite Irish athletes. J Sci Med Sport. 2020; 23: 63-8. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.jsams.2019.08.290

Bielik V., Hric I., Baláz V., Penesová A., Vávrová S., Grones J., et al. Gut microbiota diversity in lean athletes is associated with positive energy balance. Ann Nutr Metab. 2020; 76: 242-50. DOI: https:// doi.org/10.1159/000509833

Han M., Yang K., Yang P., Zhong C., Chen C., Wang S., et al. Stratification of athletes' gut microbiota: the multifaceted hubs associated with dietary factors, physical characteristics and performance. Gut Microbes. 2020; 12: 1-18. DOI: https://doi.org/10.108 0/19490976.2020.1842991

Mitchell J.H., Haskell W., Snell P., Van Camp S.P. Task Force 8: classification of sports. J Am Coll Cardiol. 2005; 45: 1364-7. DOI: https://doi.org/10.1016/jjacc.2005.02.015

Derrien M., Belzer C., de Vos W.M. Akkermansia muciniphila and its role in regulating host functions. Microb Pathog. 2017; 106: 171-81. DOI: https://doi.org/10.1016/j.micpath.2016.02.005 Ottman N., Geerlings S.Y., Aalvink S., de Vos W.M., Belzer C. Action and function of Akkermansia muciniphila in microbiome ecology, health and disease. Best Pract Res Clin Gastroenterol. 2017; 31: 637-42. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bpg.2017.10.001 Verhoog S., Taneri P.E., Roa Díaz Z.M., Marques-Vidal P., Troup J.P., Bally L., et al. Dietary factors and modulation of bacteria strains of Akkermansia muciniphila and Faecalibacterium

prausnitzii: a systematic review. Nutrients. 2019; 11: 1565. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11071565

57. Macchione I.G., Lopetuso L.R., Ianiro G., Napoli M., Gibiino G., Rizzatti G., et al. Akkermansia muciniphila: key player in metabolic and gastrointestinal disorders. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2019; 23: 8075-83. DOI: https://doi.org/10.26355/eurrev_201909_ 19024

58. Leylabadlo H.E., Ghotaslou R., Feizabadi M.M., Farajnia S., Moaddab S.Y., Ganbarov K., et al. The critical role of Faeca-libacterium prausnitzii in human health: an overview. Microb Pathog. 2020; 149: 104344. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mic-path.2020.104344

59. Lopez-Siles M., Enrich-Capo N., Aldeguer X., Sabat-Mir M., Duncan S.H., Garcia-Gil L.J., et al. Alterations in the abundance and co-occurrence of Akkermansia muciniphila and Faecalibac-terium prausnitzii in the colonic mucosa of inflammatory bowel disease subjects. Front Cell Infect Microbiol. 2018; 8: 281. DOI: https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00281

60. Fu X., Liu Z., Zhu C., Mou H., Kong Q. Nondigestible carbohydrates, butyrate, and butyrate-producing bacteria. Crit Rev Food Sci Nutr. 2019; 59: S130-52. DOI: https://doi.org/10.1080/104083 98.2018.1542587

61. Louis P., Flint H.J. Diversity, metabolism and microbial ecology of butyrate-producing bacteria from the human large intestine. FEMS Microbiol Lett. 2009; 294: 1-8. DOI: https://doi. org/10.1111/j.1574-6968.2009.01514.x

62. Ticinesi A., Mancabelli L., Tagliaferri S., Nouvenne A., Milani C., Del Rio D., et al. The Gut-muscle axis in older subjects with low muscle mass and performance: a proof of concept study exploring fecal microbiota composition and function with shotgun metage-nomics sequencing. Int J Mol Sci. 2020; 21: 8946. DOI: https://doi. org/10.3390/ijms21238946

63. Ticinesi A., Tana C., Nouvenne A. The intestinal microbiome and its relevance for functionality in older persons. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2019; 22: 4-12. DOI: https://doi.org/10.1097/ MCO.0000000000000521

64. Ticinesi A., Nouvenne A., Cerundolo N., Catania P., Prati B., Tana C., et al. Gut microbiota, muscle mass and function in aging: a focus on physical frailty and sarcopenia. Nutrients. 2019; 11: 1633. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11071633

65. Nakamura N., Lin H.C., McSweeney C.S., Mackie R.I., Gaskins H.R. Mechanisms of microbial hydrogen disposal in the human colon and implications for health and disease. Annu Rev Food Sci Technol. 2010; 1: 363-95. DOI: https://doi.org/10.1146/ annurev.food.102308.124101

66. Samuel B.S., Hansen E.E., Manchester J.K., Coutinho P.M., Henrissat B., Fulton R., et al. Genomic and metabolic adaptations of Methanobrevibacter smithii to the human gut. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104: 10 643-8. DOI: https://doi.org/10.1073/ pnas.0704189104

67. Samuel B.S., Gordon J.I. A humanized gnotobiotic mouse model of host-archaeal-bacterial mutualism. Proc Natl Acad Sci USA. 2006; 103: 10 011-6. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0602187103

68. Wu L., Zeng T., Zinellu A., Rubino S., Kelvin D.J., Carru C. A cross-sectional study of compositional and functional profiles of gut microbiota in Sardinian centenarians. mSystems. 2019; 4: e00325-19. DOI: https://doi.org/10.1128/mSystems.00325-19

69. Engels C., Ruscheweyh H.-J., Beerenwinkel N., Lacroix C., Schwab C. The common gut microbe Eubacterium hallii also contributes to intestinal propionate formation. Front Microbiol. 2016; 7: 713. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00713

70. Bunesova V., Lacroix C., Schwab C. Mucin cross-feeding of infant Bifidobacteria and Eubacterium hallii. Microb Ecol. 2018; 75: 228-38. DOI: https://doi.org/10.1007/s00248-017-1037-4

71. Fekry M.I., Engels C., Zhang J., Schwab C., Lacroix C., Sturla S.J., et al. The strict anaerobic gut microbe Eubacterium hal-lii transforms the carcinogenic dietary heterocyclic amine 2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo[4,5-b]pyridine (PhIP). Environ Microbiol Rep. 2016; 8: 201-9. DOI: https://doi.org/10.1111/1758-2229.12369

72. Bennett G.N., San K.Y. Microbial formation, biotechnological production and applications of 1,2-propanediol. Appl Micro-biol Biotechnol. 2001; 55: 1-9. DOI: https://doi.org/10.1007/ s002530000476

73. Liu Z., Liu H.-Y., Zhou H., Zhan Q., Lai W., Zeng Q., et al. Moderate-intensity exercise affects gut microbiome composition and influences cardiac function in myocardial infarction mice. Front Microbiol. 2017; 8: 1687. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2017.01687

74. Matziouridou C., Marungruang N., Nguyen T.D., Nyman M., Fak F. Lingonberries reduce atherosclerosis in Apoe(-/-) mice in association with altered gut microbiota composition and improved lipid profile. Mol Nutr Food Res. 2016; 60: 1150-60. DOI: https:// doi.org/10.1002/mnfr.201500738

75. Haro C., Montes-Borrego M., Rangel-Zúñiga O.A., Alcalá-Díaz J.F., Gómez-Delgado F., Pérez-Martínez P., et al. Two healthy diets modulate gut microbial community improving insulin sensitivity in a human obese population. J Clin Endocrinol Metab. 2016; 101: 233-42. DOI: https://doi.org/10.1210/jc.2015-3351

76. Li L., Su Q., Xie B., Duan L., Zhao W., Hu D., et al. Gut microbes in correlation with mood: case study in a closed experimental human life support system. Neurogastroenterol Motil. 2016; 28: 1233-40. DOI: https://doi.org/10.1111/nmo.12822

77. Duncan S.H., Flint H.J. Proposal of a neotype strain (A1-86) for Eubacterium rectale. Request for an opinion. Int J Syst Evol Microbiol. 2008; 58: 1735-6. DOI: https://doi.org/10.1099/ ijs.0.2008/004580-0

78. Ríos-Covián D., Ruas-Madiedo P., Margolles A., Gueimonde M., de Los Reyes-Gavilán C.G., Salazar N. Intestinal short chain fatty acids and their link with diet and human health. Front Microbiol. 2016; 7: 185. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00185

79. Kabeerdoss J., Jayakanthan P., Pugazhendhi S., Ramakrishna B.S. Alterations of mucosal microbiota in the colon of patients with inflammatory bowel disease revealed by real time polymerase chain reaction amplification of 16S ribosomal ribonucleic acid. Indian J Med Res. 2015; 142: 23-32. DOI: https://doi.org/10.4103/0971-5916.162091

80. Fite A., Macfarlane S., Furrie E., Bahrami B., Cummings J.H., Steinke D.T., et al. Longitudinal analyses of gut mucosal microbio-tas in ulcerative colitis in relation to patient age and disease severity and duration. J Clin Microbiol. 2013; 51: 849-56. DOI: https://doi. org/10.1128/JCM.02574-12

81. Yoshida N., Emoto T., Yamashita T., Watanabe H., Hayashi T., Tabata T., et al. Bacteroides vulgatus and Bacteroides dorei reduce gut microbial lipopolysaccharide production and inhibit atherosclerosis. Circulation. 2018; 138: 2486-98. DOI: https://doi. org/10.1161/CIRCULATIONAHA.118.033714

82. Ngom I.I., Hasni I., Lo C.I., Traore S.I., Fontanini A., Raoult D., et al. Taxono-genomics and description of Gordonibacter mas-siliensis sp. nov., a new bacterium isolated from stool of healthy patient. New Microbes New Infect. 2020; 33: 100624. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.nmni.2019.100624

83. Selma M.V., Tomás-Barberán F.A., Beltrán D., García-Villalba R., Espín J.C. Gordonibacter urolithinfaciens sp. nov., a urolithin-producing bacterium isolated from the human gut. Int J Syst Evol Microbiol. 2014; 64: 2346-52. DOI: https://doi.org/10.1099/ ij s.0.055095-0

84. Rodriguez J., Pierre N., Naslain D., Bontemps F., Ferreira D., Priem F., et al. Urolithin B, a newly identified regulator of skeletal muscle mass. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 2017; 8: 583-97. DOI: https://doi.org/10.1002/jcsm.12190

85. Toney A.M., Fox D., Chaidez V., Ramer-Tait A.E., Chung S. Immunomodulatory role of urolithin a on metabolic diseases. Biomedicines. 2021; 9: 192. DOI: https://doi.org/10.3390/biomedi-cines9020192

86. Allen J.M., Mailing L.J., Niemiro G.M., Moore R., Cook M.D., White B.A., et al. Exercise alters gut microbiota composition and function in lean and obese humans. Med Sci Sports Exerc. 2018; 50: 747-57. DOI: https://doi.org/10.1249/MSS.000000000 0001495

87. Munukka E., Ahtiainen J.P., Puigbó P., Jalkanen S., Pahkala K., Keskitalo A., et al. Six-week endurance exercise alters gut metagenome that is not reflected in systemic metabolism in overweight women. Front Microbiol. 2018; 9: 2323. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2018.02323

88. Morita E., Yokoyama H., Imai D., Takeda R., Ota A., Kawai E., et al. Aerobic exercise training with brisk walking increases intestinal bacteroides in healthy elderly women. Nutrients. 2019; 11: 868. DOI: https://doi.org/10.3390/nu11040868

89. Nay K., Jollet M., Goustard B., Baati N., Vernus B., Pontones M., et al. Gut bacteria are critical for optimal muscle function: a potential link with glucose homeostasis. Am J Physiol Endo-crinol Metab. 2019; 317: E158-71. DOI: https://doi.org/10.1152/ ajpendo.00521.2018

90. Okamoto T., Morino K., Ugi S., Nakagawa F., Lemecha M., Ida S., et al. Gut bacteria are critical for optimal muscle function: a potential link with glucose homeosta intestinal acetate production. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2019; 316: E956-66. DOI: https://doi. org/10.1152/ajpendo.00510.2018

91. Singh V., Chassaing B., Zhang L., San Yeoh B., Xiao X., Kumar M., et al. Microbiota-dependent hepatic lipogenesis mediated by stea-royl CoA desaturase 1 (SCD1) promotes metabolic syndrome in TLR5-deficient mice. Cell Metab. 2015; 22: 983-96. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2015.09.028

92. De Vadder F., Kovatcheva-Datchary P., Zitoun C., Duchampt A., Bäckhed F., Mithieux G. Microbiota-produced succinate improves glucose homeostasis via intestinal gluconeogenesis. Cell Metab. 2016; 24: 151-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2016. 06.013

93. Cani P.D., Van Hul M., Lefort C., Depommier C., Rastelli M., Everard A. Microbial regulation of organismal energy homeostasis. Nat Metab. 2019; 1: 34-46. DOI: https://doi.org/10.1038/s42255-018-0017-4

94. O'Mahony S.M., Clarke G., Borre Y.E., Dinan T.G., Cryan J.F. Serotonin, tryptophan metabolism and the brain-gut-microbi-ome axis. Behav Brain Res. 2015; 277: 32-48. DOI: https://doi. org/10.1016/j.bbr.2014.07.027

95. Frampton J., Murphy K.G., Frost G., Chambers E.S. Short-chain fatty acids as potential regulators of skeletal muscle metabolism and function. Nat Metab. 2020; 2: 840-8. DOI: https://doi. org/10.1038/s42255-020-0188-7

96. van de Wouw M., Boehme M., Lyte J.M., Wiley N., Strain C., O'Sullivan O., et al. Short-chain fatty acids: microbial metabolites that alleviate stress-induced brain-gut axis alterations. J Physiol. 2018; 596: 4923-44. DOI: https://doi.org/10.1113/JP276431

97. LeBlanc J.G., Chain F., Martín R., Bermúdez-Humarán L.G., Courau S., Langella P. Beneficial effects on host energy metabolism of short-chain fatty acids and vitamins produced by commensal and probiotic bacteria. Microb Cell Fact. 2017; 16: 79. DOI: https:// doi.org/10.1186/s12934-017-0691-z

98. Scheiman J., Luber J.M., Chavkin T.A., MacDonald T., Tung A., Pham L.-D., et al. Meta-omics analysis of elite athletes identifies a performance-enhancing microbe that functions via lactate metabolism. Nat Med. 2019; 25: 1104-9. DOI: https://doi.org/10.1038/ s41591-019-0485-4

99. Boets E., Gomand S.V., Deroover L., Preston T., Vermeulen K., De Preter V., et al. Systemic availability and metabolism of colonic-derived short-chain fatty acids in healthy subjects: a stable isotope

study. J Physiol. 2017; 595: 541-55. DOI: https://doi.org/10.1113/ JP272613

100. Zhao X., Zhang Z., Hu B., Huang W., Yuan C., Zou L. Response of gut microbiota to metabolite changes induced by endurance exercise. Front Microbiol. 2018; 9: 765. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2018.00765

101. Cronin O., Barton W., Skuse P., Penney N.C., Garcia-Perez I., Murphy E.F., et al. A prospective metagenomic and metabolomic analysis of the impact of exercise and/or whey protein supplementation on the gut microbiome of sedentary adults. mSystems. 2018; 3: e00044-18. DOI: https://doi.org/10.1128/mSystems.00044-18

102. Tang R., Harasymowicz N.S., Wu C.-L., Collins K.H., Choi Y.-R., Oswald S.J., et al. Gene therapy for follistatin mitigates systemic metabolic inflammation and post-traumatic arthritis in high-fat diet-induced obesity. Sci Adv. 2020; 6: eaaz7492. DOI: https://doi. org/10.1126/sciadv.aaz7492

103. Rakoff-Nahoum S., Foster K.R., Comstock L.E. The evolution of cooperation within the gut microbiota. Nature. 2016; 533: 255-9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature17626

104. Bautista L.E., Herran O.F., Pryer J.A. Development and simulated validation of a food-frequency questionnaire for the Colombian population. Public Health Nutr. 2005; 8: 181-8. DOI: https://doi. org/10.1079/phn2004672

105. Ortega R.M., Pérez-Rodrigo C., Lopez-Sobaler A.M. Dietary assessment methods: dietary records. Nutr Hosp. 2015; 31 (suppl 3): 38-45. DOI: https://doi.org/10.3305/nh.2015.31.sup3.8749

106. Wolters M., Ahrens J., Romani-Pérez M., Watkins C., Sanz Y., Benitez-Paez A., et al. Dietary fat, the gut microbiota, and metabolic health — a systematic review conducted within the MyNewGut project. Clin Nutr. 2019; 38: 2504-20. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.clnu.2018.12.024

107. Möller G.B., Da Cunha Goulart M.J.V., Nicoletto B.B., Alves F.D., Schneider C.D. Supplementation of probiotics and its effects on physically active individuals and athletes: systematic review. Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2019; 29: 481-92. DOI: https://doi. org/10.1123/ijsnem.2018-0227

108. Miles M.P. Probiotics and gut health in athletes. Curr Nutr Rep. 2020; 9: 129-36. DOI: https://doi.org/10.1007/s13668-020-00316-2

109. Zinöcker M.K., Lindseth I.A. The Western diet-microbiome-host interaction and its role in metabolic disease. Nutrients. 2018; 10: 365. DOI: https://doi.org/10.3390/nu10030365

110. O'Keefe S.J.D., Li J.V., Lahti L., Ou J., Carbonero F., Mohammed K., et al. Fat, fibre and cancer risk in African Americans and rural Africans. Nat Commun. 2015; 6: 1-14. DOI: https://doi. org/10.1038/ncomms7342

111. Donati Zeppa S., Agostini D., Gervasi M., Annibalini G., Ama-tori S., Ferrini F., et al. Mutual interactions among exercise, sport supplements and microbiota. Nutrients. 2019; 12: 17. DOI: https:// doi.org/10.3390/nu12010017

112. Zeppa S.D., Agostini D., Gervasi M., Annibalini G., Amatori S., Ferrini F., et al. Mutual interactions among exercise, sport supplements and microbiota. Nutrients. 2020; 12: 17. DOI: https://doi. org/10.3390/nu12010017

113. Huang W.-C., Hsu Y.-J., Huang C.-C., Liu H.-C., Lee M.-C. Exercise training combined with bifidobacterium longum OLP-01 supplementation improves exercise physiological adaption and performance. Nutrients. 2020; 12: 1145. DOI: https://doi.org/10.3390/ nu12041145