50https://doi.org/10.29296/2618723X-2020-04-06
Методы визуализации лимфатических сосудов и узлов крысы
Ж.Ю. Устенко, врач-патоморфолог отдела гистологии и патоморфологии, ORCID 0000-0003-1299-0200; Я.А. Гущин, руководитель отдела гистологии и патоморфологии, ORCID 0000-0002-7656-991Х
НПО «Дом Фармации»
188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, к. 245
Е-mail: [email protected]
Резюме. Лимфатическая система животных и человека состоит из лимфы, лимфатических капилляров, сосудов, протоков и лимфатических органов. Она осуществляет дренажную и детоксикационную функции, а также играет важную роль в формировании иммунного ответа и процессах метастазирования. В литературе наиболее полно описаны строение и топография лимфатических узлов (ЛУ), но мало внимания уделяется лимфатическим путям. Изучение лимфатической системы у животных - биологических моделей затруднено ввиду сложности выявления некоторых ее компонентов. Лимфатические сосуды трудно обнаружить при макроскопическом исследовании даже у крупных животных, так как стенка лимфатических сосудов тонкая, а лимфа бесцветная. ЛУ мелких грызунов также часто труднодоступны для исследования ввиду малых размеров. Кроме того, ткань ЛУ может плохо контрастировать с окружающей жировой тканью. Сочетание этих факторов приводит к неточностям на этапах отбора и вырезки материала.
В данном исследовании представлены методики визуализации лимфатических сосудов и ЛУ крыс. Лимфатические сосуды визуализировали методом подкожных инъекций перекиси водорода, подкрашенной тушью или акриловой синей краской. Окраску лимфатических сосудов и регионарных ЛУ наблюдали в обоих случаях. Инъекцию красящего раствора проводили животным сразу после наступления смерти, спустя 2, 4, 12 и 24 ч. Окраску лимфатических сосудов и регионарных ЛУ наблюдали у всех трупов животных, хранившихся после смерти в течение 2 ч и более, и только у одной недавно умершей особи. Лучше всего лимфатические сосуды с помощью данного метода были видны в области конечностей и хвоста. Однако при использовании этой методики мы не смогли достичь воспроизводимых результатов в области головы, шеи и туловища. Для гистологического анализа отбирали лимфатические сосуды, подкрашенные тушью. В 1 случае на гистологическом препарате удалось обнаружить сохранившуюся окраску эндотелия лимфатического сосуда.
ЛУ визуализировали, применяя метод фиксации в растворе Дэвидсона в течение 2 и 19 ч, что обеспечивало лучшую их визуализацию по сравнению с 10% формалином при вырезке. Кроме того, отмечено, что фиксация в растворе Дэвидсона позволяет лучше детализировать ядра лимфоидных клеток.
Ключевые слова: лимфатическая система, лимфатические сосуды, лимфатические узлы, лабораторные животные, па-томорфология.
Для цитирования: Устенко Ж.Ю., Гущин Я.А. Методы визуализации лимфатических сосудов и узлов крысы. Лабораторные животные для научных исследований. 2020; 04: 56-70. https://doi.org/10/29926/2618723X-2020-04-06
Methods of visualization of rat lymphatic vessels and nodes
Zh. Ustenko, pathologist of the Department of histology and pathomorphology, ORCID 0000-0003-1299-0200; Ya. Gushchin, head of the Department of histology and pathomorphology, ORCID 0000-0002-7656-991X Research-and-manufacturing company «Home of Pharmacy»,188663, Russia, Leningradskiy region, Vsevolozhskiy district,
Kuzmolovskiy t.s., Zavodskaya st., 3-245 E-mail: [email protected]
Summary. The lymphatic system of animals and humans consists of lymph, lymphatic capillaries, vessels, ducts and lymphatic organs. It drainage and detoxification functions, and plays an important role in the formation of the immune response and metastasis processes. In the literature, the structure and topography of the lymph nodes are comprehensively described, but little attention is paid to the lymphatic pathways. The study of the lymphatic system is difficult on animal-biological models. Some of its components are difficult to identify. The lymphatic vessels are difficult to detect on macroscopic examination, even in large animals, since the lymphatic vessel wall is thin and the lymph is colorless. The lymph nodes in small rodents are difficult to study because of its small size. In addition, the lymph node tissue may not contrast well with the surrounding fatty tissue. The combination of these factors can lead to inaccuracies during the sampling and cutting of material. This article presents techniques for visualizing lymphatic vessels and lymph nodes in rats. We visualized the lymphatic vessels by subcutaneous injections of hydrogen peroxide, tinted with ink or acrylic blue paint. There was observed coloration of lymphatic vessels and regional lymph nodes in both cases. We injected the dye solution to animals immediately after death, after 2, 4, 12 and 24 hours. There was observed coloration of lymphatic vessels and regional lymph nodes in all corpses that's been in storage for 2-24 hours, and only in one fresh corpse. The best visualization of the lymphatic vessels by this method was achieved in the limbs and tail. We were unable to reach reproducible results in the head, neck and trunk with this
56
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE № 4
technique. We sampled for histological analysis lymphatic vessels painted ink. There was observed the coloration of the epithelium of the lymphatic vessel in one case. We visualized the lymph nodes by fixation in Davidson's solution for 2 and 19 hours. The use of this method provided better visualization of the lymph nodes during cutting compared with visualization after 10% formalin fixation. In addition, fixation in Davidson's solution has provided better detailing of the lymphoid cell nuclei.
Key words: lymphatic system, lymphatic vessels, lymph nodes, laboratory animals, pathomorphology.
For citation: Ustenko Zh., Gushchin Ya. Methods of visualization of rat lymphatic vessels and nodes. Laboratory Animals for Science. 2020; 04: с 56-70. https://doi.org/10/29926/2618723X-2020-04-06.
Введение
Лимфатическая система у животных и человека функционально дополняет кровеносную. Она также сходна с ней морфологически. Лимфатическая система включает лимфу, лимфатические капилляры, сосуды, протоки и лимфатические органы, в том числе лимфатические узлы (ЛУ). Лимфатические сосуды, в свою очередь, делятся на интра- и экстраорганные, а экстраорганные - на поверхностные, располагающиеся подкожно и в коже, и глубокие, находящиеся в глубине фасций [1, 2].
Главная функция лимфатической системы - дренажная. По лимфатическим сосудам отводится избыток жидкости из тканей, резорбируются неспособные проникнуть в кровеносные сосуды макромолекулы, а также липофильные вещества [1, 3]. Эта функция лежит в основе исследований биодоступности лекарственных средств путем селективной доставки их в лимфу [3]. Лимфатическая система обеспечивает детоксикационную функцию [4], а также играет важную роль в формировании иммунного ответа, развитии широкого спектра инфекционных, воспалительных, метаболических, хирургических и опухолевых заболеваний [3, 5]. Таким образом, понимание нормальной анатомии и механизмов развития патологии лимфатической системы человека и различных животных, в том числе используемых в качестве биологических моделей, имеет большое значение в медицине и биомедицинских исследованиях.
В настоящее время, особенно в отечественной литературе, представлено сравнительно немного работ, посвященных изучению лимфатической системы крыс. Наиболее полно описаны строение и топография ЛУ [2], но мало внимания уделяется лимфатическим путям. В зарубежной литературе встречаются работы, касающиеся описания областей дренирования ЛУ, строения лимфатической системы отдельных органов, а также сообщения об апробациях методик визуализации лимфатических сосудов крыс [5, 6].
Изучение лимфатической системы у животных - биологических моделей затруднено ввиду сложности выявления некоторых ее компонентов. По-прежнему актуальным является вопрос адек-
ватной визуализации лимфатических сосудов и мелких ЛУ. Лимфатические сосуды трудно обнаружить при макроскопическом исследовании даже у крупных животных, так как стенка лимфатических сосудов тонкая, а лимфа бесцветная. Ретроградный ввод красящих веществ в лимфатические сосуды невозможен, поскольку наличие множества клапанов, перекрывающих ретроградный поток, приводит к разрыву тонкой стенки сосуда [5]. Следовательно, любая попытка визуализации лимфатических сосудов должна производиться путем антероградных инъекций, которые затруднены ввиду сложности их точной идентификации, а также необходимости осуществления инъекции непосредственно в лимфатический сосуд.
ЛУ мелких грызунов часто бывают труднодоступны для исследования из-за малых размеров и проблемы их обнаружения, поскольку ткань ЛУ может плохо контрастировать с окружающей жировой тканью не только в нативном материале, но и после стандартной фиксации в 10% формалине. Сочетание этих факторов может привести к неточностям на этапе вырезки материала. Таким образом, апробация методик по улучшению визуализации не только ЛУ, но и лимфатических сосудов является актуальной задачей доклинических исследований.
Существующие методы
исследования лимфатической системы
Исторически для макроскопической визуализации лимфатической системы использовали две методики: инъекции красителей в кожу и непосредственно в лимфатические сосуды [6, 7]. Изначально в качестве красителя применяли ртуть (сейчас не используется ввиду ее токсичности), в дальнейшем - тушь, пигменты и акриловые краски [6]. Часть описанных методик подразумевает введение красителя живым животным с последующей их эвтаназией и препарированием [8]. Часто авторы используют инъекцию красителя для предварительной визуализации лимфатического сосуда и облегчения последующей микроинъекции рентгено-контрастных или флюоресцентных растворов непо-
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №4
средственно в сосуд [6]. Внимание при выборе методики следует уделять растворителю красящего вещества. Одним из наиболее удобных в использовании веществ является 3% раствор перекиси водорода. Растяжение мягких тканей, окружающих лимфатические сосуды после введения перекиси водорода, способствует ослаблению связей между эндо-телиоцитами лимфатических капилляров, благодаря чему раствор с красителем проникает внутрь капилляра и далее распространяется антероградно по ходу лимфатического сосуда [5, 6].
Также среди последних описанных методов визуализации лимфатической системы следует выделить методику флюоресцентной лимфографии с ин-доцианиновым зеленым [7], который позволил авторам наиболее точно идентифицировать области, дренируемые конкретными ЛУ, и составить карту лимфатических путей.
Метод подкожного инъецирования красителя не требует больших финансовых затрат и специального оборудования, прост в исполнении. Однако при этом на тканях умерших животных он ограничен сравнительно небольшим распространением красящего вещества от места инъекции и не исключает случайного попадания красителя в кровеносный сосуд, что требует высокой квалификации исполнителя [7]. Также этот метод ограничивает минимальный диаметр визуализируемых сосудов. Авторы методики сообщают, что исследованию поддаются только сосуды диаметром более 100 мкм и им не удалось окрасить сосуды головы, шеи и туловища при помощи данной методики [7].
Методика микроинъекций в свою очередь требует особого технологического оснащения [5-7], хирургических навыков, более затратна в финансовом и временном отношении.
На наш взгляд, метод инъецирования красителя в мягкие ткани, описанный H. Suami, наиболее доступен к применению в рутинных условиях и может обеспечить достаточную макроскопическую визуализацию поверхностных ЛУ лабораторных животных, для дальнейшего изучения их анатомии, патологии и отбора на гистологический анализ. Способность пигментов туши и акриловых красок осаждаться в тканях также позволяет обнаружить лимфатические сосуды на гистологических препаратах [9].
Среди методик, улучшающих визуализацию ЛУ и повышающих точность их поиска в отобранной ткани, на наш взгляд, наибольшего внимания заслуживает метод фиксации в растворе Дэвидсона (Хартмана; GEWF solution), он не требует больших финансовых или временных затрат и прост в исполнении, при этом дает возможность достоверно определить и значительно увеличить количество выяв-
ленных ЛУ [10]. Среди ограничений методики следует отметить, что не рекомендуется оставлять ткань в данном фиксирующем растворе более чем на 24 ч. После окончания указанного времени образцы можно поместить для дальнейшего хранения в 70% этиловый спирт или 10% формалин или пустить в проводку без предварительной промывки [11].
Материал и методы
Апробацию методов визуализации лимфатической системы проводили в «НПО «Дом Фармации», в качестве биологических тест-систем использовали самцов и самок лабораторных крыс (п=25). Для исследования отбирали животных контрольных групп, подлежащих плановой эвтаназии в ходе текущих экспериментов. Специально для отработки методик животных не использовали. Эвтаназию осуществляли, применяя СО2-камеру в соответствии с директивой 2010/63/Еи Европейского парламента и совета Европейского союза от 22.09.10 по охране животных, используемых в научных целях [12, 13].
Методика визуализации лимфатических сосудов
Для апробации методики визуализации поверхностных лимфатических сосудов после установления факта смерти сразу (п=5), спустя 2 ч (п=2), 4 ч (п=2), 12 ч (п=4) и 24 ч (п=4) проводили инъекцию красящего раствора по методике, описанной Н. 8иаш1 [5, 6]. Использовали 2 варианта красящего раствора: в 3% перекиси водорода разводили 3% раствор туши (п=12) - 1-й вариант; раствор акриловой синей краски (п=5) - 2-й. Раствор акриловой краски ввиду ее густоты и трудности точного определения малого объема готовили, визуально контролируя насыщенность окраски раствора. Инъекции растворов осуществляли иглой 30С и шприцем 1 мл в подкожную клетчатку нескольких областей: дорсальная поверхность передних и задних конечностей, латеральная поверхность хвоста, уши, холка, область вокруг носа. Старались инъецировать красящий раствор максимально поверхностно. Растворы вводили в объеме 0,05-0,15 мл. Инкубация красящего раствора от момента введения до начала препарирования составляла от 4 до 50 мин. Для оценки окраски лимфатических сосудов кожу над целевой областью аккуратно препарировали скальпелем, стараясь не задеть подкожную клетчатку и окрасившиеся сосуды. После препарирования оценивали наличие или отсутствие окраски лимфатических сосудов и регионарного ЛУ, протяженность и четкость визуализации, описывали топографию лимфатических сосудов.
Образцы мышц бедра и предплечья с визуализируемыми при помощи туши лимфатическими сосудами (п=3) отбирали для гистологического анализа и подвергали стандартной гистологической проводке [14].
Методика визуализации лимфатических узлов
Для апробации методики поиска ЛУ в отобранной для гистологического исследования ткани у 4 крыс, отбирали подколенные и брыжеечные ЛУ с окружающей их жировой тканью и помещали в фиксатор Дэвидсона на 2 ч (п=2) и 19 ч (п=2). Для сравнения степени визуализации и качества получаемых срезов еще от 4 крыс ЛУ отбирали и помещали в 10% формалин на 1 сутки.
Раствор Дэвидсона готовили следующим образом: формалин технический 37% - 2 части, заменитель спирта этилового абсолютированного - 3 части, ледяная уксусная кислота - 1 часть, дистиллированная вода - 1 часть.
По истечении времени фиксации макроскопически оценивали четкость визуализации ЛУ, затем осуществляли вырезку и проводку по стандартной методике [14].
Результаты и обсуждение
Методика визуализации лимфатических сосудов
Через 1 мин после инъекции во всех случаях наблюдали набухание области введения раствора (рис. 1 а, б). Наименьшее время, прошедшее с момента введения раствора до начала препарирования кожи в исследуемой области, 4 мин. Мы не отметили связи между более длительным временем инкубации раствора и лучшей визуализацией или более значительным распространением окраски сосудов.
Окраска лимфатических сосудов и ЛУ наблюдалась при использовании как раствора туши, так
и акрилового красителя. Оба красителя достаточно хорошо контрастировали с окружающими тканями и кровеносными сосудами, содержащими кровь, но раствор туши во всех случаях позволял более четко визуализировать мелкие лимфатические сосуды дорсальной поверхности конечностей.
Только в 1 случае при введении раствора туши крысе сразу после эвтаназии наблюдали окраску лимфатических сосудов. Во всех остальных случаях использования и туши, и акрилового красителя окраска лимфатических сосудов не наблюдалась. Окраска регионарных ЛУ при инъекции красителя сразу после эвтаназии определялась в 2 случаях - при введении раствора туши и красителя. Окраску лимфатических сосудов наблюдали во всех случаях инъецирования красящего раствора крысам, хранившимся в холодильнике >2 ч после эвтаназии. Существенных различий в интенсивности и четкости визуализации лимфатических сосудов и ЛУ крыс, хранившихся в холодильнике от 2 до 24 ч после эвтаназии, не наблюдали.
Авторы оригинальной методики [6] сообщали о лучшей визуализации у эвтаназированных крыс по сравнению с живыми, но при этом не отмечали различий в результатах между свежими эвтаназиро-ванными крысами и теми, что были заморожены после эвтаназии, а затем разморожены для исследования. Авторы не указывали в описании четкое время, прошедшее с момента эвтаназии до проведения инъекции, что не позволяет сделать выводы о подтверждении их результатов или расхождении с ними.
Окраску лимфатических сосудов и регионарных ЛУ наблюдали во всех случаях инъекций обоих растворов в дорсальную поверхность передних и задних конечностей. Поверхностные лимфатические сосуды конечностей представляли собой густо переплетенную сеть тонких сосудов, располагающуюся на дорсальной поверхности кисти и стопы (рис. 2).
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №4
Рис. 2. Правая задняя конечность крысы. Визуализируется сеть лимфатических сосудов (черный цвет) на дорсальной поверхности стопы. Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
Рис. 3. Левая задняя конечность крысы. Визуализируются два крупных лимфатических сосуда (черный цвет) и более мелкие ветви, отходящие от них. Между лимфатическими сосудами располагается вена, заполненная кровью. Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
Рис. 4. Правая задняя конечность крысы. Визуализируется ход лимфатических сосудов (черный цвет) до подколенного ЛУ (стрелка). Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
Рис. 5. Левая передняя конечность крысы. Визуализируются два крупных лимфатических сосуда (черный цвет). Между лимфатическими сосудами располагается вена (стрелка), заполненная кровью. Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
На тазовой конечности в области голени с латеральной поверхности лимфатические сосуды формируют менее густую сеть и постепенно сливаются в два, параллельно расположенных лимфатических сосуда, идущих вдоль вены Сафена (рис. 3) вглубь двуглавой мышцы бедра к подколенному ЛУ (рис. 4).
На грудной конечности в области предплечья с дорсолатеральной поверхности сеть лимфатических сосудов кисти сливается в 2 параллельно расположенных лимфатических сосуда, идущих вдоль латеральной подкожной вены (рис. 5) к плечевому ЛУ (рис. 6).
И на передней и на задней конечности от двух основных наиболее крупных лимфатических сосудов отходят ветви более мелкого диаметра (рис. 3, 6). Учитывая ограничения в диаметре визуализируемых сосудов, описанные авторами оригинальной методики, можно предположить, что с помощью данного метода удалось визуализировать только наиболее крупные лимфатические сосуды конечностей, но не всю сеть.
В случае инъецирования красящих растворов в дистальные поверхности фаланг пальцев задней конечности во всех случаях наблюдали окрашивание
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE № 4
Рис. 6. Правая передняя конечность крысы. Визуализируется ход лимфатических сосудов (черный цвет) до плечевого ЛУ (стрелка). Видны ветви меньшего диаметра, отходящие от наиболее крупных сосудов. Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
Рис. 7. Внутренняя поверхность кожи хвоста крысы. Визуализируются лимфатические сосуды (черный цвет), идущие вдоль хвостовых вен (стрелки), содержащих кровь, и более мелкие ветви, отходящие от них. Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
Рис. 8. Кожа области затылка после препарирования. Визуализируются нечетко окрашенные единичные лимфатические сосуды (стрелка). Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
MW*
Рис. 9. Поверхностные лимфатические узлы крысы. Визуализируется слабое с преимущественным распределением по периферии окрашивание узлов в черный цвет (стрелки). Окраска 3% раствором туши, разведенным в 3% перекиси водорода
подколенного ЛУ, а при инъецировании в дис-тальные поверхности фаланг пальцев передней конечности - плечевого ЛУ. Полученные данные согласуются с результатами других исследователей [3, 7, 8].
При введении красящего раствора в кончик хвоста с его латеральных поверхностей после снятия кожи хвоста выявляли окраску лимфатических сосудов, идущих вдоль хвостовых вен (рис. 7). Мы не отмечали окраску красителем ягодичного ЛУ, что расходится с данными, полученными другими исследователями [3, 7, 8]. Можно предположить, что отсутствие окраски регионарного ЛУ связано с огра-
ничениями методики в дальности проникновения красящего раствора.
При инъецировании красящего раствора в область вокруг носа единично отмечали визуализацию нескольких лимфатических сосудов. Обнаруженные сосуды были тонкие, нечёткие (рис. 8). Это не позволило проследить ход сети лимфатических сосудов от области инъекции до регионарных ЛУ. Во всех случаях при введении раствора красителя в область носа отмечали слабую и неравномерную с преимущественным распределением по периферии окраску поверхностных шейных ЛУ (рис. 9).
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №4
Рис. 10. Гистологический срез лимфатического сосуда крысы. Эндотелий окрашен тушью в черный цвет (стрелки). Окраска гематоксилином и эозином, х200
При инъецировании растворов красителей в область ушей и холки не наблюдалась окраска лимфатических сосудов и ЛУ.
Можно предположить, что слабая и неравномерная визуализация лимфатических сосудов при введении растворов в область носа и отсутствие окраски при введении в область ушей и холки связаны с ограничениями метода в связи с минимальным диаметром лимфатических сосудов, которые можно визуализировать. Полученные данные согласуются с информацией авторов методики [6, 7], что слишком маленький диаметр сосудов в области головы и туловища не позволяет использовать данный способ для визуализации лимфатических сосудов этих областей.
При гистологическом анализе срезов мышц с окрашенными лимфатическими сосудами в 1 случае из 3 сохранялась окраска тушью, что позволяло четко идентифицировать лимфатический сосуд на препарате (рис. 10).
Методика визуализации лимфатических узлов
ЛУ, зафиксированные в растворе Дэвидсона, визуализировались как белые округлые образования, которые четко контрастировали с окружающей жировой тканью (рис. 11, а). ЛУ, зафиксированные в формалине, имели желтоватый оттенок, чуть более насыщенный, чем у окружающей жировой ткани (рис. 11, б). Во всех случаях лучшую визуализацию при поиске ткани ЛУ обеспечивала фиксация в растворе Дэвидсона. При исследовании брыжеечных ЛУ фиксация в растворе Дэвидсона позволяла обнаружить отдельные ЛУ
в гряде узлов, отобранных при вскрытии животного (рис. 12). Не отмечено разницы в четкости визуализации после 2- и 19-часовой фиксации в растворе Дэвидсона.
При гистологическом исследовании срезов, полученных с отобранных ЛУ, отмечали лучшую степень детализации ядер лимфоидных клеток у образцов, зафиксированных в растворе Дэвидсона (рис. 13 а, б).
Заключение
На основании полученных данных можно сделать вывод, что методика визуализации лимфатических сосудов крысы путем инъекций красящих растворов на основе 3% перекиси водорода подходит для изучения строения сосудов конечностей и хвоста. Применение данной методики позволяет обнаружить лимфатические сосуды указанных областей при изучении их топографии, отборе лимфатических сосудов для последующего гистологического анализа. Также эта методика подходит для выявления регионарных ЛУ и изучения областей, дренируемых ими.
При попытке определить топографию более мелких лимфатических сосудов в области головы, шеи и туловища данная методика не дала воспроизводимых результатов. Однако предварительная визуализация с ее помощью крупных лимфатических сосудов с последующим применением методики микроинъекций может помочь исследователям выяснить местоположение сосудов этих областей.
Описанная методика обнаружения лимфатических сосудов с использованием туши в качестве красящего раствора не может применяться для достоверной идентификации их на гистологических срезах, так как не во всех случаях окраска тушью сохраняется после гистологической проводки. Необходимы дополнительные исследования для решения вопроса о возможности применения акрилового красителя для идентификации лимфатических сосудов на гистологических препаратах.
Методика фиксации ЛУ в растворе Дэвидсона позволяет обеспечить их лучший контраст с окружающей жировой тканью и, следовательно, повышает точность обнаружения. Внедрение данного метода в практику позволит исследователям выявлять наиболее мелкие ЛУ лабораторных животных. Кроме того, фиксация в растворе Дэвидсона обеспечивает лучшую по сравнению с формалином детализацию ядер лимфоидных клеток. Это может способствовать определению ранних этапов патологических изменений ядра и повысить качество гистологической диагностики. Следует учитывать, что использование рас-
Рис. 13. Гистологический срез лимфатического узла крысы. Окраска гематоксилином и эозином, х400: а - фиксация в растворе Дэвидсона в течение 2 ч; б - фиксация в 10% растворе формалина в течение 1 суток
твора Дэвидсона в качестве фиксатора для ЛУ при- Описанные методики будут полезны для прове-
ведет к увеличению финансовых и временных за- дения доклинических исследований при изучении
трат. Целесообразно использовать эту методику иммунотоксичности, канцерогенности, различных
в специфических исследованиях. инфекционных и метаболических заболеваний.
Вклад авторов Ж.Ю. Устенко - сбор и систематизация материала, написание и редактирование текста статьи, подготовка фотоматериалов для статьи.
Я.А. Гущин - идея, концепция и дизайн исследования, редактирование текста статьи.
Authors contribution Zh. Ustenko - conducting research, systematiza-tion materials, writing the article, editing the article, providing of the photo materials.
Ya. Gushchin - idea, concept and design of the research, editing the article.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов
Conflict of interest The authors declare no conflict of interest.
Литература:
1. Акаевский А.И., Селезнёв С.Б., Юдичев Ю.Ф. Анатомия домашних животных. - М: Аквариум-Принт, 2009. - 640 с [Akaevskij A.I., Seleznyov S.B., Yudichev Yu.F. Anatomiya domashnih zhivotnyh. - M:Akvarium-Print, 2009. - 640 p (In Russ)].
2. Ноздрачев А.Д., Поляков Е.Л. Анатомия крысы. - СПб:Лань, 2001. - 464 с [Nozdrachev A.D., Polyakov E.L. Anatomiya krysy. - SPb:Lan', 2001. - 464 s (In Russ)].
3. Trevaskis N. L., Kaminskas L.M., Porter C. J. H. From sewer to savior - tergetting the lymphatic system to promote drug exposure and activity // Nature Reviews Drug Discovery. - 2015. - №14. - P.781-803. doi:10.1038/ nrd4608
4. Осикбаева С.О., Даутова М.Б. Бауедимова А.М. Лимфатическая система и её важность для организма // Вестник Казахского Национального медицинского университета. - 2017. - №2. - С.237-340 [Osikbaeva S.O., Dautova M.B. Bauedimova A.M. Limfaticheskaya sistema i eyo vazhnost' dlya organizma // Vestnik Kazahskogo N a c i o n a l' n o g o medicinskogo universiteta. - 2017. - №2. - S.237-340 (In Russ)].
5. Suami H., Taylor G. I., Pan Wei-Ren A new radiographic cadaver injection technique for investigating the lymphatic system // Plastic and Reconstructive
Surgery. - 2005. - 115(7). - P.2007-2013. doi:10.1097/01. prs.0000163325.06437.b0
6. Suami H., Chang D.W., Mathsumoto K., Kimata Yo. Demonstrating the lymphatic system in rats with microingection // The anatomical record. - 2011. - 294. - P.1566-1573. doi: 10.1002/ ar.21446
7. Suami H., Scaglioni M. F. Lymphatic Territories (Lymphosomes) in the Rat: an Anatomical Study for Future Lymphatic Research // Plastic and Reconstructive Surgery. - 2017. - 140(5). - P.945-951. doi: 10.1097/ PRS.0000000000003776
8. Tilney N. L. Patterns of lymphatic drainage in the adult laboratory rat // Journal of Anatomy. - 1971. - 109(Pt 3). - P.369-83.
9. Pursnani D., Arora S., Katyayani P., Ambica C., Yelikar B. R. Inking in Surgical Pathology: Does the Method Matter? A Procedural Analysis of a Spectrum of Colours // Turkish Journal of Pathology. - 2016. - 32(2). - P. 112-8. doi: 10.5146/tjpath.2015.01351.
10. Newell K. J., Sawka B. W., Rudrick B. F., Driman D. K. GEWF solution // Archives of Pathology & Laboratory Medicine. - 2001. - 125(5). P.642-5. doi: 10.1043/0003-9985(2001)125<0642:GS>2.0.C0;2.
11. http://www.ihcworld.com/_protocols/histology/ davidson_fixative.htm
12. Рыбакова А.В., Макарова М.Н. Методы эвтаназии лабораторных животных в соответствии с европейской директивой 2010/63 // Международный вестник ветеринарии. - 2015. - N2. - С. 96-107 [Rybakova A.V., Makarova M.N. Metody ehvtanazii laboratornykh zhivotnykh v sootvetstvii s evropeiskoi direktivoi 2010/63 // Mezhdunarodnyi vestnik veterinarii. - 2015. - N2. - P. 96-107 (In Russ)].
13. Директива 2010/63/EU Европейского парламента и совета Европейского союза от 22.09.2010 по охране животных, используемых в научных целях. Гл. I, ст. 6 [Direktiva 2010/63/EU Evropeiskogo parlamenta i soveta Evropeiskogo soyuza ot 22.09.2010 po okhrane zhivotnykh, ispol'zuemykh v nauchnykh tselyakh. Gl. I, st. 6 (In Russ)].
14. Мужикян А.А., Макарова М.Н., Гущин Я.А. Особенности гистологической обработки органов и тканей лабораторных животных. // Международный вестник ветеринарии. - 2014. - № 2. - С. 103-109 [Muzhikyan A.A., Makarova M.N., Gushchin Ya.A. Osobennosti gistologicheskoi obrabotki organov i tkanei laboratornykh zhivotnykh. // Mezhdunarodnyi vestnik veterinarii. - 2014. - № 2. - P. 103-109 (In Russ)].
2020 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE № 4
