CC BY
16© О.Ю. ЕРЕМИНА, В.В. ОЛИФЕР, Ю.В. ЛОПАТИНА O.Y. EREMINA, VV. OLIFER, Y.V. LOPATINA,2019
doi:10.33092/0025-8326mp2019.3.14-24
О.Ю. Еремина1, В.В. Олифер1, Ю.В. Лопатина1,2 O.Y. Eremina1, V.V. Olifer1, Y.V. Lopatina1,2
МЕХАНИЗМЫ РЕЗИСТЕНТНОСТИ К ХЛОРПИРИФОСУ И ПРОПОКСУРУ У РЫЖЕГО ТАРАКАНА BLATTELLA GERMANICA (L.) (BLATTODEA: ECTOBIIDAE) RESISTANCE MECHANISMS TO CHLORPYRIFOS AND PROPOXUR IN GERMAN COCKROACH BLATTELLA GERMANICA (L.) (BLATTODEA: ECTOBIIDAE)
1ФБУН НИИ Дезинфектологии Роспотребнадзора 2Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова Scientific Research Disinfectology Institute, Moscow, Russia; 2 Moscow State University, Russia
Тараканы Blattella germanica (L.) из Москвы (линия Bg-M1), Обнинска (Bg-ОБН) и Екатеринбурга (Bg-Y1) проявляли среднюю резистентность к ФОС (показатель резистентности (ПР) к хлорпирифосу Bg-M1 - 13х, Bg-ОБН - 15*, Bg-Y1 - 18*) и чувствительность или слабую толерантность (ПР к пропок-суру - 1,8*, 0,7*, 0,8*, соответственно). Механизмы резистентности исследовали топикальным методом с помощью ингибиторов различных систем детоксикации - монооксигеназ (ППБ), эстераз (ТБТФ), глутатион^-трансфераз (ДЭМ) и АВС-транспортеров (верапамил) - в сочетании с 5-7 концентрациями инсектицидов. Устойчивость к ФОС и карбаматам была значительно снижена с помощью ТБТФ, что свидетельствует о значитеольном вкладе эстераз в резистентность тараканов к хлорпирифосу (коэффициент сиренгического действия (КСД) 38-146) и пропоксуру (КСД 2.5-8.0). Вклад других ферментных систем - монооксигеназ и глутатион^-трансфераз, а также АВС-транспортеров был менее выражен.
Ключевые слова: Blattella germanica, хлорпирифос, пропоксур, синергисты, монооксигеназы, эсте-разы, глутатион^-тарнсферазы, АВС-транспортеры
Three strains of German cockroach Blattella germanica (L.) from Moscow (Bg-M1), Obninsk (Bg^BN) and Ekaterinburg (Bg-U1) showed moderate resistance to OPs (resistance ratio (RR) to chlorpyrifos Bg-M1 13*, Bg- ОBN 15*, Bg-U1 18*, respectively), susceptibility or weak tolerance to carbamates (RR to propoxur 1.8*, 0.7*, 0.8*, respectively). Mechanisms of resistance were investigated by topical application of inhibitors of monooxygenases (PBO), esterases (DEF), glutathione S-transferases (DEM) and ABC transporters (verapamil), combined with 5-7 insecticide concentrations. Resistance to chlorpyrifos and propoxur was maximally reduced by DEF that indicated the participation of esterases in resistance to chlorpyrifos (synergistic ratios were 38146), and propoxur (SR 2.5-8.0). Other enzyme systems, monooxygenases and glutathione S-transferases, as well as ABC transporters are less involved in the mechanisms of resistance.
Key words: Blattella germanica, chlorpyrifos, propoxur, synergists, monooxygenases, esterases, glutathione S-transferase, ABC transporters
Введение
Рыжий таракан Blattella germanica (Linneus, 1767), часто заселяющий жилые помещения, является одним из широко распространенных видов синантропных насекомых. Аллергенные свойства продуктов жизнедеятельности тараканов в сочетании со способностью B. germanica механически переносить возбудителей различных забо-
леваний человека определяют существенное медицинское значение этого вида [1, 2]. Попытки контролировать численность этого вида нередко терпят неудачу из-за формирования под действием инсектицидного пресса мультирезистентных к инсектицидам популяций тараканов.
Первый случай резистентности B. germanica был зарегистрирован в 1950-х го-
дах к ДДТ [3]. В дальнейшем сообщения об устойчивости к инсектицидам B. germanica стали появляться регулярно [4-7]. Согласно обобщающей эти сведения базе данных по устойчивости членистоногих к пестицидам (Arthropod Pesticide Resistance Database), созданной на базе Мичиганского университета, в мире зарегистрировано 279 случаев резистентности рыжего таракана к 43 инсектицидам из 8 групп химических веществ [8]. Больше всего было обнаружено популяций B. germanica, резистентных к пиретроидам (43,4% от общего числа доказанных случаев резистентности), особенно к циансодер-жащим - циперметрину и дельтаметрину (17%), фосфорорганическим соединениям (ФОС) и производным карбаминовой кислоты (карбаматам) - около 30%, к хлооргани-ческим соединениям - 20%.
Часто встречаются мультирезистентные популяции рыжего таракана, резистентные к ФОС (max 33*) и производным карбаминовой кислоты (карбаматам) (max 14*) на фоне высокой устойчивости к пиретроидам (max 480*) [5, 9]. B. germanica часто используют в качестве модельного объекта для изучения физиологических и биохимических механизмов, связанных c устойчивостью к инсектицидам [10].
В основе резистентности лежат специфические (базируются на мутациях генов, кодирующих белки-рецепторы, мембранные каналы) и неспецифические механизмы (универсальные детоксицирующие ферменты, барььерные структуры и т.д.) [11]. При увеличении активности ферментных систем, участвующих в детоксикации ксенобиотиков, появляется так называемая «метаболическая» устойчивость [9, 12].
Вовлечением ферментных систем и АВС-транспортеров в механизм резистентности к ФОС и карбаматам неоднократно выявлено у резистентных к этим группам инсектицидов тараканов B. germanica [13,
14].
Наше предыдущее сообщение было посвящено механизмам резистентности к пи-ретроидам (на примере циперметрина) и фенилпиразолам (на примере фипронила) у трех мультирезистентных линиях рыже-
го таракана, исходным материалом для которых послужили насекомые, собранные в Москве, Обнинске и Екатеринбурге [15]. Цель настоящего исследования - изучение токсикологическим методом механизмов резистентности тараканов этих линий к хлорпирифосу (группа фосфорорганиче-ских соединений) и пропоксуру (группа производных карбаминовой кислоты). Для этого были использованы ингибиторы основных ферментных систем, участвующих в детоксикации ксенобиотиков (моноокси-геназы, глутатион^-трансферазы, неспецифические эстеразы), а также АВС-транспор-теров.
Материалы и методы
В работе использованы рыжие тараканы B. germanica лабораторной чувствительной линии Bg-S-НИИД и собранные в Москве (Bg-M1, F13), Обнинске (Bg-ОБН, Fs) и Екатеринбурге (Bg-Y1, F4) на различных объектах. Тараканов культивировали в лабораторных условиях в течение 4-13 поколений без селекции инсектицидами. В опытах использованы самцы рыжих тараканов 1-3-недель-ного возраста, средняя масса которых составила 50-55 мг/особь (Bg-S-НИИД - 50.8±1.0; Bg-M1 - 55.1±0.8; Bg-ОБН - 51.6±1.3; Bg-Y1 - 53.3±0.25). Ацетоновые растворы действующих веществ (ДВ) в 5-7 логарифмически снижающихся концентрациях наносили по 1 мкл на переднегрудь анестезированных насекомых. Учет смертности проводили через 24 и 48 часов после обработки. Насекомых, неспособных самостоятельно перевернуться, относили к погибшим. Определяли показатели СК50 % (концентрация, при которой погибает 50% (95%) подопытных насекомых). Показатель резистентности (ПР) рассчитывали как отношение СК50 инсектицида для тараканов изученных линий к СК50 для чувствительной расы (Bg-S-НИ-ИД). Резистентность тараканов к инсектицидам характеризовали согласно принятой шкале: ПР=1 - чувствительность, <10 - низкая резистентность (толерантность), 11-30 - средняя резистентность, 31-100 - высокая резистентность, >100 - экстремально высокая резистентность [16].
Таблица 1. Резистентность лабораторных линий тараканов к инсектицидам
Название линии Показатель резистентности
циперметрин хлорпирифос пропоксур фипронил ацетамиприд
Bg-M1 17 13 1.8 26 9.5
Bg-ОБН > 4000 15 0.7 50 3.4
Bg-Y1 113 18 0.8 20 4.2
При проведении экспериментов использовали следующие инсектициды: хлор-пирифос 97% технический продукт (ТП), CAS No 2921-88-2, 0,0-диэтил-0-(3,5,6-трихлор-2-пиридинил) фосфоротиоат; про-поксур 97% ТП, CAS No 114-26-1, 2-(1-ме-тилэтокси)фенил N-метилкарбамат (Китай). Ингибиторы ферментных систем (синерги-сты): ингибитор монооксигеназ (МО) пи-перонилбутоксид (ППБ), CAS № 51-03-6, а-[2-(2-бутоксиэтокси)этокси]-4,5-метилен-диокси-2-пропилтолуол, 90% ТП (Aldrich); ингибитор глутaтион-S-трaнсферaз (rST) диэтилмалеат (ДЭМ) - диэтиловый эфир ма-леиновой кислоты, CAS №: 141-05-9, >96% ТП, (Aldrich); ингибитор эстераз трибутил-тритиофосфат (ТБТФ, DEF), S^S-трибу-тилтритиофосфат, эфир ди- и тритиофосфор-ной кислот, CAS № 78-48-8, аналитический стандарт 99% (Sigma-Aldrich, Supelco); ингибитор АВС-транспортеров, блокатор потенциалзависимых кальциевых каналов L-типа верапамил (ВЕР) № CAS 15211-4, альфа-[3-[[2-(3,4-диметоксифенил) этил] метиламино] пропил]-3,4-диметок-си-альфа-(1-метилэтил) бензолацетони-трил (гидрохлорид), 99% ТП, V4629 Sigma-Aldrich-Merck (США). Для растворения инсектицидов и синергистов использовали химически чистый ацетон.
Синергическое действие ингибиторов ферментных систем с инсектицидом определяли при их десинхронизированном нанесении. Ингибиторы и инсектициды наносили топикально в виде 0,1-1,0% ацетоновых растворов по 1 мкл на переднегрудь самцов рыжих тараканов 1-3 недельного возраста. ППБ, ТБТФ, ДЭМ наносили на насекомых
за 2 ч., верапамил - за 20 час до топикаль-ной обработки инсектицидом. Ингибиторы наносили в концентрациях, не оказывающие инсектицидного действия. В двух контрольных вариантах насекомых обрабатывали ацетоном (1 мкл/особь) и ацетоновым раствором ингибитора, соответственно. Коэффициент синергического действия (КСД) рассчитывали как отношение СК50 для тараканов, обработанных инсектицидом, к СК50 для насекомых, обработанных синергистом и инсектицидом. Эксперименты проводили в трехкратной повторности при комнатной температуре (22-25°С). Статистическую обработку результатов экспериментов проводили с помощью компьютерной программы StatPlus 6.2.2.0. (AnalystSoft Inc., США).
Результаты
Хлорпирифос. Все мультирезистентные линии рыжего таракана проявили среднюю резистентность к хлорпирифосу. Значения показателей резистентности к этому инсектициду во всех линиях было сопоставимым (Bg-M1 - 13х, Bg-Yl - 18х и Bg-ОБН - 15х) (таблица 1). Значения показателей инсектицидной активности хлорпирифоса и его КСД с различными ингибиторами систем детоксикации приведены в таблице 2.
Применение ингибитора эстераз ТБТФ привело к увеличению чувствительности тараканов всех линий к хлорпирифосу. Наибольшее значение КСД ТБТФ и хлорпири-фоса получено для тараканов линии Bg-Yl: чувствительность насекомых возросла более, чем в 140 раз практически полностью подавляя устойчивость к хлорпирифосу. Y
Таблица 2. Влияние ингибиторов ферментных систем и верапамила на чувствительность рыжих тараканов к хлорпирифосу
Линия (ПР*) ДВ / синергист СК50**,% ±SE X2 (Ф КСД*** по СК50
Bg-S-НИИД Хлорпирифос 0,024±0.002 2,94 (4)
Хл + Ш1Б 0,018±0.002 1,21 (3) 1,3
Хл + ТБТФ 0,0017±0.0002 1,11 (3) 14,1
Хл + ДЭМ 0,013±0.001 0,75 (3) 1,9
Хл + ВЕР 0,006±0.001 1,51 (4) 2,9
Bg-M1 (13х) Хлорпирифос 0,309±0.014 6,51 (5) -
Хл + Ш1Б 0,155±0.015 0,73 (6) 2,0
Хл + ТБТФ 0,008±0.001 4,27 (5) 38,6
Хл + ДЭМ 0,322±0.024 6,52 (5) 1,0
Хл + ВЕР 0,266±0.011 1,25 (6) 1,2
Bg-ОБН (15х) Хлорпирифос 0,369±0.016 1,32 (6) -
Хл + Ш1Б 0,335±0.022 1,31 (6) 1,1
Хл + ТБТФ 0,003±0.001 0,03 (3) 123,0
Хл + ДЭМ 0,396±0.078 1,76 (3) 0,9
Хл + ВЕР 0,282±0.016 0,66 (6) 1,3
Bg-У1 (18х) Хлорпирифос 0,439±0.023 1,69(4) -
Хл + Ш1Б 0,146±0.020 0,17 (2) 3,0
Хл + ТБТФ 0,003±0.001 0,28 (7) 146,3
Хл + ДЭМ 0,150±0.015 0,04 (3) 2,9
Хл + ВЕР 0,354±0.019 2,22 (5) 1,2
*ПР - показатель резистентности, ** СК, среднесмертельная концентарция, при которой погибает 50% особей в эксперименте, ***КСД - коэффициент синергического действия.
тараканов линии Bg-ОБН предобработка ТБТФ привела к сопоставимым результатам: СК50 хлорпирифоса снизилась в 120 раз. Наименьшее увеличение чувствительности к хлорпирифосу вызвал ТБТФ (в 38,6 раз) у тараканов линии Bg-M1. Наименьший синергизм установлен у B. germanica из лабораторной чувуствительной к инсектицидам культуры Bg-S-НИИД при действии ТБТФ и хлорпирифоса: КСД был равен 14.
Влияние инигибитора монооксигеназ ППБ на чувствительность насекомых к хлорпирифосу было выражено значительно менее, что было показано для двух линий: Bg-Y1 (КСД 3,0) и Bg-M1 (КСД 2,0). У тараканов линии Bg-ОБН в сравнении с чувствительной культурой Bg-S-НИИД вклад MO в механизм детоксикации был еще ниже (КСД 1.1 vs 1.3).
Менее всего был выражен синергизм хлорпирифоса с ДЭМ, ингибитором глута-тион^-трансфераз. В наибольшей степени вклад ^Т в резистентность был показан для линии Bg-Y1 и чувствительной линии Bg-S-НИИД, что выразилось в величине КСД (2,9). Предобработка ДЭМ остальных линий тараканов не привела к выраженным сдвигам их чувствительности к хлорпири-фосу.
Увеличение токсичности хлорпирифоса за счет предобработки тараканов верапами-лом зарегистрировано только у линии Bg-S-НИИД (КСД 2,9), у резистентных линий тараканов КСД варьировал от 1,2 до 1,3 (табл. 2).
Пропоксур. Тараканы всех изученных мультитрезистентных линий были чувствительными или слабо толерантными к про-поксуру. Показатель резистентности к этому карбамату у тараканов линии Bg-ОБН был равен 0.7*, Bg-Y1 - 0.8*, Bg-M1 - 1.8* (табл.1).
Как и в случае хлорпирифоса, самые высокие значения КСД наблюдали для пропок-сура и ТБТФ (табл. 3). Максимально синергизм был выражен у насекомых линии Bg-Y1 (КСД 8,0), в меньшей степени - у линии Bg-M1 (КСД 4,3). Увеличение чувствительности к пропоксуру при его десинхронизи-
рованном нанесении с ТБТФ у тараканов лабораторной культуры и мультирезистентной линии Bg-ОБН было сопоставимым (2,4 и 2,5, соответственно).
Увеличению чувствительности B. germanica к пропоксуру при предобработке насекомых ППБ было достигнуто только у линии Bg-M1 (КСД 3,0) и было сопоставимо с таковым лабораторной культуры Bg-S-НИ-ИД (КСД 2,9). Во всех остальных случаях применение ППБ увеличило чувствительность тараканов к пропоксуру в меньшей степени, чем у лабораторной культуры Bg-S-НИИД. У тараканов линии Bg-Y1 КСД для ППБ и проксура был равен 1.5 (vs 2.9 Bg-S-НИИД). Для тараканов линии Bg-ОБН ППБ не только не оказал влияния на чувствительность насекомых к пропоксуру, но и проявил антагонистическое действие (КСД 0.7). ДЭМ не оказал выраженного влияния на чувствительность резистентных тараканов к пропоксуру (табл. 3).
Увеличение токсичности пропоксура за счет предобработки тараканов верапами-лом зарегистрировано у линии Bg-S-НИИД (КСД 1,8), Bg-M1 (КСД 2,0), Bg-Y1 (КСД 2,9) и не показано для линии Bg-ОБН (КСД 0,9) (табл. 3).
Обсуждение
Данные литературы по механизмам резистентности B. germanica к инсектицидам свидетельствуют о том, что в формировании резистентного фенотипа могут участвовать несколько механизмов одновременно, что приводит к появлению мультирезистентных особей, нечувствительных сразу к нескольким группам применяемых инсектицидов [14, 17, 18]. Изученные линии тараканов из разных городов России были мультире-зистентны к разным группам химических веществ. Они проявили высокую резистентность к пиретроидам и фипронилу, среднюю резистентность к хлорпирифосу, чувствительность или слабую толерантность к пропоксуру. Резистентные к пиретроидам, ФОС, но чувствительные к карбаматам популяции B. germanica обнаружены и в других странах. Так, в США при исследовании аналогичным методом (топикальное нане-
Таблица 3. Влияние ингибиторов ферментных систем и верапамила на чувствительность рыжих тараканов к пропоксуру
Линия (ПР) ДВ / синергист СК50,% ±SE X2 (df) КСД по СК5„
Bg-S-НИИД Пропоксур 0,029±0.003 1,64 (4) -
Пр+ Ш1Б 0,010±0.001 2,52 (5) 2,9
Пр + ТБТФ 0,012±0.001 0,24 (3) 2,4
Пр + ДЭМ 0,017±0.002 0,10 (3) 1,7
Пр + ВЕР 0,017±0.002 2,89 (5) 1,8
Bg-M1 (1,8х) Пропоксур 0,051±0.005 4,81 (5) -
Пр+ Ш1Б 0,016±0.003 0,23 (4) 3,2
Пр + ТБТФ 0,012±0.001 0,02 (3) 4,3
Пр + ДЭМ 0,047±0.005 1,02 (3) 1,1
Пр + ВЕР 0,026±0.004 1,39 (5) 2,0
Bg-ОБН (0.7х) Пропоксур 0,020±0.004 0,09 (5) -
Пр+ Ш1Б 0,028±0.004 0,34 (5) 0,7
Пр + ТБТФ 0,008±0.001 0,03 (3) 2,5
Пр + ДЭМ 0,018±0.004 0.24 (6) 1,1
Пр + ВЕР 0,023±0.003 2,49 (6) 0,9
Bg-У1 (0.8х) Пропоксур 0,024±0.003 0,69 (5) -
Пр+ Ш1Б 0,016±0.003 0,23 (4) 1.5
Пр + ТБТФ 0,003±0.001 0,06 (7) 8,0
Пр + ДЭМ 0,029±0.003 0,09 (4) 0.8
Пр + ВЕР 0,008±0.001 0,01 (5) 2,9
Обозначения как в табл.2.
сение микрокапель инсектицида на самцов тараканов) чувствительности шести городских популяций рыжих тараканов к инсектицидам наиболее высокий уровень резистентности отмечен к пиретроидам (30-50*), низкая резистентность (толерантность) к хлорпирифосу - (6.4*), чувствительность к пропоксуру [19].
Инсектициды из группы ФОС и карба-матов инактивируют фермент ацетилхолин-эстеразу (АХЭ), катализирующий гидролиз нейромедиатора ацетилхолина (АХ). Ин-гибирование АХЭ и родственных эстераз, часто называемых серин-гидролазами, является результатом химической реакции между ферментом и эфирами ФОС или кар-баматами. Фосфорилированный или кар-бамоилированный фермент не способен осуществлять гидролиз АХ, что приводит к накоплению нейромедиатора в нервном синапсе [20]. Многие инсектициды из группы ФОС представляют собой тио- или ди-тиофосфаты (P=S), т.к. они обладают большей стабильностью, чем их оксоны (Р=О). Группа P=S в тканях насекомого при окислительном десульфурировании превращается в биологически активный оксон (ма-латион^малаоксон, паратион^параоксон). Затем в результате эстеразного гидролиза происходит разрыв связи ароматического кольца и кислорода с образованием соединения, содержащего кислород. Эстеразный гидролиз на первом этапе (до образования оксона) приводит к разрыву связи ароматического кольца и кислорода с образованием соединения, содержащего серу. Деметили-рование -ОСНз-группы до -ОН и Р-О-ариль-ного расщепления играет важную роль в метаболизме ФОС, например, фенитротио-на [21]. Установлено, что у резистентных к хлорпирифосу (20*) рыжих тараканов хлор-пирифос-оксон присутствовал в меньших количествах, чем у чувствительной лабораторной культуры, одновременно установлены повышенные уровни продукта его гидролиза - 3,5,6-трихлорпиридинола [22].
Чувстительность к ФОС и карбаматам у тараканов мультирезистентных линий увеличивалась при применениии ингибитора эстераз ТБТФ: к хлорпирифосу в 38-146, к пропоксуру - в 2,5-8,0 раз. Подобные резуль-
таты исследований, указывающие на увеличение активности эстераз у резистентных к хлорпирифосу тараканов, получены в Сингапуре [9]. Корреляции КСД и показателя резистентности к хлорпирифосу не наблюдали. Значения КСД для ТБТФ и пропоксура сопоставимы с данными литературы [23].
Полученные результаты свидетельствуют, что гидролиз ФОС и производных кар-баминовой кислоты является основным способом детоксикации этих группы инсектицидов. В случае с хлорпирифосом имеющаяся в молекуле группа P=S в тканях насекомого сначала превращается в биологически активный оксон (хлорпирифос ^ хлорпирифос-оксон), а затем вступает в силу эстеразный гидролиз, подавление которого с помощью ингибитора ТБТФ приводит к увеличению инсектицидности в десятки раз.
Пиперонилбутоксид (ППБ) - ингибитор МО - оказывал значительно меньшее влияние на чувствительность тараканов к хлорпирифосу. Вклад ^Т оказался значительным только у линии Bg-Y1 (КСД 2,9), а у линий Bg-ОБН и Bg-M1 не выявлен. Корреляции величин КСД с чувствительностью тараканов к ФОС и карбаматам нами не выявлено. В литературе приведены сведения о вовлечении у рыжих тараканов в механизм резистентности к хлорпирифосу цитохром-Р450-зависимых MO [24, 25]. Так, толерантность B. germanica к дихлорвосу (ДДВФ) снижалась в 1.1-2.7 раза при применении ППБ [26]. Вместе с тем, по другим сведениям, ППБ может взаимодействовать антагонистически с хлорпирифосом, снижая чувствительность к нему у насекомых. Поскольку ФОС активируются в организме насекомого за счет окисления, их токсичность может снижаться при сочетании с ингибиторами МО [27, 28]. Так, слабый антагонизм между ППБ и хлорпирифосом (КСД менее 1,0) выявлен также у колорадского жука [29].
Ингибитор АВС-транспортеров вера-памил проявил синергизм с хлорпирифо-сом для чувствительной расы тараканов в большей степени, чем для резистентных линий Bg-M1, Bg-ОБН и Bg-Y1 (КСД 2.9 vs
1.2-1.3). Однако в литературе есть и другие данные - нанесение сублетальных доз 1 мМ верапамила за 24 часа до топикального нанесения хлорпирифоса повышало его токсичность для B. germanica чувствительной линии в два раза, а резистентной к хлорпи-рифосу линии - в 7,2 раза [13].
Ингибирование АХЭ производными карбаминовой кислоты и ФОС происходит одинаковым образом. Однако в отличие от эфира ФОС, действие карбаматов обратимо: карбамоилированный (ингибированный) фермент спонтанно распадается на активный фермент, метиламин и диоксид углерода [20].
Основной путь метаболизма карбама-тов у животных является по своей природе окислительным и связан обычно с MO. Типичные реакции оксигенации, в которых атом кислорода вводится в молекулу, включают гидроксилирование ароматических колец, O-деалкилирование простых эфиров, N-метилгидроксилирование и деметилиро-вание, окисление алифатических боковых цепей и окисление тиоэфира. В некоторых случаях, например метаболизм алдикарба в его сульфоксид, считается реакцией активации, так как сульфоксид алдикарба примерно в 10 раз более эффективен как антихо-линэстеразный агент по сравнению с самим алдикарбом [20]. Поскольку метаболизм фе-нилметилкарбаматов в основном осуществляется MO, наиболее эффективным синер-гистом должен быть ППБ [27].
Согласно данным литературы толерантность рыжих тараканов к пропоксуру снижалась при применении ППБ в 1,1-2,7 раза [26]. ППБ повышал чувствительность рыжих тараканов к бендиокарбу в 1.3-3.6 раза, и карбарилу в 1.1-1.5 раза [30], к пропоксу-ру - в 2 раза [23]. Эти данные указывают на участие MO в формировании толерантности к изученным карбаматам. В то же время ППБ не устраняет резистентность, что указывает на наличие других механизмов резистентности, таких как снижение проницаемости кутикулы для инсектицидов и нечувствительность ацетилхолинэстеразы [31]. Согласно нашим данным наиболее активным синергистом пропоксура оказался ТБТФ,
однако величины КСД были значительно меньшими, чем в случае с хлорпирифосом. КСД для пропоксура на фоне предобработки ТБТФ были максимальными у расы Bg-Y1 (8,0), средними у Bg-M1 (4,3) и минимальными у Bg-ОБН и Bg-S-НИИД (2,5). Сопоставимые данные получены в Мексике, где ТБТФ увеличил чувствительность тараканов к пропоксуру в 6,8 раза, что подразумевает гидролиз в качестве основного способа детоксикации этого инсектицида [23].
Вклад эстераз в резистентность к карба-мату пропоксуру зарегистрирован также во всех 22 изученных популяциях рыжих тараканов в Сингапуре [9]. Таким образом, у большинства из резистентных к карбаматам популяций B. germanica устойчивость к бендиокарбу и карбарилу полностью подавлялась ТБТФ, что указывает на высокую роль эстераз в механизме устойчивости.
В ряде работ резистентность к ФОС (в том числе к хлорпирифосу) и к карбаматам, связывают с мутациями АХЭ, что делает невозможным связывание инсектицида и АХ. Показано это на примере высокорезистентных популяций вредителей сельского хозяйства - цикадках, тлях, белокрылках [32, 33]. Y рыжего таракана устойчивая АХЭ встречается достаточно редко - частоты резистентных аллелей генов нечувствительной к ФОС и карбаматам АХЭ составляют 0,030,08 [14]. Известно, что у B. germanica имеются две формы - АХЭ1 и АХЭ2, являющиеся мишенями для ФОС и кодируемые генами acel и ace2, тогда как селективной мишенью для карбаматов является только АХЭ1 [34]. В проведенных нами экспериментах резкое увеличение чувствительности насекомых к ФОС за счет действия ингибитора эстераз ТБТФ позволяет предположить только наличие так называемой «метаболической резистентности».
Увеличение чувствительности к пропоксуру линий Bg-Y1 и Bg-M1 при использовании верапамила косвенно указывает на вовлеченость АВС-транспортеров в формирование резистентности у этих линий тараканов.
Заключение
В географически разобщенных популяци-
ях B. germanica (из Москвы, Екатеринбурга и Обнинска) формирование резистентности шло в зависимости от истории конкретной популяции под действием инсектицидного пресса: различались группы используемых инсектицидов, частота их применения и т.д.
Проведенные исследования показали, что основной механизм формирования резистентности к ФОС хлорпирифосу шло за счет увеличения актитвности ферментных систем, участвующих в детоксикации ксенобиотиков, в первую очередь, неспецифических эстераз. Вклад монооксигеназ был варажен значительно слабее, а ^Т практически не были вовлечены в механизм резистентности. В наибольшей степени «метаболическая» резистентность проявлялась у линии тараканов из Екатеринбурга (Bg-Y1), для которых установлены наиболее высокие значения КСД хлорпирифоса и проопксура с ингибиторами различных систем детокси-кации.
ЛИТЕРАТУРА
1. Жужиков Д.П. Чем опасны тараканы. Компания Спутник Москва, 2005. 95 с.
2. Yusof A.M. Identification of cockroaches as mechanical vector for parasitic infections a Обозначения как в табл.2. nd infestations in Kuantan, Malaysia // J. of Entomol. 2018. V.15. Iss. 3 P. 143148.
3. Fardisi M., Gondhalekar A.D., Scharf M.E. Development of diagnostic insecticide concentrations and assessment of insecticide susceptibility in German cockroach (Dictyoptera: Blattellidae) field strains collected from public housing // J. Econ. Entomol. 2017. V. 110. № 3. P. 1210-1217.
4. Рославцева С.А. Резистентность к инсек-тоакарицидам членистоногих, имеющих эпидемиологическое и санитарно-гигиеническое значение. М.:Компания Спутник+. 2006. - 130 с.
5. Gondhalekar A.D., Scherer W., Saran R.K., Scharf M.E. Implementation of an indoxacarb susceptibility monitoring program using field-collected German cockroach isolates from the United States // J. Econ. Entomol. 2013. V. 106. P. 945-953.
6. Ko A.E., Bieman D.N., Schal C., Silverman J. Insecticide resistance and diminished secondary
kill performance of bait formulations against German cockroaches // Pest Manag. Sci. 2016. V. 72. P. 1778-1784.
7. Naqqash M.N., Gokçe A., Bakhsh A., Salim M. Insecticide resistance and its molecular basis in urban insect pests // Parasitol. Res. 2016. P. 1-11.
8. Arthropod resistant to pesticides database (ARPD). Available online: http://www. pesticideresistance.org (accessed October 19, 2019).
9. Chai R.-Y., Lee C.-Y. Insecticide resistance profiles and synergism in field populations of the German cockroach (Dictyoptera: Blattellidae) from Singapore // J. Econ. Entomol. 2010. V. 103, № 2. P. 460-471.
10. Mullins D.E. Physiology of environmental adaptations and resource acquisition in cockroaches // Annu. Rev. Entomol. 2015. V. 60. P. 473-492.
11. Yu S.J. The toxicology and biochemistry of insecticides. Taylor and Francis Group, LLC, 2008. - 276 p.
12. Casida J.E., Durkin K.A. Neuroactive insecticides: targets, selectivity, resistance, and secondary effects // Annu. Rev. Entomol. 2013. V. 58. P. 99-117.
13. Hou W., Jiang C., Zhou X., Qian K., Wang L., Shen Y., Zhao Y. Increased expression of P-glycoprotein is associated with chlorpyrifos resistance in the German cockroach (Blattodea: Blattellidae) // J. Econ. Entomol. 2016. V. 109. №6. Р. 2500-2505.
14. Lee C.Y., Hemingway J., Yap H.H., Chong N.L. Biochemical characterization of insecticide resistance in the German cockroach, Blattella germanica, from Malaysia // Med. Vet. Entomol. 2000. V. 14. P. 11-18.
15. Ерёмина, О.Ю. Олифер В.В., Ибрагимха-лилова И.В., Геворкян И.С. Исследование резистентности рыжих тараканов к фосфороргани-ческим инсектицидам и карбаматам // Дез. дело. 2017. № 1. С. 45-52.
16. Torres-Vila L.M., Rodriguez-Molina M. C., Lacasa-Plasencia A., Bielza-Lino P., Rodriguez-del-Rincon A. Pyrethroid resistance of Helicoverpa armigera in Spain: current status and agroecological perspective // Agric. Ecosyst. Environ. 2002. V. 93. № 1-3. Р. 55-66.
17. Wei Y., Appel A.G., Moar W.J., Liu N. Pyrethroid resistance and cross-resistance in the German cockroach, Blattella germanica (L) // Pest. Manag. Sci. 2001. V.57. № 11. P. 1055-1059.
18. Julio A.H., Gigliolli A.A., Cardoso K.A., Drosdoski S.D., Kulza R.A., Seixas F.A., Ruvolo-Takasusuki M.C., de Souza C.G., Lapenta A.S. Multiple resistance to pirimiphos-methyl and
bifenthrin in Tribolium castaneum involves the activity of lipases, esterases, and laccase2 // Comp. Biochem. Physiol. C. Toxicol. Pharmacol. 2017. V. 195. P. 27-43.
19. Wu X., Appel A.G. Insecticide resistance of several field-collected German cockroach (Dictyoptera: Blattellidae) strains // J. Econ. Entomol. 2017. V. 110. № 3. P. 1203-1209.
20. Fukuto T.R. Mechanism of action of organophosphorus and carbamate insecticides // Environ // Health Perspect. 1990. V. 87. P. 245-254.
21. Sundaram K.M.S. Cuticular penetration and in vivo metabolism of fenitrothion in spruce budworm // J. Environ. Sci. Health, 1988. B23. № 6, P. 643-659.
22. Blair D.S., Scott J.G., Roush R.T., Zeichner B.C. Biochemistry and genetics of chlorpyrifos resistance in the German cockroach, Blattella germanica (L) // Pestic. Biochem. Physiol. 1990. V. 38, Iss. 2, P. 110-121.
23. Sanchez-Arroyo H., Koehler P.G., Valles S.M. Effects of the synergists piperonyl butoxide and S,S,S-tributyl phosphorotrithioate on propoxur pharmacokinetics in Blattella germanica (Blattodea: Blattellidae) // J. Econ. Entomol. 2001. V. 94. №5. P. 1209-1216.
24. Siegfried B.D., Scott J.G. Insecticide resistance mechanisms in the German cockroach, Blattella germanica (L.) // ACS Symp. Ser. 1992. V. 505. Molecular mechanisms of insecticide resistance. Ch. 18. P. 218-230.
25. Mokbell El-S. M.S., SwelamE.S.H., Radwan E.M.M., Abd-E.Kandil M.Role of metabolic enzymes in resistance to chlorpyrifos-methyl in the cowpea aphid, Aphis craccivora (Koch) // J. of Plant Prot. Res. V.57. №3, 2017. P. 276-280.
26. Qian K., Wei X.Q., Zeng X.P., Liu T., Gao X.W. Stage-dependent tolerance of the German cockroach, Blattella germanica for dichlorvos and propoxur // J. Insect Sci. 2010. V.10. P. 201.
27. Wilkinson C.F. Effects of synergists on the metabolism and toxicity of anticholinesterases // Bull. World Health Organ. 1971. V. 44. № 1-3. P. 171-190.
28. Demkovich M., Dana C.E., Siegel J.P., Berenbaum M.R. Effect of piperonyl butoxide on the toxicity of four classes of insecticides to navel orangeworm (Amyelois transitella) (Lepidoptera: Pyralidae) // J. Econ. Entomol. 2015. V. 108. № 6. P. 2753-2760.
29. Wqgorek P., Zamojska J., Mrowczynski M. Susceptibility level of the colorado potato beetle (Leptinotarsa decemlineata Say) to chlorpyrifos and acetamiprid in Poland and resistance mechanisms of the pest to chlorpyrifos // J. Plant Protect. Res. 2011. V. 51, Iss. 3. P. 1427-4345.
30. Salehi A., Vatandoost H., Hazratian T., Sanei-Dehkordi A., Hooshyar H., ArbabiM., Salim-Abadi Y., Sharafati-Chaleshtori R., Gorouhi M.A., Paksa A. Detection of bendiocarb and carbaryl resistance mechanisms among German cockroach Blattella germanica (Blattaria: Blattellidae) collected from Tabriz hospitals, East Azerbaijan Province, Iran in 2013 // J. Arthropod Borne. Dis. 2016. V.10. №3. P. 403-412.
31. Dehkordi A.S., Abadi Y.S., Nasirian H., Hazratian T., Gorouhi M.A., Yousefi S., Paksa A. Synergists action of piperonyl butoxide and S,S,S-tributyl phosphorotrithioate on toxicity of carbamate insecticides against Blattella germanica // Asian Pacific J. Trop. Med. 2017 V. 10. № 10. P. 981-986.
32. Zhang Y., Yang B., Li J., Liu M., Liu Z. Point mutations in acetylcholinesterase 1 associated with chlorpyrifos resistance in the brown planthopper, Nilaparvata lugens Stâl. // Insect. Mol. Biol. 2017. V. 26. № 4. P. 453-460.
33. Lokeshwari D., Krishna Kumar N.K., Manjunatha H. Multiple mutations on the second acetylcholinesterase gene associated with dimethoate resistance in the melon aphid, Aphis gossypii (Hemiptera: Aphididae) // J. Econ. Entomol. 2016. V. 109. № 2. P. 887-897.
34. Meng X., Li C., Bao H., Fang J., Liu Z., Zhang Y. Validating the importance of two acetylcholinesterases in insecticide sensitivities by RNAi in Pardosa pseudoannulata, an important predatory enemy against several insect pests // Pestic. Biochem. Physiol. 2015. V.125. P. 26-30
Поступила 15.09.19
