CC BY
4
Таблица 2
Содержание АК (в мкг/г) в головном мозге и надпочечниках морских свинок при ингаляционном воздействии паприна (Л1чьт)
Показатель Головной мозг Надпочечники #
контроль опыт контроль ОПЫТ
Суммарное количество АК 197,00+30,89 211,70±26,46 417,00±49,87 490,00±64,00
Восстановленная форма АК (ВФ) 98,70± 17,50 65,70±9,20 175,004=24,00 198.00dz41.30
Окисленная форма (ОФ) АК 98,30± 13,40 146,00± 15,90 242,00+24,70 292,00± 15,50
Коэффициент ВФ/ОФ 1,04=0,12 0,44±0,06* 0,72+0,05 0,68+0,06
свидетельствуют о необходимости включения ан-тиоксидантной профилактики в систему мероприятий, направленных на снижение заболеваемости у работников микробиологических производств.
Выводы. 1. Ингаляционное воздействие паприна в концентрации 3,4 мг/м3 в течение месяца вызывает у морских свинок истощение АОС крови, головного мозга и надпочечников.
2. В ткани головного мозга подопытных животных изменения касались преимущественно аскорбиновой кислоты, а в надпочечниках — низкомолекулярных тиолов.
Литература
1. Алексеева О. Г. // Гиг. труда.— 1989.— № 1.— С. 1—4.
2. Антиоксиданты и адаптация / Под ред. В. В. Соколовского.— Л., 1984.— С. 5—56.
3. Артамонова В. Г., Джагинян А. И., Андреева Л. Н. и др. // Гиг. труда.— 1989.— №. 1.— С. 5—8.
4. Баренбойм Г. М., Маленков А. Г. Системные концепции биохимии и иммунобиохимии.— М., 1986.
5. Вайсфельд И. Л., Кассиль Г. М. Гистамин в биохимии и физиологии.— М., 1981.
6. Веретинская А. Г., Косорукова Н. Я., Казакова Р. В.// Стоматология.— 1983.— № 2.— С. 20—22.
7. Виноградов В. В. Некоферментные функции витамина РР.—Минск, 1987.
8. Горкин В. 3. Аминоксидазы и их значение в медицине.—
М., 1981.
9. Григорьев И. П., Неокессарийский А. А. // Бюл. экспер. биол.— 1986.—№ 9.— С. 288—289.
10. Девойно Л. В., Ильюченок Р. Ю. Моноаминэргические системы в регуляции иммунных реакций.— Новосибирск, 1983.
11. Джангулова Н. Э. // Воздействие физико-химических факторов внешней среды на организм и поддержание го-меостаза.— Л., 1988.—С. 30—33.
12. Казначеев В. П. Современные аспекты адаптации.— Новосибирск, 1980.
13. Куликов В. Ю., Семенюк А. В., Колесникова Л. И. Пере-кисное окисление липидов и холодовой фактор.— Новосибирск, 1988.
14. Меерсон Ф. 3. Адаптация, стресс и профилактика.— М.,
1981.
15. Смирнова А. М. // Факторы естественного иммунитета при различных физиологических и патологических состояниях.— Челябинск, 1980.— С. 17—18.
16. Соколовский В. В. Гистохимические исследования в токсикологии.— Л., 1971.
17. Соколовский В. В., Лебедева Л. В., Лиэлуп Т. Б. // Лаб. дело.— 1974.— № 3.— С. 160—162.
18. Соколовский В. В., Белозерова Л. А., Огурцова Р. Е. // Там же.— 1977.—№ 1.—С. 26—27.
19. Соколовский В. В., Павлова Р. И., Шлейкин А. Г. //Гиг. и сан.— 1980.— № 4,— С. 62—63.
20. Соколовский В. В., Баскович Г. А., Чечура А. И. и др. // Там же.— 1987.—№ 5.—С. 49—50.
21. Тиоловые соединения в биохимических механизмах патологических процессов / Под ред. В. В. Соколовского.— Л 1979 _С 5_87
22. 5Шаек]. //Епёосг. ехр.— 1985.— Уо1. 19, N 3.— Р. 186— 192.
Поступила 23.06.89
А. Б. ЕРМАЧЕНКО, Ю. В. ДАНИЛОВ, 1990
УДК 615.916:546.49].015.4:612.46].076.9
А. Б. Ермаченко, Ю. В. Данилов
КРИТЕРИАЛЬНАЯ ЗНАЧИМОСТЬ ГИСТОХИМИЧЕСКИХ ПРОЯВЛЕНИЙ НЕФРОТОКСИЧЕСКОГО ЭФФЕКТА РТУТИ ПРИ КОМПЛЕКСНОМ ПОСТУПЛЕНИИ ЕЕ В ОРГАНИЗМ
Донецкий медицинский институт
Общеизвестно, что почки являются местом избирательного накопления ртути независимо от пути поступления ее в организм [5, 7]. В почках ртуть распределяется преимущественно в эпителии канальцев, определяет патогенез нефротоксиче-ского действия тяжелого металла [1, 8]. В многочисленных работах, посвященных изучению влияния ртути, в основном оценивались изменения в почках при действии концентраций,
вызывающих грубые органические или функциональные нарушения [1]. Мало исследованным остается выявление степени повреждаемости различных звеньев метаболизма, обусловливающих возникновение и развитие нефротоксиче-ского эффекта, при действии металла в концентрациях, реально присутствующих в атмосферном воздухе.
В хроническом эксперименте нами изучены неко-
3 Гигиена и санит. № 10
Таблица 1
Активность ферментов ткани почек (в усл. ед.) через 1 мес после воздействия ртути (М=1=т)
Фермент Группа животных
контроль 1-я 2-я 3-я 4-я
ЛДГ 16,3:4: 1,737 7,83±0,32* 18,2+0,281 18,53+0,961 15,33+1,614
ЛДГ-М 9,73 + 0,742 6,51+0,511* 10,97+0,384 16,57+0,863* 12,07+0,765*
СДГ 14,73-4-1,677 14,5+1,558 9,17+0,324* 13,57+0,745 13,4+1,575
А-ГФДГ 7,43+0,367 8,0+0,325 7,8+0,259 10,4=1=0,503* 13,13+2,266*
МДГ 7,9±0,213 8,21+0,733 7,31+0,506 8,32+0,311 9,26+0,563*
МДГ-НАДФ 6,94-0,196 6,5+0,246 6,9+0,428 6,77+0,411 8,91+0,497*
ГДГ 13,9+1,342 17,43+1,804 9,27+0,571 * 1.3,6±0,543 13,5+0,97
ГДГ-НАДФ 7,53+0,215 12,87± 1,374* 14,2+1,003* 8,73±0,343* 10,13+0,456*
Г-6-ФДГ 7,37+0,252 8,17+0,302* 7,92+0,719 9,3±0,337* 7,53+0,286
НАД • Нг-диафораза 12,4+2,146 12,4+1,093 19,77+1,744* 14,83+0,403 14,66+1,069
НАДФ -Нз-диафораза 11,7+1,851 9,47±0,522 17,13+1,116* 13,67+0,415 26,43+2,522*
Примечание. Здесь и в табл. 2 звездочка — отличия достоверны по сравнению с контролем п ри р<0,05.
торые стороны обмена веществ в почках при комплексном поступлении ртути в организм. Затравку белых крыс ртутью осуществляли одновременно ингаляционно и перорально, при этом были испытаны концентрации на уровне 0,006 мг/м3 и 0,01 мг/л (1-я группа), 0,003 мг/м3 и 0,005 мг/л (2-я группа), 0,0013 мг/м3 и 0,0005 мг/л (3-я группа), 0,00016 мг/м3 и 0,00025 мг/л (4-я группа). 5-я группа животных служила контролем. В каждой группе было по 24 крысы. Животных забивали через 1, 3 и 5 мес от начала затравки. На криостатных срезах нефиксированной ткани толщиной 15+1 мкм определяли активность
11 окислительно-восстановительных ферментов [4]: лактатдегидрогеназы (ЛДГ), лактатдегидро-геназы с мочевиной (ЛДГ-М), сукцинатдегидроге-назы (СДГ), альфа-глицерофосфатдегидрогеназы (А-ГФДГ), малатдегидрогеназы (МДГ), глу-таматдегидрогеназы (ГДГ), НАДФ-зависимых МДГ и ГДГ, глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы (Г-6-ФДГ), НАД.Н2- и Н АДФ • Нг-диафораз. Активность ферментов оценивали по значениям оптической плотности, определяемой сканированием по площади (шаг сканирования 0,25Х X Ю~4 мм). Обработку результатов измерений осуществляли на автоматическом пересчетном устройстве, подключенном на выход сканирующего цитофотометра [6]. Парафиновые срезы окраши-
вали гематоксилином и эозином, по Ван-Гизону, по Лилли, ставилась ШИК-реакция.
Поступление ртути через 1 мес в почках животных 1-й группы (табл. 1) вызвало снижение уровня восстановительных процессов, активность ферментов гликолиза (НАДФ• Н2-диафоразы, ЛДГ). Вместе с тем повысилась интенсивность окислительного дезаминирования аминокислот с преобладанием распада (коэффициент ГДГ/ГДГ-НАДФ 1,4), что указывает на распад пластического материала и вовлечение белков в процессы детоксикации [2, 3]. Морфологически эти изменения проявились дистрофическими повреждениями канальцевого эпителия, включая его очаговое слущивание в единичных канальцах. Во 2-й группе отмечено повышение общего уровня обменных процессов (на 66 и 41 % увеличилась активность НАД-Н2- и НАДФ-Н2-диафораз). В 3-й группе повысилась активность ГДГ-НАДФ, Г-6-ФДГ. В почках крыс 4-й группы отмечена интенсификация восстановительных процессов (активность НАДФ • Н2-диафоразы повысилась в 2,1 раза, ГДГ-НАДФ — в 1,34 раза, коэффициент НАД-Н2/НАДФ -Н2 равен 0,57) [2], указывающая на усиление регенераторных возможностей почечного эпителия в этот период.
Через 3 мес от начала затравки (табл. 2) у животных 1-й группы наблюдалось увеличе-
Таблица 2
Активность ферментов ткани почек (в усл. ед.) через 3 мес после воздействия ртути (М=ьт)
Фермент Группа животных
контроль 1-я 2-я 3-я 4-я
ЛДГ 16,3+1,737 7,73+0,126* 10,4±0,479* 10,27+0,811* 28,03+1,649*
ЛДГ-М 9,73+0,742 6,0+0* 9,9±0,264 7,73+0,275* 15,5+1,013*
СДГ 14,73+1,677 19,6+1,353* 14,77+0,699 7,67+0,572* 14,934=1,109
А-ГФДГ 7,43+0,367 8,56+0,466 7,23=1=0,161 9,97+0,578* 10,8+0,774*
МДГ 7,9±0,213 744 + 0,195 7,17+0,142* 8,07+0,188 15,3+1,606*
МДГ-НАДФ 6,0^=0,196 6,74+0,331 6,27+0,094* 6,93+0,105 7,57±0,253*
ГДГ 13,9+1,342 19,1+0,986* 7,33+0,207* 9,4±0,348* 10,4+0,733*
ГДГ-НАДФ 7,53±0,215 9,73+0,429* 6,07+0,046* 6,07=1=0,046* 8,0+0,254
Г-6-ФДГ 7,37=1=0,252 6,0+0* 7,13+0,128 7,43+0,122 7,47+0,286
НАД-Н2-диафораза 12,4±2,146 15,43+1,193 13,07±0,846 8,67+0,351* 28,5+2,158*
НАДФ -Н2-диафораза 11,7+1,851 18,57+1,371* 10,63+0,393 7,7+0,246* 19,82+1,521
ние катаболизма аминокислот за счет разнонаправленного изменения активности ГДГ и ГДГ-НАДФ (коэффициент ГДГ/ГДГ-НАДФ составил 1,9) [3]. Высвобождение энергии от распада белков вызвало интенсификацию окислительных процессов энергообразования в митохондриях (повысилась активность СДГ и НАД • Н2-диафора-зы). Однако интенсификация деятельности НАДФ-Н2-диафоразы и установление коэффициента НАД-Н2/НАДФ-Н2, равного 0,79, указывают на активизацию регенераторных возможностей ткани почек, направленную на предотвращение усиленного катаболизма пластического материала. Во 2-й группе в этот период уровень обменных процессов становится умеренным при снижении интенсивности реакций гликолиза и окислительного дезаминирования аминокислот. В 3-й группе уменьшилась интенсивность как метаболизма в целом, так и отдельных его ф звеньев (цикла трикарбоновых кислот, гликолиза, окислительного дезаминирования аминокислот). Воздействие ртути на почки крыс 4-й группы привело к улучшению использования кислорода в обменных процессах, активизации энергообразовательной деятельности митохондрий (увеличилась активность МДГ, А-ГФДГ, НАД • Н2-диафо-разы, коэффициент НАД • Н2/Н АДФ • Н2 равен 1,45), усилению реакций аэробного гликолиза (активность ЛДГ составила 175% от контроля) [2, 3].
В конце эксперимента энзимологические спектры почек крыс 1-й и 2-й групп примерно совпали, уровень окислительно-восстановительных реакций был умеренный, активность ферментов гликолиза, цикла Кребса находилась на уровне потребностей клеток. Вместе с тем ниже контрольных значений стали реакции окислительного дезаминирования аминокислот, что характеризует истощение резервных возможностей данного энергетического звена и снижает регенераторную активность ткани почек. Морфологически это проявилось очаговыми умеренными дистрофическими изменениями канальцевого эпителия. В 3-й группе гипометаболизм в предшествующие сроки позволил уменьшить токсическое влияние ртути и восстановить к концу эксперимента интенсивность окислительно-восстановительных процессов, реакций окислительного дезаминирования аминокислот до контрольных значений. В почках животных 4-й группы произошло, наоборот, снижение активности ферментативных реакций до контрольного уровня, обусловленное, очевидно, развитием адаптации к воздействию ртути.
В целом отмечена прямая зависимость выраженности нарушений метаболизма от концентрации действующей ртути. Разнонаправленные изменения активности ферментов, характеризующие обменные процессы через 1 мес, в дальнейшем сменялись усилением напряженности реакций ме-
#
таболизма (1-я группа), снижением общего уровня обмена веществ ниже контрольных значений (2-я и 3-я группы) либо интенсификацией окислительно-восстановительной деятельности клеток (4-я группа). Напряженная работа внутриклеточных структур в клетках почек крыс 1-й и 2-й групп не поддавалась самокорректировке и завершалась ослаблением регенераторных способностей почечного эпителия. У животных 3-й и 4-й групп при действии меньших концентраций таких нарушений не происходило. Токсическое влияние ртути как белкового яда обусловлено как непосредственным действием на ферменты, так и изменениями процессов обмена протеинов в сторону усиления катаболизма. Повышенный распад белков приводил к вторичным сдвигам энзимологической активности и усиливал токсическое действие ртути.
Различные звенья метаболизма неодинаково
реагировали на воздействие ртути, но во всех группах обязательным являлось изменение активности ферментов пластического обмена, особенно белков (ГДГ и ГДГ-НАДФ). Нарушения восстановительных процессов происходило в неразрывной связи с перестройкой энергообразовательной функции почек. Морфологические проявления изменений энзимологической активности были однотипными и сводились к умеренно ; выраженной дистрофии клеток почечного эпителия.
Литература
1. Андреев В. П., Пальцын А. А. // Бюл. экспер. биол.— 1987,— № 8.— С. 241—244.
2. Журавлева Т. Б., Прочуханов Р. А. Введение в количественную гистохимию ферментов.— М., 1978.
3. Ленинджер А. Биохимия: Пер. с англ.— М., 1976.
4. Лойда 3., Госсрау Р., Шиблер Т. Гистохимия ферментов: Лабораторные методы: Пер. с англ.— М., 1982.
5. Красовский Г. Н., Юрасова О. И., Чарыев О. Г. и др. // Гиг и сан.— 1980.— № 1.— с. 69—71.
6. Шлопов В. Г., Мельников /О. Ф., Кривенко Н. А. и др. Устройство для сканирования микрообъектов. А. с. 922632 СССР.
7. Mehra M., Kanwar К. С. // Bull, environ. Contain. Toxicol.— 1979.—Vol. 21, N 6.— P. 733—736.
8. Stadnicka A. // Bull. Acad. pol. Sei. Ser. biol.— 1978.— Vol. 26, N 4.— P. 277—281.
Поступила 03.07.89
Summary. Certain aspects of kidney metabolism under a complex organism exposure to mercury have been studied. Defferent kinds of the heavy metal effect on various chains of metabolism have been established, dependent on the concentration and duration of mercury intake, which is evidence of the many mechanisms and ways of detoxication process. Oxido-reduction enzumes activity is changed due to direct mercury exposure, as well as due to disturbances in boundness of metabolic processes in which these enzymes are involved. The peculiarity of thiolysis mercury effect is the influence of mercury on protein metabolism enzymes — glutamatdehydrogenase (GDG) and NADF-dependent GDG, which is closely related to restructuring of oxireduction kidney functions.
