CC BY
126
мой с референтными антисыворотками, а тип нейраминидазы в гесте ингибиции активности этого фермента. Следует иметь в виду, что и некоторые варианты вируса гриппа птиц способны инфицировать свиней, не вызывая у них антительного ответа [5]. Из числа современных методов наиболее нигроко для диагностики инфекции РРСС применяют ИФА, П11Р, а также ускоренный мембранный иммунный анализ.
Для диагностики РРСС можно также пользоваться биохимическим анализом крови, в частности определять концентрацию сывороточного гаптоглобина — протеина острой фазы воспаления, содержание которого в крови значительно возрастает при респираторных болезнях, хромоте, диарее, а также в результате каннибализма 1101.
Диагностика инфекции цирковируса свиней типа 2 (РСУ-2). Как и вирус РРСС, цирковирус свиней типа 2 вызывает симптомы поражения органов дыхания и замедляет рост молодняка |9]. Выявление гистологических изменений и иммуногистохимические методы служат «золотым стандартом» диагностики этой инфекции. В настоящее время их постепенно вытесняет ПЦР.
БИБЛИОГРАФИЯ
1. Ala-Risku V., Kananen М., Tuovinen V. National eradication of enzootic pneumonia in Finland. In: Proc. 18th Intern Pig Vet Soc Congress, Hamburg, Germany, 2004, 1, 237.
2. Benfield D.A., Collins J.E., Dee S.A. et al. Porcine reproductive and respiratory syndrome. In: Taylor D.J. (Ed.) Diseases of Swine. Iowa State Univ Press, 1999, 201—224.
3. Chiers K. Contagious pleuropneumonia control. Pig progress, special (respiratory diseases). 2002, 22—23.
4. Easterday B. C., van Reeth & K., 1999. Swine influenza. In: Taylor D.J. (Ed.). Diseases of Swine. Iowa State Univ Press, Ames, Iowa, USA, 2003, 277—290.
5. Hinshaw V.S., Webster R.G., Rodriguez R. J. Influenza A viruses: Combinations of hemagglutinin and neuraminidase subtypes isolated from animals and other Arch Virol, 1981, 67, 191—201.
6. Honnold C. Porcine respiratory disease complex, http://www.ces.purdue.edu/ pork/health/ca ryhonnold.html.
7. Motovski A. Enzootic (mycoplasmal) pneumonia of pigs. VM News, 2003, 11—12, 8, 10.
8. Motovski A. Enzootic (mycoplasmal) pneumonia of swine. Veterinarna Sbirka. 2004, 7—8, 8—9.
9. Neumann E.J., Sorden S., Halbur P. Swine health fact sheet: Circovirus infection in swine. http://www.pork.org/PorkScience/Documents/circovirus.pdf.
10. Petersen H., Nielsen J. Objective evaluation of health status: Haptoglobin serum concentrations as marker of clinical signs in finishing pigs. In: Proc 17th Intern Pig Vet Soc Congress, Ames, Iowa, USA, 2002, 258.
11. Pijoan C. M. hyopneumoniae — new diagnostic tools. In: Swine Mycoplasmal Pneumonia Technical Workshop, FDACVM, Kansas City, Mo. www.fda.gov/ ohrms/dockets/dailys/02/Mar02/031902/02N-0027_ts00009_01 _vol2.doc.
12. Ross R.F. Mycoplasmal pneumonia of swine. In: Taylor D.J. (Ed.) Diseases of Swine. Iowa State Univ Press, 1999, 495—501.
13. Thacker E.L, Thanawongnuwech R. Porcine respiratory disease complex (PRDC). Thai J Vet Med, 2002, 32, 126—134.
14. Thacker E.L. Diagnosis of Mycoplasma hyopneumoniae. Anim Health Res Rev, 2004, 5, 317—320.
15. Yeske P. Vaccination against EP. Pig Progress, Special (Respiratory Diseases), 2003, 10—11.
I. Bochev. Porcime respiratory disease complex (PRDC): A review. II. Diagnostics, treratment and prevention. Bulg J Vet Med, 2008, 11,4, 219—234.
0 2 6364 Коронавирусные
гастроэнтериты свиней. Обзор
O.B. Сергеев, НПО Нарвак (г. Москва)
Ключевые слова: коронавирусы,свинья
Сокращения: ИФА — иммуноферментный анализ; ТГС/ВТГВ — трансмиссивный гастроэнтерит свиней/вирус ТГС; РКВС — респираторный коронавирус свиней; ЭДС/ВЭДС — эпизоотическая диарея свиней/вирус ЭДС
Коронавирусные гастроэнтериты (ТГС и ЭДС) приносят промышленному свиноводству значительный ущерб. Оба заболевания сходны по характеру течения, клиническим проявлениям и патоморфологнческим изменениям. Много общего имеет их эпизоотология. Фактически они — болезни-двойники, вызываемые двумя кишечными коронавнрусами свиней, не имеющими антигенного родства. Они характеризуются высокими заболеваемостью и смертностью новорожденных поросят. Поскольку поросята заболевают и гибнут в первые дни жизни, их невозможно активно иммунизировать.
Этиология
Возбудители ТГС и ЭДС относятся к группе 1 рода Coronavirus семейства Coronaviridae. Геном обоих вирусов представлен одной полиаденилированной +РНК, размер которой несколько превышает 28 тысяч нуклеотидов |19]. Их вирионы содержат 3 структурных белка: N, М и S. У ВТГС также имеется дополнительный мембранный белок Е [19, 21]. Оба агента устойчивы к кислой среде (pH 4,0) и трипсину. У каждого из них выявлено только по одному серотипу, что зна-
чительно облегчает лабораторную диагностику и специфическую профилактику вызываемых ими заболеваний. По структуре вирионов, механизму репликации и морфогенезу оба вируса обладают всеми характеристиками, присущими представителям семейства Согопа\'тс]ае.
Диаметр вирионов ВТГС варьирует от 60 до 160 нм (211, а ВЭДС — от 95 до 190 нм [ 19]. На поверхности их двухслойной липидной оболочки имеются булавовидные шипы (пепломе-ры) длиной 12...25нм, формирующие характерную «корону». Созревание в!грионов происходит путем почкования через мембраны эндоплазматического ретикулума [19, 21].
Пепломеры, находящиеся на поверхности внриона, сформированы гликопротеином Б, играющим важную роль в начале инфекционного процесса, проникновении вируса в клетку и развитии иммунитета (индукции специфических антител и нейтрализации вируса) [27]. Различия в гликопро-теине Б вирусов ТГС и ЭДС обусловливают отсутствие антигенного родства двух вирусов и перекрестного иммунитета у переболевших и вакцинированных животных.
В конце 80-х годов прошлого столетия установили наличие двух модификаций ВТГС. Кроме вирулентного вируса ТГС, вызывающего массовые энтериты у новорожденных поросят, существует природный слабовирулентный мутант агента (РКВС), обладающий тропизмом к респираторным органам. У РКВС обнаружили делецию в 5'-концевой части гена 5 размером 621...681 нуклеотидов, с которой связывают его отличия от вирулентного вируса ТГС: меньший размер гликопротеина Б (170...190 кД но сравнению с 220 кД) и измененный тканевый тропизм [21].
Культуральные свойства
Первоначально ВТГС и ВЭДС пассировали на безмоло-зивных поросятах. В последующем с этой целью ста.™ пользоваться культурами клеток. Цитопатическое действие изолятов этих агентов, выделенных из фекалий поросят, проявляется после нескольких «слепых» пассажей. Размножение ВТГС в культуре клеток сопровождается выраженным цитопатическим действием, характеризующимся округлением, вакуолизацией и отслоением клеток и формированием небольших синцитиев 110]. ЦПД, вызываемое ВЭДС, проявляется вакуолизацией клеток и формированием крупных синцитиев (симпластов, содержащих до 100 ядер) |9|.
Добавление трипсина в поддерживающую среду (1...5 мкг/мл) способствует размножению этих агентов [9, 10|.
ВТГС репродуцируется во многих первичных и перевиваемых культурах клеток свиного происхождения, в т.ч. СПЭВ, РК-15, СРК, IBRS-2, накапливаясь в них в титре 7,0...8,0 lg ТЦД-и/мл [1, Ю]. В отличие от ВТГС для культивирования ВЭДС многие типы культур клеток оказались нечувствительными, в т. ч. линии клеток свиного происхождения. Чувствительность перевиваемой линии клеток почки зеленой мартышки Vero к ВЭДС оказалась неожиданно высокой. После длительного пассирования в ней вирус приобретает способность размножаться как в культурах клеток свиней (СРК, KSEK-6, 1BRS-2), так и в клеточных системах другого происхождения (МА-104). ВЭДС после длительной адаптации к размножению in vitro накапливается в культуре клеток в титре 5,0...7,0 lg ТПД^/мл 111, 15].
Эпизоотология
ТГС впервые описали в 1945 г. [21 ]. В последующий период его диагностировали во многих странах, включая Россию. ЭДС известна с 1971 г. Ее возбудитель широко распространен во многих странах Европы и Азии, но не встречается в Америке [4].
Для обеих инфекций основным, если не единственным, путем естественной передачи возбудителя является фекал ьно-оральный. Острые вспышки 'ГГС и ЭДС в крупных хозяйствах не различаются по массовости и суровости течения. К заражению обоими вирусами чувствительны свиньи всех возрастов. Клинически выраженное заболевание с летальным исходом в случае ТГС проявляется только у поросят до двухнедельного возраста, тогда как при ЭДС погибает также 1...3 % свиней, заразившихся в период откорма. В таких случаях животные погибают внезапно, даже до появления диареи. Иостмортально у них обнаруживают острый некроз мускулатуры спины. Вскоре после первичного появления в хозяйстве ТГС погибает 90...100 % поросят в возрасте моложе 10 дн, а при ТГС их смертность обычно близка к 50 %, но может достигать 100 % [ 19,21].
Для ТГС характерно длительное вирусоносительство, внезапно переходящее в заболевание при различных стрессовых ситуациях (токсичные корма, снижение температуры окружающей среды и др.) [21]. ВЭДС чаще, чем ВТГС, пер-систирует в организме инфицированных свиней после окончания острой вспышки в хозяйстве. По сравнению с ТГС ЭДС распространяется медленнее. Распространение вируса из одного свинарника в другой может занять 4...6 нед, причем некоторые свинарники, не имеющие контактов, остаются свободными от инфекции [19].
В последние годы типичные острые вспышки ЭДС с высокой смертностью новорожденных поросят в Европе (в отличие от Кореи и Японии [5, 26]) наблюдают редко.
Главным клиническим признаком обоих заболеваний является водянистая профузная диарея, приводящая к дегидратации организма и, как следствие, к гибели новорожденных поросят. У растущих и откармливаемых свиней, а также свиноматок помимо диареи наблюдают депрессию и потерю аппетита; при ТГС часто развивается рвота, а у некоторых лактирующих свиноматок - агалактия [4, 19, 21].
Инфекция РКВС в естественных условиях не сопровождается заметными клиническими признаками. Экспериментальное заражение свиней в период откорма сопровождается незначительной временной потерей массы тела, а у 4...6-дневных поросят — снижением роста [30]. Многие европейские и американские штаммы РКВС вызывают субклиническую инфекцию с возможным развитием интерстициальной пневмонии, охватывающей 5...60 % легкого [7|.
Патогенез
Оба коронавируса поражают слизистую тонкого отдела кишечника, что проявляется массовой атрофией ворсинок и ведет к острому нарушению пищеварения, диарее, дегидратации и даже гибели поросят [19, 21]. При ТГС в наибольшей степени страдает тощая кишка, в меньшей степени — подвздошная, а при ЭДС гистологические изменения последней вообще не выявляют 16]. Тяжесть поражений тонкого отдела кишечника находится в обратной зависимости от возраста новорожденных поросят |19[.
ВЭДС размножается только в кишечном тракте [23], а ВТГС способен также реплицироваться в молочной железе лактирующих свиноматок [20], но связано ли это с развитием агалактии, не известно. ВТГС также способен проникать через плаценту супоросных свиноматок и инфицировать плоды [2]. Вирионы обоих агентов обнаруживают в цитоплазматических вакуолях энтеро-цитов ворсинок, а ВТГС, кроме того, — в М-клетках, лимфоцитах, макрофагах и пейеровых бляшках [19, 211.
Репликация вируса п развитие инфекционного процесса при ЭДС протекают медленнее, чем при ТГС.
Тканевый тропизм ВТГС и ВЭДС недостаточно изучен, хотя играет важную роль в патогенезе и иммуногенезе. Высо-коаттенуированные штаммы ВТГС, имеющие замену двух нуклеотидов (219 и 655) в гене Б, реплицируются в верхних дыхательных путях и легких, но не в кишечнике новорожденных поросят. По тканевому тропизму они напоминают РКВС, однако их репликация не сопровождается столь выраженным иммунным ответом [21].
Патоморфологические изменения
При ЭДС отмечают скопление в тонком отделе кишечника желтой пенистой жидкости, в других органах патоморфологические изменения отсутствуют. При ТГС изменения находят также в желудке, который растягивается и может содержать небольшие кровоизлияния в диафрагмачьной части слизистой оболочки [19, 211.
При гистологическом исследовании тощей кишки обнаруживают укороченные ворсинки по сравнению с глубиной крипт Либеркюна. В норме у поросят это соотношение составляло около 7 :1, а при инфекции ВТГС и ВЭДС — около 1:1 и 3: 1 соответственно. РКВС не вызывает атрофию кишечных ворсинок [ 19, 21].
Диагностика
Поскольку при острых вспышках ТГС и ЭДС клинически не различаются, то окончательный диагноз ставят на основании результатов лабораторных исследований.
В фекалиях вирусные частицы обнаруживают с помощью электронной микроскопии, а для дифференциации вирусов ТГС и ЭДС, имеющих одинаковую морфологию, требуется иммуноэлектронная микроскопия [ 19).
Для идентификации этих агентов в срезах тонкого отдела кишечника поросят пользуются реакцией иммунофлуорес-ценции [23] и иммуногистохимическим анализом [24], а для обнаружения их антигенов в фекалиях, тканях и клеточных культурах — ИФА. ВТГС и РКВС дифференцируют с помощью моноклональных антител [ 16].
Специфические антитела к ВТГС, ВЭДС и РКВС обычно выявляют в реакции нейтрализации и ИФА. В первом случае
используют вирус, адаптированный к культуре клеток, во втором — очищенный вирус или гликопротеин Б [1,16, 23]. Блокирующий ИФА оказался эффективным для дифференциации сывороток свиней, инфицированных ВТГС или РКВС [211.
Для изоляции ВТГС и ВЭДС из патологического материала иногда проводят биопробу на безмолозивных поросятах. Выделение ВТГС в культуре клеток является чувствительным методом, но не всегда достигающим цели [ 11. Изолировать ВЭДС в культуре клеток сложно, поэтому этот метод не применим для рутинной диагностики [9].
Для идентификации генома ВТГС и ВЭДС и дифференциальной диагностики вызванных ими заболеваний применяют об-ратнотранскриптазную полимеразную цепную реакцию [14].
Профилактика и контроль
В ряде стран супоросным свиноматкам не позднее чем за 2 нед до опороса скармливают суспензию кишечника больных поросят. В молозиве таких животных содержатся специфические и Титр нейтрализующих антител к вирусу ТГС в молозиве инфицированных свиноматок достигает 1 : 1280, что обеспечивает защиту новорожденных поросят от инфекции [ 17]. Однако данный способ иммунизации может вести к широкому и длительному носительству полевого вируса и сопряжен с риском трансплацентарного заражения потомства [21. В случае ЭДС данный подход считается вынужденной мерой специфической профилактики.
Уменьшить экономические потери от ТГС и ЭДС в небольших хозяйствах можно посредством замены инфицированного репродуктивного поголовья здоровым через 4...6 мес после начала вспышки. Однако эта мера эффективна лишь при строгом соблюдении ветеринарно-санитарного режима.
Для подтверждения прекращения циркуляции ТГС через 2 мес после замены поголовья или регистрации последнего случая болезни в стадо помещают серонегативных свиней с последующим их регулярным серологическим исследованием для подтверждения отсутствия сероконверсии [22].
Так как ВЭДС распространяется медленнее ВТГС, то своевременное применение санитарных превентивных мер может на время задержать его проникновение в репродуктор-ные свинарники. Задержка естественного заражения поросят до достижения ими более старшего возраста может значительно уменьшить заболеваемость и летальность.
Стратегия специфической профилактики обеих инфекций основана на активной иммунизации супоросных свиноматок с целью обеспечения пассивной защиты их потомства антителами молозива, т. к. заражение поросят происходит в первые часы (дни) после рождения. Оказалось, что лактогенный иммунитет наиболее эффективно развивается, если вирус размножается в кишечнике свиноматок и реализуется благодаря тесной иммунологической связи кишечника с молочной железой.
Специфическая профилактика ТГС оказалась исключительно трудной задачей, которая, несмотря на многочисленные исследования, до последнего времени не находила решения |2, 21]. Не удалось получить безопасный вакцинный штамм, обладающий выраженной способностью размножаться в кишечнике свиноматок и вызывать синтез 1§А в молочной железе. Высокую эффективность иммунизации обеспечивает лишь двукратное внутримышечное и интраназальное введение супоросным свиноматкам вакцинного штамма ТО-163 в большой дозе ( Ю8-0 — 1093ТЦД3{|) [12]. Высокий уровень иммунитета удается также достичь посредством перорального заражения супоросных свиноматок вирулентными штаммами ВТГС.
РКВС передается аэрогенно и создает стадный иммунитет к ВТГС [18|. С появлением РКВС и его широким распространением в 80-х годах прошлого столетия ТГС перестал быть проблемой для стран Европы. Однако в США, несмотря на циркуляцию РКВС, проблема специфической профилактики ТГС не утратила актуальность. Причина данного явления остается не-
выясненной. Тем не менее РКВС стати использовать для профилактики ТГС [21 ]. Развитие иммунитета у инфицированных РКВС свиноматок, обеспечивающего пассивную защиту новорожденных поросят от ВТГС, подтвердили многочисленные исследования. Однако механизм образования ^А к ВТГС остается неясным. Повторное введение РКВС супоросным свиноматкам ведет к увеличению числа синтезирующих антитела клеток в лимфоидной ткани респираторного тракта 122].
В Росси разработана инактивированная вакцина против ТГС, которая после двукратного внутримышечного введения вызывает у супоросных свиноматок образование колост-ральных антител в высоком титре (1 : 640... 1: 2560), что обеспечивает защиту новорожденных поросят в экспериментальных (70...80 %) и полевых (90...95 %) условиях. Высокая эффективность такой вакцины подтверждена в повседневной практике [3]. Получено предложение из Германии о целесообразности патентования этой вакцины в Европе.
Возможным путем создания живой вакцины против ЭДС является аттенуация вируса длительным пассированием в культуре клеток. Серийное пассирование приводит к снижению патогенности вируса для новорожденных поросят и свиноматок, но сохраняет его способность вызывать протективный иммунный ответ у привитых свиней. Испытания экспериментальной живой вакцины в производственных условиях Южной Кореи [25] и Японии [29] подтвердили ее безопасность и эпизоо-тологическую эффективность. Аналогичные исследования по созданию живой вакцины против ЭДС проводит НПО Нарвак. Экспериментальная живая вакцина испытана с положительными результатами в лабораторных условиях. В настоящее время начата ее апробация в производственных условиях.
В течение последних лет предпринимали попытки создать субъединичные, а также живые рекомбинантные вакцины против ТГС. Однако результаты этих исследований в лучшем случае ограничивались умеренно выраженной индукцией специфических антител и частичной защитой потомства привитых свиней против ТГС [211.
Определенный интерес представляет перспектива использования трансгенных растений, экспрессирующих вирусные антигены. Например, созданы трансгенный картофель [8[ и люцерна [28], экспрессирующие основной иммуноген ВТГС — гликопротеин Б. Скармливание этих растений вызывает у свиней образование специфических вируснейтрализующих антител. Представляет также интерес получение протективного антигена ВЭДС в трансгенных растениях. Синтез рекомби-нантного гликопротеина 5 этого вируса в трансгенном табаке составил 2,1 % от общего растворимого белка, что открывает перспективу создания «кормовой вакцины» [13].
Успехи, достигнутые в области изучения коронавирусных энтеритов свиней, кроме важного экономического значения представляют большой интерес для вакцинологии и изучения колострального иммунитета.
БИБЛИОГРАФИЯ
1. Апипер Т.И., Васильев Ф.В., Сергеев В.А. Персистенция вируса и эпизооло-гическая опасность реконвалесцентов при ТГС. Ветеринария, 2001, 5, 16—21.
2. Сергеев В.А., Водяников В.И., Земляков Р.Н. и др. Специфическая профилактика и вирусоносительство при трансмиссивном гастроэнтерите свиней. Ветеринария, 2007, 4, 15—19.
3. Сергеев В.А., Фёдорова Е.С., Алипер Т.И., Мишин A.M. Инактивированная купьтурапьная вакцина против трансмиссивного гастроэнтерита свиней (вакцина ТГИ). Ветеринария, 2006, 5, 20—24.
4. Собко А.И., Краснобаев Е.А. Вирусные диареи свиней. -М., Колос, 1987.
5. Chae С., Kim О., Choi С. et al. Prevalence of porcine epidemic diantioea vinjs and transmissible gastroenteritis virus infection in Korean pigs. Vet Rec, 2000,18, 606—608.
6. Ducatelle R„ Coussement W., Charlier G. et al. Three-dimensional sequential study of the intestinal surface in experimental porcine CV 777 coronavirus enteritis.ZblVet B, 1981, 28, 483-^93.
7. Enjuanes L.. van der Zeist B.A.M. In: Siddell S.G. (Ed.) The Coronaviridae. NY: Plenum Press, 1995, 337—376.
8. Gomez N, Wigdorovitz A, Castanon S. et al. Oral immunogenicity of the plant derived spike protein from swine-transmissible gastroenteritis coronavirus. Arch Virol, 2000, 145, 1725—1732.
9. Hofmann M., Wyler R. ropagation of the virus of porcine epidemic diarrhea in cell culture. J Clin Microbiol, 1988, 26, 2235—2239.
10. Honda E, Takahashi H, Okazaki K. et al. The multiplication of transmissible gastroenteritis viruses in several cell lines originated from porcine kidney and effects of trypsin on the growth of the viruses. Jpn. J. Vet. Sei.,1990, 52, 217—224.
11. Kadoi K., Sugioka H„ Satoh T„ Kadoi B.K. The propagation of a porcine epidemic diarrhea virus in swine cell lines. New Microbiol, 2002, 125, 285—290.
12. Kaji T., Shimizu Y. Passive immunization against transmissible gastroenteritis virus in piglets of ingestion of milk of sows inoculated with attenuated virus. Natl. Inst. Anim. Health Q. (Tokyo), 1978, 18, 43-52.
13. Kang T.J., Kim Y.S., Jang Y.S., Yang M.S. Expression of the synthetic neutralizing epitope gene of porcine epidemic diarrhea virus in tobacco plants without nicotine. Vaccine, 2005. 23, 2294—2297.
14. Kim S.Y., Song D.S., Park B.K. Differential detection of transmissible gastroenteritis virus and porcine epidemic diarrhea virus by duplex RT-PCR. J Vet Diagn Invest, 2001, 13, 516—520.
15. Kweon C.H., Kwon B.J., Lee J.G. et al. Derivation of attenuated porcine epidemic diarrhea virus (PEDV) as vaccine candidate. Vaccine, 1999, 17, 2546—2553.
16. Laude H., Rasschaert D., Delmas B. et al. Molecular biology of transmissible gastroenteritis virus. Vet. Res., 1993, 24, 125-150.
17. Moxley R.A., Olson L.D. Clinical evaluation of transmissible gastroenteritis virus vaccines and vaccination procedures for inducing lactogenic immunity in sows.Am Jvet Res, 1989, 50. 111—118.
18. Pensaert M., Cox E. orcine respiratory Coronavirus related to transmissible virus. Agri-Pract., 1989, 10, 17—21.
19. Pensaert M.. Yeo S.G. Porcine epidemic diarrhea virus. In: Diseases of Swine. 9th ed. Blackwell Publ Co, 2006. 367—372.
20. Saif L.J., Bohl E.H. Passive immunity to transmissible gastroenteritis virus: intramammary viral inoculation of sows. Ann NY Acad Sei, 1983, 409, 708—723.
21. Saif I___I., Sestak K. Transmissible gastroenteritis virus and porcine
respiratory Coronavirus. In: Diseases of Swine, 9,h edition, 2006, 487-516.
22. Saif L.J., Wesley R.D. Transmissible gastroenteritis virus and porcine respiratory Coronavirus. In: Diseases of Swine, 8" edition, 1999, 286-316.
23. Shibata I., Tsuda T., Mori M. et al. Isolation of porcine epidemic diarrhea virus in porcine cell cultures and experimental infection of pigs of different ages. Vet Microbiol, 2000, 72, 173—182.
24. Shoup D.I. Swayne D.E., Jackwood D.J. et al. Immunohistochemistry of transmissible gastroenteritis virus antigens in fixed paraffin-embedded tissues. J. Vet Diagn Invest, 1996, 8, 161—167.
25. Song D.S., Oh J.S., Kang B.K. et al. Oral efficacy of Vera cell attenuated porcine epidemic diarrhea virus DR13 strain. Res. Vet Sei, 2007, 82, 134—140.
26. Sueyoshi M. Tsuda T., Yamazaki K. An immunohistochemicai investigation of porcine epidemic diarrhoea, et al. J Clin Pathol, 1995, 113, 59—67.
27. Sune C., Jimenez G., Correa I. et al. Mechanisms of transmissible gastroenteritis Coronavirus neutralization. Virology, 1990, 177. 559—569.
28. Tuboly T„ Yu W„ Bailey A. et al. Immunogenicity of porcine transmissible gastroenteritis virus spike protein expressed in plants. Vaccine, 2000,18,2023—2028.
29. Usami Y„ Nomura H., Iso A. et al. Porcine epidemic diarrhea and porcine respiratory Coronavirus. J Jpn Vet Med Assoc, 1998, 51, 652—655.
30. Wesley R.D., Woods R.D. Induction of protective immunity against transmissible gastroenteritis virus after exposure of neonatal pigs to porcine respiratory Coronavirus.Amer J Vet Res, 1996, 57, 157—162.
O.V. Sergeev. Coronoviral gastroenterities of swine.
532.612.4:636.424.1:612.12 ДИНаМИЧеСКОе ПОВврХНОСТНОС
натяжение сыворотки крови свиноматок
E.H. Зарудная, С.Ю. Зайцев, В.И. Максимов, МГАВМиБ (г. Москва, Россия)
Ключевые слова: сыворотка крови, поверхностное натяжение, тензиометр
Сокращения: ДПН — динамическое поверхностное натяжение
Введение
Определение параметров ДПН является важной и актуальной задачей для изучения биологических жидкостей организма, в частности сыворотки крови человека и животных [1...3]. Однако в практической ветеринарии методы измерения ДПН остаются пока малоизвестными, первые данные по ДПН сыворотки крови животных были получены сотрудниками МГАВМиБ [5).
Цель наших исследований состояла в выявлении особенностей ДПН сыворотки крови свиней, находящихся на разных стадиях постнаталыюго онтогенеза.
Материалы и методы
Исследования провели на клинически здоровых свиноматках из ООО «Алексеевское» Самарской обл. Животных разделили на группы с учетом их физиологического состояния: холостые — в возрасте 1 года, супоросные свиноматки — 1,5 года. (1-я треть беременности); лактирующие — 2 года и подсвинки в возрасте 6 мес, находящиеся на откорме. Кровь для исследования у свиней брали из больших краевых вен наружной поверхности уха перед утренним кормлением в состоянии покоя; для исследования использовали сыворотку.
ДПН сыворотки крови измеряли с помощью прибора ВРА-1Р (Бнйегбасе ТесЬп., Германия), работающего по принципу максимального давления в пузырьке, который позволяет получать значения поверхностного натяжения во временном интервале существования поверхности от 0,01 до 10 секунд [ 1...3].
Результаты исследований были представлены в виде тен-зиограмм (кривых зависимости ПН от времени). На них с по-
мощью компьютерной программы А05А [3, 6] определяли значения ПН, соответствующие времени существования поверхности I = 0,02 сек (о,) и 1=1 сек (о,) в координатах о (^0, а также равновесное ПН (а3) и о0 путем экстраполяции динамической тензиограммы к бесконечному времени в координатах о (I 1/2) и нулевому времени в координатах а (сГ2). Кроме того, подсчитывали углы наклона начального (Ап) и конечного (А.,) участка уривой в координатах ст (11'2) и о (г 1/2) соответственно. Биохимический анализ проводили на КФК-2-УХЛ (РФ) с использованием биохимических наборов фирм «ДИАКОМ» стандартными методами.
Результаты и обсуждения
В результате проведенных исследований установили, что ДПН сыворотки крови свиноматок разных групп существенно отличается. Максимальные значения ДПН отметили в области очень коротких времен существования поверхности (от 77,9 ±1,0 мН/м — у подсвинков, находящихся на откорме до 79,2 ± 0,3 мН/м — у лактирующих свиноматок), что было обусловлено солевым составом сыворотки крови [2], а минимальные — при больших временах существования поверхности (от 60,1 +1,0 мН/м у лактирующих до 61,0 ± 0,5 мН/м у холостых свиноматок) вследствие постепенной адсорбции белков на границе раздела фаз (сыворотка/воздух) [2...3]. Наибольшие колебания в показателях ДПН сыворотки крови у свиноматок наблюдали при среднем времени существования поверхности 1 с (от 71,4 ± 1,2 мН/м у лактирующих свиноматок до 74,5 ± 0,8 мН/м у подсвинков на откорме). Значения А.0, отражающие суммарную концентрацию ПАВ в сыворотке крови, сильно различались: наивысшим этот показатель был у лактирующих свиноматок (6,0 ± 0,8 мН • м '• с~1/2), а наименьшим — у подсвинков на откорме (2,4 ± 0,3 мН ■ м с |/2). Значения А,,, характеризующие величину адсорбции при больших временах существования поверхности, колеблются в пределах ошибки измерения
