CC BY
4
УДК 612.35:612.262] .014.46:661.185
Н. В. Животникова, А. А. Калашников, Ю. Н. Талакин
КОМПЕНСАТОРНЫЙ НИЗКОЭНЕРГЕТИЧЕСКИЙ СДВИГ В ДЫХАНИИ МИТОХОНДРИЙ ПЕЧЕНИ ПОД ВОЗДЕЙСТВИЕМ
ДЕТЕРГЕНТА
%
Донецкий медицинский институт им. М. Горького
В настоящее время синтетические моющие средства (CMC) производятся во все возрастающих объемах, и к 2000 г. их мировой выпуск достигнет 280—320 млн. тонн в год [11].
В связи с тем что пыль CMC оказывает неблагоприятное влияние на здоровье рабочих, занятых в производстве этой продукции [3, 5], большой практический интерес представляют сведения, позволяющие уточнить особенности механизма действия данной смеси химических соединений.
В частности, установлено, что поверхностно-активные вещества (ПАВ), составляющие основу рецептуры CMC, изменяют структуру и проницаемость биологических мембран, в том числе и внутриклеточных органелл [3, 4, 6], способны ингибировать электронный транспорт в митохондриях [12].
Однако в доступной литературе мы не встретили сведений о влиянии детергентов на биоэнергетические процессы, протекающие в митохондриях, хотя известно, что биоэнергетика клетки может изменяться при действии чужеродных для организма соединений [9, 10].
Учитывая роль митохондрий в обеспечении энергетических процессов в организме, мы поставили перед собой цель изучить влияние CMC на параметры их дыхания, избрав для этого митохондрии печени как органа, который несет большую функциональную нагрузку при попадании в организм ксенобиотиков.
В эксперименте использовали самцов белых беспородных крыс массой 180—240 г, которым внутрибрюшинно вводили 1/2 LD50 CMC «Лотос», поскольку этот моющий порошок является наиболее распространенным и имеет наибольший объем выпуска.
Митохондрии из печени декапитированных животных выделяли через 24 ч после введения CMC на холоде методом дифференциального центрифугирования в сахарозной среде выделения (рН 7,7), содержащей 250 мМ сахарозы, 2 мМ этилендиаминтетраацетата, 10 мМ трис(гид-роксиметил) аминометана. Использовали суспензию с концентрацией митохондриального белка 100 мг/мл.
Дыхание митохондрий регистрировали на полярографе РА-2 (ЧССР) с электродом типа Кларка в двух средах инкубации. Изоосмотическая среда (рН 7,4) содержала 250 мМ сахарозы, 5 мМ трис(гидроксиметил) аминометана, 5 мМ КН2Р04 и 2 мМ MgCl2, а гипотоническая (рН 7,4) — 70 мМ КС1 и 5 мМ КН2Р04 [10].
В качестве субстратов окисления применяли сукцинат (10 мМ) и глутамат с мал атом (4 и 1 мМ соответственно).
В инкубационную ячейку вносили 0,02—0,03 мл суспензии митохондрий и 100—300 мкМ аденозиндифосфата.
Рассчитывали скорость окисления субстратов (vs4); скорость дыхания, сопряженного с фосфорилированием (v3); дыхательный контроль (ДК) по Чансу и Вильямсу [1]; скорость фосфорилирования (уф); коэффициент фосфори-лирования (Кф) и активность АТФ-гидролазных реакций (vVv4AT<15).
Анализировали суспензии митохондрий, выделенные из печени 4—8 животных, в 2—3 параллельных препаратах для разных моделей дыхания. Материал обрабатывали методом вариационной статистики с использованием критерия Стьюдента [2].
Результаты проведенного эксперимента показали большую степень различия параметров дыхания митохондрий печени крыс опытной и контрольной групп.
Известно, что показатели дыхания митохондрий в состоянии 4 (vs4) по Чансу, характеризующие скорость окисления митохондриями экзогенных субстратов (в нашем исследовании сукцината или глутамата с малатом); определяются протонной проводимостью митохондриальиой мембраны [8].
Внутрибрюшинное введение V2 LD50 CMC привело к изменению скорости дыхания с обоими субстратами. Дыхание митохондрий происходило на более высоком уровне (см. таблицу), было нестабильным и закончилось вдвое быстрее, чем в контроле (см. рисунок).
При функциональной нагрузке дыхательной цепи митохондрий АДФ также проявились четкие различия в опытных и интактных препаратах. У митохондрий, подвергавшихся действию CMC, коэффициент дыхательного контроля (ДК), представляющий собой отношение скорости дыхания при максимальном синтезе АТФ к скорости дыхания в отсутствие синтеза, значительно снизился. Уменьшение коэффициента ДК, который в норме для митохондрий печени варьирует от 3 до 10 [8], свидетельствует о нарушении сопряжения дыхания и фосфорилирования.
Для установления причин снижения величины ДК исследовали другие параметры дыхания митохондрий, поскольку скорость дыхания в присутствии АДФ может лимитироваться различными процессами: транспортом субстратов, активностью дегидрогеназ, синтезом АТФ или переносом адениновых нуклеотидов [8]. С этой точки зрения интерес представляет коэффициент фосфорилирования, определяемый как отношение числа молей добавленного АДФ к числу молей использованного при этом кислорода, поскольку он характеризует термодинамическую эффективность окисления различных субстратов. Экспериментально определяемые величины составляют менее 3 для окисления малата с глутаматом и менее 2 для сукцината [1], а стехиометрия синтеза АТФ по отношению к уров-
Параметры дыхания изолированных митохондрий печени крыс в контроле
«Лотос», М±т
и после внутрибрюшинного введения CMC
Группа животных s v4, мМ 02/(мин-мг) Коэффициент ДК Кф УФ s АТФ V4/V4 %
сукцинат глутамат -{-малат сукцинат сукцинат глутамат + -j- м ал ат сукцинат % гл утамат-f--j-мал ат
Контроль Опыт 20, 4 ±0,58 27, 2± 1 , 12* 9,9±0,42* 14,1±1,23* 3, 59± 0, 1 Ю 2,61 ±0,213* 1 ,20±0, 059 1 , 22±0, 052 1 ,85±0, 142 1 , 80±0, 143 • 193 + 24, 3 110,6+12,81* 150 ±21,1 94, 9± 13,07* 0, 98гЬ0, 137 1 , 1 3 ± 0, 0 5е0
* Достоверные различия с контролем (р^0,05).
во
60
40
го
Аца7
it
с
I
-о
L----ft
1
1
2 4 6 8 Ю
Зависимость скорости дыхания митохондрий от времени инкубации в сахарозной среде.
По оси абсцисс — время инкубации (в мин): по оси ординат — скорость дыхания (в усл. ед.); К — контроль; О — опыт; С — внесение субстрата; АДФ — внесение аде-нозиндифосфата.
ню дыхания может варьировать в зависимости от величины «протонной утечки» с мембраны митохондрии от указанных выше величин до нуля. В нашем исследовании воздействие CMC оказалось не столь значительным, чтобы можно было говорить о повышении проводимости мито-'ондриальной мембраны и снижении термодинамической способности к синтезу АТФ, поскольку коэффициент фос-форилирования в контроле и опыте был практически одинаковым.
Вместе с тем скорость фосфорилирования у митохондрий опытной группы оказалась сниженной для окисления как сукцината, так и малата с глутаматом. Кроме того, после воздействия CMC несколько повысилась активность АТФ-гидролазных реакций, выражающаяся отношением скорости дыхания митохондрий до внесения АДФ к скорости дыхания после полного ее фосфорилирования.
При кратковременном, но сильном воздействии ксенобиотика, содержащего чужеродные для организма ПАВ, отмечается сокращение времени фосфорилирования АДФ и снижение скорости дыхания митохондрий v3, а после окончания его Vs* оказалось больше У4АтФ. Это привело к усилению АТФ-гидролазных реакций при одновременном снижении коэффициента ДК. Таким образом, при кратковременном воздействии CMC в большой дозе происходит обратимое нарушение энергетической регуляции
митохондрии, характерное для второй стадии изменений цикла сукцината по М. Н. Кондрашовой [7\.
Патогенное влияние СМС на биоэнергетику митохондрий печени проявляется в обратимом низкоэнергетическом сдвиге дыхания, характеризующемся уменьшением степени эндогенной энергизации их препарата и угнетением окислительного фосфорилирования. Иными словами, изменения полиферментного комплекса митохондрий в ответ на кратковременное, но сильное воздействие чужеродных для организма СМС находятся в физиологических пределах, обратимы и представляют собой одну из компенсаторных реакций организма в ответ на действие ксенобиотика.
Литература
1. Виноградов А. Д., Лейкин Ю. Н., Липская Т. Ю. Биохимия митохондрий: Биоэнергетика. — М., 1977.
2. Гублер Е. В. Вычислительные методы анализа и распознавания патологических процессов. — Л., 1978.
3. Догяе И. ВИванов В. В., Кудинова О. В. и др. // Гиг. труда. — 1979. — № 3. — С. 41—44.
4. Жукова Н. И. // Современные методы и средства дезинфекции и стерилизации. — М., 1977. — С. 100—103.
5. Калашников А. А., Талакин Ю. Я., Нижарадзе М. 3. и др. // Гиг. труда. — 1986. — № 5. — С. 50—51.
6. Кирченко О. В., Вавилова Г. Л., Ярошенко Н. А. // Успехи нейрохимии. — Л., 1974. — С. 118—125.
7. Кондрашова М. НЕвтодиенко Ю. В., Миронова Г. Д. и др.//Биофизика сложных систем и радиационных нарушений. — М., 1977.— С. 249—270.
8. Николе Дэвид Дж. Биоэнергетика: Введение в хеми-осмотическую теорию: Пер. с англ. — М., 1985.
9. Роттенберг Ю. С. //Бюл. экспер. биол. — 1977. — Т. 28, № 7. —С. 65—68.
10. Талакин Ю. Н., Животникова Н. В. // Гиг. и сан. — 1987. —№ 4. —С. 82—83.
11. Юдин А. М. !/ Химическая промышленность.— № 7. — С. 25—27.
12. Ягуо/синский Л. СКолесова Г. М., Ложкин Б. Т. // Докл. АН СССР.— 1972. —Т. 205, № 4. — С. 1001 — 1007.
Поступила 21.01.88
1983.
УДК 613.632:546.26]-092:612.017.1]-07
И. Ф. Колпащикова
ИЗМЕНЕНИЯ В ИММУННОЙ СИСТЕМЕ ПРИ ДЛИТЕЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ ЧЕТЫРЕХХЛОРИСТЫМ УГЛЕРОДОМ
Горьковский медицинский институт
При изучении неблагоприятного влияния химических факторов производственной среды на организм следует учитывать не только их специфическое действие, но и неспецифические изменения в регуляторных системах орга^ низма, направленные на сохранение гомеостаза. В зависимости от дозы и длительности воздействия того или иного химического фактора имеют место напряжение, перенапряжение и срыв адаптационных механизмов.
Целью настоящего исследования явилось изучение изменений иммунной системы в динамике длительного воздействия на организм четыреххлористого углерода (ССЦ), являющегося типичным гепатотропным ядом.
Эксперимент проводили на 67 кроликах, 141 мыши СВАхС57ВЬ, 22 беспородных крысах. Кроликам ежедневно, кроме выходных дней, в течение 4 мес внутримышечно вводили СС14 в дозе 0,05 мл/кг. Животных исследовали после 1, 3, 6, 19, 38, 55 и 93 инъекций.
Изучение иммунной системы проводили с использованием гистологических, гистохимических, иммунологических (методов исследования. Изучали мазки костного мозга, лей-
коцитарную формулу, белковый спектр сыворотки крови, реакцию нейтрофилов на печеночный антиген, реакцию стимуляции лейкергии и лейкоцитолиза лейкоцитов периферической крови в присутствии печеночного антигена — аллер-генолейкергию и аллергенолейкоцитолиз [1], иммуноком-петентные клетки в препаратах-отпечатках с периферических лимфоидных органов. О миграционной способности стволовых клеток костного мозга судили по эндогенному колониеобразованию в селезенке [4, 8].
Выяснение патогенетической роли иммунной системы в механизмах повреждения и восстановления печени осуществляли на линейных мышах. 1-ю группу животных составили интактные особи, которым внутривенно трансплантировали клетки лимфоидных органов мышей с хроническим токсическим гепатитом, 2-ю группу — животные с хроническим токсическим гепатитом, которым вводили лимфоидные клетки здоровых доноров.
Установлено, что после 1—6 инъекций ССЦ в печени развивается острый токсический гепатит. В центре печеночных долек, где имеются наихудшие условия снабжения
