CC BY
278. Hodgkinson V., Petris M.J. Copper homeostasis at the host-pathogen interface. J. Biol. Chemistry. 2012, 287 (17): 13549-13555.
9. Hood M.I., Skaar E.P. Nutritional immunity: transition metals at the pathogen-host interface. Nature Rev. Microbiol. 2012, 10: 525-537.
10. Lu Y. Metal ions as matchmakers for proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010, 107 (5): 1811-1812.
11. Maisonneuve E., Ezraty B., Dukan S. Protein aggregates: an aging factor involved in cell death. J. Bacteriol. 2008, 190 (18): 6070-6075.
12. Nies D.H., Herzberg M. A fresh view of cell biology of copper in enterobacteria. Molec. Microbiol. 2013, 87 (3): 447-454.
13. Remy L., Carrière M., Derré-Bobillot M. et al. The Staphylococcus aureus Opp1 ABC transporter imports nickel and cobalt in zinc-depleted conditions and contributes to virulence. Molec. Microbiol. 2013, 87 (4): 730-743.
14. Rosado J.L. Zinc and copper: proposed fortification levels and recommended zinc compounds. J. Nutrition. 2003, 133: 2985-2989.
15. Salgado E.N., Ambroggio X.I., Brodin J.D. et al. Metal templated design of protein interfaces. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010, 107 (5): 1827-1832.
16. Samanovic M.I., Ding C., Thiele D.J., Darwin K.H. Copper in microbial pathogenesis: med-ding with the metal. Cell Host Microbe. 2012, 11: 106-115.
17. Shafeeq S., Kuipers O.P., Kloosterman T.G. The role of zinc in the interplay between pathogenic streptococci and their hosts. Molec. Microbiol. 2013, 88 (6): 1047-1057.
18. Stafford S.L., Bokil N.J., Achard M.E.S. et al. Metal ions in macrophage antimicrobial pathways: emerging roles for zinc and copper. Bioscience Reports. 2013, 33 (4): 541-554.
19. Waldron K.J., Robinson N.J. How do bacterial cells ensure that metalloproteins get the correct metal? Nature Rev. Microbiol. 2009, 7: 25-35.
20. Yamamoto K., Ishihama A. Transcriptional response of Escherichia coli to external zinc. J. Bacteriol. 2005, 187 (18): 6333-6340.
Поступила 17.11.14.
Контактная информация: Чекнев Сергей Борисович, д.м.н., 123098, Москва, ул.Гамалеи, 18, р.т. (499)190-43-88
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
О.Ю.Борисова1, А.В.Алешкин1, Н.Т.Гадуа1, С.С. Бочкарева1, Б.А.Ефимов2, В.А.Чернова3, В.А.Алешкин1, Л.И.Кафарская2, С.С.Афанасьев1, Е.А.Воропаева1, Е.О.Рубальский1, М.С.Афанасьев4, А.В.Караулов4
КОЛИЧЕСТВЕННЫЙ И КАЧЕСТВЕННЫЙ СОСТАВ МИКРОБИОТЫ ПОДМЫШЕЧНЫХ ВПАДИН У ПРАКТИЧЕСКИ ЗДОРОВЫХ ЛИЦ
Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н.Габричевского, 2Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И.Пирогова, 3Национальный медико-хирургический центр детский консультативно-диагностический центр им. Н.И. Пирогова, 4Первый московский государственный медицинский университет им. И.М.Сеченова
Цель. Характеристика количественного и качественного состава культивируемых микроорганизмов, выделенных с кожи подмышечных впадин у практически здоровых лиц. Материалы и методы. Обследованы 77 практических здоровых лиц в возрасте от 18 до 40 лет. Видовую идентификацию микроорганизмов проводили по культурально-морфологическим, тинкториальным и биохимическим свойствам с использованием время пролетного масс-спектрометра и амплификации гена rpoB с последующим прямым секвенированием. Результаты. Количественная оценка микробного состава микробиоты кожи подмышечных впадин у большинства практически здоровых лиц варьировала в интервале 4 — 5 ^ КОЕ/мл, в то время как обсемененность кожи данной микробиоты в концентрации 8 ^ КОЕ/мл не обнаружено. В данном биотопе идентифицировано 158 штаммов 24 видов микроорганизмов. Из них большинство (68,9%) штаммов принадлежа-
2. ЖМЭИ 2 № 12-2015
17
ло к роду Corynebacterium, 21,6% штаммов — к роду Staphylococcus, 7,6% штаммов — к роду Micrococcus и 1,9% штаммов — Candida albicans. Выявлено 16 видов коринебактерий с преобладанием C.tuberculostearicum (40,3%), C.amycolatum (18,4%) и C.ureicelerivorans (14,8%) штаммов. У большинства (77,9%) обследованных лиц микробный пейзаж представлен ассоциацией микроорганизмов. Заключение. Впервые охарактеризован количественный и качественный видовой состав культивируемых микроорганизмов, выделенных из биотопа кожи подмышечных впадин у практически здоровых лиц.
Журн. микробиол., 2015, № 2, С. 17—24
Ключевые слова: микрофлора, микробный пейзаж, род Corynebacterium, микробиота, кожа подмышечных впадин
O.Yu.Borisova1, A.V.Aleshkin1, N.T.Gadua1, S.S.Bochkareva1, B.A.Efimov2, V.A.Chernova3, V.A.Aleshkin1, L.I.Kafarskaya2, S.S.Afanasiev1, E.A.Voropaeva1, E.O.Rubalsky1, M.S.Afanasiev4, A.V.Karaulov4
QUANTITATIVE AND QUALITATIVE COMPOSITION OF AXILLA MICROBIOTA IN PRACTICALLY HEALTHY INDIVIDUALS
1Gabrichevsky Moscow Research Institute of Epidemiology and Microbiology, 2Pirogov Russian National Research Medical University, 3Pirogov National Medical-Surgical Centre Children's Consultative-Diagnostic Unit, 4Sechenov First Moscow State Medical University, Moscow, Russia
Aim. Characteristics of quantitative and qualitative composition of cultured microorganisms isolated from axilla skin of practically healthy individuals. Materials and methods. 77 practically healthy individuals aged 18 to 40 years were examined. Species identification of microorganisms was carried out by culture-morphologic, tinctorial and biochemical properties using time-of-flight mass spectrometer and rpoB gene amplification with subsequent direct sequencing. Results. Quantitative evaluation of microbial composition of axilla skin microbiota in most of the practically healthy individuals varied in the 4 — 5 lg CFU/ml interval, whereas seeding of skin by this microbiota at the level of 8 lg CFU/ml was not detected. 158 strains of 24 microorganism species were identified in this biotope. Most of these strains (68.9%) belonged to Corynebacterium genus, 21.6% of strains — to Staphylococcus genus, 7.6% of strains — to Micrococcus genus and 1.9% of strains — Candida albicans. 16 species of corynebacteria were isolated with predomination of С. tuberculostearicum (40,3%), C. amycolatum (18,4%) and C. ureicelerivorans (14,8%) strains. The microbial landscape in most of the examined individuals (77.9%) was presented by microorganism association. Conclusion. Quantitative and qualitative species composition of cultured microorganisms isolated from axilla skin biotope of practically healthy individuals was characterized for the first time.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2015, No. 2, P. 17—24
Key words: microflora, microbial landscape, Corynebacterium genus, microbiota, axilla skin
ВВЕДЕНИЕ
Кожа — самый большой орган человеческого тела, охватывающий поверхность площадью 1,8 м2, является нестерильным органом, который, с одной стороны, обеспечивает защиту организма от химических и биологических факторов окружающей среды, а с другой, является индикатором внутреннего здоровья человека, реагируя на любые изменения. Кожа является экологической нишей для резидентной микрофлоры, обеспечивающей защиту от патогенов [3 — 5, 10, 11, 13]. Количество исследований микробиоты кожи человека достигает на сегодняшний день всего около 10% от числа научных проектов, связанных с изучением микробиоценоза желудочно-кишечного тракта. Это связано, в первую очередь, с медленным изменением узкого
восприятия микроорганизмов микробиоты кожи лишь в качестве агентов, потенциально вызывающих заболевания. Новое видение по данному вопросу предполагает наличие хрупкого равновесия, построенного на функциональном взаимодействии микробиоты кожи и врожденного иммунитета человека, поддерживающего как здоровье кожи, так и всего макроорганизма в целом.
Существенный вклад в изучение микробиоты кожных покровов человека вносит осуществляемый в настоящее время международный проект Human Microbiome Project, инициированный в 2008 году National Institutes of Health [4], с целью идентификации микроорганизмов, находящихся в ассоциации с макроорганизмом в качестве симбионтов или патогенных агентов. В рамках данного проекта изучается микрофлора таких экологических ниш как ротовая полость, верхние дыхательные пути и легкие, желудочно-кишечный тракт, половые органы и, безусловно, кожа.
Представителей родов Corynebacterium, Propionibacterium, Brevibacterium, Staphylococcus, Streptococcus и Micrococcus относят к резидентной микрофлоре кожи, осуществляющей положительные симбиотические взаимоотношения с макроорганизмом посредством мутуализма, комменсализма и протокооперации и образующей уникальный нормобиоценоз на поверхности кожи, нарушения в котором могут приводить к патологическим процессам [4, 5, 10, 11, 13]. Нормоценоз биотопа кожи имеет важное значение и для качества жизни человека, так как играет существенную роль в формировании запаха тела [3, 5, 11]. Биотоп кожи подмышечных впадин уникален, сочетает в себе наличие микробного сообщества в нише, характеризующейся определенными физиологическими свойствами — определенный температурный режим, влажность, наличие волосяных фолликул, сальных желез, экринов, апокринов, солей, белков, стеринов, сложных эфиров стерина, сложных эфиров воска, различных липидов, жирных кислот и д.р. [3, 11].
Поэтому целью исследования явилась характеристика количественного и качественного состава культивируемых микроорганизмов, выделенных с кожи подмышечных впадин у практически здоровых лиц.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Обследованы 77 практически здоровых лиц в возрасте от 18 до 40 лет в период с сентября 2013 г. по апрель 2014 г. Из них 44 (57,1%) были женщины и 33 (42,9%) — мужчины.
В качестве контрольных штаммов использовали: Corynebacterium jeikeium ATCC 43734, Corynebacterium minutissimum ATCC 23348, Corynebacterium xerosis ATCC 373 (Thermo scientific, США); Staphylococcus aureus ATCC25923, Staphylococcus aureus ATCC2075, Staphylococcus epidermidis ATCC 1228, Micrococcus luteus ATCC 7468, Streptococcus agalactiae CGB (МНИИЭМ им. Г.Н.Габричевского).
Взятие материала с кожи подмышечных впадин осуществляли с помощью стерильных одноразовых сухих коммерческих тампонов («Copan», Италия). Доставка материала производилась в течение 2 часов с момента обследования пациентов с соблюдением температурного режима.
Для стандартизации количественной оценки роста микроорганизмов клинический материал с тампона засевали по Голду тампоном на 0,5 чашки с 20% агаром с кровью крупного рогатого скота («Лейтран», Москва), в качестве агаровой основы использовали сухой питательный агар («Микроген», Махачкала). Посев осуществляли плотными непрерывными штрихами (сектор А) и рассевом калибровочной петлей 10 мкл на сектора I, II и III. Все посевы культивировали по стандартной методике при температуре 37°С в течении 24 — 48 часов.
Для оценки качественного состава микробиоты кожи подмышечных впадин клинический материал также засевали на несколько питательных сред: кровяной агар с добавлением 20% крови крупного рогатого скота, кровяно-теллуритовый агар с добавлением 10% крови крупного рогатого скота («Микроген», Махачкала), уриселект
Количество выросших колоний в секторах Степень микробной обсемененности (lg КОЕ/мл)
А I II III
0—10
10—50
100—150
0 0
0—10 10—50 100
0 0 0
0—5 150 10—50 ;. 50—100
0 0 0 0 0
0—10
< 3
4
5
6
7
8
Примечание. н. с. — нельзя сосчитать.
(«Bio-Rad», США), желточно-солевой агар Таблица 1. Шкала оценки степени микробной (на основе солевого агара) и агар Сабуро обсемененности
(«HiMedia», Индия). Все посевы также культивировали по стандартной методике при температуре 37°С в течении 24 — 48 часов.
Идентификацию микроорганизмов проводили по культурально-морфоло-гическим, тинкториальным и биохимическим свойствам. Тинкториальные свойства изучали путем окраски по Граму по общепринятой методике в соответствии с инструкцией производителя. Биохимическую
идентификацию выделенных микроорганизмов осуществляли с помощью коммерческих биохимических тест-систем Стафитест-24 («PLIVA-Lachema Diagnostica», Чехия), для дрожжевых грибов Candida-тест («PLIVA-Lachema Diagnostica», Чехия), Pastorextmstrep — сенсибилизированный латекс для дифференциации Streptococcus групп A,B,C,D,F,G («Bio-Rad»), оптохиновый тест, тест с желчью, определение ката-лазной активности. Гемолитическую активность культур изучали на агаре с добавлением 5% эритроцитов барана.
Видовую идентификацию трудно культивируемых микроорганизмов и корине-бактерий проводили масс-стектрометрическим методом с использованием время пролетного масс-спектрометра BioMerieux VITEK MS MALDI-TOF («BioMerieux», Франция) с предварительной пробоподготовкой.
Идентификацию выделенных коринебактерий проводили путем амплификации гена rpoB и последующего прямого секвенирования амплифицированных фрагментов согласно [8, 9]. Хромосомальную ДНК выделяли методом кипячения согласно (Маниатис Т., 1984) из 72-часовой культуры коринебактерий, выращенной на кровяном агаре. Далее одну микробиологическую петлю культуры суспендировали в 150 мкл деионизированной воды и инкубировали 20 минут при 95°С, после чего центрифугировали при 12 000 об/мин. Выявление фрагментов гена rpoB осуществляли с помощью ПЦР. Реакционная смесь содержала растворы 1,5 mM MgCl2, 10 mM Tris-HCl (pH 8,3), 50 mM KCl, 1,0 мкМ каждого праймера, по 200 мкМ каждого дезокси-нуклеозидтрифосфата («Fermentas», Литва) и 1UTaq-DNA полимеразы («Fermentas», Литва) в окончательном объеме 25 мкл. Амплификацию фрагментов нуклеотидных последовательностей проводили в термоциклере «Терцик» («ДНК-технология», Москва). Детекцию результатов амплификации осуществляли путем постановки горизонтального электрофореза в 1,8% агарозном геле при 160 V в течение 1 часа с последующим сравнением электрофоретической подвижности специфических светящихся фрагментов амплифицированных продуктов с подвижностью фрагментов маркера молекулярных весов DNA Ladder Mix («Fermentas», Литва). Секвенирование фрагментов ДНК штаммов коринебактерий осуществляли согласно общепринятому методу Sanger F. с помощью ABI PRISM BigDye Terminator Cycle sequencing ready reaction kit на ABI DNA-секвенаторе («Perkin Elmer Applied Biosystems») в НИИ ФХМ ФМБА России (Москва). Результаты секвенирования обрабатывались с помощью программного обеспечения BLAST и ChromasLite (для формата хроматограммы), секвенированные последовательности сопоставляли с международной on-line базой данных EMBL/NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore).
РЕЗУЛЬТАТЫ
С целью установления количественного состава микрофлоры обследованы 33 практически здоровых человека в возрасте от 18 до 30 лет в период с февраля по апрель 2014 г. Из них 20 (60,6%) были женщины и 13 (39,4%) — мужчины. Полуколичест-
Количество выросших колоний Степень микробной
Образец обсемененности
А II (lg КОЕ/мл)
венную оценку микробного роста Таблица 2. Полуколичественная оценка микробного
провели на основе эмпирических роста в зависимос™ от количества вы-
„ росших колонии при прямом посеве био-
исследовании в зависимости от к°- материала от практически здоровых лиц, в
личества выросших колонии при перерасчете в КОЕ/мл/г
прямом посеве биоматериала в перерасчете в КОЕ/мл/г согласно табл. 1. Полученные результаты суммированы в табл. 2. Видно, что у практически здоровых лиц количество выросших колонии при прямом посеве составило: в концентрации 3 lg КОЕ/мл - 18,2%, 4 lg КОЕ/ мл - 22,3%, 5 lg КОЕ/мл - 40,9%, 6 lg КОЕ/мл - 15,1% и 7 lg КОЕ/мл
— 3,1%, микроорганизмы в количестве 8 lg КОЕ/мл не определялись. Следовательно, количественная оценка микробного состава микро-биоты кожи подмышечных впадин у большинства практически здоровых лиц варьировала в интервале 4
— 5 lg КОЕ/мл; обсемененность кожи данноИ микробиоты в высо-кои концентрации 8 lg КОЕ/мл не обнаружено.
При оценке микробного пеиза-жа микроорганизмов, выделенных от 77 практически здоровых лиц, идентифицировано 158 штаммов, которые принадлежали к 24 видам грамположительных микроорганизмов. Из них большинство 109 (68,9%) штаммов принадлежало к роду Corynebacterium, 34 (21,6%) штамма
— к роду Staphylococcus, 12 (7,6%) штаммов — к роду Micrococcus и в единичном количестве выделены Candida albicans — 3 (1,9%) штамма. Следовательно, микробиота кожи подмышечных впадин представляет собои гетерогенную бактериальную популяцию (консорциум) с определенной плотностью с преимущественным преобладанием грамположительных микроорганизмов. Наиболее многочисленной и разнообразной по видовому составу была группа микроорганизмов рода Corynebacterium. Учитывая, что идентификация микроорганизмов рода Corynebacterium с помощью классических микробиологических методов исследования имеет целый ряд трудностей, обусловленных сходной их метаболической активностью, основным методом идентификации является секвениро-вание фрагментов гена rpoB [1, 8, 9]. Нами с помощью комплекса классических микробиологических, масс-спектрометрических методов исследования и секвенирования проведена внутривидовая идентификация коринебактерий. Идентифицировано 109 штаммов, относящихся к 16 видам микроорганизмов этого рода. Из них наибольший удельный вес имели Corynebacterium tuberculostearicum — 44 (40,3%) штамма,
72 ж
73 ж
74 ж 75ж 77ж 78ж 79ж 80м 81ж 82м 83ж 84ж 85ж 86ж 87ж 88м 89м 90ж 91ж 92м 93ж 94ж 95ж
96
97
98
99
100 101 102
103
104
105
10—150 0—10 (7) 0—10 (10) 100—150 100—150 100—150 10—50 н. с. 0—10 (10) 0—10 (3) н. с. н. с. н. с. 100—150 100—150 100—150 н. с. н. с. 0—10 (8) н. с. н. с. 10—50 (50) 100—150 100—150 10—50 (48) 100—150 10—50 (50) 0—10 (10) 10—50 (48) 10—50 (46) 0—10 (10) 100—150 10—50 (43)
1
0 0 2 1 1 0
10—50 (45) 0 0
0—10 (10) 10—50 (23) 10—50 (48) 0—10 (2) 0—10 (6) 0—10 (3) 100—150
0—10 (10) 0
10—50 100—150 2
0—10 (4)
0—10 (10) 0
0—10 (10) 0 0 0 0 0
0—10 (12) 0
10
0
0 0 0 0 0 0 0
0—5 (5) 0 0 0 0
0—5 (5) 0 0 0
50 (48) 0 0
-5 (7) 0—5 (2) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Примечание. н. с. — нельзя сосчитать. В секторе «III» колонии отсутствуют.
Corynebacterium amycolatum — 20 (18,4%) штаммов и Corynebacterium ureicelerivorans — 16 (14,8%) штаммов, в несколько меньшем проценте случаев идентифицированы штаммы Corynebacterium xerosis — 9 (8,4%) штаммов и Corynebacterium coyleae — 5 (4,6%) штаммов. Остальные виды выделенных коринебактерий были представлены в единичных случаях: Corynebacterium afermentas — 2 (1,8%) штаммa, Corynebacterium aurimucosum — 2 (1,8%) штаммa, Corynebacterium mucifaciens — 2 (1,8%) штаммa, Corynebacterium accolens — 2 (1,8%) штаммa, Corynebacterium afermentas subspecies afermentas — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium imitans — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium afermentas subspecies lipophilum — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium variabile — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium freneyi — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium auris — 1 (0,9%) штамм, Corynebacterium lipophiloflavum — 1 (0,9%) штамм. Данные результаты свидетельствуют о многообразии коринеформых бактерий, колонизирующих этот биотоп кожи макроорганизма — идентифицировано 15,8% видов коринебактерий из 101 опубликованного в настоящее время вида микроорганизмов рода Corynebacterium [1, 2, 6, 7, 12].
В микробиоме кожи данного биотопа второй по распространенности была группа микроорганизмов рода Staphylococcus. Нами идентифицировано 34 штамма, относящихся к 6 видам микроорганизмов этого рода. Из них превалировали штаммы Staphylococcus epidermidis — 21 (61,7%) штамм и Staphylococcus hominis — 7 (20,7%) штаммов. Следующими по частоте выделения были штаммы Staphylococcus haemo-lyticus — 3 (8,9%) штамма, остальные виды встречались в единичном проценте случаев: Staphylococcus lugdunensis — 1 (2,9%) штамм, Staphylococcus caprae — 1 (2,9%) штамм и Staphylococcus capitis — 1 (2,9%) штамм.
Также нами выявлено 12 (7,6%) штаммов Micrococcus luteus и 3 (1,9%) штамма Candida albicans. Примечательно, что выделение штаммов M.luteus отмечалось только в ассоциациях микроорганизмов, причем в сообществах, включающих от 4 до 8 видов микроорганизмов. Выделение штаммов C.albicans также было зарегистрировано в ассоциациях, но включающих 2 — 3 вида микроорганизмов. Полученные нами результаты подтверждают ранее проведенные на 10 добровольцах исследования [3], показавшие, что в этом биотопе наблюдается преобладание коринеформных бактерий до 30,7% и стафилококков — до 24%.
Анализ микробного пейзажа показал, что у большинства (77,9%) обследуемых лиц микробиота кожи подмышечных впадин представлена консорциумами из микроорганизмов и у 22,1% лиц выделена монокультура. У 17 обследуемых лиц в монокультуре идентифицированы в одинаковом проценте случаев C.tuberculosteari-cum, C.ureicelerivorans и S.epidermidis. Анализ ассоциаций микроорганизмов в консорциумах микробиома кожи подмышечных впадин у 60 обследуемых лиц показал, что превалирующими (41,7%) были ассоциации из 3 микроорганизмов (у 25 человек). Ассоциации из 2 микроорганизмов выявлены у 3 человек (5%). Ассоциации из 4 и 5 микроорганизмов обнаружены в двух группах по 11 человек (18,3 и 18,3%, соответственно), у 7 человек (11,7%) выявлены ассоциации из 6 микроорганизмов и у 3 человек (5%) — ассоциации из 8 микроорганизмов. Наиболее часто в ассоциациях встречались штаммы C.tuberculostearicum (в 78,9% случаев), C.ureicelerivorans (в 63,1% случаев), C. amycolatum (в 31,6% случаев), С.xerosis (в 21% случаев) и C.coyleae — (в 10,5% случаев). Причем в ассоциациях преобладали штаммы C.tuberculostearicum — C.ureicelerivorans (в 36,8% случаев), C.tuberculostearicum — C.amycolatum (в 26,1% случаев). Следовательно, подтверждаются многочисленные результаты зарубежных работ, свидетельствующих о том, что поверхность различных биотопов человеческого организма представлена целыми консорциумами из микроорганизмов, находящихся в постоянном динамическом взаимодействии, сдвиг равновесия в которых приводит к развитию патологического процесса [10, 11, 13].
Количество выделенных культур было одинаковым у обследуемых женщин и мужчин. Однако в клиническом материале, полученном от мужчин, идентифицировано в 1,6 раза больше видов микроорганизмов, чем от женщин (16 против 10, соответственно), и ассоциации из микроорганизмов были выделены в два раза чаще от мужчин, чем от женщин. Следует отметить, в материале от женщин ассоциации из 2
— 3 микроорганизмов были выделены в 10,5 — 21% случаев, из 5 микроорганизмов
— в 10,5% и в одном случаев — из 6 микроорганизмов, в то время как в материале от мужчин ассоциации из 2 — 3 микроорганизмов были выделены в одинаковом проценте (14,3%) случаев из 4 микроорганизмов — в 28,6% и в единичном проценте случаев — из 5 — 6 — 8 видов микроорганизмов.
ОБСУЖДЕНИЕ
Впервые охарактеризован микробных пейзаж культивируемых микроорганизмов биотопа кожи подмышечных впадин у практически здоровых лиц, в котором превалируют микроорганизмы рода Corynebacterium, на втором месте по частоте встречаемости выделены микроорганизмы рода Staphylococcus, в меньшем проценте случаев
— штаммы рода Micrococcus и в единичном количестве выделены C.albicans. У большинства (77,9%) обследуемых лиц микробиота кожи подмышечных впадин представлена консорциумами из микроорганизмов. С помощью секвенирования идентифицировано 24 вида микроорганизмов, из которых 16 видов коринебактерий и 6 видов стафилококков.
Таким образом, экосистема биотопа кожи подмышечных впадин представляет собой сбалансированную гетерогенную популяцию микроорганизмов, осуществляющих функцию колонизационной резистентности в отношении транзиторной микрофлоры. Изменение качественного и количественного состава резидентной микрофлоры кожи может рассматриваться как микроэкологические нарушения, на фоне которых могут развиваться различные патологические состояния. Знания о состоянии различных биотопов человеческого организма открывают новые пути для развития фармацевтических и косметологических разработок.
Л ИТЕРАТУРА
1. Alatoom A., Cazanave C.J., Cunningham S.C. et al. Identification of non-diphtheriae Corynebacterium by use of matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry. JCM. 2013, 23: 160-163.
2. Bernard K. The genus Corynebacterium and other medicaly relevant coryneform-like bacteria. JCM. 2012, 50 (10): 3152-3158.
3. Calewaert C., Kerckhof F.M., Granitsiotis M.S. et al. Characterization of Staphylococcus and Corynebacterium clusters in the human axillary region. Plos. 2013, 8 (8):e70538.
4. Chen YE., Tsao H. The skin microbiome: current perspectives and future chalenges. J. Amer. Acad.Dermatology. 2013, 69 (1):143-155.
5. Cogen A. L., Nizet V., Galo R. L. Skin microbiota: a source of disease or defence? Br. J. Dermatol. 2008, 158 (3): 442-455.
6. Diez-Aguilar M., Ruiz-Garbajosa P., Fernanez-Olmos A. et al. Non-diphtheriae Corynebacterium species: an emerging respiratory pathogen. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Disease. 2012, 32 (6): 769-772.
7. Hinic V., Lang C., Weisser M. et al. Corynebacterium tuberculostearicum: a potentialy misi-dentified and multiresistant Corynebacterium species isolated from clinical specimens. JCM. 2012, 50 (8): 2561-2567.
8. Khamis A., Raoult D., Scola B. RpoB gene sequencing for identification of Corynebacterium species. J. Clin. Microbiol. 2004, 42 (9): 3925-3931.
9. Khamis A., Raoult D., Scola B. Comparison between rpoB and 16SrRNA gene sequencing for molecular identification of 168 clinical isolates of Corynebacterium. J. Clin. Microbiol. 2005, 43 (4): 1934-1936.
10. Mathieu A., Delmont T.O., Vogel T.M. et al. Life on human surfaces: skin metagenomics. Plos. 2013, 8 (6): e65288.
11. Mathieu A., Vogel T.M., Simonet P. The future of skin metagenomics. Research in microbiology. 2014, 167: 69-76.
12. Nhan T.X., Parienti J.J., Badiou G. et al. Microbiological investigation and clinical significance of Corynebacterium spp. in respiratory specimens. Diagn. Microbiol. Infect. Disease. 2012, 74: 236-241.
13. Schommer N.N., Galo R.L. Structure and function of the human skin microbiome. Trend Microbiol. 2013, 21 (12): 660-668.
Поступила 17.11.14
Контактная информация: Борисова Ольга Юрьевна, д. м. н.,
125212, Москва, ул.Адмирала Макарова, 10 стр.1., р.т. (495)452-18-16
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
Т.Н.Демидова1, В.П.Попов2, А.Н.Полухина3, Д.С.Орлов4, И.С.Мещерякова1, Т.В.Михайлова1
ЭПИЗООТИЧЕСКОЕ И ЭПИДЕМИЧЕСКОЕ ПРОЯВЛЕНИЕ ПРИРОДНЫХ ОЧАГОВ ТУЛЯРЕМИИ НА ТЕРРИТОРИИ МОСКОВСКОЙ ОБЛАСТИ (1965 - 2013 гг.)
Федеральный научно-исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии им. Н.Ф.Гамалеи; 2Противочумный центр Роспотребнадзора, Москва; 3Центр гигиены и эпидемиологии в Московской области; 4Московский государственный университет им. М.В.Ломоносова
Цель. Выявление современных особенностей проявления очагов туляремии, определение территории повышенной эпидемической опасности в различных ландшафтных зонах и создание карты очаговых территорий Московской области по выделению культур возбудителя туляремии и регистрируемой заболеваемости людей для обоснованного планирования профилактических мероприятий. Материалы и методы. Использованы отчетные материалы эпизоотологических обследований природных очагов за 1965 — 2013 годы, 156 карт эпидемиологического обследования случаев заболеваний людей туляремией, результаты исследований погадок хищных птиц и помета хищных млекопитающих. С использованием современных ГИС-технологий (программы MapInfo 10.5) на электронную карту Московской области методом значков нанесены регистрируемая заболеваемость и выделение культур возбудителя туляремии с 1965 года по настоящее время. Для поиска базовых точек использовали электронные карты Ingit в масштабе 1:200 000, а также программу Google Earth. Результаты. Анализ заболеваемости выявил структурное изменение заболеваемости людей туляремией — увеличение доли городского населения и уменьшение доли больных среди сельских жителей, болеют в основном не привитые против этой инфекции. Показано, что наличие ДНК возбудителя туляремии в биологических объектах в комплексе с серологическими и бактериологическими исследованиями позволяет выявлять вялотекущие эпизоотии даже при низкой численности грызунов. Заключение. Картографическое отображение регистрируемой заболеваемости и выделения культур возбудителя туляремии позволило показать территории с различной степенью эпизоотической активности и эпидемического проявления. Положительные результаты серологических и молекулярно-генетических исследований объектов окружающей среды свидетельствуют об эпизоотической активности и постоянном риске обострения эпидемической ситуации по этой инфекции.
Журн. микробиол., 2015, № 2, С. 24—31
Ключевые слова: туляремия, эпизоотология, эпидемиология, природные очаги, вакци-нопрофилактика, ГИС
